Artykuł metodologiczny

Stabilny materiał fantomowy do obrazowania optycznego i akustycznego

4.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/65475

⸱

16 czerwca 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Physics, University of Cambridge, 2Cancer Research UK Cambridge Institute, University of Cambridge, 3Ultrasound and Underwater Acoustics Group, Department of Medical, Marine and Nuclear Physics, National Physical Laboratory, 4School of Science and Engineering, University of Dundee, 5Centre for Medical Engineering and Technology, University of Dundee

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół opisuje wytwarzanie stabilnego, biologicznie istotnego materiału fantomowego do zastosowań optycznego i akustycznego obrazowania biomedycznego, o niezależnych właściwościach akustycznych i optycznych.

Streszczenie

Ustanowienie biofotonowych materiałów fantomowych naśladujących tkanki, które zapewniają długoterminową stabilność, jest niezbędne, aby umożliwić porównywanie urządzeń do obrazowania biomedycznego między dostawcami i instytucjami, wspierać rozwój międzynarodowo uznanych standardów i wspomagać kliniczne tłumaczenie nowych technologii. W tym miejscu przedstawiono proces produkcyjny, w wyniku którego powstaje stabilny, tani, naśladujący tkankę materiał kopolimerowy w oleju do stosowania w standaryzacji fotoakustycznej, optycznej i ultradźwiękowej.

Materiał bazowy składa się z oleju mineralnego i kopolimeru o zdefiniowanych numerach CAS (Chemical Abstract Service). Przedstawiony tutaj protokół daje reprezentatywny materiał o prędkości dźwięku c(f) = 1,481 ± 0,4 m·s-1 przy 5 MHz (odpowiada prędkości dźwięku wody o temperaturze 20 °C), tłumieniu akustycznym α(f) = 6,1 ± 0,06 dB·cm-1 przy 5 MHz, absorpcji optycznejμ a(λ) = 0,05 ± 0,005 mm-1 przy 800 nm, i rozpraszania optycznego μS'(λ) = 1 ± 0,1 mm-1 przy 800 nm. Materiał pozwala na niezależne dostrojenie właściwości akustycznych i optycznych poprzez odpowiednią zmianę stężenia polimeru lub rozpraszania światła (dwutlenek tytanu) i środków absorpcyjnych (barwnik rozpuszczalny w oleju). Przedstawiono wykonanie różnych projektów fantomów, a jednorodność powstałych obiektów testowych potwierdzono za pomocą obrazowania fotoakustycznego.

Ze względu na łatwy proces produkcji i trwałość, a także biologicznie istotne właściwości, receptura materiału jest bardzo obiecująca w multimodalnych inicjatywach standaryzacji akustyczno-optycznej.

Wprowadzenie

Ustalenie precyzji i dokładności nowatorskich biomarkerów obrazowania optycznego poprzez walidację techniczną1,2 jest niezbędne do zapewnienia ich pomyślnego wdrożenia w praktyce klinicznej. Aby to osiągnąć, w technicznych badaniach walidacyjnych często wykorzystuje się trwałe fantomy fizyczne, które ułatwiają ocenę wydajności między urządzeniami i rutynową kontrolę jakości. Do powszechnego stosowania materiału fantomowego w badaniach i translacji klinicznej wymagany jest prosty, wysoce powtarzalny protokół wytwarzania. Idealny biofotoniczny materiał fantomowy powinien charakteryzować się następującymi właściwościami3: (1) niezależnie regulowane właściwości w biologicznie istotnych zakresach; (2) wytrzymałość mechaniczna; 3) stabilność długoterminowa; (4) elastyczność w geometrii i architekturze; 5) bezpieczne obchodzenie się z produktem; (6) powszechnie dostępne składniki, które można nabyć od standardowych dostawców naukowych; oraz (7) niski koszt. Obecnie w zastosowaniach biofotonicznych brakuje ustandaryzowanego protokołu dla powszechnie akceptowanego materiału fantomowego, który spełniałby określone wymagania, a także obejmowałby regulowane właściwości akustyczne dla zastosowań hybrydowych, takich jak obrazowanie fotoakustyczne (PAI).

Biologicznie istotne materiały fantomowe przeznaczone do łączonych zastosowań optycznych i akustycznych obejmują hydrożele4,5, polialkohol winylowy (PVA)6,7,8,9 oraz plastizol z polichlorku winylu (PVCP)10,11,12,13,14,15,16. Materiały te charakteryzują się jednak pewnymi ograniczeniami, które ograniczają ich zastosowanie jako stabilnego materiału fantomowego. Hydrożele, na przykład, są podatne na odwodnienie, uszkodzenia mechaniczne i wrastanie bakterii, co ogranicza ich trwałość17,18,19. Dodanie chemikaliów może wydłużyć żywotność, ale popularne konserwanty, takie jak formaldehyd20 lub chlorek benzalkoniowy21, są niebezpieczne i wymagają środków ostrożności podczas obchodzenia się z nimi. Ponadto tarcze zawierające barwniki rozpuszczalne w wodzie mogą dyfundować w materiale podstawowym, jeśli nie są zamknięte w kapsułkach. Kriożele PVA charakteryzują się większą trwałością i wytrzymałością strukturalną, ale proces ich przygotowania obejmuje długie cykle zamrażania i rozmrażania22. Może to ograniczać niezależną możliwość dostrajania parametrów akustycznych i optycznych23 i - jeśli są nieznacznie zróżnicowane - może prowadzić do niejednorodności6, pogarszając w ten sposób odtwarzalność. Co więcej, dyfuzję barwników z inkluzji zaobserwowano po 1 roku13. PVCP ma złożony proces produkcyjny, który obejmuje wysokie temperatury do 180-220 °C13,14,24,25. PVCP cierpi również z powodu braku łańcucha dostaw z dostawcami naukowymi26 i może zawierać plastyfikatory na bazie ftalanów, które mogą powodować szkody reprodukcyjne i rozwojowe27, co czyni je substancjami kontrolowanymi w niektórych krajach.

Kompozycje kopolimerowe w oleju, takie jak wosk żelowy28,29,30,31 lub mieszanki na bazie termoplastycznych elastomerów styrenowych32,33,34,35,36, wykazują dobrą stabilność wzdłużną i charakteryzują się podobnymi do tkanek właściwościami akustycznymi i optycznymi31,35,36,37, dzięki czemu mają wysoki potencjał jako trwały kandydat na fantom w zastosowaniach multimodalnych. Ponadto ta klasa materiałów jest opłacalna, nienasiąkliwa wodą, nietoksyczna i biologicznie obojętna35,38. Prędkość dźwięku c(f) i współczynnik tłumienia akustycznego α(f) można dostroić w biologicznie istotnym zakresie (Tabela 1) poprzez zmianę stężenia polimeru33,35,39, podczas gdy współczynniki absorpcji optycznejμ a(λ) i zmniejszonego rozpraszaniaμ s'(λ) mogą być przede wszystkim zmieniane przez dodanie barwników rozpuszczalnych w oleju lub dwutlenku tytanu (TiO2)39, odpowiednio.

