Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Normothermiczna perfuzja płuc ex vivo w wątrobie u myszy

4.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/65363

⸱

25 września 2023

 ,  ,  ,  , 
1Experimental Transplantation Surgery, Department of General, Visceral and Vascular Surgery, Jena University Hospital, 2Institute of Pathology, Klinikum Chemnitz GmbH, 3Department of Pathology, Faculty of Veterinary Medicine, Menoufia University

W tym artykule

Podsumowanie

Dla mysich wątrob stworzono normotermiczny system perfuzji wątroby ex vivo (NEVLP). System ten wymaga doświadczenia w mikrochirurgii, ale pozwala na uzyskanie powtarzalnych wyników perfuzji. Możliwość wykorzystania wątroby myszy ułatwia badanie szlaków molekularnych w celu identyfikacji nowych dodatków perfuzatu i umożliwia przeprowadzanie eksperymentów skoncentrowanych na naprawie narządów.

Streszczenie

Ten protokół przedstawia zoptymalizowany system NEVLP wolny od erytrocytów przy użyciu mysich wątrob. Konserwację ex vivo wątroby myszy osiągnięto dzięki zastosowaniu zmodyfikowanych kaniul i technik zaadaptowanych z konwencjonalnych komercyjnych urządzeń do perfuzji ex vivo. System wykorzystano do oceny wyników konserwacji po 12 godzinach perfuzji. Myszy C57BL/6J służyły jako dawcy wątroby, a wątroby były eksplantowane przez kaniulację żyły wrotnej (PV) i przewodu żółciowego (BD), a następnie przepłukiwanie narządu ciepłą (37 °C) heparynizowaną solą fizjologiczną. Następnie eksplantowane wątroby przeniesiono do komory perfuzyjnej i poddano normotermicznej perfuzji maszynowej z tlenem (NEVLP). Próbki perfuzatu wlotowego i wylotowego pobierano w odstępach 3-godzinnych do analizy perfuzatu. Po zakończeniu perfuzji pobrano próbki wątroby do analizy histologicznej, z integralnością morfologiczną ocenianą za pomocą zmodyfikowanego Suzuki-Score poprzez barwienie Hematoxylin-Eosin (HE). Eksperymenty optymalizacyjne przyniosły następujące wyniki: (1) myszy ważące ponad 30 g uznano za bardziej odpowiednie do eksperymentu ze względu na większy rozmiar ich przewodu żółciowego (BD). (2) kaniula poliuretanowa 2 Fr (średnica zewnętrzna = 0,66 mm) lepiej nadawała się do kaniulacji żyły wrotnej (PV) w porównaniu z kaniulą polipropylenową. Przypisano to lepszej przyczepności materiału poliuretanowego, co skutkowało zmniejszeniem ślizgania się cewnika podczas przenoszenia z ciała do komory narządu. (3) w przypadku kaniulacji przewodu żółciowego (BD) stwierdzono, że kaniula poliuretanowa 1 Fr (średnica zewnętrzna = 0,33 mm) jest bardziej skuteczna w porównaniu z kaniulą polipropylenową UT - 03 (średnica zewnętrzna = 0,30 mm). Dzięki temu zoptymalizowanemu protokołowi wątroby myszy zostały z powodzeniem zachowane przez 12 godzin bez znaczącego wpływu na strukturę histologiczną. Zabarwienie hematoksyliną-eozyną (HE) ujawniło dobrze zachowaną architekturę morfologiczną wątroby, charakteryzującą się przewagą żywotnych hepatocytów z wyraźnie widocznymi jądrami i łagodnym poszerzeniem sinusoid wątrobowych.

Wprowadzenie

Przeszczep wątroby stanowi złoty standard leczenia dla osób ze schyłkową niewydolnością wątroby. Niestety, popyt na narządy od dawców przewyższa dostępną podaż, co prowadzi do znacznego niedoboru. W 2021 roku około 24 936 pacjentów znajdowało się na liście oczekujących na przeszczep wątroby, podczas gdy tylko 9 234 przeszczepy zostały pomyślnie wykonane1. Znaczna dysproporcja między podażą a popytem na przeszczepy wątroby podkreśla pilną potrzebę zbadania alternatywnych strategii w celu poszerzenia puli dawców i zwiększenia dostępności przeszczepów wątroby. Jednym ze sposobów na rozszerzenie puli darczyńców jest użycie marginalnych darczyńców2. Dawcami marginalnymi są osoby w podeszłym wieku, z umiarkowanym lub ciężkim stłuszczeniem. Chociaż przeszczepienie narządów brzeżnych może przynieść korzystne wyniki, ogólne wyniki pozostają nieoptymalne. W związku z tym obecnie trwają prace nad strategiami terapeutycznymi mającymi na celu poprawę funkcji dawców marginalnych3,4.

