Artykuł metodologiczny

Skuteczne techniki karmienia i hodowli ex situ wysiadującego koralowca skleraktynowego, Pocillopora acuta

DOI:

10.3791/65395

⸱

23 czerwca 2023

 ,  ,  ,  , 
1Department of Planning and Research, National Museum of Marine Biology & Aquarium, 2Department of Marine Biotechnology and Resources, National Sun Yat-sen University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zmiany klimatyczne wpływają na ekosystemy raf koralowych na całym świecie. Koralowce pochodzące z systemów akwakultury ex situ mogą pomóc w odbudowie i badaniach naukowych. W tym artykule przedstawiono techniki karmienia i hodowli koralowców, które można wykorzystać do promowania długoterminowego utrzymania wysiadujących koralowców skleraktyńskich ex situ.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zmiany klimatyczne wpływają na przetrwanie, wzrost i rekrutację koralowców na całym świecie, a w ciągu najbliższych kilku dekad spodziewane są duże zmiany w obfitości i składzie społeczności w ekosystemach rafowych. Rozpoznanie tej degradacji rafy zainspirowało szereg nowatorskich aktywnych interwencji opartych na badaniach i odbudowie. Akwakultura ex situ może odgrywać rolę pomocniczą poprzez ustanowienie solidnych protokołów hodowli koralowców (np. w celu poprawy zdrowia i reprodukcji w długoterminowych doświadczeniach) oraz poprzez zapewnienie stałej podaży stad wylęgowych (np. do wykorzystania w projektach odbudowy). Tutaj przedstawiono proste techniki karmienia i hodowli ex situ wysiadujących koralowców skleraktyńskich na przykładzie pospolitego i dobrze zbadanego koralowca, Pocillopora acuta. Aby zademonstrować to podejście, kolonie koralowców wystawiono na działanie różnych temperatur (24 °C vs. 28 °C) i zabiegów żywieniowych (karmione vs. niekarmione), a także porównano wydajność reprodukcyjną i czas rozrodczości, a także wykonalność karmienia koralowców naupliami artemii w obu temperaturach. Wydajność reprodukcyjna wykazała dużą zmienność między koloniami, przy czym różne trendy zaobserwowano między zabiegami termicznymi; w temperaturze 24 °C karmione kolonie produkowały więcej larw niż kolonie niekarmione, ale odwrotną sytuację stwierdzono w koloniach hodowanych w temperaturze 28 °C. Wszystkie kolonie rozmnażały się przed pełnią księżyca, a różnice w czasie reprodukcji stwierdzono tylko między koloniami niekarmionymi w temperaturze 28 °C a koloniami karmionymi w temperaturze 24 °C (średni księżycowy dzień reprodukcji ± odchylenie standardowe: odpowiednio 6,5 ± 2,5 i 11,1 ± 2,6). Kolonie koralowców efektywnie żywiły się naupliami artemii w obu temperaturach leczenia. Proponowane techniki karmienia i hodowli koncentrują się na zmniejszeniu stresu koralowców i promowaniu długowieczności reprodukcyjnej w sposób opłacalny i dostosowany do potrzeb klienta, z wszechstronnym zastosowaniem zarówno w systemach akwakultury przepływowej, jak i recyrkulacyjnej.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wiele ekosystemów raf koralowych na całym świecie jest traconych i degradowanych w wyniku stresu związanego z wysoką temperaturą spowodowanego zmianami klimatu1,2. Blaknięcie koralowców (tj. załamanie symbiozy koralowców i glonów3) było uważane za stosunkowo rzadkie w przeszłości4, ale teraz występuje częściej5, przy czym oczekuje się, że coroczne bielenie nastąpi w wielu regionach od połowy do końca stulecia6,7. To skrócenie okresu przejściowego między zdarzeniami bielenia może ograniczyć zdolność do odporności rafy8. Bezpośredni wpływ stresu wysokotemperaturowego na kolonie koralowców (np. uszkodzenie tkanek9; depletion energii10) jest nierozerwalnie związany z pośrednimi oddziaływaniami na poziomie rafy, z których zmniejszenie zdolności reprodukcyjnej/rekrutacyjnej jest szczególnie niepokojące11. Stało się to bodźcem do szeregu badań stosowanych, takich jak na przykład aktywne usprawnianie rekrutacji in situ (np. zasiewanie raf12), nowe technologie zwiększania skali odbudowy koralowców13 oraz symulacja sygnałów reprodukcyjnych w celu wywołania reprodukcji w systemach ex situ14. Uzupełnieniem tych aktywnych interwencji jest niedawne uznanie zalet heterotroficznego żerowania koralowców w warunkach stresu wysokotemperaturowego15 oraz badanie roli, jaką dostarczanie pożywienia może odgrywać w reprodukcji16.

Wiadomo, że karmienie heterotroficzne wpływa na wydajność koralowców17 i zostało konkretnie powiązane ze zwiększonym wzrostem koralowców18,19, a także odpornością termiczną i odpornością20,21. Jednak korzyści płynące z heterotrofii nie są wszechobecne wśród gatunków koralowców22 i mogą się różnić w zależności od rodzaju spożywanego pokarmu23, a także poziomu ekspozycji na światło24. W kontekście rozmnażania koralowców, dokarmianie heterotroficzne wykazało zmienne wyniki, z obserwacjami zdolności reprodukcyjnej wyższej25, jak również niższej26 po karmieniu heterotroficznym. Wpływ żerowania heterotroficznego na rozmnażanie koralowców w całym spektrum temperatur jest rzadko oceniany, jednak w przypadku koralowca Cladocora caespitosa w klimacie umiarkowanym stwierdzono, że heterotrofia jest ważniejsza dla reprodukcji w niższych warunkach temperaturowych27. Lepsze zrozumienie roli temperatury i odżywiania się w produkcji reprodukcyjnej jest prawdopodobnie potrzebne do określenia, czy określone rafy (np. rafy związane z wysoką dostępnością pożywienia28) mają większą zdolność rekrutacji w warunkach zmian klimatycznych.

