Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Protokół testu ścinania w celu określenia właściwości materiału jednokomórkowego

2.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/65333

⸱

19 maja 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Aerospace and Mechanical Engineering, University of Notre Dame, 2Departments of Mechanical and Biomedical Engineering, Worcester Polytechnic Institute

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół przedstawia ilościowe określanie właściwości mechanicznych nowotworowych i nienowotworowych linii komórkowych in vitro. Konserwatywne różnice w mechanice komórek nowotworowych i prawidłowych mogą działać jako biomarker, który może mieć wpływ na rokowanie i diagnozę.

Streszczenie

Nieregularna biomechanika jest cechą charakterystyczną biologii nowotworów, która jest przedmiotem szeroko zakrojonych badań. Właściwości mechaniczne ogniwa są podobne do właściwości materiału. Odporność komórki na stres i napięcie, czas relaksacji i elastyczność to właściwości, które można wyprowadzić i porównać z innymi typami komórek. Ilościowe określenie właściwości mechanicznych komórek nowotworowych (złośliwych) w porównaniu z normalnymi (niezłośliwymi) pozwala naukowcom na dalsze odkrywanie biofizycznych podstaw tej choroby. Chociaż wiadomo, że właściwości mechaniczne komórek nowotworowych stale różnią się od właściwości mechanicznych normalnych komórek, brakuje standardowej procedury eksperymentalnej pozwalającej wywnioskować te właściwości z komórek w hodowli.

Ten artykuł przedstawia procedurę ilościowego określania właściwości mechanicznych pojedynczych komórek in vitro za pomocą testu ścinania płynów. Zasada tego testu polega na zastosowaniu naprężeń ścinających płynu na pojedynczą komórkę i optycznym monitorowaniu powstałej deformacji komórkowej w czasie. Właściwości mechaniczne komórek są następnie charakteryzowane za pomocą cyfrowej analizy korelacji obrazu (DIC) i dopasowywania odpowiedniego modelu lepkosprężystego do danych eksperymentalnych wygenerowanych z analizy DIC. Ogólnie rzecz biorąc, przedstawiony tutaj protokół ma na celu zapewnienie bardziej skutecznej i ukierunkowanej metody diagnozowania trudnych do leczenia nowotworów.

Wprowadzenie

Badanie różnic biofizycznych między komórkami nowotworowymi i nienowotworowymi pozwala na nowe możliwości diagnostyczne i terapeutyczne1. Zrozumienie, w jaki sposób różnice w biomechanice/mechanobiologii przyczyniają się do progresji guza i oporności na leczenie, ujawni nowe możliwości terapii celowanej i wczesnej diagnozy2.

Chociaż wiadomo, że właściwości mechaniczne komórek rakowych różnią się od normalnych komórek (np. lepkosprężystość błony plazmatycznej i otoczki jądrowej)3,4,5, brakuje solidnych i powtarzalnych metod pomiaru tych właściwości w żywych komórkach6. Metoda testu ścinania służy do ilościowego określenia właściwości mechanicznych komórek poprzez poddanie pojedynczych komórek działaniu płynnego naprężenia ścinającego i analizę ich indywidualnych reakcji i odporności na przyłożone naprężenie3,4,5,7,8,9. Chociaż do scharakteryzowania właściwości mechanicznych pojedynczych komórek zastosowano kilka metod i technik, mają one tendencję do wpływania na właściwości materiału komórkowego poprzez: i) perforację/uszkodzenie błony komórkowej z powodu głębokości wgłębienia, złożonej geometrii końcówki lub usztywnienia podłoża związanego z mikroskopią sił atomowych (AFM)10,11, ii) wywoływanie fotouszkodzeń komórek podczas pułapkowania optycznego12,13, lub iii) wywoływanie złożonych stanów naprężeń związanych z aspiracją mikropipet14,15. Te zewnętrzne efekty są związane ze znaczną niepewnością co do dokładności pomiarów lepkosprężystości komórek6,16,17.