Jedną ze strategii jest wykorzystanie perfuzji maszynowej, zwłaszcza normotermicznej natlenionej perfuzji maszynowej, w celu poprawy funkcji tych marginalnych narządów5. Jednak nadal istnieje ograniczona wiedza na temat mechanizmów molekularnych, które leżą u podstaw korzystnych skutków normotermicznej utlenionej perfuzji maszynowej (NEVLP). Myszy, ze względu na dużą dostępność genetycznie modyfikowanych szczepów, służą jako cenne modele do badania szlaków molekularnych. Na przykład coraz częściej dostrzega się znaczenie szlaków autofagii w łagodzeniu uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego wątroby6,7. Jednym z ważnych szlaków molekularnych w uszkodzeniu niedokrwienno-reperfuzyjnym wątroby jest szlak miR-20b-5p/ATG78. Obecnie dostępnych jest wiele szczepów myszy ATG z nokautem i warunkowym nokautem, ale nie ma odpowiadających im szczepów szczurów9.

Na podstawie tego tła, celem było wygenerowanie zminiaturyzowanej platformy NEVLP do przeszczepów wątroby myszy. Platforma ta ułatwiłaby eksplorację i ocenę potencjalnych strategii modyfikowanych genetycznie mających na celu poprawę funkcjonalności wątroby dawcy. Ponadto istotne było, aby system był odpowiedni do długotrwałej perfuzji, umożliwiając leczenie ex vivo wątroby, powszechnie określane jako "naprawa narządów".

Biorąc pod uwagę ograniczoną dostępność istotnych danych in vitro na temat perfuzji wątroby myszy, przegląd literatury skupił się na badaniach przeprowadzonych na szczurach. Systematyczne przeszukiwanie literatury z lat 2010-2022 przeprowadzono przy użyciu słów kluczowych, takich jak "normotermiczna perfuzja wątroby", "ex vivo lub in vitro" oraz "szczury". Poszukiwania te miały na celu zidentyfikowanie optymalnych warunków u gryzoni, co pozwoliło nam określić najbardziej odpowiednie podejście.

System perfuzyjny składa się z szczelnego szklanego zbiornika buforowego z płaszczem wodnym, perystaltycznej pompy rolkowej, dotleniacza, pułapki bąbelkowej, wymiennika ciepła, komory organowej i systemu rurek o zamkniętym obiegu (Rysunek 1). System zapewnia precyzyjne utrzymanie stałej temperatury perfuzji wynoszącej 37 °C za pomocą dedykowanej maszyny termostatycznej. Perystaltyczna pompa rolkowa napędza przepływ perfuzatu w całym obwodzie. Obwód perfuzyjny rozpoczyna się w izolowanym zbiorniku z płaszczem wodnym. Następnie perfuzat jest kierowany przez natleniacz, który otrzymuje mieszaninę gazów składającą się w 95% z tlenu i 5% dwutlenku węgla z dedykowanej butli gazowej. Po natlenieniu perfuzat przechodzi przez pułapkę pęcherzykową, w której wszelkie uwięzione pęcherzyki są przekierowywane z powrotem do zbiornika przez pompę perystaltyczną. Pozostały perfuzat przepływa przez wymiennik ciepła i dostaje się do komory organowej, skąd wraca do zbiornika.

Tutaj opisujemy nasze doświadczenia związane z tworzeniem NEVLP dla wątroby myszy i dzielimy się obiecującymi wynikami eksperymentu pilotażowego przeprowadzonego przy użyciu natlenionej pożywki bez nośników tlenu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z obowiązującymi niemieckimi przepisami i wytycznymi dotyczącymi dobrostanu zwierząt oraz wytycznymi ARRIVE dotyczącymi zgłaszania badań na zwierzętach. Protokół doświadczenia na zwierzętach został zatwierdzony przez Thüringer Landesamt für Verbraucherschutz, Turyngia, Niemcy (numer zatwierdzenia: UKJ - 17 - 106).

UWAGA: Samce myszy C57BL/6J o wadze 34 ± 4 g (średnia ± błąd standardowy średniej [SEM]) zostały użyte jako dawcy wątroby. Utrzymywano je w kontrolowanych warunkach środowiskowych (50% wilgotności i 18 - 23 °C) ze swobodnym dostępem do standardowej karmy dla myszy i wody. Przez cały czas trwania zabiegu chirurgicznego utrzymywano częstość oddechów przekraczającą 60 oddechów/min, a temperatura ciała utrzymywała się powyżej 34 °C.