Podobnie jak w przypadku produkcji reprodukcyjnej, wpływ temperatury i odżywiania na czas reprodukcji u koralowców pozostaje stosunkowo słabo zbadany, mimo że synchronizacja reprodukcji z warunkami abiotycznymi/biotycznymi jest ważnym czynnikiem wpływającym na sukces rekrutacji w ocieplającym się oceanie29. Wykazano, że wyższe temperatury powodują wcześniejszą reprodukcję w badaniach kondycjonowania termicznego koralowców przeprowadzonych w lab30, a także zaobserwowano to w koralowcach zebranych z naturalnych raf w różnych porach roku31. Jednak, co ciekawe, odwrotny trend zaobserwowano ostatnio u karmionych koralowców hodowanych w ciągu 1 roku w systemie przepływowym ex situ (tj. rozmnażanie nastąpiło wcześniej w cyklu księżycowym przy niższych temperaturach zimowych, a później w cyklu księżycowym przy cieplejszych temperaturach lata)32. Ten kontrastujący wynik sugeruje, że czas reprodukcji może odbiegać od typowych wzorców w warunkach związanych z obfitymi zasobami energetycznymi.

Długoterminowe kontrolowane eksperymenty w różnych scenariuszach temperaturowych mogłyby przyczynić się do lepszego zrozumienia wpływu heterotrofii na rozmnażanie u koralowców skleraktynowych. Utrzymanie rozmnażających się kolonii koralowców w warunkach ex situ przez wiele cykli reprodukcyjnych może być jednak trudne (ale zobacz poprzednie badania32,33). W niniejszym artykule opisano proste i skuteczne techniki aktywnego żywienia (źródło pokarmu: Artemia nauplii) i długotrwałej hodowli koralowca wylęgowego (Pocillopora acuta) w przepływowym systemie akwakultury; Należy jednak zauważyć, że wszystkie opisane techniki mogą być również stosowane w recyrkulacyjnych systemach akwakultury. Aby zademonstrować te techniki, przeprowadzono wstępne porównanie wydajności reprodukcyjnej i czasu kolonii koralowców utrzymywanych w temperaturze 24 °C i 28 °C podczas zabiegów "karmionych" i "niekarmionych". Temperatury te zostały wybrane tak, aby przybliżyć temperaturę wody morskiej odpowiednio zimą i latem na południu Tajwanu30,34; Wyższa temperatura nie została wybrana, ponieważ głównym celem tego eksperymentu było promowanie długoterminowej hodowli ex situ, a nie testowanie reakcji koralowców na stres termiczny. Ponadto określono ilościowo gęstość naupliów artemii przed i po sesjach karmienia, aby porównać wykonalność karmienia heterotroficznego przy obu zabiegach temperaturowych.

Konkretnie, 24 kolonie P. acuta (średnia całkowita długość liniowa ± odchylenie standardowe: 21,3 cm ± 2,8 cm) uzyskano ze zbiorników przepływowych w obiektach badawczych Narodowego Muzeum Biologii Morskiej i Akwarium na południowym Tajwanie. Pocillopora acuta to pospolity gatunek koralowca, który posiada zarówno rozsiewającą strategię rozrodczą, jak i typowo lęgową35,36. Kolonie rodzicielskie tych koralowców zostały pierwotnie zebrane z rafy Outlet (21.931°E, 120.745°N) około 2 lata wcześniej na potrzeby innego eksperymentu32. W związku z tym kolonie koralowców użyte w niniejszym eksperymencie były hodowane przez całe swoje życie w warunkach hodowli ex situ; W szczególności kolonie wystawiono na działanie temperatury otoczenia i cyklu światła i ciemności trwającego 12 godzin: 12 godzin przy 250 μmolach kwantów m−2·s−1 i karmiono je naupliami Artemia dwa razy w tygodniu. Zdajemy sobie sprawę, że ta długotrwała hodowla ex situ mogła wpłynąć na sposób, w jaki kolonie zareagowały na warunki leczenia w tym eksperymencie. W związku z tym chcielibyśmy podkreślić, że głównym celem jest zilustrowanie, w jaki sposób opisane techniki mogą być skutecznie wykorzystane do hodowli koralowców ex situ, poprzez pokazanie zastosowanego przykładu, w którym oceniono wpływ temperatury i żerowania na rozmnażanie koralowców.

Kolonie koralowców były równomiernie rozmieszczone w sześciu zbiornikach do hodowli w systemie przepływowym (długość wewnętrzna zbiornika x szerokość x wysokość: 175 cm x 62 cm x 72 cm; reżim oświetlenia zbiornika: 12 h:12h światło:ciemny cykl przy 250 μmol kwanty m−2·s−1) (Rysunek 1A). Temperaturę w trzech zbiornikach ustalono na 28 °C, a w pozostałych trzech zbiornikach na 24 °C; każdy zbiornik posiadał rejestrator, który rejestrował temperaturę co 10 minut (patrz Tabela Materiałów). Temperatura była niezależnie kontrolowana w każdym zbiorniku za pomocą agregatów chłodniczych i grzałek, a cyrkulacja wody była utrzymywana za pomocą silników przepływowych (patrz Tabela Materiałów). Połowa kolonii w każdym zbiorniku (n = 2 kolonie/zbiornik) była karmiona naupliami artemii dwa razy w tygodniu, podczas gdy pozostałe kolonie nie były karmione. Każda sesja karmienia trwała 4 godziny i była prowadzona w dwóch niezależnych zbiornikach do karmienia w zależności od temperatury. Podczas karmienia wszystkie rodziny zostały przeniesione do zbiorników do karmienia, w tym kolonie niekarmione, aby ustandaryzować potencjalny efekt stresu związany z przenoszeniem kolonii między zbiornikami. Kolonie w karmionych i niekarmionych kuracjach umieszczono we własnych komorach za pomocą siatkowej ramy w zbiornikach do karmienia o określonej temperaturze, tak aby tylko kolonie w stanie odżywionym otrzymywały pokarm. Wydajność reprodukcyjna i czas rozrodu koralowców były oceniane dla każdej kolonii codziennie o godzinie 09:00, licząc liczbę larw, które zostały wypuszczone do pojemników do zbierania larw w nocy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Wiszące kolonie koralowcóww zbiornikach akwakultury ex situ

