Artykuł metodologiczny

Projekt i budowa układu doświadczalnego w celu poprawy wietrzenia minerałów poprzez aktywność organizmów glebowych

4.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/65563

⸱

10 listopada 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Soil Biology Group, Wageningen University & Research, 2Soil Chemistry and Chemical Soil Quality, Wageningen University & Research, 3Department of Earth Sciences, Uppsala University, 4Institute for Geology, Center for Earth System Research and Sustainability, University of Hamburg, 5Tupola, Wageningen University & Research, 6IDLab - Department of Computer Science, University of Antwerp - imec, 7Plants and Ecosystems (PLECO), Biology Department, University of Antwerp, 8Research Group of Sustainable Energy, Air and Water Technology, University of Antwerp, 9Department of Mathematics, University of Antwerp - imec

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy budowę i działanie eksperymentalnego zestawu do wzmacniania wietrzenia minerałów poprzez aktywność organizmów glebowych, przy jednoczesnym manipulowaniu zmiennymi abiotycznymi, o których wiadomo, że stymulują wietrzenie. Reprezentatywne wyniki z funkcjonowania konfiguracji i analizy próbek są omawiane wraz z punktami do poprawy.

Streszczenie

Ulepszone wietrzenie (EW) to nowa technologia usuwania dwutlenku węgla (CO2), która może przyczynić się do łagodzenia zmian klimatycznych. Technologia ta polega na przyspieszeniu naturalnego procesu wietrzenia minerałów w glebie poprzez manipulowanie zmiennymi abiotycznymi, które rządzą tym procesem, w szczególności wielkością ziarna minerałów i narażeniem na kwasy rozpuszczone w wodzie. EW ma na celu głównie zmniejszenie stężenia CO2 w atmosferze poprzez zwiększenie sekwestracji węgla nieorganicznego. Do tej pory wiedza na temat elektronicznej energii elektrycznej była zdobywana głównie dzięki eksperymentom, które koncentrowały się na zmiennych abiotycznych znanych z stymulowania wietrzenia minerałów, zaniedbując w ten sposób potencjalny wpływ składników biotycznych. Chociaż wiadomo, że bakterie, grzyby i dżdżownice zwiększają tempo wietrzenia minerałów, wykorzystanie organizmów glebowych w kontekście WRE pozostaje niedostatecznie zbadane.

Ten protokół opisuje projekt i konstrukcję eksperymentalnego zestawu opracowanego w celu zwiększenia tempa wietrzenia minerałów przez organizmy glebowe, przy jednoczesnym kontrolowaniu warunków abiotycznych. Konfiguracja została zaprojektowana tak, aby zmaksymalizować tempo wietrzenia przy jednoczesnym utrzymaniu aktywności organizmów glebowych. Składa się z dużej liczby kolumn wypełnionych mączką skalną i materiałem organicznym, umieszczonych w komorze klimatycznej i dostarczanych wodą za pomocą systemu nawadniania ze strumieniem zstępującym. Kolumny umieszcza się nad lodówką zawierającą kanistry do zbierania odcieku. Reprezentatywne wyniki pokazują, że taki układ jest odpowiedni do zapewnienia aktywności organizmów glebowych i ilościowego określenia ich wpływu na sekwestrację węgla nieorganicznego. Wyzwaniem pozostaje minimalizacja strat odcieków, zapewnienie jednorodnej wentylacji przez komorę klimatyczną oraz uniknięcie zalania kolumn. Dzięki tej konfiguracji zaproponowano innowacyjne i obiecujące podejście mające na celu zwiększenie tempa wietrzenia minerałów poprzez aktywność fauny i flory glebowej oraz wyeliminowanie wpływu czynników biotycznych i abiotycznych jako czynników napędzających EW.

Wprowadzenie

Przyspieszone wietrzenie (EW) jest stosunkowo nową i niskotechnologiczną technologią usuwania dwutlenku węgla (CDR) o znacznym potencjale łagodzenia zmian klimatu1,2,3. Zasada tej technologii opiera się na przyspieszeniu naturalnego procesu wietrzenia minerałów w glebach, co prowadzi do sekwestracji dwutlenku węgla (CO2) w formie węgla nieorganicznego (IC)3. Przyspieszone wietrzenie ma na celu zwiększenie sekwestracji IC poprzez sztuczną optymalizację czynników sterujących wietrzeniem minerałów, zwiększając tym samym szybkość przebiegu wietrzenia do ram czasowych istotnych z ludzkiego punktu widzenia3. Aby EW było jak najbardziej skuteczne, szybko wietrzejące minerały krzemianowe są mielone na proszek o rozkładzie wielkości ziarna w zakresie od mikrometrów do milimetrów, aby osiągnąć wysoką reaktywną powierzchnię właściwą w zakresie ~1 m2·g-13,4.