1. Przygotowanie

  1. Ustawianie stołu operacyjnego
    1. Autoklaw wszystkich narzędzi chirurgicznych i materiałów eksploatacyjnych do celów sterylizacji.
    2. Włącz wszystkie urządzenia, w tym płytę grzewczą i elektrokoagulację.
    3. Umieścić jedną strzykawkę o pojemności 50 ml z 25 ml soli fizjologicznej w kolorze heparyny (2 500 j/l) w ciepłym inkubatorze (37 °C).
    4. Na stole operacyjnym należy odpowiednio umieścić narzędzia chirurgiczne, jedwabny szew 6 - 0, sterylny mały bawełniany aplikator, sól fizjologiczną weterynaryjną (500 ml) i gąbki z włókniny (10 cm x 10 cm).
    5. Umieść igłę 26 G na stole operacyjnym, aby utworzyć mały otwór w pokrywie probówki do mikrowirówki o pojemności 0,5 ml, aby otrzymać rurkę żółciową do zbierania żółci.
    6. Na stole operacyjnym umieścić kaniulę (kaniulę poliuretanową 1 Fr lub kaniulę polietylenową UT - 03) i wysterylizowaną probówkę mikrowirówkową o pojemności 0,5 ml do pobrania żółci.
  2. Samodzielnie wykonana kaniula żyły wrotnej
    1. Chwyć kaniulę 2 Fr kleszczami i nakłuj ścianę igłą 30 G w odległości 1 cm od końca kaniuli. Przepchnij igłę przez kaniulę, aż końcówka igły stanie się widoczna.
    2. Przytnij końcówkę kaniuli, tworząc ostry trójkąt.
  3. Przygotowanie soli fizjologicznej poddanej heparynizacji
    1. Przygotować 25 ml soli fizjologicznej w postaci heparyny o końcowym stężeniu 2 500 j.m./ml.
    2. Usunąć wszystkie pęcherzyki powietrza i umieścić strzykawkę w inkubatorze o temperaturze 40 °C.
  4. Demonstracja systemu perfuzyjnego
    1. Zobacz Rysunek 1 dla głównych elementów systemu perfuzji maszyny.
  5. Wyposażenie sali organowej
    1. Zobacz Rysunek 2 dla układu komory organowej.
  6. Konfiguracja systemu perfuzyjnego
    1. Włącz program wykresu laboratoryjnego do monitorowania ciśnienia.
    2. Podłączyć kalibrator ciśnienia i czujnik ciśnienia na poziomie komory organowej.
    3. Ustaw kalibrator ciśnienia tak, aby wskazywał 0 mmHg i sprawdź odpowiednią wartość w oprogramowaniu do kontroli ciśnienia.
    4. Ustaw kalibrator ciśnienia tak, aby odczytywał 20 mmHg i ponownie sprawdź odpowiednią wartość w oprogramowaniu do kontroli ciśnienia.
    5. Włączyć łaźnię wodną i ogrzać komorę organową do 40 °C.
    6. Przepłucz całą instalację wodno-kanalizacyjną dwukrotnie destylowaną wodą dejonizowaną przez 30 minut, zapewniając całkowite usunięcie roztworu odkażającego.
    7. Zainicjować cyrkulację roztworu dezynfekującego w całym systemie na czas 20 minut, aby zapewnić dokładną dezynfekcję.
    8. Włączyć mieszaninę gazów (95% tlenu (O2) i 5% dwutlenku węgla (CO2 ).
  7. Wypełnienie perfuzyjne
    1. Uzupełnij 250 ml pożywki E Williamsa 50 ml płodowej surowicy bydlęcej, 3 ml penicyliny/streptomycyny (1 mg / ml), 0,17 ml insuliny (100 IE / ml), 0,34 ml heparyny (5000 U / ml) i 0,07 ml hydrokortyzonu (100 mg / 2 ml), aby przygotować kompletną pożywkę E Williamsa.
    2. Dodać równe objętości (150 ml) perfuzatu do zbiornika i komory organowej, aby zalać system.
      UWAGA: Należy zwrócić szczególną uwagę na zachowanie sterylności podczas procesu napełniania. Perfuzat jest stale pompowany przez te dwa kluczowe elementy zamkniętej perfuzji maszyny recyrkulacyjnej.
    3. Włącz pompę perystaltyczną ze średnią prędkością (15 ml/min), aby zalać system perfuzyjny natlenionym medium.