  1. Umieść pręt z karbem (długość x szerokość x wysokość: 75 cm x 1 cm x 3 cm), zwany dalej "drążkiem do zawieszania", w poprzek zbiornika hodowlanego, przygotowując się do zawieszenia kolonii koralowców.
    UWAGA: Drążek do zawieszania użyty w tym eksperymencie został wykonany na zamówienie, ale prosta rura PVC z wystającymi (tj. Działającymi jako nacięcia) byłaby wystarczająca, o ile można ją ustawić w stabilny sposób na górze zbiornika hodowlanego i jest wystarczająco mocna, aby utrzymać koralowce.
  2. Zmierz kawałek żyłki (patrz Tabela Materiałów) do ~1,5 m długości, a następnie złóż go na pół dwa razy.
    UWAGA: Początkową długość żyłki należy dobrać na podstawie pożądanej końcowej pozycji kolonii koralowców w zbiorniku hodowlanym.
  3. Zrób mały węzeł na końcu złożonej żyłki, który ma początkowe końce żyłki.
    UWAGA: Po wykonaniu węzła powinny znajdować się dwie duże pętle na dole i jedna mała pętelka na górze.
  4. Umieść kolonię koralowców pośrodku dwóch dużych pętli tak, aby pętle były umieszczone wokół kolonii i mogły bezpiecznie trzymać koralowiec, gdy jest zawieszony w wodzie.
  5. Zaczep małą górną pętlę żyłki w nacięciu na drążku do zawieszania (Rysunek 1B).