Tutaj przedstawiono prosty, łatwy do naśladowania protokół tworzenia trwałych fantomów kopolimeru w oleju, odpowiednich do użycia w kalibracji urządzeń optycznych, ultradźwiękowych lub fotoakustycznych. Wszystkie składniki mają określone numery CAS (Chemical Abstract Service) i są łatwo dostępne u standardowych dostawców naukowych. Zwrócono uwagę na potencjalne trudności w procedurze wytwarzania i przedstawiono sposoby ich przezwyciężenia. Podczas gdy protokół pozwala na wytwarzanie materiałów o różnych właściwościach akustycznych i optycznych, prezentowany protokół daje materiał o prędkości dźwięku ~1,481 m·s-1, dostosowując się do prędkości dźwięku wody w temperaturze pokojowej (20 °C)40. Wartość ta została wybrana jako neutralny wzorzec reprezentujący szeroki zakres istniejących właściwości tkanek (tabela 1), co pozwoliło na ustanowienie spójnego i wiarygodnego punktu odniesienia do porównania. Dostarczając ten szczegółowy protokół, dążymy do poszerzenia zakresu wykorzystania i odtwarzalności produkcji tego obiecującego typu materiału fantomowego, ułatwiając w ten sposób biofotoniczne, akustyczne i fotoakustyczne badania walidacyjne oraz wspierając rutynową kontrolę jakości w zastosowaniach obrazowania przedklinicznego i klinicznego.

Protokół

Tabela 1: Przegląd właściwości akustycznych i optycznych występujących w tkankach miękkich. Właściwości optyczne obejmują zakres od 600 do 900 nm. Należy zauważyć, że są to jedynie wartości reprezentatywne, które mają służyć jako ogólne wskazówki. Dokładne wartości mogą różnić się w zależności od warunków eksperymentalnych (np. temperatury) oraz częstotliwości/długości fali. Literatura dostarcza bardziej szczegółowych wartości. *Nie znaleziono konkretnego źródła. Prosimy kliknąć tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Niniejszy protokół został opracowany w celu przygotowania ~120 mL materiału fantomu. Masę składników można skalować, aby otrzymać różne objętości materiału fantomu. Należy pamiętać, że w przypadku większych objętości (>500 mL) proponowany sprzęt może nie być w stanie wystarczająco i jednorodnie podgrzać mieszaniny fantomu. W takim przypadku należy odpowiednio dostosować sprzęt grzewczy.

UWAGA: Należy zawsze upewnić się, że przez cały proces wytwarzania stosowany jest odpowiedni sprzęt ochrony indywidualnej (PPE). Może to obejmować używanie fartuchów laboratoryjnych, gogli ochronnych i rękawic ochronnych; należy zapoznać się z lokalnymi wytycznymi dotyczącymi bezpieczeństwa i przestrzegać ich. Procedura została opracowana na podstawie pracy Hacker et al.39; podsumowanie poszczególnych etapów przedstawiono na Rysunku 1.

Schemat procesu syntezy polimeru: dodawanie, sonikacja, integracja polimeru, ogrzewanie, formowanie, utwardzanie.
Rysunek 1: Wytwarzanie materiału kopolimer-w-oleju. (1) Materiały odpowiedzialne za rozpraszanie i absorpcję optyczną są dodawane do oleju mineralnego, a następnie (2) poddawane sonikacji w 90 °C aż do ich rozpuszczenia. (3) Dodaje się polimer(y) oraz stabilizator, a następnie (4) mieszaninę ogrzewa się w łaźni olejowej do 160 °C przy niskich obrotach mieszania. (5) Po rozpuszczeniu wszystkich składników próbkę wlewa się do odpowiedniej formy fantomu i (6) pozostawia do utwardzenia w temperaturze pokojowej. Rysunek powielony z Hacker et al.39. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.

1. Przygotowanie mieszaniny

  1. Przygotuj roztwór zapasowy nigrozyny, dodając 0,4 g nigrozyny do 40 mL oleju mineralnego. Zapewnij jednorodne zmieszanie poprzez sonikację i dokładne wymieszanie próbki na wortexie. Przechowuj roztwór zapasowy w temperaturze pokojowej.
    UWAGA: Roztwór zapasowy przed ponownym użyciem należy zawsze dokładnie wymieszać. Jeśli preferowany jest fantom bez optycznego rozpraszacza (TiO2) lub absorbenta (barwnika), można pominąć kroki 1 i 2. Przejdź do kroku 3.
  2. Sonicuj 0,15 g TiO2 i 1 mL roztworu zapasowego barwnika w 100 mL (83,8 g) oleju mineralnego, aż wszystkie składniki zostaną całkowicie rozpuszczone (~60 min) (Rysunek 1: kroki 1 i 2). Jeśli urządzenie na to pozwala, ustaw sonikator na podwyższoną temperaturę (90 °C), ponieważ ułatwia to proces mieszania. W czasie sonikacji wykonaj kroki 3-5.
    UWAGA: Jeśli preferowany jest fantom o wyższych właściwościach absorpcyjnych i rozpraszających, czas sonikacji może wymagać wydłużenia.
  3. Odważ polistyren-blok-poli(etylen-ran-butylen)-blok-polistyren (SEBS) oraz polietylen o niskiej gęstości (LDPE) w pożądanych stężeniach (np. SEBS = 25,14 g; LDPE = 6,70 g) (Rysunek 1: krok 3).
    1. Opcjonalnie: W celu zwiększenia stabilności można dodać przeciwutleniacz, ale nie jest to wymagane, jeśli temperatury grzania nie przekraczają 180°C.
      UWAGA: W przypadku wystąpienia problemów z rozpuszczalnością lub lepkością na późniejszym etapie procesu produkcji, zaleca się wyeliminowanie LDPE. LDPE jest dodawany w celu zwiększenia prędkości dźwięku w materiale (Tabela 3); nie jest on jednak niezbędny do stworzenia stabilnego fantomu. Pominięcie LDPE pozwala uprościć proces produkcji i formowania, ale spowoduje obniżenie końcowej prędkości dźwięku w materiale (Tabela 3).
  4. Przygotuj kąpiel olejową, używając odpowiedniego szkła laboratoryjnego i oleju silikonowego; starannie zamocuj ją na płycie grzejnej. Upewnij się, że termopara pozostaje w kąpieli z olejem silikonowym i nie dotyka ścianek naczynia podczas całej procedury (Rysunek 2).
    UWAGA: Upewnij się, że akcesorium do regulacji temperatury zostało zamontowane starannie, zgodnie z instrukcją producenta sprzętu.
  5. Umieść w kąpieli olejowej mieszadło magnetyczne o odpowiedniej długości, aby zapewnić równomierny rozkład ciepła.
  6. Włącz płytę grzejną, ustaw temperaturę grzania na 160 °C i prędkość obrotową mieszadła na 50 rpm.
  7. Przenieś LDPE i SEBS do zlewki szklanej zawierającej sonikowany olej mineralny (z TiO2 i nigrozyną). Włóż do zlewki mieszadło magnetyczne o odpowiedniej długości i umieść ją w centrum kąpieli olejowej w celu podgrzania odważonych składników. Upewnij się, że poziom oleju w kąpieli pozostaje powyżej poziomu oleju mineralnego w zlewce (Rysunek 1: krok 4).

2. Podgrzewanie mieszaniny

  1. Jeśli na jakimkolwiek etapie dodany polimer będzie wydawał się unosić na powierzchni oleju mineralnego, należy ręcznie wymieszać roztwór oleju mineralnego za pomocą metalnej szpatułki, aby wszelki pływający polimer został rozprowadzony wewnątrz oleju mineralnego. Należy stosować rękawice odporne na wysoką temperaturę.
  2. Pozostawić mieszaninę w temperaturze 160 °C do czasu całkowitego rozpuszczenia polimeru i uzyskania jednorodnie wymieszanego roztworu o gładkiej i homogenicznej teksturze (~1,5 h).