2. Eksplantacja wątroby

  1. Przygotowanie przedoperacyjne
    1. Zważ zwierzę. Przygotować przeciwbólową buprenorfinę (0,3 mg/ml) (0,05 mg/kg masy ciała).
    2. Podłącz komorę indukcyjną do gniazdka ściennego. Ustaw tlen na 0,5 l/min. Zmień poziom izofluranu na 3%.
    3. Umieść zwierzę w komorze do momentu osiągnięcia znieczulenia głębokiego (dodatniego odruchu prostującego).
    4. Za pomocą mikrostrzykawki nanieść podskórnie dawkę środka przeciwbólowego dostosowaną do masy ciała.
    5. Użyj golarki elektrycznej, aby przyciąć sierść na skórze brzucha.
    6. Przenieś mysz na stół operacyjny i włącz parownik izofluranu do 2,5%, aby utrzymać znieczulenie. Potwierdź głębokość znieczulenia, badając odruch międzypalcowy palca u nogi.
  2. Przygotowanie brzucha myszy
    1. Umieść mysz w pozycji leżącej.
    2. Przetestuj odruch międzypalcowy, aby dwukrotnie potwierdzić odpowiednią głębokość znieczulenia. Przymocuj wszystkie cztery kończyny taśmą.
    3. Zdezynfekuj obie strony brzucha do środkowej linii pachowej za pomocą trzech kolejnych rund alkoholu jodowego. Użyj włókniny sterylizowanej gazy, aby pokryć obszar wokół pola operacyjnego.
    4. Wykonaj 3 cm poprzeczne nacięcie 1 cm poniżej mieczyka mieczykowatego w okolicy brzucha myszy za pomocą nożyczek dla niemowląt Metzenbaum i kleszczy chirurgicznych.
    5. Przedłuż nacięcie skóry obustronnie do linii środkowej pachy po obu stronach.
    6. Ostrożnie wykonaj 2 cm podłużne nacięcie wzdłuż linii alba za pomocą nożyczek sprężynowych.
    7. Przetnij warstwę mięśni brzucha za pomocą elektrokoagulacji i nożyczek sprężynowych Vannas.
    8. Ostrożnie umieść kawałek mokrej gazy, aby chronić wątrobę przed elektrokoagulacją.
    9. Użyj jedwabnego szwu 6 - 0 z okrągłą igłą, aby cofnąć wyrostek mieczykowaty w celu lepszego odsłonięcia więzadła wieńcowego.
    10. Użyj dwóch zwijaczy żeber, aby całkowicie odsłonić jamę brzuszną myszy.
    11. Ostrożnie wyjmij jelito cienkie z jamy brzusznej za pomocą mokrego wacika, aby całkowicie odsłonić wnękę.
  3. Preparat do wspólnych dróg żółciowych
    1. Przeciąć więzadła sierpowe, przeponowe i żołądkowo-wątrobowe ostrymi nożyczkami.
    2. Ostrożnie udrożnij wspólny przewód żółciowy za pomocą cienkich zakrzywionych kleszczyków bez zębów.
      UWAGA: Przewód żółciowy wspólny bardzo łatwo ulega uszkodzeniu i pęka. Po pęknięciu nie można go kaniulować. Ze względu na kierunek pozycji anatomicznej lepiej jest stosować zakrzywione kleszcze.
    3. Umieść dwie pętle szwów jedwabnych 6 - 0 nad wspólnym przewodem żółciowym, przygotowując się do następnego kroku.
  4. Kaniulacja dróg żółciowych wspólnych
    1. Ostrożnie nakłuć przewód żółciowy igłą 30 G. Użyj spiczastych, zakrzywionych kleszczy, aby powiększyć mały otwór, aby pasował do kaniulacji przewodu żółciowego.
    2. Użyj kleszczy kaniulacyjnych naczyń, aby chwycić kaniulę przewodu żółciowego i wepchnąć ją do przewodu żółciowego.
    3. Podwójnie zabezpiecz kaniulę za pomocą wstępnie ustawionych pętli do szwów 6 - 0.
      UWAGA: Podczas kaniulacji odczuwalny jest opór żółci. Jeśli siła nie jest dobrze kontrolowana, kaniula zostanie wypchnięta z dróg żółciowych przez ciśnienie odpływu żółci. Ostrożnie wyreguluj głębokość kaniuli. Jeśli jest zbyt głęboki, może uszkodzić przewód żółciowy, a jeśli nie jest wystarczająco głęboki, może się wyślizgnąć.
    4. Obserwuj przepływ żółci w kaniuli po udanej kaniulacji.
  5. Przygotowanie żyły wrotnej
    1. Zacisnąć żyłę wrotną za pomocą płaskich kleszczy i ostrożnie uwolnić tkankę łączną za pomocą zakrzywionych kleszczyków. Nie ciągnij mocno, aby nie spowodować rozerwania żyły wrotnej. Po uszkodzeniu żyły wrotnej trudno jest ponownie kaniulować żyłę wrotną.
    2. Rozetnij PV tuż nad rozwidleniem i umieść pierwszą pętlę szwu za pomocą jedwabnego szwu 6 - 0 na PV w pobliżu zbiegu, aby można było go później użyć.
    3. Umieść drugą pętlę do szwów w celu późniejszego zamocowania PV jak najbliżej wnęki wątroby.
  6. Kaniulacja żyły wrotnej
    1. Użyj klipsa tętniczego, aby zamknąć dystalną żyłę wrotną.
    2. Bardzo ostrożnie przebij żyłę wrotną jedną z powyższych kaniul żyły wrotnej. Po udanym nakłuciu można wyraźnie zaobserwować przepływ krwi w kaniuli.
    3. Zabezpiecz kaniulę PV za pomocą wstępnie założonej pętli do szwów 6 - 0.
  7. Uderzenie wątroby
    1. Zwiększ poziom izofluranu do 5% i poddaj mysz eutanazji z powodu przedawkowania inhalacji izofluranu.
    2. Pobrać wstępnie podgrzany roztwór soli fizjologicznej heparyny z inkubatora. Usuń wszystkie pęcherzyki powietrza powstałe wewnątrz heparynizowanej soli fizjologicznej.
    3. Umieścić strzykawkę z podgrzanym roztworem soli fizjologicznej w pompie strzykawkowej.
    4. Podłącz rurkę przedłużającą pompy strzykawkowej do kaniuli żyły wrotnej, ustaw prędkość na 2 ml/min i rozpocznij płukanie wątroby.
    5. Obserwuj kolor wątroby pod koniec procedury płukania. Wytnij wątrobę, gdy kolor zmieni się na jednorodny żółty.
    6. Przeciąć przeponę, żyłę główną nadwątrobową dolną, żyłę główną podwątrobową, tętnicę wątrobową, dystalną żyłę wrotną i pozostałą tkankę łączną.
    7. Umieść wątrobę na szalce Petriego.