Aby rozwiązać te ograniczenia, opisana tutaj metoda testu ścinania zapewnia wysoce kontrolowane i proste podejście do symulacji fizjologicznego przepływu w ciele bez wpływu na właściwości materiału komórkowego w tym procesie. Naprężenia ścinające płynów w tym teście reprezentują naprężenia mechaniczne doświadczane przez komórki w ciele przez płyny w śródmiąższu guza lub we krwi podczas krążenia18,19,20. Co więcej, te stresy płynne sprzyjają różnym złośliwym zachowaniom w komórkach nowotworowych, w tym progresji, migracji, przerzutom i śmierci komórki19,21,22,23, które różnią się między komórkami rakotwórczymi i nienowotworowymi. Co więcej, zmienione cechy mechaniczne komórek rakowych (tj. często są one "bardziej miękkie" niż normalne komórki znajdujące się w tym samym narządzie) pozwalają im przetrwać we wrogim mikrośrodowisku guza, atakować otaczające normalne tkanki i dawać przerzuty do odległych miejsc24,25,26. Tworząc pseudobiologiczne środowisko, w którym komórki doświadczają fizjologicznych poziomów naprężeń ścinających płyny, osiąga się proces, który jest fizjologicznie istotny i nie jest destrukcyjny dla komórki. Reakcje komórkowe na te przyłożone naprężenia ścinające płyn pozwalają nam scharakteryzować właściwości mechaniczne komórki.

Ten artykuł zawiera protokół testu ścinania do obszernego badania właściwości mechanicznych i zachowania komórek rakowych i nierakowych pod wpływem przyłożonego naprężenia ścinającego. Komórki reagują na siły zewnętrzne w sposób elastyczny i lepki, dlatego mogą być idealizowane jako materiał lepkosprężysty3. Technika ta dzieli się na: (i) hodowlę rozproszonych pojedynczych komórek, (ii) kontrolowane zastosowanie naprężeń ścinających płynu, (iii) obrazowanie in situ i obserwację zachowania komórek (w tym odporności na naprężenia i deformacje), (iv) analizę odkształceń komórek w celu określenia zakresu deformacji oraz (v) charakterystykę właściwości lepkosprężystych pojedynczych komórek. Badając te mechaniczne właściwości i zachowania, złożona mechanobiologia komórkowa może zostać wydestylowana do wymiernych danych. Protokół opisujący tę metodę pozwala na katalogowanie i porównywanie różnych typów komórek złośliwych i niezłośliwych. Kwantyfikacja tych różnic może pomóc w ustaleniu biomarkerów diagnostycznych i terapeutycznych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Przygotowanie do pojedynczo-komórkowego testu ścinania

  1. Hodowla komórkowa
    1. Wysiać około 50 000 zawieszonych pojedynczych komórek do szalki Petriego o wymiarach 35 mm x 10 mm zawierającej 2 mL pożywki hodowlanej.
      UWAGA: Przed wysianiem zawiesinę komórek należy wymieszać w vortexie, aby rozbić agregaty komórkowe.
    2. Inkubować komórki w temperaturze 37 °C przez okres od 10 do 48 h, aby umożliwić ich przywieranie do podłoża oraz całkowite sformowanie białek cytoszkieletu.
      UWAGA: Należy uwzględnić czas przywierania komórek, a także tempo ich proliferacji i wzrostu, aby zapewnić odpowiedni wzrost i adhezję komórek przy jednoczesnym unikaniu ich agregacji. Parametry te różnią się w zależności od typu komórek.