3. Odpowietrzanie (próżniowanie)

UWAGA: W celu usunięcia pęcherzyków powietrza należy wykonać następujące kroki, w zależności od dostępnego sprzętu.

  1. Ostrożnie umieść gorący zlew w komorze próżniowej i odgazowuj próbki przez 2-3 min na najwyższym ustawieniu (najniższa próżnia). Użyj metalnej szpatułki, aby ostrożnie usunąć pęcherzyki powietrza gromadzące się na powierzchni. Jeśli po tym kroku pęcherzyki powietrza nadal są obecne, ponownie podgrzej mieszaninę i powtórz etap odgazowywania, aż wszystkie pęcherzyki zostaną usunięte.
  2. Włącz piec próżniowy i rozgrzej go do 160 °C. Po osiągnięciu pożądanej temperatury przenieś zlew z roztworem do pieca próżniowego.
    UWAGA: Zlewek należy zawsze przenosić w rękawicach termicznych.
    1. Włącz próżnię na najwyższe dostępne ustawienie (najniższa próżnia). Jeśli na powierzchni roztworu utworzy się warstwa piany, wyłącz próżnię i usuń pęcherzyki z powierzchni za pomocą szpatułki (powtarzaj ten krok, aż wszystkie pęcherzyki powietrza zostaną usunięte).
    2. Pozostaw zlew w piecu próżniowym przez 1 h przy najwyższym ustawieniu próżni.
      UWAGA: Aby zachować czystość pieca próżniowego, przetrzyj zewnętrzną powierzchnię zlewka z oleju silikonowego za pomocą ręcznika papierowego.

4. Wlewanie próbek do formy

  1. Przed wlaniem próbek do form, jeśli to konieczne, usuń pozostałe pęcherzyki powietrza z powierzchni mieszaniny za pomocą szpatułki.
  2. Ostrożnie wlej roztwór do odpowiedniej formy, nosząc rękawice odporne na wysoką temperaturę lub stosując odpowiedni sprzęt ochronny. Zapewnij płynne i stabilne lanie z niewielkiej wysokości, aby zminimalizować ryzyko powstania pęcherzyków powietrza (Rysunek 1: krok 5). W przypadku form o złożonych kształtach, przed wlaniem pokryj formę cienką warstwą oleju (innego niż olej mineralny [np. olej rycynowy lub silikonowy]), aby ułatwić wyjęcie utwardzonej próbki.
    UWAGA: Podgrzanie form w piekarniku może pomóc w uzyskaniu większej homogeniczności próbek.
  3. Po wlaniu szybko usuń pęcherzyki powietrza z górnej części próbek za pomocą metalowej szpatułki. Jeśli w mieszaninie nagromadziło się wiele pęcherzyków powietrza, powtórz etap próżniowy, o ile typ i kształt formy na to pozwalają.
  4. Pozostaw roztwór do zastygnięcia w temperaturze pokojowej. Chociaż mniejsze próbki mogą utwardzić się w czasie krótszym niż 2 h, pozostaw próbki na noc, aby wyeliminować ryzyko niepełnego utwardzenia. Przechowuj próbki w temperaturze pokojowej (Rysunek 1: krok 6).

5. Pozyskiwanie obrazów

  1. W celu akwizycji obrazu umieść fantom w polu widzenia urządzenia obrazującego.
  2. W przypadku systemów PAI lub ultradźwiękowych zapewnij sprzężenie akustyczne powierzchni fantomu z przetwornikiem ultradźwiękowym, na przykład za pomocą żelu do badań USG lub wody.
    UWAGA: Jeśli protokół został wykonany prawidłowo, w polu widzenia nie powinny występować żadne niejednorodności. Specjalistyczne uchwyty do fantomów mogą pomóc w powtarzalnym pozycjonowaniu próbki pomiędzy pomiarami.
  3. Jeśli temperatura podczas akwizycji różni się od temperatury przechowywania fantomu, odczekaj do momentu wyrównania temperatury fantomu z otoczeniem.
  4. Wykonaj akwizycję obrazu.

6. Pomiary charakterystyki materiału

UWAGA: Celem pomiarów charakterystyki materiału jest weryfikacja jego właściwości optycznych i akustycznych. Należy zauważyć, że protokół wytwarzania fantomu wykazał wysoką powtarzalność39, w związku z czym ogólne protokoły pomiarowe przedstawione poniżej służą jedynie jako wytyczne na wypadek, gdyby wymagane były dalsze badania weryfikacyjne. Poszczególne etapy pomiarów będą zależeć od zastosowanego sprzętu do charakterystyki. W tym przypadku do charakterystyki akustycznej wykorzystano system oparty na szerokopasmowej metodzie substytucyjnej z transmisją bezpośrednią41 (dostępny w National Physical Laboratory (NPL), UK), a do charakterystyki optycznej użyto wewnętrznego systemu z podwójną kulą całkowitą (DIS) (na podstawie 42). Konfiguracja systemów charakterystyki jest przedstawiona na Rysunku uzupełniającym 1. Dodatkowe szczegóły dotyczące konfiguracji pomiarowych (akustycznej43; optycznej42,44) oraz procedury pomiarowej39 można znaleźć w innych źródłach. Procedurę pomiarową należy odpowiednio dostosować do każdego konkretnego użytego systemu charakterystyki.