2. Karmienie koralowców

  1. Wykonanie pojemnika do karmienia
    1. Zbuduj prostokątną ramę za pomocą rury akrylowej (długość x szerokość x wysokość: 25 cm x 60 cm x 25 cm). Zrób dwie oddzielne komory w ramie, w których można umieścić odpowiednio karmione i niekarmione koralowce (Rysunek 1C).
      UWAGA: Rura akrylowa została użyta, ponieważ jest lekka (tj. w przeciwieństwie do cięższej rury PVC), a zatem może ułatwić łatwiejsze przemieszczanie pojemnika do karmienia do / z komór hodowlanych.
    2. Użyj gorącego pistoletu do klejenia, aby przykleić 100 μm siatki planktonowej do spodu i boków ramy.
    3. Wywierć w sumie ~10 małych otworów (o średnicy 0,5 cm) w rurach (szczególnie wzdłuż boków i dolnej części ramy), aby zapobiec unoszeniu się pojemnika do karmienia po umieszczeniu w zbiorniku hodowlanym.
    4. Wywierć otwory (o średnicy ~0,5 cm) w siatce planktonowej w każdym rogu pojemnika do karmienia.
    5. Umieść rurkę o długości 8 cm i średnicy 0,5 cm przez otwory narożne i użyj gorącego pistoletu do klejenia, aby zamocować ją na miejscu.
      UWAGA: Te kawałki rurki zostaną podłączone do pompy powietrza i kamieni bąbelkowych podczas karmienia (więcej szczegółów można znaleźć w kroku 2.3.2).
  2. Uprawa artemii
    1. Zbierz 2 litry wody morskiej z niezależnego zbiornika do karmienia i wlej wodę morską do pojemnika wylęgowego Artemia (Rysunek 1D).
      UWAGA: W niniejszym eksperymencie wykorzystanym do zademonstrowania protokołów użyto dwóch niezależnych zbiorników do karmienia specyficznych dla leczenia, co wymagało przygotowania dwóch pojemników wylęgowych do uprawy artemii.
    2. Podłącz pompę powietrza do rurki podłączonej do dna pojemnika wylęgowego na około 10 minut przed dodaniem torbieli artemii.
    3. Czekając, użyj wagi, aby zmierzyć 8 g torbieli artemii (patrz Tabela Materiałów).
      UWAGA: Aby uzyskać średnią gęstość 35 pojedynczych nauplii artemii/ml, zgodnie z sugestią Huang et al.19, użyj proporcji 4 g torbieli artemii na 1 l wody morskiej.
    4. Po 10 minutach wlej 8 g torbieli artemii do pojemnika wylęgowego.
    5. Wysiaduj torbiele artemii przez 48 godzin.
  3. Przygotowanie zbiornika do karmienia
    1. Umieść pojemnik do karmienia w zbiorniku do karmienia tak, aby górna część pojemnika znajdowała się nad powierzchnią wody.
    2. Podłącz zewnętrzną część rurki narożnej pojemnika do karmienia do pompy powietrza, która będzie dostarczać powietrze do kamieni bąbelkowych, aby ułatwić cyrkulację wody podczas karmienia.
    3. Włączyć pompę powietrza ~5 min przed rozpoczęciem karmienia.
  4. Wzbogacanie i zbieranie nauplii artemii
    1. Dodać 1,5 ml diety wzbogacającej (patrz Tabela Materiałów) do pojemnika wylęgowego na 2 godziny przed pożądanym czasem karmienia.
      UWAGA: Stosunek 0,75 ml diety wzbogacającej na 1 l wody morskiej jest zalecany przez Huang et al.19.
    2. Po 2 godzinach zakręcić zawór doprowadzający powietrze do pojemnika wylęgowego.
    3. Przykryj pojemnik wylęgowy kartonem, aby wykluczyć światło otoczenia, i umieść źródło światła (wystarczy latarka do telefonu komórkowego) u podstawy pojemnika wylęgowego na 5 minut, aby przyciągnąć naupliusy artemii do dna pojemnika, a tym samym ułatwić oddzielenie żywych naupliów artemii od pustych skorupek.
    4. Po 5 minutach wyjmij pudełko i źródło światła.
    5. Umieść dzbanek miarowy o pojemności 3 l pod pojemnikiem wylęgowym.
    6. Odłącz rurkę od pojemnika wylęgowego, aby umożliwić przepływ nauplii artemii i roztworu wody morskiej do dzbanka miarowego; zebrać 1 l roztworu nauplii artemii i wody morskiej.
      UWAGA: Zbierz tylko połowę objętości w pojemniku wylęgowym, aby wykluczyć niechciane puste skorupy.
    7. Stojąc w bliskiej odległości od zbiornika do karmienia, przelej nauplii Artemia i roztwór wody morskiej przez sitko o średnicy 100 μm, aby oddzielić nauplii Artemia (które pozostaną w sitku) od wody morskiej.
    8. Nauplia artemii znajdujące się w sitku należy dwukrotnie przepłukać wodą ze zbiornika do karmienia.
    9. Nauplia Artemia są teraz gotowe do użycia.
  5. Karmienie kolonii koralowców
    1. Rozładuj nauplii artemii, umieszczając sitko z kroku 2.4.8 w zbiorniku do karmienia.
    2. Ręcznie wymieszaj wodę w zbiorniku, aby równomiernie rozprowadzić nauplii Artemia.
      UWAGA: Po tym etapie należy pobrać próbki w celu ilościowego określenia gęstości nauplii artemii przed karmieniem (więcej szczegółów można znaleźć w kroku 3.1).
    3. Przenieś każdy drążek do zawieszania (z koloniami koralowców nadal zwisającymi z pręta) ze zbiornika hodowlanego do zbiornika do karmienia i ustaw pręt tak, aby bezpiecznie spoczywał na górnej części zbiornika do karmienia. Czas, przez jaki koralowce są wystawione na działanie powietrza, powinien być jak najkrótszy.
      UWAGA: Upewnij się, że kolonie nie stykają się ze sobą i mają wystarczająco dużo miejsca na chwytanie pokarmu (np. w odległości ~5 cm od siebie).
    4. Wyłącz światła w zbiornikach do karmienia lub użyj nieszczelnej pokrywy, aby przykryć zbiornik do karmienia, aby uniknąć zakłóceń świetlnych podczas karmienia.
    5. Pozwól koloniom żerować bez przeszkód przez 4 godziny.
    6. Po 4 godzinach należy pobrać próbki w celu ilościowego określenia gęstości nauplii artemii po karmieniu (więcej szczegółów znajduje się w kroku 3.1).
  6. Sprzątanie po karmieniu
    1. Po zakończeniu sesji karmienia usuń kolonie koralowców. Wyjmij wiszące pręty ze zbiornika do karmienia pojedynczo i dokładnie spłucz każdy koralowiec wodą morską z odpowiedniego zbiornika hodowlanego, aby usunąć wszelkie pozostałości nauplii artemii.
      UWAGA: Opłucz kolonie na stabilnej powierzchni, a nie podczas zwisu, aby zmniejszyć ryzyko uszkodzeń, które mogą wystąpić, jeśli kolonie będą się kołysać w przód iw tył podczas płukania. Zgodnie z początkowym transferem, utrzymuj jak najkrótszy czas, przez jaki koralowce są wystawione na działanie powietrza.
    2. Umieść wiszące pręty (z zawieszonymi koralowcami) z powrotem w zbiornikach hodowlanych.
    3. Odłącz rurki łączące pojemnik do karmienia z pompą powietrza i wyjmij pojemnik do karmienia ze zbiornika do karmienia.
    4. Dokładnie wypłucz pojemnik do karmienia świeżą wodą, aby usunąć wszystkie pozostałe nauplia artemii.

3. Kwantyfikacja gęstości nauplii artemii przed i po karmieniu

  1. Pobieranie próbek
    1. Próbki należy pobrać w dwóch punktach czasowych: po pierwsze, gdy nauplia artemii zostaną rozładowane i równomiernie rozprowadzone w pojemniku do karmienia (krok 2.5.2) i ponownie po zakończeniu sesji karmienia (krok 2.5.6).
    2. Dla każdego punktu czasowego użyj trzech strzykawek, aby pobrać 20 ml wody odpowiednio z powierzchni, środkowej warstwy i dolnej warstwy pojemnika do karmienia.
  2. Rozcieńczenie próbki
    1. Dla każdej strzykawki przenieść 20 ml próbki wody do niezależnej zlewki o pojemności 500 ml.
    2. Dodać 180 ml gorącej wody (~60 °C) do zlewki (rozcieńczenie 1:10).
      UWAGA: Gorąca woda służy do unieruchamiania naupliusów artemii w celu zwiększenia dokładności liczenia.
    3. Dodać 2 ml próbki wody ze zlewki do każdego dołka płytki 9-dołkowej.
      UWAGA: Wymieszaj próbkę w zlewce, aby równomiernie rozprowadzić nauplia artemii w słupie wody przed pobraniem 2 ml próbki.
    4. Policz liczbę naupliów artemii w każdym dołku pod mikroskopem stereoskopowym przy użyciu 6,5-krotnego powiększenia (patrz tabela materiałów).
  3. Obliczanie gęstości nauplii artemii
    1. Podziel liczbę nauplii artemii w każdym studzienku przez 2, aby uzyskać liczbę nauplii artemii na ml. Następnie pomnóż tę liczbę przez 10 (aby uwzględnić rozcieńczenie), aby obliczyć gęstość nauplii artemii.
    2. Oblicz średnią gęstość nauplii artemii (tj. średnią gęstość w 27 powtórzeniach dołka przed i po karmieniu), aby porównać gęstość nauplii artemii między karmieniem i po karmieniu.

