Artykuł metodologiczny

Przeciwbólowe działanie tuiny na modele szczurów z kompresją bólu zwoju korzenia grzbietowego

DOI:

10.3791/65535

⸱

14 lipca 2023

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Tuina, Yueyang Hospital of Integrated Traditional Chinese and Western Medicine Affiliated to Shanghai University of Traditional Chinese Medicine, 2Rehabilitation Medicine Department, Yueyang Hospital of Integrated Traditional Chinese and Western Medicine Affiliated to Shanghai University of Traditional Chinese Medicine, 3Department of Tuina, Shuguang Hospital of Shanghai University of Traditional Chinese Medicine

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten artykuł przedstawia manipulację w leczeniu przewlekłego ucisku zwoju korzenia grzbietowego u szczurów za pomocą terapii Tuina, wraz z metodą oceny jej skuteczności na podstawie zachowania bólu i wyników histopatologicznych.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ból neuropatyczny jest powszechnym stanem, który dotyka 6,9%-10% populacji i wynika z uszkodzenia nerwów z powodu różnych etiologii, takich jak przepuklina dysku lędźwiowego, zwężenie kanału kręgowego i zwężenie otworu międzykręgowego. Chociaż Tuina, tradycyjna chińska terapia manualna, wykazała działanie przeciwbólowe w praktyce klinicznej w leczeniu bólu neuropatycznego, leżące u jej podstaw mechanizmy neurobiologiczne pozostają niejasne. Modele zwierzęce są niezbędne do wyjaśnienia podstawowych zasad Tuina. W tym badaniu proponujemy ustandaryzowany protokół Tuina dla szczurów z uciskiem zwoju korzenia grzbietowego (DRG), który polega na wywołaniu kompresji DRG poprzez włożenie pręta ze stali nierdzewnej do otworu międzykręgowego, wykonanie manipulacji Tuina z określonymi parametrami lokalizacji, intensywności i częstotliwości w kontrolowanym środowisku oraz ocena behawioralnych i histopatologicznych wyników leczenia Tuina. W artykule omówiono również potencjalne implikacje kliniczne i ograniczenia badania oraz zasugerowano kierunki przyszłych badań nad Tuiną.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W warunkach klinicznych, często obserwuje się neurologiczny patologiczny ból spowodowany uciskiem korzenia nerwowego z różnych powodów. Najbardziej typową postacią tego bólu neuropatycznego jest przepuklina dysku lędźwiowego (LDH), która często jest uporczywa, nawracająca i trudna do wyleczenia. Około 9% światowej populacji jest dotkniętych LDH, co prowadzi do znacznych obciążeń społecznych i ekonomicznych1. Częstość występowania tego typu bólu neuropatycznego wzrasta z roku na rok, z tendencją do młodszych pacjentów, ze względu na zmiany w produkcji i stylu życia ludzi2. Pomimo stosowania niesteroidowych leków przeciwbólowych nie można całkowicie złagodzić objawów u pacjentów. W rezultacie coraz większe zainteresowanie cieszą się alternatywnymi terapiami, takimi jak Tuina, w leczeniu bólu spowodowanego przez LDH.

Terapia Tuina, forma leczenia zachowawczego LDH, jest szeroko zalecana w różnych wytycznych praktyki klinicznej na całym świecie w celu zapobiegania i leczenia bólu dolnej części pleców3,4. Badania wykazały, że Tuina może znacznie obniżyć poziom czynników zapalnych, takich jak IL-6 w surowicy i czynnik martwicy nowotworów alfa (TNF-α) u pacjentów z LDH, jednocześnie poprawiając ból pacjentów i upośledzenie funkcji odcinka lędźwiowego5. Jednak konkretny mechanizm stojący za działaniem przeciwbólowym terapii Tuina pozostaje niejasny

.