  1. Charakterystyka akustyczna
    UWAGA: Pomiary charakterystyki akustycznej oparto na systemie wykorzystującym przetwornik ultradźwiękowy o częstotliwości środkowej 10 MHz (średnica elementu aktywnego 10 mm) do generowania impulsów oraz szerokopasmowy hydrofon (hydrofon z membraną dwuwarstwową o średnicy elementu aktywnego 30 mm) do detekcji impulsów (oba umieszczone w zbiorniku z wodą dejonizowaną; wymiary 112 cm x 38 cm x 30 cm3). Przetwornik jest sterowany przez generator impulsów i odbiornik. Formy falowe są rejestrowane za pomocą oscyloskopu. Więcej szczegółów na temat konfiguracji i procedury pomiarowej (w tym specyficznych dla systemu efektów typu B wpływających na pomiary) znajduje się w 43.
    1. Przygotować próbki odpowiednie do zestawu pomiarowego (np. w tym przypadku próbki okrągłe o średnicy 7-8 cm i grubości 6-9 mm). Upewnić się, że próbki mają jednorodny skład i są wolne od zanieczyszczeń, pęcherzyków powietrza lub nierówności powierzchni.
    2. Zmierzyć grubość próbki testowej za pomocą suwmiarki i zapisać temperaturę wody w zbiorniku za pomocą skalibrowanego termometru.
    3. Umieścić próbkę w systemie. Upewnić się, że próbka jest prawidłowo wyrównana względem komponentów systemu.
      UWAGA: Automatycznie sterowany uchwyt próbki oparty na mocowaniu przegubowym43 może pomóc w precyzyjnej kontroli obrotu i nachylenia próbki.
    4. Pozyskać cztery impulsy akustyczne dla każdego zestawu pomiarowego: referencyjny impuls przez wodę bez próbki na drodze akustycznej; transmisję przez próbkę oraz odbicia akustyczne odebrane w nadajniku od przedniej i tylnej powierzchni próbki.
    5. Wyznaczyć właściwości akustyczne próbki na podstawie pomiarów. Obliczyć prędkość dźwięku c(f) (w m·s−1) korzystając z równania (1)43.
      Wzór matematyczny do obliczania stężenia; równanie stosunku i różnicy; schemat edukacyjny.    (1)
      cw oznacza zależną od temperatury prędkość dźwięku w wodzie, a θ1(f), θ2(f), θw(f) i θs(f) to odpowiednio rozwijane widma fazowe impulsów napięciowych odbitych od przedniej powierzchni, tylnej powierzchni, przechodzących przez wodę i przez próbkę. Współczynnik tłumienia zależny od częstotliwości (αi(f)) materiału można wyznaczyć za pomocą techniki podstawienia dwóch próbek przedstawionej w równaniu (2)43.
      Wzór równowagi statycznej, równanie ac(f), obliczenia logarytmiczne w kontekście analizy dźwięku.    (2)
      Uw(f) i Us(f) to odpowiednio widma amplitudy napięcia impulsu przechodzącego przez wodę i przez próbkę, αw(f) to współczynnik tłumienia ultradźwięków (w dB·cm-1) czystej wody w określonej temperaturze wody w zbiorniku45, a d1 i d2 (d2 > d1) to dwie grubości próbek.
      UWAGA: W niniejszym protokole oceniono tłumienie z uwzględnieniem strat na powierzchniach styku, stwierdzając, że jego wpływ jest pomijalny.
    6. Powtórzyć pomiar więcej niż trzy razy w różnych miejscach próbki testowej. Obliczyć średnią i odchylenie standardowe pomiarów, aby wyznaczyć końcową wartość dla próbki.
  2. Charakterystyka optyczna
    UWAGA: Do testów optycznych wykorzystano system podwójnej sfery integrującej (na podstawie 42), składający się z dwóch sfer integrujących (średnica wewnętrzna 50 mm) podłączonych do dwóch spektrometrów poprzez dwa światłowody. Sfera odbitego światła jest połączona ze źródłem światła poprzez trzeci światłowód.
    1. Przygotować próbki odpowiednie do zestawu pomiarowego (np. w tym przypadku próbki prostokątne o szerokości 5,9 cm, wysokości 1,8 cm i grubości od 2 do 3 mm). Upewnić się, że próbki mają jednorodny skład i są wolne od zanieczyszczeń, pęcherzyków powietrza lub nierówności powierzchni.
    2. Włączyć źródło światła i pozwolić mu się ustabilizować zgodnie z instrukcjami producenta (np. 15 min).
    3. Wyznaczyć grubość próbki za pomocą suwmiarki. Jeśli dotyczy, określić zakres długości fali i krok pomiarowy (np. 450-900 nm z krokiem 1 nm).
    4. Zarejestrować pomiary referencyjne dla sfery transmisyjnej i sfery odbitego światła.
      1. W przypadku sfery odbitego światła najpierw wykonać pomiar otwartego portu, rejestrując wartość odbicia R0 przy usuniętej sferze transmisyjnej i włączonym źródle światła. Następnie zarejestrować wartość odbicia R1 z wzorcem referencyjnym umieszczonym przed sferą odbitego światła (włączone źródło światła).
      2. W przypadku sfery transmisyjnej najpierw wykonać pomiar blokowanej wiązki, rejestrując wartość transmisji T0 przy wyrównanych sferach odbicia i transmisji oraz wyłączonym źródle światła. Następnie wykonać pomiar wiązki padającej, rejestrując wartość transmisji T1 przy wyrównanych sferach odbicia i transmisji oraz włączonym źródle światła.
        UWAGA: Przed pomiarami należy zapewnić czystość powierzchni sfer i wzorca referencyjnego, ponieważ osadzenie się kurzu lub innych zanieczyszczeń może wpłynąć na działanie komponentów46.
    5. Umieścić próbkę pomiędzy sferami. Zmierzyć wartości odbicia Rs i transmisji Ts . Upewnić się, że próbka nie jest ściśnięta, ponieważ może to wpłynąć na dokładność pomiaru. Umieszczenie jednej sfery na stole z napędem silnikowym może pomóc w dokładnej kontroli odległości między sferami poprzez dostosowanie jej do mierzonej grubości próbki.
    6. Obliczyć znormalizowane wartości odbicia MR i transmisji MT  korzystając z równań (3) i (4)42.
      Wzór równowagi statycznej, MR=Rstd•(Rs-R0)/(R1-R0); równanie w analizie fizycznej lub inżynieryjnej.    (3)
      Równanie pokazujące statyczny gradient temperatury, \(M_T = \frac{T_s - T_0}{T_1 - T_0}\), analiza termiczna.    (4)
      rstd oznacza intensywność odbitą od wzorca o odbiciu 99%.
    7. Wprowadzić zmierzone wartości do programu inverse adding doubling (IAD) (kod źródłowy: http://omlc.org/software/iad/)44 w celu oszacowania właściwości optycznych materiału.
      UWAGA: Na podstawie wcześniejszych raportów można przyjąć współczynnik anizotropii rozpraszania (g) jako g = 0,7 oraz współczynnik załamania światła n = 1,4 30.
    8. Powtórzyć pomiar co najmniej trzy razy w różnych miejscach wzdłuż próbki testowej. Obliczyć średnią i odchylenie standardowe pomiarów, aby wyznaczyć końcową wartość dla próbki.

Wyniki

Zgodnie z tą recepturą stworzono trzy reprezentatywne projekty fantomów do obrazowania fotoakustycznego, przeznaczone dla różnych konstrukcji systemów o odmiennej geometrii oświetlenia optycznego i detekcji akustycznej (Rysunek 3A). Jeśli procedura przygotowania fantomu zostanie przeprowadzona pomyślnie, materiał fantomu jest gładki i jednorodny, bez uwięzionych pęcherzyków powietrza lub zanieczyszczeń, a na uzyskanym obrazie nie widać żadnych artefaktów (tutaj wizualizowanych za pomocą obrazowania fotoakustycznego; Rysunek 3B,C). Protokół pozwala na uzyskanie reprezentatywnego materiału o prędkości dźwięku c(f) = 1481 ± 0.4 m·s-1 (odpowiadającej prędkości dźwięku w wodzie w 20 °C40), tłumieniu akustycznym α(f) = 6.1 ± 0.06 dB·cm-1 (oba parametry przy 5 MHz), absorpcji optycznej µa(λ) = 0.05 ± 0.005 mm-1 oraz rozpraszaniu optycznemu µs'(λ) = 1 ± 0.1 mm-1 (oba przy 800 nm) (niepewność określa odchylenie standardowe dla n = 3 partii przygotowanych niezależnie przez różnych operatorów; wszystkie pomiary wykonano w temperaturze pokojowej [20 °C]).

Współczynnik rozpraszania optycznego można dostroić poprzez zmianę zawartości TiO2, natomiast współczynnik absorpcji optycznej można regulować poprzez dodanie dowolnego barwnika rozpuszczalnego w oleju, co zaprezentowano tutaj na przykładzie nigrozyny (Tabela 2 i Rycina 3D). Chociaż wartości w Tabeli 2 koncentrują się na tkankach o niższym stopniu absorpcji i rozpraszania, takich jak mięśnie lub pierś (Tabela 1), nie napotkano żadnych trudności przy dodawaniu absorbatorów i rozpraszaczy w wyższych stężeniach. Jednakże dodanie rozpraszaczy/absorbatorów optycznych w wyższych stężeniach może wymagać dłuższego czasu sonikacji w celu uzyskania homogenicznego zmieszania roztworu.