3. Połączenie wątroby i komory

  1. Przeszczep wątroby
    1. Ostrożnie przenieś wątrobę do komory narządów za pomocą szalki Petriego.
    2. Na szalce Petriego należy przechowywać niewielką ilość soli fizjologicznej, aby zapobiec wysuszeniu wątroby.
      UWAGA: Żyła wrotna i przewód żółciowy mogą zostać łatwo skręcone podczas tego zabiegu, co może wpływać na perfuzję wątroby i zbieranie żółci.
  2. Podłączenie kaniuli żyły wrotnej
    1. Powoli wlej zwykłą sól fizjologiczną do kaniuli żyły wrotnej za pomocą strzykawki, aby usunąć pęcherzyki powietrza z kaniuli.
    2. Podłącz kaniulę żyły wrotnej do rurki odpływowej perfuzatu w komorze narządu.
  3. Podłączenie kaniuli przewodu żółciowego
    1. Przeprowadź kaniulę przewodu żółciowego myszy przez zawór gumowej nasadki, która jest połączona z komorą narządu.
    2. Włożyć kaniulę przewodu żółciowego do wcześniej przygotowanej mikroprobówki o pojemności 0,5 ml z małym otworem w pokrywce.
    3. Umieść mikroprobówkę na glinie na zewnątrz komory organowej.

4. Dostosuj natężenie przepływu zgodnie z ciśnieniem PV

  1. Włączyć pompę perystaltyczną od 1 ml/min.
  2. Sprawdź odczyt ciśnienia w żyłach portalowych, aby dostosować natężenie przepływu.
  3. Utrzymuj ciśnienie w żyle wrotnej w fizjologicznym zakresie od 7 do 10 mmHg, regulując natężenie przepływu.
    UWAGA: Nominalne natężenie przepływu może się nieznacznie różnić w zależności od zastosowania i umiejscowienia rur.

5. Pobieranie próbek

  1. Pobrać próbki perfuzjatu wlotowego z rurki wlotowej żyły wrotnej i wylotowe próbki perfuzjatu z komory narządowej w odstępach 3-godzinnych.
  2. Pobrać próbki ze wszystkich płatów wątroby do analizy histologicznej pod koniec okresu perfuzji wynoszącego 12 godzin.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Ustalenie procedury chirurgicznej
W eksperymencie wykorzystano łącznie 17 zwierząt: 14 myszy posłużyło do optymalizacji procesu pozyskiwania organów, w tym kaniulacji żyły wrotnej (PV) i przewodu żółciowego (BD), natomiast 3 myszy wykorzystano do walidacji procedury (Tabela 1). Wyniki histologiczne (Rycina 3) porównano w celu ułatwienia identyfikacji optymalnych warunków perfuzji.

Wybór perfuzatu
Do niniej...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Krytyczne kroki w protokole
Dwa kluczowe etapy eksplantacji wątroby to kaniulacja żyły wrotnej (PV) i późniejsza kaniulacja przewodu żółciowego (BD). Kroki te mają ogromne znaczenie dla zapewnienia pomyślnego pobrania narządu i późniejszych procedur perfuzji lub przeszczepu.

Wyzwania i rozwiązania
Kaniulacja PV wiąże się z trzema wyzwaniami: uszkodzeniem ściany naczynia, przemieszczeniem cewnika i praktycznością procesu wprowadzania. Delikatna natura...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Nie ma żadnych finansowych konfliktów interesów, które można by ujawnić.