2. Eksperyment z testem ścinania

  1. Przygotowanie mediów o lepkim przepływie do testów ścinania
    1. Aby zapewnić lekko lepki przepływ medium (0,015–0,02 Pa·s), należy odmierzyć i dodać do medium hodowlanego 0,05% wagowo nietoksycznej i niealergizującej metylocelulozy (4 Pa·s).
    2. Aby zapewnić homogeniczność mieszaniny, należy wstępnie podgrzewać podstawową pożywkę przez około 10–20 min w temperaturze około 60–70 °C za pomocą mieszadła magnetycznego z funkcją grzania. Podczas ciągłego mieszania medium należy ostrożnie dodawać metylocelulozę w taki sposób, aby szybko się rozproszyła, co zapobiegnie koagulacji cząsteczek metylocelulozy. Proces ten powinien trwać przez ok. 15–24 h, aby zapewnić otrzymanie klarownego roztworu medium z celulozą.
      UWAGA: Należy unikać nadmiernego podgrzewania roztworu.
    3. Aby zmierzyć lepkość medium przepływowego, należy przetestować ok. 0,5–1 ml reprezentatywnej próbki medium przepływowego przy użyciu reometru. Na podstawie odczytu należy określić lepkość cieczy i wykorzystać tę wartość do określenia lepkości medium cieczy ścinającej (μ) w celu obliczenia naprężenia ścinającego za pomocą równania (2).
  2. Konfiguracja aparatury do ścinania
    1. Przygotuj układ do badania ścinania składający się z dwóch strzykawek (60 ml lub 100 ml) podłączonych do programowalnej pompy strzykawkowej w celu infuzji i odsysania lepkich pożywek hodowlanych (Rycina 1).
    2. Podłącz obie strzykawki do komory przepływowej poprzez rurki o średnicy 1/16 cala oraz złączki do rurek.
    3. Zamocuj gumową uszczelkę, aby zapewnić kontrolowany, jednorodny przepływ nad pojedynczymi komórkami wzdłuż drogi przepływu (Rysunek 1). Gumowa uszczelka występuje w różnych rozmiarach, w zależności od profilu przepływu, który ma zostać osiągnięty (laminarny lub turbulentny), oraz pożądanego obszaru obserwacji (np. długość 22,5 mm, szerokość 2,5 mm i wysokość 0,254 mm) (Rycina 1).
    4. Zaprogramuj pompę tak, aby podawała i pobierała określoną objętość cieczy (np. 60 ml) z określoną prędkością (np. 1 ml/min) i wybierz odpowiednie strzykawki (np. 60 ml).
      UWAGA: Należy uwzględnić fabryczne ustawienia maksymalnej objętości infuzji i aspiracji, aby uniknąć zablokowania lub awarii urządzenia. Należy zastosować równanie (2) do obliczenia wymaganej szybkości ścinania pompy (przy założeniu, że znane są wymagane naprężenie i lepkość).
  3. Przygotowanie do wstępnego ścinania
    1. Napełnić strzykawkę przygotowanym lepkim medium przepływowym.
    2. Przymocuj strzykawkę wypełnioną 60 lub 100 ml (lub zgodnie z potrzebami) lepkiego medium przepływowego oraz pustą strzykawkę o pojemności 60 ml w odpowiednich miejscach na programowalnej pompie strzykawkowej. Poprzez za pomocą rurek i złączy do rurek połącz obie strzykawki z komorą przepływową.