Tłumienie akustyczne i prędkość dźwięku można dostroić poprzez zmianę stężenia polimeru (Tabela 3). W tym przypadku dostrajanie jest ograniczone do zakresu prędkości dźwięku wynoszącego ~1,450-1,516 m·s-1. Odpowiednio niższe stężenia polimeru mogą skutkować niską stabilnością fizyczną próbki, co prowadzi do odkształceń plastycznych w czasie34. Wyższe stężenia polimeru powodują kruchość i nierówną teksturę materiału. Zakres właściwości akustycznych może pomóc w naśladowaniu tkanek takich jak pierś lub tłuszcz (c = 1,450-1,480 m·s−1), lecz może być niewystarczający dla tkanek takich jak mięśnie lub nerki (c > 1,520 m·s−1; Tabela 1).

Typowe źródła błędów podczas przygotowywania fantomu obejmują niewystarczające usunięcie pęcherzyków powietrza oraz niejednorodne wymieszanie komponentów bazowych (Rysunek 4). Można je zminimalizować odpowiednio poprzez zastosowanie próżni i ostrożne wlewanie oraz mieszanie lub wierzchowanie (vortexowanie).

Układ eksperymentalny do równowagi statycznej; szklany zlew w kąpieli olejowej na mieszadle magnetycznym z kontrolą temperatury.
Rycina 2: Układ eksperymentalny do wytwarzania fantomu. Szklany zlew zawierający składniki fantomu jest umieszczony w kąpieli z oleju silikonowego za pomocą zacisku, aby uniknąć bezpośredniego kontaktu między powierzchniami kąpieli olejowej a szklanego zlewu. Sprzężenie zwrotne temperatury na płycie grzewczej zapewnia precyzyjną kontrolę temperatury. Mieszadła magnetyczne umożliwiają mieszanie zarówno oleju silikonowego, jak i składników fantomu. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Badanie fantomu z wymiarami dla obrazowania inkluzji i celu; analiza pomiarów optycznych.
Rysunek 3: Reprezentatywne wyniki procedury wykonania fantomu. (A) Różne projekty fantomów wykazujące wszechstronność zastosowania w różnych systemach obrazowania fotoakustycznego. Lewo: mały prostokątny fantom z nitkami zatopionymi na różnych głębokościach (0,5, 1,5 i 2,5 mm; odległość między celami 1,25 mm), przeznaczony do testowania systemów obrazowania o wysokiej rozdzielczości; środek: fantom cylindryczny z dwiema inkluzjami (odległość między inkluzjami 12 mm) z zastosowaniem zielonego i fioletowego barwnika rozpuszczalnego w oleju, przeznaczony do testowania systemów tomograficznych; prawo: duży prostokątny fantom z kanałami zatopionymi na różnych głębokościach (6 mm, 10 mm i 14 mm; odległość między inkluzjami 3,5 mm), przeznaczony do testowania systemu przenośnego. (B) Przykład obrazu fotoakustycznego prostokątnego fantomu z zatopionymi nitkami, wykonanego przy 532 nm za pomocą komercyjnego systemu obrazowania fotoakustycznego. (C) Przykład obrazu fotoakustycznego cylindrycznego fantomu tomograficznego, wykonanego przy 800 nm za pomocą komercyjnego systemu obrazowania fotoakustycznego. (D) Fantomy o zwiększającej się absorpcji optycznej uzyskanym poprzez zwiększanie stężeń Nigrosiny (stężenia podane na obrazie jako procent wagowy całkowitej objętości oleju mineralnego). Rysunek 3B,C został powielony z Hacker et al.39. Paski skali = 10 mm. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.

Obrazowanie hydrożelu: A) dysk hydrożelowy o średnicy 5mm, B) mikrostruktura, C) mapa termiczna ze strzałkami wskazującymi strefy ciepła.
Rysunek 4: Typowe błędy w przygotowaniu fantomów. (A,B) Zdjęcia przedstawiające pęcherzyki powietrza uwięzione wewnątrz macierzy podstawowej. (C) Niedostateczne wymieszanie składników podstawowych prowadzi do powstania niejednorodności (czerwone strzałki) na otrzymanym obrazie fotoakustycznym. Pasek skali = 5 mm (A). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Tabela 2: Tabelaryczny przegląd dostrajania wartości absorpcji optycznej (µa) i rozpraszania (µs'). Wartości procentowe podano jako procent wagowy w stosunku do całkowitej objętości roztworu bazowego (olej mineralny, kolumna 1) oraz do całkowitej masy materiału fantomu (kolumna 2). Stężenia nigrozyny przedstawiają całkowitą ilość absolutnej nigrozyny (nie roztworu zapasu). Wszystkie próbki zawierały 5% butylowanego hydroksytoluenu jako przeciwutleniacza (opcjonalnie). n = 3 pomiary na próbkę. Wizualną reprezentację tabeli można znaleźć w pracy Hacker et al.39. Skrót: neg = pomijalna. Kliknij tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Tabela 3: Przegląd tabelaryczny dostrajania wartości tłumienia akustycznego (α) i prędkości dźwięku (c). Opisano za pomocą prawa potęgowego α0fn , w którym parametry α0 i n uzyskano metodą nieliniowych najmniejszych kwadratów (n = 4 pomiary na próbkę). f oznacza częstotliwość w MHz. Wartości procentowe podano jako procent wagowy w stosunku do całkowitej masy roztworu bazowego (oleju mineralnego). Wszystkie próbki zawierały 5% butylaminotoluenu jako przeciwutleniacza (opcjonalnie). Wizualna reprezentacja tabeli znajduje się w pracy Hacker et al.39. Kliknij tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Rycina uzupełniająca S1: Konfiguracja systemów charakterystyki akustycznej i optycznej wykorzystanych do weryfikacji. Przedstawiono zdjęcie (A) i schemat (B) systemu charakterystyki akustycznej służącego do wyznaczania współczynnika tłumienia akustycznego oraz prędkości dźwięku. Poszczególne elementy systemu są oznaczone na zdjęciu i schemacie jako HP (HydroPhone – mikrofon wodny), S (Sample – próbka) oraz T (Transducer – przetwornik). Przedstawiono zdjęcie (C) i schemat (D) systemu z podwójną kulą całującą do oceny współczynnika absorpcji optycznej i zredukowanego współczynnika rozpraszania. Poszczególne elementy systemu są oznaczone na zdjęciu i schemacie jako S (Sample – próbka), RS (Reflectance Sphere – kula odbicia), TS (Transmission Sphere – kula transmisji), OF (Optical Fiber – światłowód) oraz MS (Motorized Stage – stolik motorowy). Rycina ta została powielona z pracy Hacker et al. 39. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

Dyskusja

W tym miejscu przedstawiono protokół, który ma na celu zapewnienie wszechstronnej receptury stabilnego, biologicznie istotnego materiału, który można wykorzystać do tworzenia fantomów do pomiarów kalibracyjnych i standaryzacji w multimodalnych zastosowaniach akustycznego i optycznego obrazowania biomedycznego. Wcześniej wykazano, że materiał jest stabilny w czasie39 , ma wysoką powtarzalność między partiami, jest bezpieczny w użyciu i składa się z łatwo dostępnych, opłacalnych składników pochodzących od standardowych dostawców naukowych. Właściwości materiału są niezależnie regulowane w odpowiednich reżimach akustycznych i optycznych. Ponadto jest wytrzymały mechanicznie i nierozpuszczalny w wodzie, dzięki czemu wytrzymuje nieostrożne obchodzenie się z nim, a także jest obojętny na środki sprzęgające na bazie wody, które są stosowane w badaniach ultradźwiękowych/fotoakustycznych. Podkreślono, że można tworzyć różne projekty fantomowe z różnymi rodzajami inkluzji, złożonymi z tego samego lub z różnych rodzajów materiałów. Biorąc pod uwagę te właściwości, materiał spełnia wyżej wymienione kluczowe kryteria idealnego fantomu biofotonicznego i wykazuje kluczowe zalety w porównaniu z innymi istniejącymi materiałami naśladującymi tkanki3. Szczegółowo opisując dokładny proces produkcyjny, mamy nadzieję zminimalizować różnice wynikające z procedury wytwarzania, optymalizując w ten sposób jej wykorzystanie do kalibracji, walidacji i śledzenia wydajności systemów obrazowania.