Do tej pory wiedza na temat EW pochodziła głównie z eksperymentów skupiających się na czynnikach abiotycznych regulujących tempo rozpuszczania minerałów5. Obejmują one reaktywność i powierzchnię właściwą minerałów, temperaturę, skład roztworu, czas retencji wody oraz kwasowość4,6,7, jednak w tym kontekście wciąż wymagane są dalsze badania. Oprócz wpływu czynników abiotycznych, systemy naturalne, a w szczególności gleby, są kształtowane przez ogromną liczbę organizmów, od mikrobów po makrofaunę, taką jak dżdżownice. Mimo że niektóre badania wykazały niewielki lub brak wpływu aktywności biotycznej na rozpuszczanie minerałów8,9,10, inne dostarczyły dowodów na to, że organizmy glebowe, takie jak bakterie11,12, grzyby13,14, i dżdżownice15,16, mogą zwiększać tempo wietrzenia minerałów. W związku z tym komponenty biotyczne mogą mieć kluczowe znaczenie dla zrozumienia rzeczywistego potencjału sekwestracji IC w procesie EW5.

Pierwszym powszechnym mechanizmem, poprzez który organizmy glebowe mogą przyspieszać rozpuszczanie minerałów, jest uwalnianie CO2 podczas oddychania, co zwiększa zakwaszenie gleby17. Ponadto bakterie i grzyby mogą nasilać wietrzenie minerałów poprzez wydzielanie protonów, chelatów, kwasów organicznych i enzymów, z których wszystkie wspomagają rozpuszczanie minerałów18,19,20,21. Na przykład chelatowanie poprzez grupy karboksylowe i hydroksylowe może powodować zaburzenia równowagi jonowej, transportując pierwiastki z powierzchni minerałów i obniżając stopień nasycenia20,22. Może to prowadzić do zmniejszenia tworzenia się minerałów wtórnych i wyższej efektywności EW. Co więcej, poprzez odżywianie się cząstkami gleby, silne działanie ścian ciała dżdżownic może rozbijać ziarna minerałów na drobniejsze cząsteczki, zwiększając ich dostępną reaktywną powierzchnię23. Mikroby bytujące w jelitach dżdżownic i świeże odchody mogą dodatkowo atakować te mniejsze cząstki, wydzielając kwasy organiczne i enzymy24,25. Poprzez aktywność drążącą, oprócz przyczyniania się do mieszania cząstek organicznych i mineralnych, dżdżownice tworzą również makropory, które mogą pozwalać przepływowi wody na ominięcie nasyconych przestrzeni porowych17. Może to umożliwić wodzie oddziaływanie z różnymi powierzchniami minerałów i zwiększyć szybkość kontaktu woda-skała.

Do tej pory nie zbudowano układu pozwalającego na badanie szybkości EW i tym samym sekwestracji IC przez organizmy glebowe, który jednocześnie zapewniałby możliwość optymalizacji różnych istotnych warunków abiotycznych, takich jak dopływ wody, temperatura, rodzaj minerału i wielkość ziarna minerału. Przedstawiono tutaj projekt oraz wyjaśnienie etapów budowy innowacyjnego układu, którego celem jest zwiększenie szybkości EW poprzez aktywność organizmów glebowych w małych mezokosmach. Układ eksperymentalny składa się z 203 kolumn (długość 15 cm, średnica 7 cm) umieszczonych w komorze klimatycznej (4,54 m x 2,72 m) w temperaturze 25 °C przez 8 tygodni. 203 kolumny są podzielone na 10 grup po 18 oraz 2 grupy po 10, aby zmieściły się w komorze klimatycznej. Jedna z dwóch grup 10 kolumn jest wykorzystana w celu umożliwienia wstawienia trzech dodatkowych kolumn, które służą jako próbki ślepe. Każda grupa jest umieszczona nad lodówką i zwieńczona zdalnie sterowanym systemem nawadniania, który pozwala na zmienne tempo nawadniania w obrębie i pomiędzy lodówkami. Odciek z każdej kolumny jest zbierany do kanistra przechowywanego w stałej temperaturze w lodówce (Rycina 1). Jedna lodówka zbiera odcieki z grupy kolumn, co oznacza, że jedną lodówkę można uznać za pojedynczy system składający się z 18 lub 10 kolumn. W związku z tym liczba kolumn w tym układzie eksperymentalnym może być dostosowana do wymagań doświadczalnych, przy maksymalnej liczbie 203 kolumn.