Podziękowania

Przez cały czas pisania tego artykułu otrzymałem wiele wsparcia i pomocy. Chciałbym szczególnie podziękować mojemu koledze z zespołu, XinPei Chenowi, za jego wspaniałą współpracę i cierpliwe wsparcie podczas mojej operacji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,5 ml Mikroprobówka PPSarstedt72699
1 Fr Kaniula gumowa KaniulaVygonPróbka
10 &mikro; L MikrostrzykawkaHamilton701N
2 Fr Gumowa kaniulaVygonPróbka
24 G Kaniula motylkowaTerumoSR+OF2419
26 G Kaniula motylkowaTerumoSR+DU2619WX
30 G Igła podskórnaSterican100246
50 ml Pompka strzykawkowaBraun110356
6-0 Perma-Hand SeideEthicon639H
Klips tętniczyBraunBH014R
Autoklawowalna komora nawilżanaHugo Sachs Elektronik73-4733
Duży aplikator bawełniany NOBA Verbandmittel Danz GmbH974018
Pułapka bąbelkowaHugo-Sachs-ElektronikV83163
Buprenovet (0,3 mg / ml)Elanco/
CIDEX OPA roztwór (2 L)Cilag GmbH20391
Jednostka elektrochirurgiczna do cięcia monopolarnego VIO® 50 CERBE/
Płodowa surowica bydlęca(500 ml) Sigma-AldrichF7524-500ML
Mieszanina gazów (95% tlenu i 5% dwutlenku węgla)Zaopatrzenie domu/
ogrzewanie Łaźnie obiegoweHarvard-Apparatus75-0310
Heparyna 5000 (I.E. /5 ml)Braun1708.00.00
Hydrokortyzon (100 mg / 2 ml)Pfizer15427276
Insulina (100 IE / ml)SigmaI0516-5ML
Nożyczki do irysów Fine Science Instruments15000-03
Isofluran (250 ml)Cp-Pharma1214
Natleniacz membranowyHugo Sachs ElektronikT18728
Mikroskop mikrochirurgiczny LeicaM60
 Carfil Quality180000056
NanoZoomer 2.0 HTHamamatsu/
Gąbki włókninowe Kompressen866110
Penicylina Streptomycyna (1 mg / ml) C.C.ProZ-13-M
Rurka przedłużająca perfuzji (30 cm)Pompa perystaltycznaBraun4256000
Harvard-ApparatusP-70
Szalka Petriego 100x15 mmVWR®391-0578
Povidon-Jod (Vet-Sep Spray)Livisto799-416
Symulator przetwornika ciśnieniaUTAH Produkty medyczne650-950
Przetworniki ciśnienia krwi wielokrotnego użytkuAD InstrumentsMLT-0380/D
S & Kleszcze do kaniulacji naczyń TFine Science Instruments00608-11
Mały aplikator bawełnianyNOBA Verbandmittel Danz GmbH974116
Kleszcze proste 10 cm Fine Science Instruments00632-11
Kleszcze do wiązania szwówFine Science Instruments11063-07
Strzykawka 50ml Oryginalny PerfusorBraun8728810F-06
UT - 03 Kaniulasprężynowe Medical, Japonia/
VannasFine Science Instruments15018-10
Sól fizjologiczna weterynaryjna (500 ml)WDT18X1807
Zbiornik z płaszczem wodnym  2 LAparat Harvard73-3441
William's E Medium (500 ML)ThermofischerScientific A1217601
Zestaw zwijacza myszy Unikalne nożyczki