Dwa kluczowe etapy zostały zidentyfikowane jako kluczowe dla procesu produkcyjnego. Po pierwsze, składniki muszą być dokładnie wymieszane i równomiernie podgrzane, aby uzyskać jednorodny materiał. Użycie sonikatora i mieszadła magnetycznego do mieszania oraz kąpieli olejowej do ogrzewania zapewnia równomierne rozprowadzenie składników materiału w matrycy bazowej. Należy uważać, aby kąpiel olejowa nie osiągnęła bardzo wysokich temperatur (>180 °C), ponieważ spowoduje to utlenienie składników materiału, co doprowadzi do żółtawych przebarwień. Ręczne mieszanie może wspomagać proces mieszania i kompensować niewystarczające nagrzewanie z interfejsu materiał-powietrze. Czas sonikacji i mieszania może wymagać wydłużenia, gdy stosuje się wyższe stężenie TiO2 i/lub polimerów w celu zapewnienia jednorodnego składu materiału. Po drugie, pęcherzyki powietrza muszą zostać usunięte, aby zapobiec tworzeniu się niejednorodności w macierzy podstawowej. Chociaż można to osiągnąć za pomocą pompy próżniowej lub pieca, należy również praktykować ostrożne nalewanie z małej wysokości, aby zminimalizować zatrzymywanie powietrza w materiale.

Istotną zaletą materiału są jego właściwości termoplastyczne (pochodzące z polimeru SEBS), które pozwalają na jego ponowne podgrzewanie i formowanie bez znaczącego wpływu na jego właściwości akustyczne i optyczne39. Jednak ponowne podgrzewanie należy wykonywać stopniowo i ostrożnie, ponieważ materiał może łatwo się spalić i utlenić, jeśli zostanie zbyt szybko podgrzany. Ponowne podgrzewanie staje się również trudniejsze, gdy stosuje się wyższe stężenia LDPE, ponieważ LDPE nie wykazuje takiego samego zachowania termoplastycznego jak SEBS.

Pozostaje kilka ograniczeń protokołu. Ze względu na wysoką temperaturę topnienia polimerów (150 °C), formy fantomowe muszą być wykonane z materiału żaroodpornego, takiego jak szkło lub stal nierdzewna. Ponadto materiał jest dość lepki w stanie ciekłym, jeśli do dostrojenia właściwości akustycznych stosuje się wysokie stężenie polimeru, co utrudnia wypełnianie małych obiektów obrazowych. Wreszcie, dostrojenie właściwości akustycznych jest do tej pory ograniczone do prędkości dźwięku w zakresie ~1450-1,516 m·s-1 , który obsługuje tkanki naśladujące, takie jak piersi lub tłuszcz (c = 1,450-1,480 m·s−1), ale może być niewystarczający dla tkanek takich jak mięśnie lub nerki (c > 1,520 m·s−1). Należy również wziąć pod uwagę towarzyszącą temu zmianę tłumienia akustycznego.

W tym miejscu podkreśliliśmy zastosowanie materiału jako stabilnego fantomu do zastosowań ultrasonograficznych i obrazowania optycznego. Jednak materiały kopolimerowe w oleju okazały się również przydatne w zastosowaniach elastografii35 i mogą potencjalnie pozwolić na kompatybilność z innymi metodami obrazowania, takimi jak obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego. Zwiększony realizm anatomiczny fantomów można osiągnąć za pomocą form drukowanych w 3D, jak wykazano w podobnych badaniach 29,47,48,49. Wczesne badania wykazały również drukowalność 3D samego materiału, co jeszcze bardziej zwiększa jego elastyczność w zakresie przetwarzania i wytwarzania. Odkrycia te podkreślają ekscytujący potencjał materiału jako szeroko stosowanego, stabilnego medium fantomowego do zastosowań w obrazowaniu multimodalnym.

Oświadczenia

Sarah Bohndiek otrzymała wcześniej wsparcie badawcze od CYBERDYNE INC i iThera Medical GmbH, dostawców instrumentów do obrazowania fotoakustycznego. Pozostali autorzy nie mają do ujawnienia konfliktu interesów związanego z niniejszym manuskryptem.

Podziękowania

LH został sfinansowany przez program MedAccel NPL, finansowany przez Departament Biznesu, Energii i Strategii Przemysłowej (Department for Business, Energy and Industrial Strategy's Industrial Strategy Challenge Fund). JMG otrzymało dofinansowanie od Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG, Niemiecka Fundacja Badawcza) w ramach projektu GR 5824/1. JJ dziękuje za wsparcie finansowe z Academy of Medical Sciences Springboard (REF: SBF007\100007). SEB dziękuje za wsparcie ze strony Cancer Research UK w ramach grantu o numerze C9545/A29580. AMI, BZ i SR były wspierane przez brytyjski Departament ds. Biznesu, Energii i Strategii Przemysłowej poprzez finansowanie Krajowego Systemu Pomiarów. Rysunek 1 i rysunek 2 zostały stworzone za pomocą BioRender.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Polietylen o niskiej gęstości (LDPE)Alfa Aesar 43949.30
CAS: 9002-88-4		6.70 g
5.8% w/w
Olej mineralnySigma Aldrich330779-1L
CAS: 8042-47-5		83.80 g
72.5% w/w
Nigrosin Sigma Aldrich 211680-100G
CAS: 11099-03-9		0.4 g 
Polistyren-blok-poli(etylen-ran-butylen)-blok-polistyren (SEBS)Sigma Aldrich 200557-250G
CAS: 66070-58-4		25,14 g
21,7% w/w
Olej silikonowy do kąpieli olejowejSigma Aldrich 85409-1L
CAS: 63148-62-9
~1 L (w zależności od wielkości kąpieli olejowej)
Tlenek tytanu(IV), anataz (TiO2)Sigma Aldrich 232033
CAS: 1317-70-0		0,15 g
Przeciwutleniacz (opcjonalnie; np. butylowany hydroksytoluen)Sigma Aldrich W218405-1KG-K
CAS: 128-37-0		można dodać, aby zapobiec przebarwieniom, jeśli stosowane są wyższe temperatury produkcji 
Barwniki rozpuszczalne w oleju do inkluzji (opcjonalnie),np. tusze uwalniające Caligo safe wash, Cranfield Colours, Cwmbran, UK*mogą być dodawane w zależności od preferowanej absorpcji
Sonicator do kąpieli Ultrawave Ltd, Wielka Brytania*Ultradźwiękowa kąpiel czyszcząca U500H*najlepiej z regulacją temperatury; zalecane częstotliwości robocze między 30-50 kHz)
Naczynie krystalizujące do kąpieli w oleju silikonowym (do +200 ° C)dowolny odpowiedni dostawca(średnica zewnętrzna ~140 mm dla zlewki szklanej 250 ml)
Zlewka szklana (~250 ml); szklane naczynia na próbki/forma fantomowadowolny odpowiedni dostawca
Płyta grzejna z mieszadłem magnetycznym i termoregulatorem (termopara z sondą zewnętrzną) o maksymalnej temperaturze > 200 & stopni; CThermo Fisher Scientific, Wielka Brytania*Velp Scientifica AREC. X Cyfrowe mieszadło z ceramiczną płytą grzejną*
Wagi laboratoryjne / wagi naukowe z dokładnością do 0,01 gdowolny odpowiedni dostawca
Metalowa szpatułkadowolna odpowiednia dostawca
Piec próżniowy lub komora próżniowaMemmert, Niemcy (piec próżniowy)*