Modele zwierzęce są cennym narzędziem do badania bólu neuropatycznego spowodowanego przez LDH6. Pozwalają one na pomiary behawioralne w celu oceny skuteczności terapii Tuina i dostarczają próbek patologicznej fizjologii LDH. Na przykład próbki ze zwojów korzenia grzbietowego w udzie można pobrać w celu zweryfikowania zmian w komórkach zwoju korzenia grzbietowego. Przewlekła kompresja modelu zwoju korzenia grzbietowego (CCD) jest powszechnie stosowana do oceny patologicznej fizjologii LDH, ponieważ powoduje uszkodzenie morfologii komórek zwoju korzenia grzbietowego, które są zgodne ze zmianami patologicznymi obserwowanymi w klinicznych przypadkach ucisku nerwów spowodowanego przepukliną dysku7.

Wielu uczonych przeprowadziło kilka eksperymentów na zwierzętach dotyczących analgezji akupresury8,9,10. Jednak wykonując operacje akupresury na modelach zwierzęcych, często naśladują one ludzką akupresurę. Na efekt terapeutyczny akupresury mają wpływ takie czynniki, jak wielkość, częstotliwość i kierunek przyłożonej siły11,12,13. Jeśli w eksperymencie brakuje ujednoliconego standardu akupresury, takiego jak siła, częstotliwość i czas trwania operacji, może to spowodować pewne odchylenia w wynikach eksperymentu. W artykule przedstawiono zestaw planów leczenia akupresury opartych na charakterystyce szczurów z CCD i promuje rozwój standaryzowanych operacji akupresury w modelach zwierzęcych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca została przeprowadzona w Laboratorium Bólu Instytutu Neurobiologii na Uniwersytecie Fudan. Eksperymenty zostały zatwierdzone i ściśle przestrzegały wytycznych dotyczących ochrony zwierząt laboratoryjnych ustanowionych przez Międzynarodowe Stowarzyszenie Badań nad Bólem (LASP) dla wszystkich zabiegów chirurgicznych i obchodzenia się ze zwierzętami. Do niniejszego badania wykorzystano szczury Sprague-Dawley (SD) klasy czystej, składające się z 32 samców w wieku od 40 do 50 dni, o średniej wadze 220 ± 1,38 g. Szczury te zostały pozyskane z Centrum Zwierząt Doświadczalnych Akademii Nauk Przyrodniczych w Szanghaju, Chińskiej Akademii Nauk. Zwierzęta były pod odpowiednią opieką i trzymane w dedykowanym pomieszczeniu z niezależną wentylacją, regulowaną temperaturą (22 ± 1 °C) i wilgotnością (40%-50%). Szczury miały dostęp do odpowiedniej ilości pożywienia i wody w swoich klatkach. W pomieszczeniu dla zwierząt laboratoryjnych obowiązywał 12-godzinny cykl światła i ciemności, aby utrzymać regularność rytmu dobowego szczurów, a wyznaczony personel regularnie wymieniał wyściółkę. Zdjęcie rentgenowskie wykonano na Wydziale Radiologii Szpitala Zintegrowanej Tradycyjnej Medycyny Chińskiej i Zachodniej Yueyang, afiliowanego przy Uniwersytecie Tradycyjnej Medycyny Chińskiej w Szanghaju.

1. Uczestnicy badania i grupowanie

  1. Przypisz 32 szczury do czterech grup: naiwne (kontrola), pozorowane (operacja pozorowana), CCD (przewlekła kompresja zwoju korzenia grzbietowego) i CCD + Tuina (8 szczurów / grupa). Szczury miały swobodny dostęp do pożywienia i wody w obiektach dla zwierząt.
    UWAGA: Szczury naiwne nie miały interwencji, podczas gdy grupa pozorowana przeszła ten sam zabieg chirurgiczny, co szczury z grupy CCD, ale bez pozostawiania pręta ze stali nierdzewnej w kształcie litery "L" w otworze międzykręgowym L4 i L5. Szczury w grupie CCD przeszły całkowitą przewlekłą operację modelu ucisku zwoju korzenia grzbietowego. Szczury w grupie CCD + Tuina otrzymywały terapię Tuina począwszy od czwartego dnia po operacji CCD.