    3. Aby zapewnić łatwą identyfikację pojedynczych komórek oraz szczelne połączenie komory przepływowej z szalką Petriego, należy przymocować uszczelkę gumową do komory przepływowej.
    4. Odssać pożywkę hodowlaną z szalki Petriego zawierającej analizowane komórki.
    5. Wypłucz martwe komórki oraz komórki słabo przylegające, używając soli fizjologicznej w buforze fosforanowym (PBS).
    6. Odssać PBS.
    7. Wstawić i zamocować komorę przepływową oraz gumową uszczelkę (~34 mm x 9 mm) na szalce Petriego (35 mm x 10 mm) zawierającej przytwierdzone komórki.
    8. Umieść dopasowaną mikrofluidyczną komorę przepływową z komórkami na szalce hodowlanej na mikroskopie odwróconym, ustawiając obiektyw mikroskopu na wysokości pozwalającej na uzyskanie wysokiej jakości obrazów o wysokich wartościach pikseli (zazwyczaj między 40x i 63x powiększenie) oraz monitor wyświetlacza.
    9. Wybierz obraz na żywo (time-lapse w wybranym oprogramowaniu) z oprogramowania mikroskopu na monitorze. Należy upewnić się, że oprogramowanie mikroskopu na komputerze PC posiada funkcję t (time-lapse) lub umożliwia rejestrację wideo.
    10. Ustaw ostrość obiektywu mikroskopu, zapewniając odpowiedni kontrast i wyraźne krawędzie komórek. Jest to niezbędne do przeprowadzenia analizy obrazu po przyłożeniu sił ścinających. Przesuń stolik mikroskopu tak, aby komórki były wyraźnie widoczne na monitorze i stanowiły obrazy z żywych komórek.
    11. Wybierz jedną komórkę lub kilka oddzielnych komórek w obrębie ścieżki obrazowania/przepływu zamontowanej komory przepływowej i szalki Petriego (obszaru/ścieżki powstałego w wyniku dopasowania uszczelki do komory przepływowej).
  4. Ścinanie i obrazowanie
    1. Aby utrzymać ciągły i jednolity przepływ, należy dobrać zbliżone prędkości infuzji i odpływu oraz zapewnić laminarny przepływ cieczy, zazwyczaj w przedziale między 1 ml/min i 5 ml/minW przypadku niskich reżimów przepływu laminarnego należy zapewnić liczbę Reynoldsa wynoszącą Re < 100.
    2. Kliknij w Uruchom użyj pompy ścinającej do wstrzykiwania i odciągania cieczy ścinającej (przygotowanego medium lepkiego) ze stałą prędkością. Upewnij się, że podczas infuzji cieczy nie powstają pęcherzyki powietrza, ponieważ mogłoby to wprowadzić niekontrolowane zewnętrzne naprężenia działające na komórki.
    3. Rozpocznij nagrywanie wideo, klikając rejestruj w oprogramowaniu mikroskopu, zanim wprowadzony płyn ścinający dotknie badanych komórek pod mikroskopem.
    4. Kontynuuj rejestrację przez 7 min, przez pożądany czas ekspozycji na stres lub do momentu, aż interesująca nas komórka (lub komórki) oderwie się od dna naczynia. Kliknij zatrzymaj nagrywanie w oprogramowaniu mikroskopu po zakończeniu pomiaru zgodnie z oczekiwaniami.
    5. Zapisz nagranie i wyeksportuj jako pliki .tiffZaleca się wyodrębnianie obrazów w 1 klatka na sekundę do łatwej analizy.