Cole-Parmer Instrument Company, Wielka Brytania (komora próżniowa)*		VO29 (Piec próżniowy)

DWK Life Sciences (Kimble) Szklany eksykator próżniowy z kołnierzem (komora próżniowa)*
1. System charakterystyki akustycznej*
HydrofonGEC Marconi30 mm średnica elementu aktywnego hydrofon
OscyloskopTektronix UK, Bracknell, Wielka BrytaniaDPO 7254 
Pulser– odbiornik Olympus NDT, Waltham, MA, Stany ZjednoczoneOlympus 5073PR
Uchwyt na próbkiNewport Spectra-Physics, Didcot, Wielka BrytaniaSeria Newport 605-4 Osiowe mocowanie zaciskowe o niskim poziomie zniekształceń Uchwyt optyczny gimbalamoże wymagać dodatkowego adaptera do przechowywania próbki
TermometrG. H. Zeal, Londyn, Wielka BrytaniaTermometr spirytusowy w szkle kalibrowany przez UKAS IP 39C
Force Technology, Brondby, DaniaPrzetwornik elementu aktywnego o średnicy 10 mm 
Suwmiarki z noniuszemdowolny odpowiedni dostawca
Zbiornik na wodę wypełniony wodą dejonizowaną każdy odpowiedni dostawcawymaga odpowiedniego rozmiaru (np. wymiary 112 & razy; 38 & razy; 30 cm3)
2. System charakteryzacji optycznej*
Kula całkująca (dwa)Avantes, Apeldoorn, HolandiaAvaSphere-50, średnica
Źródło światła Avantes, Apeldoorn, HolandiaAvalight-HAL-s-mini
Zmotoryzowany stopień (opcjonalnie)Thorlabs,ThorlabsMTS50
Światłowody (trzy)dowolny odpowiedni dostawca
Norma odbiciaLabsphere, North Sutton, USA99%, biały, średnica 1,25", USRS-99-010, AS-01158-060
SpektrometrAvantes, Apeldoorn, HolandiaStarline Avaspec-2048
Oprogramowanie
pozyskiwania danych (np. Labview)National Instruments, Austin, TX, USA
Oprogramowanie do analizy danych (np. Matlab)Mathworks, Natick, USA
Program do odwrotnego dodawania (IAD) Kod źródłowy: http://omlc.org/software/iad/
*Należy pamiętać, że podobny sprzęt może być również używany.
z membraną bialaminarną Przetwornik ultradźwiękowy wewnętrzna 50 cm do