2. Ustanawianie modelu zwierzęcego

  1. Podawać izofluoran w celu znieczulenia szczurów. Gdy szczury stracą przytomność (brak odruchu machania ogonem lub odruchu zginania nóg), zgol włosy w obszarze operacyjnym za pomocą brzytwy.
    UWAGA: Leki przeciwbólowe zastosowano 15 minut przed operacją, a szczurom wstrzyknięto podskórnie tramadol 20 mg/kg.
  2. Zabezpiecz szczura na piankowej desce (patrz Tabela materiałów) i użyj gumek, aby zabezpieczyć jego kończyny i siekacze. Przetrzyj przygotowany obszar sterylnym preparatem na przemian z alkoholem i jodem przez co najmniej 3 cykle.
  3. Włóż sondę w kształcie litery "L" (patrz Tabela materiałów).
    1. Za pomocą nożyczek wykonaj 2-3 cm nacięcie przez skórę, powięź powierzchowną i powięź głęboką warstwa po warstwie. Najpierw zlokalizuj przedni górny kręgosłup biodrowy, który odpowiada piątemu kręgosłupowi lędźwiowemu. Następnie kolejno zlokalizuj trzeci i czwarty wyrostek kolczysty.
    2. Zaciśnij wyrostek kolczysty za pomocą kleszczy zębatych i podnieś go, aby nożyczki znalazły się blisko prawej strony wyrostka kolczystego i przetnij mięsień przyczepiony do prawej strony wyrostka kolczystego.
    3. Następnie tępo rozetnij mięsień przyczepiony do zewnętrznej powierzchni płytki kręgowej, aż pojawi się opór po prawej stronie. Występ to staw jarzmowo-guzowy. Podobnie tępo wypreparuj mięsień i powięź na stawie jarzmowo-mięśniowym.
      UWAGA: Wyrostek poprzeczny wskazujący kierunek głowy szczura zostanie najpierw dotknięty w dolnej zewnętrznej przedniej części stawu zygapofizyjnego. Poniżej wyrostka poprzecznego znajduje się otwór międzykręgowy, który jest wypełniony korzeniami nerwowymi i otaczającymi tkankami miękkimi i zwykle nie jest łatwy do znalezienia.
    4. Najpierw użyj sondy w kształcie litery "L", aby określić położenie otworu międzykręgowego, a następnie użyj pręta ze stali nierdzewnej w kształcie litery "L" (który musi być wykonany o średnicy 0,4 mm i długości 4 mm), aby wprowadzić go do otworu międzykręgowego.
    5. Jeśli zwój korzenia grzbietowego zostanie pomyślnie ściśnięty, szczur będzie wykazywał ruch ogonem i odruch zgięcia nóg. Włóż pręt ze stali nierdzewnej do czwartego i piątego otworu międzykręgowego odcinka lędźwiowego. Następnie zszyj (3-0, patrz tabela materiałów) mięsień, powięź i skórę warstwa po warstwie.
  4. Umieść szczura w pudełku termostatycznym, aż się obudzi. Po przebudzeniu obserwuj, czy funkcja prawej tylnej kończyny szczura jest normalna. Jeśli występuje przeciąganie, oznacza to, że operacja uszkodziła nerwy ruchowe i szczura należy wyrzucić. Jeśli funkcja prawej tylnej kończyny jest normalna, szczura można wykorzystać i umieścić w klatce do karmienia.