3. Przetwarzanie danych

  1. Procedura cyfrowej korelacji obrazów (analiza obrazu)
    1. Jeśli nagranie z mikroskopu zostało wyeksportowane jako plik wideo, należy przekonwertować je na klatki obrazu (preferowany format plików .tiff).
    2. Zaimportuj obrazy pochodzące z nagrania testu ścinania do oprogramowania Davis 10.1.2 (oprogramowanie DIC), aby śledzić ruch naturalnie wzorowanych struktur komórki poprzez lokalizowanie każdego bloku pikseli (podzbioru) obrazu referencyjnego w odpowiednich nowych obrazach (obrazach odkształconych) (Rycina 2).
    3. W celu optymalizacji korelacji należy zastosować rozmiar podzbioru 31 x 31 pikseli, wielkość kroku (odległość odkształcenia każdego podzbioru) 20 pikseli oraz opcję sum of the differential track, która śledzi odkształcenie nowego obrazu względem ostatniego obrazu. Wynikiem tej korelacji jest wykres odkształcenie-czas (Rycina 3), który można wyeksportować jako plik .csv do dalszej analizy w programie MATLAB.
    4. Wyznacz obszar zainteresowania dla wybranej pojedynczej komórki. Wybierz dowolne punkty w obrębie wyznaczonej komórki, aby śledzić odkształcenie. W przypadku nieregularnego kształtu, takiego jak komórka, użyj maski wielokąta (polygon mask), aby odwzorować geometrię komórki.
    5. Po wyznaczeniu obszaru wybierz konkretne punkty na komórce (jądro lub cytoplazma), które mają zostać poddane analizie, klikając add strain gauge i rysując poszczególne tensometry w punktach wewnątrz zdefiniowanej granicy komórkowej.
    6. Kliknij Run, aby rozpocząć przetwarzanie odkształceń i uzyskać dane odkształcenia w funkcji czasu.
    7. Kliknij dwukrotnie (lub prawym przyciskiem myszy) na wygenerowanym wykresie odkształcenie-czas i wybierz export data as a spreadsheet.

4. Charakterystyka właściwości mechanicznych

  1. Charakterystyka właściwości wiskoelastycznych
    1. Zapisz plik .csv zawierający dane odkształcenia w czasie z oprogramowania DIC w osobnym folderze, aby ułatwić ich odczyt przez program MATLAB.
    2. Uruchom program MATLAB i kliknij kartę edytora (editor tab), aby otworzyć stronę edytora i napisać kod, który odczyta arkusz kalkulacyjny komórka po komórce.
    3. Zmień ścieżkę MATLAB (ścieżkę do folderu, w którym znajduje się interesujący plik), aby uzyskać dostęp do folderu zawierającego dane do analizy, na przykład Users/Username/Desktop/data.
    4. Na stronie edytora MATLAB uzyskaj dostęp do danych z arkusza kalkulacyjnego za pomocą dostosowanego kodu. Na przykład: a1= xlsread('data','run1','A4:A183'), gdzie a1 reprezentuje identyfikator, xlsread to funkcja MATLAB, która odczytuje plik .csv (w tym przypadku jako arkusz kalkulacyjny), data to nazwa pliku, run1 to nazwa arkusza, a A4:A183 to zakres interesujących danych w komórce A arkusza kalkulacyjnego do analizy. Aby uzyskać pełne dopasowanie, przeanalizuj x i y (odpowiednio czas i odkształcenie). Na przykład:
      a1=xlsread('data','run1','A4:A183');
      b1=xlsread('data','run1','B4:B183');