4. Kolekcja larw koralowców

  1. Tworzenie pojemnika na larwy (Rysunek 1E)
    1. Wybierz plastikową butelkę na wodę o pojemności 6 litrów i całkowicie odetnij spód butelki.
      UWAGA: Ten otwór będzie służył do przenoszenia kolonii do i z pojemnika na larwy.
    2. Utwórz dwa okna, wycinając prostokąt o wymiarach ~15 cm x 20 cm z każdej strony butelki.
      UWAGA: Plastikowa butelka na wodę o pojemności 6 litrów jest odpowiednia dla koralowców o średnicy ~15 cm; Zmodyfikuj rozmiar butelki w zależności od wielkości badanych koralowców.
    3. Użyj gorącego pistoletu do klejenia, a następnie żywicy epoksydowej, aby przykleić siatkę planktonową o grubości 100 μm do każdego z okien.
    4. Wykonaj dwa małe otwory (o średnicy ~0,5 cm) z każdej strony dna butelki.
    5. Przełóż sznurek przez dwa małe otwory i zawiąż oba końce, aby utworzyć uchwyt do zaczepienia pojemnika na larwy na drążku do zawieszania.
    6. Przed pierwszym użyciem umieść butelki w zbiorniku przepływowym (bez koralowców) na co najmniej 24 godziny, aby usunąć wszelkie pozostałości kleju.
  2. Przygotowanie do zbierania koralowców
    1. Całkowicie zanurz pojemnik na larwy w zbiorniku hodowlanym.
    2. Umieść kolonię w pojemniku na larwy, trzymając zarówno kolonię, jak i pojemnik zanurzone w wodzie.
    3. Zaczepić uchwyt pojemnika na larwy na drążku do zawieszania.
      UWAGA: Po zawieszeniu upewnij się, że górna część pojemnika na odpady znajduje się ~3 cm nad wodą.
    4. Powtarzać kroki 4.2.1-4.2.3, aż wszystkie kolonie znajdą się w pojemnikach na larwy.
  3. Zbieranie i liczenie larw koralowców
    1. Przygotuj dzbanek miarowy o pojemności 3 l, miskę, pipetę o pojemności 3 ml i probówki o pojemności 50 ml.
    2. Odczep żyłkę od wiszącego drążka i wyjmij jedną kolonię z pojemnika na larwy. Natychmiast umieść kolonię z powrotem w zbiorniku hodowlanym.
      UWAGA: Upewnij się, że czas ekspozycji na powietrze jest jak najkrótszy.
    3. Połóż jedną rękę na końcówce pojemnika na larwy.
      UWAGA: Gdy pojemnik na larwy jest wypełniony wodą, może być ciężki. Bez odpowiedniego podparcia pojemnik może pęknąć podczas wyjmowania go z wody.
    4. Odczep "uchwyt" pojemnika na larwy od drążka do zawieszania.
    5. Powoli wyjmij pojemnik na larwy z wody.
    6. Trzymaj pojemnik zbiorczy pod kątem około 45° nad zbiornikiem hodowli przez kilka sekund, aby nadmiar wody mógł spłynąć z powrotem do zbiornika przez okna pojemnika na larwy.
      UWAGA: Nie należy ustawiać pojemnika pod kątem większym niż 45°, aby zmniejszyć ryzyko wylania larw z górnej części pojemnika.
    7. Wyjmij pojemnik na larwy ze zbiornika i umieść go na górze dzbanka miarowego.
    8. Przed odkręceniem nakrętki użyj jednego palca, aby przyłożyć umiarkowany nacisk na nakrętkę, a następnie odkręć nakrętkę.
      UWAGA: Woda znajdująca się w pojemniku zbiorczym może zostać szybko uwolniona po zdjęciu nakrętki, jeśli nie jest ona najpierw podparta palcem (tj. potencjalnie powodując utratę larw).
    9. Przenieś część wody z dzbanka miarowego do miski.
    10. Ręcznie policz liczbę larw w misce za pomocą pipety o pojemności 3 ml, aby przenieść larwy do probówki o pojemności 50 ml.
      UWAGA: Należy pamiętać, że niektóre larwy mogą utknąć w pipecie. Jeśli tak się stanie, wlej trochę wody morskiej do pipety i delikatnie potrząśnij, jednocześnie zamykając pipetę jednym palcem, aby poluzować larwy.
    11. Kontynuować kroki 4.3.9 i 4.3.10, aż wszystkie larwy zostaną policzone. Na tym etapie larwy można wykorzystać w kolejnych eksperymentach.
    12. Powtórz kroki 4.3.2-4.3.10 dla wszystkich pozostałych kolonii koralowców.
      UWAGA: Miarkę i miskę należy płukać między koloniami.
    13. Po zakończeniu liczenia dokładnie wypłucz każdy pojemnik zbiorczy świeżą wodą, zwłaszcza okna.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisane protokoły pozwoliły na (1) porównanie wydajności reprodukcyjnej i czasu poszczególnych kolonii koralowców między różnymi zabiegami żywieniowymi i temperaturowymi oraz (2) ocenę wykonalności karmienia nauplii artemii w różnych temperaturach. W niniejszym dokumencie przedstawiono krótki przegląd wyników, ale należy zachować ostrożność w odniesieniu do szerokiej interpretacji zgłoszonego wpływu temperatury i żerowania na reprodukcję koralowców ze względu na krótkoterminowy charakter tego eksperymentu (tj. t...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta wstępna ocena wpływu temperatury i żerowania na reprodukcję koralowców ujawniła różnice w wydajności reprodukcyjnej i czasie rozrodu między koloniami hodowanymi w różnych warunkach traktowania. Co więcej, stwierdzono, że karmienie kolonii koralowców naupliami artemii wydaje się być skuteczne zarówno w stosunkowo niskich (24°C), jak i ciepłych temperaturach (28°C). Te połączone odkrycia podkreślają możliwość zastosowania tych prostych technik do karmienia i hodowli koralowców skleraktyńskich (na przykładzie