3. Terapia Tuina

  1. Stwórz komfortowe środowisko: przed rozpoczęciem terapii Tuina zaaklimatyzuj szczura w uwięzi przez 30 minut, aby mógł się przystosować (Rysunek 1). To urządzenie może całkowicie odsłonić udo szczura i unieruchomić je, ułatwiając manewry Tuina (patrz Tabela Materiałów).
    UWAGA: Temperatura w gabinecie zabiegowym powinna być utrzymywana w granicach 22-26 °C, a wilgotność powinna wynosić 40%-50%.
  2. Standaryzacja Tuina: upewnij się, że terapeuci noszą bezprzewodowe nakładki na palce, które mogą monitorować ciśnienie i częstotliwość Tuiny oraz dostarczać dane zwrotne w czasie rzeczywistym. Najpierw poćwicz Tuinę z danymi zwrotnymi tulei na palce, dostosowując siłę do 5 N i częstotliwość do 2 Hz. Następnie wykonuj te same manewry na szczurach, utrzymując stałą siłę i częstotliwość przez cały czas trwania procedury (Rysunek 2).
    UWAGA: Na podstawie naszych poprzednich prac, obliczona optymalna siła nacisku wynosi 5 N (szczegółowe informacje można znaleźć w sekcji Dyskusja).
  3. Zidentyfikuj punkt akupunktury: wybierz mięsień brzuchaty łydki prawej kończyny tylnej jako obszar Tuina szczura, na styku dwóch głów mięśnia brzuchatego łydki, w przybliżeniu w miejscu BL5714.
  4. Wykonaj Tuinę: upewnij się, że terapeuta jest skierowany w stronę tylnej części uda szczura i trzyma prawą tylną kończynę szczura prawą kończyną górną. Ustaw kciuk pionowo na akupunkcie BL57 i upewnij się, że przedramię i palce wywierają siłę, aby wykonać rytmiczny ruch obrotowy w małym zakresie, wywierając nacisk 5 N (Rysunek 3).
  5. Podczas zabiegu upewnij się, że siła i częstotliwość sprzężenia zwrotnego manipulacji odpowiadają ustawionym wartościom. Interwencję należy rozpocząć od czwartego dnia po zabiegu, przy czym Tuina wykonuje się raz dziennie przez 15 minut, nieprzerwanie przez 18 dni.

4. Testy behawioralne na ból

UWAGA: Testy behawioralne zostały przeprowadzone przed modelowaniem, po modelowaniu, w dniu interwencji 1, w dniu interwencji 3, w dniu interwencji 7, w dniu interwencji 14, w dniu interwencji w 17 i w dniu interwencji w 21. dniu.

  1. Wykonaj próg odpowiedzi na stymulację mechaniczną (próg wycofania łapy, PWT), wykonując poniższe czynności (Rysunek 4).
    1. Użyj metody von Freya, aby przetestować próg odpowiedzi na stymulację mechaniczną w łapach szczurów. Umieść szczury w przezroczystej komorze ze szkła hartowanego o wymiarach 20 cm × 10 cm × 20 cm, która została umieszczona na stojaku z metalowej siatki z otworami 10 mm × 10 mm na wysokości 40 cm. Utrzymuj temperaturę w pomieszczeniu na poziomie 23 ± 2 °C, a otoczenie jest ciche.
    2. Zmierz mechaniczny próg wycofania za pomocą elektronicznych włókien Von Freya (patrz tabela materiałów). Stymuluj środek stopy szczura, aż zacznie się zauważalnie poruszać, na przykład podnosząc nogę lub unikając jej. Maszyna automatycznie rejestruje maksymalną wartość ciśnienia (N).
    3. Odczekaj 15 s lub dłużej przed ponownym stymulowaniem tego samego szczura. Utrzymuj każdą stymulację poniżej 5 sekund, aby zapobiec uczuleniu dotykowemu w łapach szczura. Powtórzyć badanie pięć razy, aż trzy kolejne pomiary będą się różnić o mniej niż 10 N.
  2. Wykonaj opóźnienie wycofania łapy (PWL) w odpowiedzi na stymulację termiczną (Rysunek 5).
    1. Oceń PWL za pomocą metody Hargreavesa15,16. Umieść szczury w małej komorze wykonanej z przezroczystego szkła hartowanego o wymiarach 20 cm x 10 cm x 20 cm, z przezroczystą szklaną pokrywą z otworem wentylacyjnym. Podgrzej środkową część szklanej pokrywy do 45 °C za pomocą płyty grzewczej, aż osiągnie stabilną temperaturę.
    2. Podczas fazy testów behawioralnych aklimatyzuj szczury w laboratorium behawioralnym przez co najmniej 2 godziny każdego dnia, aby zminimalizować wpływ czynników środowiskowych na wyniki testów.
    3. Przed formalnym testem umieść szczury w laboratorium behawioralnym na 30 minut, aby umożliwić im przystosowanie się do środowiska i zmniejszenie zakłóceń.
    4. Podgrzej płytę grzewczą do 45 °C i umieść tylne kończyny szczura na płycie grzewczej.
    5. Opóźnienie wycofania łapy (PWL) zdefiniowano jako czas od rozpoczęcia ogrzewania do pojawienia się odruchu wycofania łapy w odpowiedzi na stymulację termiczną. W każdym teście przetestuj tę samą tylną kończynę trzy razy z rzędu i średnią wartość, aby uzyskać opóźnienie odpowiedzi tej tylnej kończyny. Po przetestowaniu wróć szczury do ich klatek w celu karmienia.