      gdzie a1 = x (czas), a b1 = y (odkształcenie).
    5. W programie MATLAB kliknij Apps | Curve Fitter | Custom Equation. Usuń reprezentatywne niestandardowe równanie i wprowadź równanie modelu wiskoelastycznego [równanie (1)], gdzie ε reprezentuje zmienną x, a t reprezentuje zmienną y.
      Równanie podatności pełzania, wzór sprężystości; relaksacja naprężeń; mechaniczna analiza materiałów.     (1)
      Tutaj ε reprezentuje odkształcenie, σ reprezentuje naprężenie ścinające, η1 reprezentuje lepkość, E reprezentuje sprężystość, t reprezentuje czas, a τ reprezentuje czas relaksacji, który określa maksymalny czas potrzebny komórce na powrót do pierwotnego kształtu po pierwotnej deformacji. Jest on wyrażony jako τ = Symbol η₂/E we wzorze mechaniki płynów, związany z lepkością i sprężystością w analizie badawczej., gdzie η2 jest wtórnym członem lepkości dla drugiego tłumika (Rysunek 4).
    6. Przypisz nowe zmienne do parametrów wiskoelastycznych w interfejsie niestandardowego równania. (ε, η1, E, σ, t oraz τ = Symbol η₂/E we wzorze mechaniki płynów, związany z lepkością i sprężystością w analizie badawczej.) będą reprezentować odpowiednio (x, a, b, K, y oraz c). Tutaj x i y są odpowiednio zmienną niezależną i zależną. Naprężenie ścinające (σ) można wyznaczyć za pomocą równania (2):
      Wzór równowagi statycznej, σ=6μQ/wh², przedstawiający koncepcję obliczania naprężeń.     (2)
      Tutaj μ reprezentuje lepkość ścinanego ośrodka płynnego, Q to natężenie przepływu pompy, a w i h to odpowiednio szerokość i wysokość kanału przepływowego przedstawionego na Rysunku 1C.
    7. Kliknij Select Data, aby wybrać Czas (a1) i Odkształcenie (b1) dla każdego zestawu danych.
    8. Upewnij się, że opcja Auto Fit jest zaznaczona. Dzięki temu dopasowanie zostanie wykonane automatycznie po wybraniu danych (x i y).
    9. Wybierz metody dopasowania, aby zawęzić warunki brzegowe. Kliknij Advanced Options w kategorii Methods i wybierz Nonlinear Least Squares. W sekcji Robust wybierz Off, a w sekcji Algorithm wybierz Trust-Region. Pozostałe parametry pozostaw bez zmian.
    10. Nowe zmienne po dopasowaniu (a, b i c) reprezentują odpowiednio właściwości wiskoelastyczne: lepkość, sprężystość i czas relaksacji (η1, E, EQUAT) komórki (Rysunek 5).
    11. Sprawdź, czy wartość współczynnika determinacji dopasowania jest wysoka (R2 > 80%), aby upewnić się, że uzyskane dane można uznać za prawidłowe dopasowanie do modelu wiskoelastycznego (Rysunek 3).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Protokół badania ścinania w połączeniu z analizą odkształceń przy użyciu DIC i modelu lepkosprężystego pozwala na skuteczne ilościowe określenie właściwości mechanicznych pojedynczej komórki in vitro. Metoda ta została przetestowana na liniach komórkowych ludzkich i mysich, w tym na prawidłowych komórkach piersi człowieka (MCF-10A)3,4,9, komórkach raka piersi trójujemnego o niskim potencjale przerzutowym (MDA-MB-468)