Bibliografia

  1. Kwong, A. J., et al. OPTN/SRTR 2021 Annual data report: liver. American Journal of Transplantation. 23 (2), S178-S263 (2023).
  2. Linares, I., Hamar, M., Selzner, N., Selzner, M. Steatosis in Liver Transplantation: Current Limitations and Future Strategies. Transplantation. 103 (1), 78-90 (2019).
  3. Cheng, N., et al. Pharmacological activating transcription factor 6 activation is beneficial for liver retrieval with ex vivo normothermic mechanical perfusion from cardiac dead donor rats. Frontiers in Surgery. 8, 665260(2021).
  4. Porte, R. J. Improved organ recovery after oxygen deprivation. Nature. 608 (7922), 273-274 (2022).
  5. Goumard, C., et al. Ex-Vivo Pharmacological Defatting of the Liver: A Review. Journal of Clinical Medicine. 10 (6), 1253(2021).
  6. Mao, B., Yuan, W., Wu, F., Yan, Y., Wang, B. Autophagy in hepatic ischemia-reperfusion injury. Cell Death Discovery. 9 (1), 115(2023).
  7. Hale, A. N., Ledbetter, D. J., Gawriluk, T. R., Rucker, E. B. 3rd Autophagy: regulation and role in development. Autophagy. 9 (7), 951-972 (2013).
  8. Tang, B., Bao, N., He, G., Wang, J. Long noncoding RNA HOTAIR regulates autophagy via the miR-20b-5p/ATG7 axis in hepatic ischemia/reperfusion injury. Gene. 686, 56-62 (2019).
  9. Kuma, A., Komatsu, M., Mizushima, N. Autophagy-monitoring and autophagy-deficient mice. Autophagy. 13 (10), 1619-1628 (2017).
  10. van der, V. alk J. Fetal bovine serum-A cell culture dilemma. Science. 375 (6577), 143-144 (2022).
  11. Haque, O., et al. Twenty-four hour ex-vivo normothermic machine perfusion in rat livers. Technology (Singapore World Science). 8 (1-2), 27-36 (2020).
  12. Op den Dries, S., et al. Normothermic machine perfusion reduces bile duct injury and improves biliary epithelial function in rat donor livers. Liver Transplantation. 22 (7), 994-1005 (2016).
  13. Izamis, M. L., et al. Machine perfusion enhances hepatocyte isolation yields from ischemic livers. Cryobiology. 71 (2), 244-255 (2015).
  14. Gassner, J. M. G. V., et al. Improvement of normothermic ex vivo machine perfusion of rat liver grafts by dialysis and kupffer cell inhibition with glycine. Liver Transplantation. 25 (2), 275-287 (2019).
  15. Casado, J., et al. Rat splanchnic net oxygen consumption, energy implications. The Journal of Physiology. 431, 557-569 (1990).
  16. Tolboom, H., et al. A model for normothermic preservation of the rat liver. Tissue Engineering. 13 (8), 2143-2151 (2007).
  17. Yamada, S., et al. Effects of short-term normothermic and subnormothermic perfusion after cold preservation on liver transplantation from donors after cardiac death. Transplantation Proceedings. 52 (6), 1639-1642 (2020).
  18. Behrends, M., et al. Acute hyperglycemia worsens hepatic ischemia/reperfusion injury in rats. Journal of Gastrointestinal Surgery. 14 (3), 528-535 (2010).
  19. Tolboom, H., et al. Sequential cold storage and normothermic perfusion of the ischemic rat liver. Transplant Proceeding. 40 (5), 1306-1309 (2008).
  20. Daemen, M. J., et al. Liver blood flow measurement in the rat. The electromagnetic versus the microsphere and the clearance methods. Journal of Pharmacological Methods. 21 (4), 287-297 (1989).
  21. Koo, A., Liang, I. Y. Microvascular filling pattern in rat liver sinusoids during vagal stimulation. The Journal of physiology. 295, 191-199 (1979).
  22. Beal, E. W., et al. [D-Ala2, D-Leu5] Enkephalin improves liver preservation during normothermic ex vivo perfusion. Journal of Surgical Research. 241, 323-335 (2019).
  23. Birnie, J. H., Grayson, J. Observations on temperature distribution and liver blood flow in the rat. The Journal of Physiology. 116 (2), 189-201 (1952).
  24. Silitonga, M., Silitonga, P. M. Haematological profile of rats (Rattus norvegicus) induced BCG and provided leaf extract of Plectranthus amboinicus Lour Spreng). AIP Conference Proceedings. 1868, 090008090008(2017).
  25. Jacob Filho, W., et al. Reference database of hematological parameters for growing and aging rats. Aging Male. 21 (2), 145-148 (2018).
  26. Tian, X., et al. Heme oxygenase-1-modified bone marrow mesenchymal stem cells combined with normothermic machine perfusion repairs bile duct injury in a rat model of DCD liver transplantation via activation of peribiliary glands through the Wnt pathway. Stem Cells International. 2021, 9935370(2021).
  27. Yang, L., et al. Normothermic machine perfusion combined with bone marrow mesenchymal stem cells improves the oxidative stress response and mitochondrial function in rat donation after circulatory death livers. Stem Cells Development. 29 (13), 835-852 (2020).
  28. Wang, L., He, H. W., Zhou, X., Long, Y. Ursodeoxycholic Acid (UDCA) promotes lactate metabolism in mouse hepatocytes through cholic acid (CA) - farnesoid x receptor (FXR) pathway. Current Molecular Medicine. 20 (8), 661-666 (2020).
  29. Akateh, C., Beal, E. W., Whitson, B. A., Black, S. M. Normothermic ex-vivo liver perfusion and the clinical implications for liver transplantation. Journal of Clinical and Translational Hepatology. 6 (3), 276-282 (2018).
  30. Westerkamp, A. C., et al. Metformin preconditioning improves hepatobiliary function and reduces injury in a rat model of normothermic machine perfusion and orthotopic transplantation. Transplantation. 104 (9), e271-e280 (2020).