5. Perfuzja

  1. Przygotowanie: wcześniej przygotuj 0,9% roztwór soli fizjologicznej i 4% roztwór paraformaldehydu. Umieścić roztwór soli w piekarniku nastawionym na stałą temperaturę 37 °C, a roztwór paraformaldehydu przechowywać w lodówce w temperaturze 4 °C do późniejszego użycia.
  2. Wykonaj znieczulenie i ustal dostęp.
    1. Zacznij od wstrzyknięcia 25% uretanu (0,6 ml/100 g, patrz tabela materiałów) do jamy brzusznej szczura w celu wywołania głębokiego znieczulenia. Poczekaj, aż nie zaobserwuje się odruchu skrętnego palca, rogówki lub skrętu. Zamocuj szczura na płycie piankowej.
    2. Przetnij kość piersiową nożyczkami i otwórz skórę i powięź warstwa po warstwie. Przetnij przeponę i odetnij żebra po obu stronach, aby całkowicie odsłonić serce. Ostrożnie oddziel osierdzie. Oddziel płuca od serca.
    3. Użyj kleszczy, aby pociągnąć i odsłonić aortę, przyciągając serce do siebie. Ustaw igłę, lewą komorę i aortę w linii prostej i w tej samej płaszczyźnie poziomej. Następnie włóż igłę z lewej komory do aorty, aż igła będzie widoczna wewnątrz aorty.
    4. Użyj kleszczy, aby zacisnąć aortę i igłę wewnątrz aorty, a następnie rozciąć lewy przedsionek nożyczkami. W tym czasie z lewego przedsionka wytryśnie duża ilość krwi. Otwórz zawór roztworu soli fizjologicznej i podłącz wstrzykiwanie soli fizjologicznej do perffuzji roztworu soli o temperaturze 37 °C, w sumie około 150-200 ml.
  3. Po zakończeniu perfuzji soli fizjologicznej przejść na 4% roztwór paraformaldehydu i przelać na 4% roztwór paraformaldehydu w sumie około 400 ml w temperaturze 4 °C. Rozpoczynając perfuzję paraformaldehydu, chwyć przednie zęby szczura jedną parą kleszczy i pociągnij je do przodu, jednocześnie trzymając ogon jedną ręką i ciągnąc go do tyłu, co jest korzystne dla pełnego wyprostowania kręgosłupa i zwiększenia otworu międzykręgowego w celu ułatwienia pobierania próbek DRG.
  4. Podczas perfuzji wątroba, krezka i sieć większa szczura stopniowo bledną, aż wątroba stanie się sztywna. Następnie zwolnij natężenie przepływu i dostosuj je do około 2 kropli na sekundę, aż cały paraformaldehyd zostanie uodporniony.

6. Kolekcja ganglionu korzenia grzbietowego

UWAGA: Po perfuzji szybko odetnij odcinek lędźwiowy kręgosłupa szczura. Zlokalizuj otwór międzykręgowy L5 i L4, łącząc najwyższe punkty grzebienia biodrowego po obu stronach z wyrostkiem kolczystym lędźwiowym L5 za pomocą tej metody pozycjonowania i usuń ganglion korzenia grzbietowego z otworu międzykręgowego. Konkretna metoda zbierania jest następująca:

  1. Od wejścia do kanału kręgowego (piersiowego kanału kręgowego) włóż nożyczki do kanału kręgowego i odetnij blaszkę po obu stronach, aż wszystkie blaszki będą mogły zostać całkowicie usunięte, odsłaniając cały kanał kręgowy.
    UWAGA: Uważaj, aby nie uszkodzić rdzenia kręgowego i korzeni nerwowych na zewnątrz kanału kręgowego podczas przecinania blaszek.
  2. Ostrożnie usuń rdzeń kręgowy i więzadło podłużne tylne. Oddziel oponę twardą przymocowaną do wewnętrznego otworu otworu międzykręgowego.
  3. Użyj kleszczyków okulistycznych, aby zacisnąć i wyciągnąć zwój korzenia grzbietowego, który ma kształt perły i jest lekko żółtawy.
    UWAGA: Ze względu na kruchość i słabą wytrzymałość tkanki nerwowej, podczas wyciągania ganglionu korzenia grzbietowego należy uchwycić siłę i kierunek ciągnięcia i nie używać brutalnej siły.
  4. Podczas wyciągania zwoju korzenia grzbietowego należy wcześniej oczyścić otaczające tkanki miękkie, w tym oponę twardą i pajęczynówkę, aby ułatwić płynne ciągnięcie zwoju korzenia grzbietowego.
  5. Umieść ganglion korzenia grzbietowego na papierze chłonnym, odetnij akson ostrzem i oczyść naczynia krwionośne na powierzchni zwoju korzenia grzbietowego.
  6. Po przycięciu zważyć zwój korzenia grzbietowego i zanurzyć go w 4% roztworze paraformaldehydu o stężeniu 4% i temperaturze 4 °C na wystarczający czas, zwykle około 2-4 godzin, a następnie przenieść zwój korzenia grzbietowego do 10%, 20% i 30% roztworu sacharozy PB (4 °C) przygotowanego wcześniej w celu stopniowego odwodnienia.

7. Kriosekcja

  1. Zacznij od umieszczenia zwoju korzenia grzbietowego w roztworze 0,01 M PBS. Potrząsaj nimi przez 10 minut, a następnie zmyj roztwór sacharozy. Ostrożnie przytnij włókna aksonów obu segmentów zwojów korzenia grzbietowego. Wyczyść głowicę zamrażającą kriosekcji i dodaj do niej związek o optymalnej temperaturze cięcia (OCT) (patrz Tabela materiałów).
  2. Umieść głowicę zamrażającą na powierzchni metalowej skorupy zawierającej ciekły azot, poczekaj, aż tkanka zamarznie, usuń ją i przytnij na płasko. Następnie umieść głowicę zamrażającą na podstawie krajalnicy. Grubość plastrów zwojów korzenia grzbietowego powinna wynosić 15 mm. Ułóż pokrojone cienkie kawałki w drewnianym pudełku w kolejności i przechowuj je w lodówce o temperaturze -20 °C, z dala od światła.

8. Barwienie hematoksyliną i eozyną

  1. Umieść sekcje na 2 minuty w ksylenie i odwadniaj je w szeregu alkoholi, w tym 100%, 95%, 80% i 70% przez 2 minuty każdy. Następnie umieść skrawki na 2 minuty w wodzie destylowanej, 1 minutę w hematoksylinie, wykonaj 5 minut płukania wodą z kranu i przeprowadzaj różnicowanie w 1% roztworze alkoholu soli przez 30 s, a następnie 30 s w nasyconym węglanie litu.
  2. Następnie umieść plastry po 2 minuty w wodzie destylowanej i wodzie z kranu, 5 minut w roztworze eozyny (0,5%), szybkie płukanie przez 1 minutę w wodzie destylowanej, dwie rundy po 2 minuty każda w 95% i 100% alkoholu, 30 s w 100% ksylenie z dodatkiem wodorowęglanu sodu, trzy rundy po 3 minuty każda w ksylenie, a na koniec uszczelnić neutralnym balsamem (patrz Tabela materiałów).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Terapia Tuina może pomóc obniżyć progi stymulacji mechanicznej i termicznej u szczurów spowodowane modelowaniem CCD
Po 17 dniach terapii Tuina zaobserwowano istotną różnicę w progach PWT między szczurami z CCD otrzymującymi terapię Tuina a grupą nieleczoną CCD (P = 0,021, <0,05) (Rycina 6 i Tabela 1).