Bibliografia

  1. Waterhouse, D. Translation of optical imaging biomarkers: opportunities and challenges. Nature Biomedical Engineering. 3 (5), 339-353 (2019).
  2. O'Connor, J. P. B., et al. Imaging biomarker roadmap for cancer studies. Nature Reviews Clinical Oncology. 14 (3), 169-186 (2017).
  3. Hacker, L., et al. Criteria for the design of tissue-mimicking phantoms for the standardization of biophotonic instrumentation. Nature Biomedical Engineering. 6 (5), 541-558 (2022).
  4. Laufer, J., Zhang, E., Beard, P. Evaluation of absorbing chromophores used in tissue phantoms for quantitative photoacoustic spectroscopy and imaging. IEEE Journal of Selected Topics in Quantum Electronics. 16 (3), 600-607 (2010).
  5. Cook, J. R., Bouchard, R. R., Emelianov, S. Y. Tissue-mimicking phantoms for photoacoustic and ultrasonic imaging. Biomedical Optics Express. 2 (11), 3193-3206 (2011).
  6. Xia, W., et al. Poly(vinyl alcohol) gels as photoacoustic breast phantoms revisited. Journal of Biomedical Optics. 16 (7), 075002(2011).
  7. Manohar, S., et al. Photoacoustic mammography laboratory prototype: imaging of breast tissue phantoms. J Biomed Opt. 9, 1172(2004).
  8. Blumenröther, E., Melchert, O., Wollweber, M., Roth, B. Detection, numerical simulation and approximate inversion of optoacoustic signals generated in multi-layered PVA hydrogel based tissue phantoms. Photoacoustics. 4 (4), 125-132 (2016).
  9. Kharine, A., et al. Poly(vinyl alcohol) gels for use as tissue phantoms in photoacoustic mammography. Physics in Medicine and Biology. 48 (3), 357-370 (2003).
  10. Spirou, G. M., Oraevsky, A. A., Vitkin, I. A., Whelan, W. M. Optical and acoustic properties at 1064 nm of polyvinyl chloride-plastisol for use as a tissue phantom in biomedical optoacoustics. Physics in Medicine and Biology. 50 (14), N141-N153 (2005).
  11. Bohndiek, S. E., Bodapati, S., Van De Sompel, D., Kothapalli, S. -R., Gambhir, S. S. Development and application of stable phantoms for the evaluation of photoacoustic imaging instruments. PLoS One. 8 (9), e75533(2013).
  12. Fonseca, M., Zeqiri, B., Beard, P. C., Cox, B. T. Characterisation of a phantom for multiwavelength quantitative photoacoustic imaging. Physics in Medicine and Biology. 61 (13), 4950-4973 (2016).
  13. Vogt, W. C., Jia, C., Wear, K. A., Garra, B. S., Joshua Pfefer, T. Biologically relevant photoacoustic imaging phantoms with tunable optical and acoustic properties. Journal of Biomedical Optics. 21 (10), 101405(2016).
  14. Dantuma, M., van Dommelen, R., Manohar, S. Semi-anthropomorphic photoacoustic breast phantom. Biomedical Optics Express. 10 (11), 5921-5939 (2019).
  15. Jeong, E., et al. Fabrication and characterization of PVCP human breast tissue-mimicking phantom for photoacoustic imaging. BioChip Journal. 11, 67-75 (2017).
  16. Jia, C., Vogt, W. C., Wear, K. A., Pfefer, T. J., Garra, B. S. Two-layer heterogeneous breast phantom for photoacoustic imaging. Journal of Biomedical Optics. 22 (10), 1-14 (2017).
  17. Madsen, E. L., Hobson, M. A., Shi, H., Varghese, T., Frank, G. R. Stability of heterogeneous elastography phantoms made from oil dispersions in aqueous gels. Ultrasound in Medicine & Biology. 32 (2), 261-270 (2006).
  18. Culjat, M. O., Goldenberg, D., Tewari, P., Singh, R. S. A review of tissue substitutes for ultrasound imaging. Ultrasound in Medicine & Biology. 36 (6), 861-873 (2010).
  19. Zell, K., Sperl, J. I., Vogel, M. W., Niessner, R., Haisch, C. Acoustical properties of selected tissue phantom materials for ultrasound imaging. Physics in Medicine and Biology. 52 (20), N475-N484 (2007).
  20. Lazebnik, M., Madsen, E. L., Frank, G. R., Hagness, S. C. Tissue-mimicking phantom materials for narrowband and ultrawideband microwave applications. Physics in Medicine and Biology. 50 (18), 4245-4258 (2005).
  21. Ramnarine, K. V., Anderson, T., Hoskins, P. R. Construction and geometric stability of physiological flow rate wall-less stenosis phantoms. Ultrasound in Medicine & Biology. 27 (2), 245-250 (2001).
  22. Pogue, B. W., Patterson, M. S. Review of tissue simulating phantoms for optical spectroscopy, imaging and dosimetry. Journal of Biomedical Optics. 11 (4), 041102(2006).
  23. Lamouche, G., et al. Review of tissue simulating phantoms with controllable optical, mechanical and structural properties for use in optical coherence tomography. Biomedical Optics Express. 3 (6), 1381-1398 (2012).
  24. Bohndiek, S. E., Van de Sompel, D., Bodapati, S., Kothapalli, S. R., Gambhir, S. S. Stable phantoms for characterization of photoacoustic tomography (PAT) systems. Design and Performance Validation of Phantoms Used in Conjunction with Optical Measurement of Tissue V. 858308, 30-35 (2013).
  25. Fenollar, O., Sanchez-Nacher, L., Garcia-Sanoguera, D., López, J., Balart, R. The effect of the curing time and temperature on final properties of flexible PVC with an epoxidized fatty acid ester as natural-based plasticizer. Journal of Materials Science. 44, 3702-3711 (2009).
  26. Fonseca, M., Zeqiri, B., Beard, P., Cox, B. Characterisation of a PVCP-based tissue-mimicking phantom for quantitative photoacoustic imaging. European Conference on Biomedical Optics. , Optica Publishing Group. 953911(2015).
  27. Heudorf, U., Mersch-Sundermann, V., Angerer, J. Phthalates: toxicology and exposure. International Journal of Hygiene and Environmental Health. 210 (5), 623-634 (2007).
  28. Maneas, E., et al. Gel wax-based tissue-mimicking phantoms for multispectral photoacoustic imaging. Biomed. Opt. Express. 9 (3), 1151-1163 (2018).
  29. Maneas, E., et al. Anatomically realistic ultrasound phantoms using gel wax with 3D printed molds. Physics in Medicine and Biology. 63 (1), 015033(2018).
  30. Jones, C. J. M., Munro, P. R. T. Stability of gel wax based optical scattering phantoms. Biomedical Optics Express. 9 (8), 3495-3502 (2018).
  31. Ivory, A. M., Shah, A., Rajagopal, S., Zeqiri, B. Development and investigation of the acoustic properties of tissue-mimicking materials for photoacoustic imaging techniques. IEEE International Ultrasonics Symposium. IEEE. , 1489-1492 (2019).
  32. Grillo, F. W., Cabrelli, L. C., Sampaio, D. R. T., Carneiro, A. A. O., Pavan, T. Z. Glycerol in oil-based phantom with improved performance for photoacoustic imaging. 2017 IEEE International Ultrasonics Symposium. IEEE. , 1-4 (2017).
  33. Cabrelli, L. C., et al. Oil-based gel phantom for ultrasound and optical imaging. Biophotonics South America. SPIE. 9531, 40-46 (2015).
  34. Cabrelli, L. C., et al. Stable phantom materials for ultrasound and optical imaging. Physics in Medicine and Biology. 62 (2), 432-447 (2017).
  35. Oudry, J., Bastard, C., Miette, V., Willinger, R., Sandrin, L. Copolymer-in-oil phantom materials for elastography. Ultrasound in Medicine & Biology. 35 (7), 1185-1197 (2009).
  36. Suzuki, A., et al. Oil gel-based phantom for evaluating quantitative accuracy of speed of sound measured in ultrasound computed tomography. Ultrasound in Medicine & Biology. 45 (9), 2554-2567 (2019).
  37. Cabrelli, L. C., Grillo, F. W., Carneiro, A. A. O., Pavan, T. Z. Copolymer-in-oil tissue-mimicking material with tunable acoustic properties. 2016 IEEE International Ultrasonics Symposium. IEEE. , 1-4 (2016).
  38. Cabrelli, L. C., et al. Copolymer-in-oil phantoms for photoacoustic imaging. 2015 IEEE International Ultrasonics Symposium. IEEE. , 1-4 (2015).
  39. Hacker, L., et al. A copolymer-in-oil tissue-mimicking material with tuneable acoustic and optical characteristics for photoacoustic imaging phantoms. IEEE Transactions on Medical Imaging. 40 (12), 3593-3603 (2021).
  40. Greenspan, M., Tschiegg, C. E. Speed of sound in water by a direct method. Journal of Research of the National Bureau of Standards. 59 (4), 249-254 (1957).
  41. Zeqiri, B., Scholl, W., Robinson, S. P. Measurement and testing of the acoustic properties of materials: a review. Metrologia. 47 (2), S156-S171 (2010).
  42. Pickering, J. W., et al. Double-integrating-sphere system for measuring the optical properties of tissue. Applied Optics. 32 (4), 399-410 (1993).
  43. Rajagopal, S., Sadhoo, N., Zeqiri, B. Reference characterisation of sound speed and attenuation of the IEC agar-based tissue-mimicking material up to a frequency of 60 MHz. Ultrasound in Medicine & Biology. 41 (1), 317-333 (2015).
  44. Prahl, S. A. Everything I think you should know about Inverse Adding-Doubling. Oregon Medical Laser Center, St. Vincent Hospital. 1344, 1-74 (2011).
  45. Pinkerton, J. M. M. The absorption of ultrasonic waves in liquids and its relation to molecular constitution. Proceedings of the Physical Society. Section B. 62 (2), 129-141 (1949).
  46. Hu, D., Lu, R., Huang, Y., Ying, Y., Fu, X. Effects of optical variables in a single integrating sphere system on estimation of scattering properties of turbid media. Biosystems Engineering. 194, 82-98 (2020).
  47. Grillo, F. W., et al. Patient-specific neurosurgical phantom: assessment of visual quality, accuracy, and scaling effects. 3D Printing in Medicine. 4 (1), 3(2018).
  48. Nikitichev, D. I., et al. Construction of 3-dimensional printed ultrasound phantoms with wall-less vessels. Journal of Ultrasound in Medicine. 35 (6), 1333-1339 (2016).
  49. West, S. J., et al. Development of an ultrasound phantom for spinal injections with 3-dimensional printing. Regional Anesthesia and Pain Medicine. 39 (5), 429-433 (2014).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Naśladowanie tkanekobrazowanie fotoakustyczneobrazowanie optycznestandaryzacja ultradźwiękówkopolimer w olejudwutlenek tytanufantom z oleju mineralnegowytwarzanie fantomów
Stabilny materiał fantomowy do obrazowania optycznego i akustycznego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.