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają konkurencyjnych interesów finansowych ani innych konfliktów interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie zostało sfinansowane przez Ministerstwo Nauki i Technologii (Tajwan), granty o numerach MOST 111-2611-M-291-005 i MOST 111-2811-M-291-001.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Torbiele artemii Supreme plusNAŹródło żywności 
ChillerResunCL650Aby schłodzić temperaturę wody w razie potrzeby
Przenośny miernik przewodnościWTWCond 3110Do pomiaru zasolenia
Diety wzbogacająceOmegaNAUżywany w uprawie artemii
Żyłka wędkarskaSuperNylon monofilamentDo zawieszania kolonii koralowców
Silniki przepływoweMaxspectGP03Tworzyć
przepływ wody Grzałka 350 WISTANAGrzałki stosowane w zbiornikach
Wiszący rejestrator temperatury HOBOOnset ComputerUA-002-08Do rejestrowania temperatury wody
Diody LEDMean WellFTS: HLG-185H-36BNA
Lekki przenośny miernikLI-CORLI-250AUrządzenie używane z czujnikiem światła do pomiaru natężenia światła w PAR
Czujnik światłaLI-CORLI-193SANA
Siatka planktonowa 100 &mikro; m rozmiar oczekOmegaNADo zbierania larw i artemii 
Pompa pierwotna 6000 L/HMr. AquaBP6000Do pobierania wody ze zbiorników do agregatu chłodniczego
Miernik prądu śmigłowegoKENEKGR20Urządzenie używane z detektorem śmigłowym do pomiaru natężenia przepływu
Detektor śmigłowyKENEKGR3T-2-20NNA
Mikroskop stereoskopowyZeissStemi 2000-C Aby policzyć liczbę artemii 
Regulator temperatury 1000 WRep ParkO-RP-SDP-1Do ustawiania i utrzymywania temperatury wody