Szczury w grupie CCD otrzymującej terapię Tuina wykazały poprawę progu bólu od początku leczenia, a znacząca różnica ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nasza grupa badawcza przeprowadziła odpowiednie badania nad parametrami manipulacji Tuina we wczesnym stadium. Po pierwsze, ważne jest, aby ustawić intensywność siły do manipulacji Tuina. W klinicznej Tuinie praktycy dostosowują intensywność siły zgodnie ze swoim doświadczeniem i subiektywnymi odczuciami pacjentów, osiągając najlepszy efekt Tuiny poprzez komunikację. Nie jest to jednak możliwe w eksperymentach na zwierzętach. W eksperymentach na zwierzętach "próg odpowiedzi" jest używany do określenia intensywności manip...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez ShanghaiCritical Clinical Specialties ConstructionProject(Numer grantu: Shslczdzk04001); program żeglarski Szanghajskiej Komisji Nauki i Technologii (numer grantu:22YF1444300); Projekty w ramach budżetu Uniwersytetu Tradycyjnej Medycyny Chińskiej w Szanghaju (numer grantu: 2021LK091).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Pręt ze stali nierdzewnej "L" (4 mm długości i 0,4 mm średnicy)ręcznie robiony/Do modeli CCD
Aparatura pomiarowa ALMEMOahlborn2450-1Test mechanicznego progu wycofania
Krajalnica o stałej temperaturze CM-1900Leica1491950C1USDo produkcji próbek
Środek dezynfekujący (jod) 100 ml / butelkaLIRCON/Shandong Lilkang/Do dezynfekcji
Jednorazowa sterylna strzykawka 5 mlShanghai Misha Wa Medical Industry/Do wstrzykiwań
Mikroskop elektronowy CX-31Olympus, JaponiaBJ002318Do obserwacji próbki
Zapisy nacisku na palecSuzhou Changxian Technologia optoelektronicznaCX1003wDo manipulacji Tuina
Płyta piankowa (35 cm x 20 cm)ręcznie robione/Jest to nasz domowy aparat do mocowania szczurów
MERSILK W2512Johnson & Johnson/Do szwu tkankowego
Neutralny balsamSinopharm Odczynnik chemiczny10004160Do produkcji próbek
paraformaldehydChiński narodowy odczynnik chemicznyDo produkcji próbek
Pentobarbital soduSigma-AldrichP3761Do znieczulenia szczurów
Aparatura do badania podeszwowego (metoda Hargreavesa) dla myszy i szczurówIITC Life Nauka/Opóźnienie wycofania łapy
Precyzyjna waga elektroniczna do eksperymentu JY3002Shanghai Precision Scientific Instrument/Ważenie szczura
Maszynka do strzyżenia włosów szczuraPhilipsHP6341/00Golenie futra szczura
Ogranicznik dla szczurówUniwersytet Tongji (wykonany samodzielnie)/Jest to domowy aparat wyprodukowany przez Uniwersytet Tongji, który może skutecznie unieruchomić szczury i całkowicie odsłonić ich tylne kończyny.
Tissue-Tek O.C.T. CompoundSAKURA4583Do produkcji próbek
UratanChina National Chemical ReodczynnikDo znieczulenia
detektora rentgenowskiego szczura XR-600Dongguan Kaso Electronic Technology/Badanie modeli CCD
ksylenShanghai Sinopharm Group100092Do produkcji próbek
//