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Metoda testu ścinania, która obejmuje stworzenie pseudo-mechanobiologicznego środowiska w celu symulacji interakcji komórek z otaczającym mikrośrodowiskiem mechanicznym i ich reakcji na naprężenia mechaniczne, stworzyła katalog właściwości mechanicznych komórek, których wzorce wskazują na zachowaną fizyczną atypię wśród linii komórek nowotworowych 3,4,5,7,8 . ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają żadnych konkurencyjnych interesów finansowych do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy dziękują poprzednim badaczom z grupy Soboyejo z Worcester Polytechnic Institute, którzy jako pierwsi zapoczątkowali tę technikę: doktorom Yifang Cao, Jingjie Hu i Vanessie Uzonwanne. Prace te były wspierane przez National Cancer Institute (NIH/NCI K22 CA258410 do M.D.). Figury zostały stworzone przy użyciu BioRender.com.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
CELL CULTURE
,25% Trypsyna, 2,21 mM EDTA, 1x[-] wodorowęglan soduCorning25-053-ciDo oddzielania komórek od substratu w hodowli komórkowej
15 ml Probówki wirówkoweFalcon firmy Corning05-527-90
35 mm szalki PetriegoCorning430165
50 ml ProbówkiwirówkoweFalcon by Corning14-432-22
WirówkadowolnaDo sterylnej hodowli komórkowej
Modyfikacja pożywki Eagle's Medium firmy Dulbecco (DMEM) 1xCorning10-013-cvLub dowolna inna pożywka do hodowli komórek. DMEM użyto do hodowli komórek U87
RękawicedowolneDo sterylnej hodowli komórek
Heracell Vios 160i Inkubator CO2Thermo Scientific51033770Do inkubacji podczas hodowli komórkowej
KapturdowolnyDo sterylnej hodowli komórek
MikropipetadowolnaDo sterylnej hodowli komórek
Końcówki do mikropipetdowolnyDo sterylnych hodowli komórkowych
MikroskopLeica/dowolnyDo sterylnych hodowli komórkowych
Sól fizjologiczna buforowana fosforanami bez wapnia i magnezu PBS, 1xCorning21-040-CM
PipetmandowolnyDo sterylnych hodowli komórkowych
Końcówki do pipetdowolneDo sterylnej hodowli komórek
Precyzyjny inkubator płynny GP 10Thermo ScientificTSGP02
T25 KolbaCorning430639
T75 KolbaCorning430641U
SHEAR TEST
100 mL zlewkadowolnaDo tworzenia lepkiego podłoża ścinającego DMEM + metylocelulozy
DMEMCorning
Komora przepływowa + uszczelka gumowaGlycotech31-001Zestaw komory przepływowej okrągłej (do naczyń do hodowli tkankowych 35 mm)
Reometr hybrydowyHR-2 Discovery ReometrDo oznaczania lepkości płynu ścinającego
Mieszadło magnetycznedowolneDo tworzenia lepkich mediów ścinających DMEM + metyloceluloza
Mieszadło magnetycznedowolneDo tworzenia DMEM + metyloceluloza lepkie media ścinające
MetylocelulozadowolnaAby zwiększyć lepkość DMEM w mediach przepływowych
Pompa strzykawkowaKD Scientific Geminin 88 plus788088Do programowania infuzji i pobierania płynów
Strzykawki, rurki i łącznikiDo konfiguracji aparatu ścinającego
SOFTWARE
Oprogramowanie ABAQUSOprogramowanie Simulia
Digitial Image CorrelationLaVision, NiemcyDAVIS 10.1.2
Oprogramowanie do obrazowaniaLeica/dowolne oprogramowanie
MATLABMATLABMATLAB_R2020B
hybrydowy mikroskopowe