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Hughes, T. P., et al. Coral reefs in the Anthropocene. Nature. 546 (7656), 82-90 (2017).
  2. Special Report on the Ocean and Cryosphere in a changing climate. Intergovernmental Panel on Climate Change. , Available from: https://www.ipcc.ch/srocc/ (2019).
  3. van Oppen, M. J. H., Lough, J. M. Synthesis: Coral bleaching: patterns, processes, causes and consequences. Coral Bleaching: Patterns, Processes, Causes and Consequences. , Springer. Cham, Switzerland. 343-348 (2018).
  4. Glynn, P. W. Coral reef bleaching: Ecological perspectives. Coral Reefs. 12 (1), 1-17 (1993).
  5. Hughes, T. P., et al. Spatial and temporal patterns of mass bleaching of corals in the Anthropocene. Science. 359 (6371), 80-83 (2018).
  6. Grottoli, A. G., et al. The cumulative impact of annual coral bleaching can turn some coral species winners into losers. Global Change Biology. 20 (12), 3823-3833 (2014).
  7. Frieler, K., et al. Limiting global warming to 2 °C is unlikely to save most coral reefs. Nature Climate Change. 3 (2), 165-170 (2013).
  8. Montefalcone, M., Morri, C., Bianchi, C. N. Long-term change in bioconstruction potential of Maldivian coral reefs following extreme climate anomalies. Global Change Biology. 24 (12), 5629-5641 (2018).
  9. Traylor-Knowles, N. Heat stress compromises epithelial integrity in the coral, Acropora hyacinthus. PeerJ. 7, e6510(2019).
  10. Anthony, K. R. N., Hoogenboom, M. O., Maynard, J. A., Grottoli, A. G., Middlebrook, R. Energetics approach to predicting mortality risk from environmental stress: a case study of coral bleaching. Functional Ecology. 23 (3), 539-550 (2009).
  11. Ward, S., Harrison, P., Hoegh-Guldberg, O. Coral bleaching reduces reproduction of scleractinian corals and increases susceptibility to future stress. Proceedings of the 9th Coral Reef Symposium. , 1123-1128 (2002).
  12. Suzuki, G., et al. Enhancing coral larval supply and seedling production using a special bundle collection system "coral larval cradle" for large-scale coral restoration. Restoration Ecology. 28 (5), 1172-1182 (2020).
  13. Schmidt-Roach, S., et al. Novel infrastructure for coral gardening and reefscaping. Frontiers in Marine Science. 10, 1110830(2023).
  14. Craggs, J., et al. Inducing broadcast coral spawning ex situ: Closed system mesocosm design and husbandry protocol. Ecology and Evolution. 7 (24), 11066-11078 (2017).
  15. Conti-Jerpe, I. E., et al. Trophic strategy and bleaching resistance in reef-building corals. Science Advances. 6 (15), 5443(2020).
  16. Bellworthy, J., Spangenberg, J. E., Fine, M. Feeding increases the number of offspring but decreases parental investment of Red Sea coral Stylophora pistillata. Ecology and Evolution. 9 (21), 12245-12258 (2019).
  17. Houlbrèque, F., Ferrier-Pagès, C. Heterotrophy in tropical scleractinian corals. Biological Reviews. 84 (1), 1-17 (2009).
  18. Ferrier-Pagès, C., Witting, J., Tambutté, E., Sebens, K. P. Effect of natural zooplankton feeding on the tissue and skeletal growth of the scleractinian coral Stylophora pistillata. Coral Reefs. 22 (3), 229-240 (2003).
  19. Huang, Y. -L., Mayfield, A. B., Fan, T. -Y. Effects of feeding on the physiological performance of the stony coral Pocillopora acuta. Scientific Reports. 10 (1), 19988(2020).
  20. Tagliafico, A., et al. Lipid-enriched diets reduce the impacts of thermal stress in corals. Marine Ecology Progress Series. 573, 129-141 (2017).
  21. Huffmyer, A. S., Johnson, C. J., Epps, A. M., Lemus, J. D., Gates, R. D. Feeding and thermal conditioning enhance coral temperature tolerance in juvenile Pocillopora acuta. Royal Society Open Science. 8 (5), 210644(2021).
  22. Grottoli, A. G., Rodrigues, L. J., Palardy, J. E. Heterotrophic plasticity and resilience in bleached corals. Nature. 440 (7088), 1186-1189 (2006).
  23. Conlan, J. A., Bay, L. K., Severati, A., Humphrey, C., Francis, D. S. Comparing the capacity of five different dietary treatments to optimise growth and nutritional composition in two scleractinian corals. PLoS One. 13 (11), 0207956(2018).
  24. Treignier, C., Grover, R., Ferrier-Pagés, C., Tolosa, I. Effect of light and feeding on the fatty acid and sterol composition of zooxanthellae and host tissue isolated from the scleractinian coral Turbinaria reniformis. Limnology and Oceanography. 53 (6), 2702-2710 (2008).
  25. Gori, A., et al. Effects of food availability on the sexual reproduction and biochemical composition of the Mediterranean gorgonian Paramuricea clavata. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 444, 38-45 (2013).
  26. Séré, M. G., Massé, L. M., Perissinotto, R., Schleyer, M. H. Influence of heterotrophic feeding on the sexual reproduction of Pocillopora verrucosa in aquaria. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 395 (1), 63-71 (2010).
  27. Rodolfo-Metalpa, R., Peirano, A., Houlbrèque, F., Abbate, M., Ferrier-Pagès, C. Effects of temperature, light and heterotrophy on the growth rate and budding of the temperate coral Cladocora caespitosa. Coral Reefs. 27 (1), 17-25 (2008).
  28. Fox, M. D., et al. Gradients in primary production predict trophic strategies of mixotrophic corals across spatial scales. Current Biology. 28 (21), 3355-3363 (2018).
  29. Shlesinger, T., Loya, Y. Breakdown in spawning synchrony: A silent threat to coral persistence. Science. 365 (6457), 1002-1007 (2019).
  30. McRae, C. J., Huang, W. -B., Fan, T. -Y., Côté, I. M. Effects of thermal conditioning on the performance of Pocillopora acuta adult coral colonies and their offspring. Coral Reefs. 40 (5), 1491-1503 (2021).
  31. Fan, T. Y., et al. Plasticity in lunar timing of larval release of two brooding pocilloporid corals in an internal tide-induced upwelling reef. Marine Ecology Progress Series. 569, 117-127 (2017).
  32. Lam, K. -W., et al. Consistent monthly reproduction and completion of a brooding coral life cycle through ex situ culture. Diversity. 15 (2), 218(2023).
  33. O'Neil, K. L., Serafin, R. M., Patterson, J. T., Craggs, J. R. K. Repeated ex situ Spawning in two highly disease susceptible corals in the family Meandrinidae. Frontiers in Marine Science. 8, 669976(2021).
  34. Keshavmurthy, S., et al. Coral Reef resilience in Taiwan: Lessons from long-term ecological research on the Coral Reefs of Kenting national park (Taiwan). Journal of Marine Science and Engineering. 7 (11), 388(2019).
  35. Smith, H. A., Moya, A., Cantin, N. E., van Oppen, M. J. H., Torda, G. Observations of simultaneous sperm release and larval planulation suggest reproductive assurance in the coral Pocillopora acuta. Frontiers in Marine Science. 6, 362(2019).