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Vos, T., et al. national incidence, prevalence, and years lived with disability for 328 diseases and injuries for 195 countries, 1990-2016: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2016. The Lancet. 390 (10100), 1211-1259 (2017).
  2. Amin, R. M., Andrade, N. S., Neuman, B. J. Lumbar Disc Herniation. Current Reviews in Musculoskeletal Medicine. 10 (4), 507-516 (2017).
  3. Stochkendahl, M. J., et al. National Clinical Guidelines for non-surgical treatment of patients with recent onset low back pain or lumbar radiculopathy. European Spine Journal. 27 (1), 60-75 (2018).
  4. Bostelmann, R., Steiger, H. J. Comment on "An evidence-based clinical guideline for the diagnosis and treatment of lumbar disc herniation with radiculopathy". The Spine Journal. 14 (9), 2273(2014).
  5. Tang, J., et al. Effect of bone-setting massage combined with acupuncture and moxibustion on simple lumbar disc herniation and its effect on pain and sensory disorder of lower limbs. Chinese Archives of Traditional Chinese Medicine. 38 (10), 244-247 (2020).
  6. Lin, X. -Y., Yang, J., Li, H. -M., Hu, S. -J., Xing, J. -L. Dorsal root ganglion compression as an animal model of sciatica and low back pain. Neuroscience Bulletin. 28 (5), 618-630 (2012).
  7. Shi, C., et al. Animal models for studying the etiology and treatment of low back pain. Journal of Orthopaedic Research: Official Publication of the Orthopaedic Research Society. 36 (5), 1305-1312 (2018).
  8. Zhao, X. -y, et al. Effect of Tuina on the expression of TNF-α,IL-6,TGF-β1 and CTGF in the degenerative tissue of rabbits′lumbar intervertebral disc. Journal of Chengdu Medical College. 14 (6), 741-745 (2019).
  9. Zhang, L., Li, Z. -y, Yu, Z. -y, Yue, X. -y, Fu, R. -y Effect of GABA and GABAAR in analgesic loop of CCI rats by pressing manipulation based on "Taking Tenderness as Acupoints" theory. Journal of Shanghai University of Traditional Chinese Medicine. 28 (3), 50-53 (2014).
  10. Long, B. -cal, et al. Analgesic effect of massage on rats with neuropathic pain and its mechanism. Guangxi Medical Journal. 44 (17), 2003-2009 (2022).
  11. Al-Bedah, A., Ali, G., Aboushanab, T., Qureshi, N. Tui Na (or Tuina) massage: A minireview of pertinent literature, 1970-2017. Journal of Complementary and Alternative Medical Research. 3, 1-14 (2017).
  12. Au, D. W. H., et al. Effects of acupressure on anxiety: a systematic review and meta-analysis. Acupuncture in Medicine: Journal of the British Medical Acupuncture Society. 33 (5), 353-359 (2015).
  13. Hsiung, W. -T., Chang, Y. -C., Yeh, M. -L., Chang, Y. -H. Acupressure improves the postoperative comfort of gastric cancer patients: A randomised controlled trial. Complementary Therapies in Medicine. 23 (3), 339-346 (2015).
  14. Wu, S., et al. Neural interconnection between acupoint "Chéngshān (BL57)" and sciatic nerve in the rat. World Journal of Acupuncture - Moxibustion. 31 (2), 129-135 (2021).
  15. Banik, R. K., Kabadi, R. A. A modified Hargreaves method for assessing threshold temperatures for heat nociception. Journal of neuroscience methods. 219 (1), 41-51 (2013).
  16. Cheah, M., Fawcett, J. W., Andrews, M. R. Assessment of Thermal pain sensation in rats and mice using the hargreaves test. Bio-protocol. 7 (16), e2506(2017).
  17. Randall, L. O., Selitto, J. J. A method for measurement of analgesic activity on inflamed tissue. Archives Internationales De Pharmacodynamie Et De Therapie. 111 (4), 409-419 (1957).
  18. Yan, J. -t Science of Tuina. , Traditional Chinese Medicine Publishing House. (2003).
  19. Himes, B. T., Tessler, A. Death of some dorsal root ganglion neurons and plasticity of others following sciatic nerve section in adult and neonatal rats. The Journal of Comparative Neurology. 284 (2), 215-230 (1989).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Analgezja metod Tuinab l neuropatycznyszczurzy model b luuraz uciskowyocena behawioralnatest Von Freyametoda Hargreavesastymulacja punkt w akupunkturowychpr g b lowy

Powiązane artykuły