Bibliografia

  1. Sethi, S., Ali, S., Philip, P. A., Sarkar, F. H. Clinical advances in molecular biomarkers for cancer diagnosis and therapy. International Journal of Molecular Sciences. 14 (7), 14771-14784 (2013).
  2. Runel, G., Lopez-Ramirez, N., Chlasta, J., Masse, I. Biomechanical properties of cancer cells. Cells. 10 (4), 887(2021).
  3. Hu, J., Zhou, Y., Obayemi, J. D., Du, J., Soboyejo, W. O. An investigation of the viscoelastic properties and the actin cytoskeletal structure of triple negative breast cancer cells. Journal of the Mechanical Behavior of Biomedical Materials. 86, 1-13 (2018).
  4. Onwudiwe, K., et al. Investigation of creep properties and the cytoskeletal structures of non-tumorigenic breast cells and triple-negative breast cancer cells. Journal of Biomedical Materials Research. Part A. 110 (5), 1004-1020 (2022).
  5. Ani, C. J., et al. A shear assay study of single normal/breast cancer cell deformation and detachment from poly-di-methyl-siloxane (PDMS) surfaces. Journal of the Mechanical Behavior of Biomedical Materials. 91, 76-90 (2019).
  6. Suresh, S. Biomechanics and biophysics of cancer cells. Acta Biomaterialia. 3 (4), 413-438 (2007).
  7. Cao, Y., et al. Investigation of the viscoelasticity of human osteosarcoma cells using a shear assay method. Journal of Materials Research. 21 (8), 1922-1930 (2006).
  8. Cao, Y. On the measurement of human osteosarcoma cell elastic modulus using shear assay experiments. Journal of Materials Science. Materials in Medicine. 18 (1), 103-109 (2007).
  9. Onwudiwe, K., et al. Actin cytoskeletal structure and the statistical variations of the mechanical properties of non-tumorigenic breast and triple-negative breast cancer cells. Journal of the Mechanical Behavior of Biomedical Materials. 119, 104505(2021).
  10. Kirmizis, D., Logothetidis, S. Atomic force microscopy probing in the measurement of cell mechanics. International Journal of Nanomedicine. 5, 137-145 (2010).
  11. Haase, K., Pelling, A. E. Investigating cell mechanics with atomic force microscopy. Journal of the Royal Society. Interface. 12 (104), 20140970(2015).
  12. Zhang, H., Liu, K. K. Optical tweezers for single cells. Journal of the Royal Society. Interface. 5 (24), 671-690 (2008).
  13. Peterman, E. J. G., Gittes, F., Schmidt, C. F. Laser-induced heating in optical traps. Biophysical Journal. 84, 1308-1316 (2003).
  14. Hochmuth, R. M. Micropipette aspiration of living cells. Journal of Biomechanics. 33 (1), 15-22 (2000).
  15. Evans, E., Yeung, A. Apparent viscosity and corticcal tension of blood granulocytes determined by micropipet aspiration. Biophysical Journal. 56 (1), 151-160 (1989).
  16. Van Vliet, K. J., Bao, G., Suresh, S. The biomechanics toolbox: experimental approaches for living cells and biomolecules. Acta Materialia. 51 (19), 5881-5905 (2003).
  17. Moeendarbary, E., Harris, A. R. Cell mechanics: principles, practices, and prospects. Wiley Interdisciplinary Reviews. Systems Biology and Medicine. 6 (5), 371-388 (2014).
  18. Choi, H. Y., et al. Hydrodynamic shear stress promotes epithelial-mesenchymal transition by downregulating ERK and GSK3beta activities. Breast Cancer Research. 21 (1), 6(2019).
  19. Northcott, J. M., Dean, I. S., Mouw, J. K., Weaver, V. M. Feeling stress: The mechanics of cancer progression and aggression. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 6, 17(2018).
  20. Onwudiwe, K., Najera, J., Siri, S., Datta, M. Do tumor mechanical stresses promote cancer immune escape. Cells. 11 (23), 3840(2022).
  21. Heldin, C. H., Rubin, K., Pietras, K., Ostman, A. High interstitial fluid pressure - an obstacle in cancer therapy. Nature Reviews. Cancer. 4 (10), 806-813 (2004).
  22. Krog, B. L., Henry, M. D. Biomechanics of the circulating tumor cell microenvironment. Advances in Experimental Medicine and Biology. 1092, 209-233 (2018).
  23. Moose, D. L., et al. Cancer cells resist mechanical destruction in circulation via RhoA/actomyosin-dependent mechano-adaptation. Cell Reports. 30 (11), 3864-3874 (2020).
  24. Mao, B. H., Nguyen Thi, K. M., Tang, M. J., Kamm, R. D., Tu, T. Y. The interface stiffness and topographic feature dictate interfacial invasiveness of cancer spheroids. Biofabrication. 15 (1), (2023).
  25. Kashani, A. S., Packirisamy, M. Cancer cells optimize elasticity for efficient migration. Royal Society Open Science. 7 (10), 200747(2020).
  26. Riehl, B. D., Kim, E., Bouzid, T., Lim, J. Y. The role of microenvironmental cues and mechanical loading milieus in breast cancer cell progression and metastasis. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 8, 608526(2021).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Mechanika pojedynczych kom rekmechaniczne w a ciwo ci kom reknapr enie cinaj ce p ynucyfrowa korelacja obrazubiomechanika kom rek nowotworowychw a ciwo ci wiskoelastycznemikrofluidyczna komora przep ywowadeformacja kom rkowaanaliza odkszta cenia w czasie
Protokół testu ścinania w celu określenia właściwości materiału jednokomórkowego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.