  36. Yeoh, S. -R., Dai, C. -F. The production of sexual and asexual larvae within single broods of the scleractinian coral, Pocillopora damicornis. Marine Biology. 157 (2), 351-359 (2010).
  37. Bates, D., Mächler, M., Bolker, B., Walker, S. Fitting linear mixed-effects models using lme4. Journal of Statistical Software. 67 (1), 1-48 (2015).
  38. Kuznetsova, A., Brockhoff, P. B., Christensen, R. H. B. lmerTest package: Tests in linear mixed effects models. Journal of Statistical Software. 82 (13), 1-26 (2017).
  39. Length, R. Emmeans: Estimated marginal means, aka least-squares means. R Package Version 1.7.4-1. , (2022).
  40. Fox, J., Weisberg, S. An R Companion to Applied Regression. Third edition. , SAGE Publications, Inc. Newbury Park, CA. (2019).
  41. Harell, F. E. Hmisc: Harrell Miscellaneous_. R package version 4.7-1. , (2022).
  42. Donelson, J. M., Munday, P. L., McCormick, M. I., Pankhurst, N. W., Pankhurst, P. M. Effects of elevated water temperature and food availability on the reproductive performance of a coral reef fish. Marine Ecology Progress Series. 401, 233-243 (2010).
  43. Torres, G., Giménez, L. Temperature modulates compensatory responses to food limitation at metamorphosis in a marine invertebrate. Functional Ecology. 34 (8), 1564-1576 (2020).
  44. Borell, E. M., Bischof, K. Feeding sustains photosynthetic quantum yield of a scleractinian coral during thermal stress. Oecologia. 157 (4), 593-601 (2008).
  45. Ferrier-Pagès, C., Rottier, C., Beraud, E., Levy, O. Experimental assessment of the feeding effort of three scleractinian coral species during a thermal stress: Effect on the rates of photosynthesis. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 390 (2), 118-124 (2010).
  46. Harriott, V. J. Reproductive seasonality, settlement, and post-settlement mortality of Pocillopora damicornis (Linnaeus), at Lizard Island, Great Barrier Reef. Coral Reefs. 2 (3), 151-157 (1983).
  47. Shefy, D., Shashar, N., Rinkevich, B. The reproduction of the Red Sea coral Stylophora pistillata from Eilat: 4-decade perspective. Marine Biology. 165 (2), 27(2018).
  48. Rinkevich, B., Loya, Y. Variability in the pattern of sexual reproduction of the coral Stylophora pistillata at Eilat, Red Sea: a long-term study. The Biological Bulletin. 173 (2), 335-344 (1987).
  49. Combosch, D. J., Vollmer, S. V. Mixed asexual and sexual reproduction in the Indo-Pacific reef coral Pocillopora damicornis. Ecology and Evolution. 3 (10), 3379-3387 (2013).
  50. Fan, T. -Y., Dai, C. -F. Reproductive plasticity in the reef coral Echinopora lamellosa. Marine Ecology Progress Series. 190, 297-301 (1999).
  51. Crowder, C. M., Liang, W. -L., Weis, V. M., Fan, T. -Y. Elevated temperature alters the lunar timing of planulation in the brooding Coral Pocillopora damicornis. PLoS One. 9 (10), e107906(2014).
  52. Lin, C. -H., Nozawa, Y. The influence of seawater temperature on the timing of coral spawning. Coral Reefs. 42, 417-426 (2023).
  53. O'Connor, M. I., et al. Temperature control of larval dispersal and the implications for marine ecology, evolution, and conservation. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (4), 1266-1271 (2007).
  54. Nozawa, Y. Annual variation in the timing of coral spawning in a high-latitude environment: Influence of temperature. The Biological Bulletin. 222 (3), 192-202 (2012).
  55. Bouwmeester, J., et al. Solar radiation, temperature and the reproductive biology of the coral Lobactis scutaria in a changing climate. Scientific Reports. 13 (1), 246(2023).
  56. Bouwmeester, J., et al. Latitudinal variation in monthly-scale reproductive synchrony among Acropora coral assemblages in the Indo-Pacific. Coral Reefs. 40 (5), 1411-1418 (2021).
  57. Lai, S., et al. First experimental evidence of corals feeding on seagrass matter. Coral Reefs. 32 (4), 1061-1064 (2013).
  58. Iryani, M. T. M., et al. Cyst viability and stress tolerance upon heat shock protein 70 knockdown in the brine shrimp Artemia franciscana. Cell Stress and Chaperones. 25 (6), 1099-1103 (2020).
  59. Nedimyer, K., Gaines, K., Roach, S. Coral Tree Nursery©: An innovative approach to growing corals in an ocean-based field nursery. Aquaculture, Aquarium, Conservation & Legislation. 4, 442-446 (2011).
  60. Leuzinger, S., Willis, B. L., Anthony, K. R. N. Energy allocation in a reef coral under varying resource availability. Marine Biology. 159 (1), 177-186 (2012).
  61. Chang, T. C., Mayfield, A. B., Fan, T. Y. Culture systems influence the physiological performance of the soft coral Sarcophyton glaucum. Science Reports. 10 (1), 20200(2020).
  62. Forsman, Z. H., Kimokeo, B. K., Bird, C. E., Hunter, C. L., Toonen, R. J. Coral farming: Effects of light, water motion and artificial foods. Journal of the Marine Biological Association of the United Kingdom. 92 (4), 721-729 (2012).
  63. Costa, A. P. L., et al. The effect of mixotrophy in the ex situ culture of the soft coral Sarcophyton cf. glaucum. Aquaculture. 452, 151-159 (2016).
  64. Marubini, F., Davies, P. S. Nitrate increases zooxanthellae population density and reduces skeletogenesis in corals. Marine Biology. 127 (2), 319-328 (1996).
  65. Bartlett, T. C. Small scale experimental systems for coral research: Considerations, planning, and recommendations. NOAA Technical Memorandum NOS NCCOS 165 and CRCP 18. , 68(2013).
  66. Galanto, N., Sartor, C., Moscato, V., Lizama, M., Lemer, S. Effects of elevated temperature on reproduction and larval settlement in Leptastrea purpurea. Coral Reefs. 41 (2), 293-302 (2022).
  67. Nietzer, S., Moeller, M., Kitamura, M., Schupp, P. J. Coral larvae every day: Leptastrea purpurea, a brooding species that could accelerate coral research. Frontiers in Marine Science. 5, 466(2018).
  68. Edwards, A. J., et al. Direct seeding of mass-cultured coral larvae is not an effective option for reef rehabilitation. Marine Ecology Progress Series. 525, 105-116 (2015).
  69. Boström-Einarsson, L., et al. Coral restoration - A systematic review of current methods, successes, failures and future directions. PLoS One. 15 (1), 0226631(2020).
  70. Anthony, K. R. N., et al. Interventions to help coral reefs under global change-A complex decision challenge. PLoS One. 15 (8), e0236399(2020).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Hodowla koralowc w ex situtechniki karmienia koralowc wkarmienie naupliusami Artemiawydajno rozrodcza koralowc wzabiegi temperaturowezbieranie larw koralowc wsystemy akwakulturyrestauracja koralowc w

Powiązane artykuły