  31. Nösser, M., et al. Development of a rat liver machine perfusion system for normothermic and subnormothermic conditions. Tissue Engineering. Part A. 26 (1-2), 57-65 (2020).
  32. Yao, J., et al. Extracellular vesicles derived from human umbilical cord mesenchymal stem cells alleviate rat hepatic ischemia-reperfusion injury by suppressing oxidative stress and neutrophil inflammatory response. FASEB Journal. 33 (2), 1695-1710 (2019).
  33. Haque, O., et al. The effect of blood cells retained in rat livers during static cold storage on viability outcomes during normothermic machine perfusion. Scientific Reports. 11 (1), 23128(2021).
  34. Gillooly, A. R., Perry, J., Martins, P. N. First report of siRNA uptake (for RNA interference) during ex vivo hypothermic and normothermic liver machine perfusion. Transplantation. 103 (3), e56-e57 (2019).
  35. Beal, E. W., et al. A small animal model of ex vivo normothermic liver perfusion. Journal of visualized experiments. (136), e57541(2018).
  36. Claussen, F., et al. Dual versus single vessel normothermic ex vivo perfusion of rat liver grafts using metamizole for vasodilatation. PLoS One. 15 (7), (2020).
  37. Yang, L., et al. Bone marrow mesenchymal stem cells combine with normothermic machine perfusion to improve rat donor liver quality-the important role of hepatic microcirculation in donation after circulatory death. Cell and Tissue Research. 381 (2), 239-254 (2020).
  38. Wu, L., et al. Bone marrow mesenchymal stem cells modified with heme oxygenase-1 alleviate rejection of donation after circulatory death liver transplantation by inhibiting dendritic cell maturation in rats. International Immunopharmacology. 107, 108643(2022).
  39. Lonati, C., et al. Quantitative Metabolomics of Tissue, Perfusate, and Bile from Rat Livers Subjected to Normothermic Machine Perfusion. Biomedicines. 10 (3), (2022).
  40. Oldani, G., et al. The impact of short-term machine perfusion on the risk of cancer recurrence after rat liver transplantation with donors after circulatory death. PLoS One. 14 (11), e0224890(2019).
  41. Abraham, N., et al. Two compartment evaluation of liver grafts during acellular room temperature machine perfusion (acRTMP) in a rat liver transplant model. Frontiers in Medicine (Lausanne). 9, 804834(2022).
  42. Scheuermann, U., et al. Sirtuin-1 expression and activity is diminished in aged liver grafts. Scientific Reports. 10 (1), 11860(2020).
  43. Scheuermann, U., et al. Damage-associated molecular patterns induce inflammatory injury during machine preservation of the liver: potential targets to enhance a promising technology. Liver Transplantation. 25 (4), 610-626 (2019).
  44. Carnevale, M. E., et al. The novel N, N-bis-2-hydroxyethyl-2-aminoethanesulfonic acid-gluconate-polyethylene glycol-hypothermic machine perfusion solution improves static cold storage and reduces ischemia/reperfusion injury in rat liver transplant. Liver Transplantation. 25 (9), 1375-1386 (2019).
  45. Von,, Horn, C., Zlatev, H., Pletz, J., Lüer, B., Minor, T. Comparison of thermal variations in post-retrieval graft conditioning on rat livers. Artificial Organs. 46 (2), 239-245 (2022).
  46. Tomizawa, M., et al. Oncostatin M in William's E medium is suitable for initiation of hepatocyte differentiation in human induced pluripotent stem cells. Molecular Medicine Reports. 15 (5), 3088-3092 (2017).
  47. Dondossola, D., et al. Human red blood cells as oxygen carriers to improve ex-situ liver perfusion in a rat model. Journal of Clinical medicine. 8 (11), (2019).
  48. Jägers, J., Wrobeln, A., Ferenz, K. B. Perfluorocarbon-based oxygen carriers: from physics to physiology. European Journal of Physiology. 473 (2), 139-150 (2021).
  49. Jia, J., et al. A promising ex vivo liver protection strategy: machine perfusion and repair. Surgery and Nutrition. 8 (2), 142-143 (2019).
  50. Jennings, H., et al. The immunological effect of oxygen carriers on normothermic ex vivo liver perfusion. Frontiers in Immunology. 13, 833243(2022).
  51. Kim, J. S., et al. Carbamazepine suppresses calpain-mediated autophagy impairment after ischemia/reperfusion in mouse livers. Toxicology and Applied Pharmacology. 273 (3), 600-610 (2013).
  52. Imber, C. J., et al. Advantages of normothermic perfusion over cold storage in liver preservation. Transplantation. 73 (5), 701-709 (2002).
  53. Tolboom, H., et al. Recovery of warm ischemic rat liver grafts by normothermic extracorporeal perfusion. Transplantation. 87 (2), 170-177 (2009).
  54. Rigo, F., Navarro-Tableros, V., De Stefano, N., Calleri, N., Romagnoli, A. Ex vivo normothermic hypoxic rat liver perfusion model: an experimental setting for organ recondition and pharmacological intervention. Methods in Molecular Biology. 2269, 139-150 (2021).
  55. van Dyk, J. C., Pieterse, G. M., van Vuren, J. H. Histological changes in the liver of Oreochromis mossambicus (Cichlidae) after exposure to cadmium and zinc. Ecotoxicology and Environmental Safety. 66 (3), 432-440 (2007).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

normotermiczna perfuzja w trobyperfuzja ex vivokonserwacja w troby mysiejsystem perfuzji maszynowejkaniulacja y y wrotnejkaniulacja przewodu ciowegop ukanie roztworem soli fizjologicznej z heparynanaliza perfuzatubarwienie hematoksylin i eozynintegralno morfologiczna
Normothermiczna perfuzja płuc ex vivo w wątrobie u myszy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.