figure-introduction-1
Rysunek 1: Schematyczny widok boczny układu przedstawiający 5 kolumn, przy założeniu systemu obejmującego 18 kolumn. Rama utrzymująca kolumny wykonana jest z płyt ze stali nierdzewnej, śrub ze stali nierdzewnej oraz płyt akrylowych. Kolumny są umieszczone w środku ramy i zwieńczone systemem irygacyjnym. Poniżej kolumn lejk są połączone rurkami z kanistrami w celu zbierania odcieku. Kanistry znajdują się w lodówce, w której mieści się cały system. Lodówkę można otworzyć, podnosząc pokrywę. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

W tej konfiguracji zastosowanie proszków skał krzemianowych o określonej wielkości ziaren zapewnia osiągnięcie wysokich szybkości wietrzenia, natomiast inokulacja starannie dobranymi bakteriami, grzybami i dżdżownicami zapewnia aktywność biotyczną w tym sztucznym systemie. Układ ten umożliwia jednoczesną kwantyfikację węgla zsekwestrowanego w próbkach stałych i ciekłych poprzez pomiar rozpuszczonego i stałego IC, a także całkowitej alkaliczności (TA). Ponadto w odciekach można mierzyć inne parametry, takie jak pH, przewodność elektryczna (EC) oraz jony, jako wskaźniki wietrzenia. Konfiguracja ta pozwala również na ocenę wpływu przeżywalności i aktywności organizmów glebowych. Przedstawione reprezentatywne wyniki potwierdzają przydatność tego protokołu do budowy układu, w którym wzrost szybkości wietrzenia wynika nie tylko z czynników abiotycznych, ale również biotycznych.

Protokół

Poniżej opisano szczegółowy protokół konstrukcji poszczególnych elementów zestawu, uwzględniający system 18 kolumn.

1. Konstrukcja ramy utrzymującej kolumny

  1. Przygotuj płyty akrylowe do zamocowania systemu nawadniającego, kolumn, lejków oraz rurek do zbierania odcieków.
    1. Wytnij trzy płyty akrylowe (płyty akrylowe 1-3) o wymiarach 63 cm x 67 cm oraz jedną płytę akrylową (płyta akrylowa 4) o wymiarach 45 cm x 56 cm.
    2. W każdej płycie akrylowej wytnij 18 otworów zgodnie z instrukcjami w poniższych krokach.
      1. Płyta akrylowa 1 – płyta górna: wytnij otwory o średnicy 0,7 cm, aby później włożyć w nie rurki systemu nawadniającego.
      2. Płyta akrylowa 2 – druga płyta od góry: wytnij otwory o średnicy 8 cm, aby później włożyć w nie kolumny (Rysunek 2).
      3. Płyta akrylowa 3 – druga płyta od dołu: wytnij otwory o średnicy 1,2 cm, aby później włożyć w nie lejki.
      4. Płyta akrylowa 4 – płyta dolna: wytnij otwory o średnicy 1,2 cm, aby później włożyć w nie plastikowe rurki doprowadzające odcieki do kanistrów.
    3. Dodatkowo wytnij jeden otwór o średnicy 1,1 cm w każdym rogu oraz jeden otwór o średnicy 1,1 cm na bokach płyt akrylowych 1-3, aby włożyć w nie śruby ze stali nierdzewnej.
    4. Dla każdej płyty akrylowej wydrukuj za pomocą drukarki etykiet plastikowe etykiety z numerami kolumn (1-18) i naklej je pod odpowiednimi otworami.
      UWAGA: Naklejenie etykiet na płytach akrylowych 2, 3 i 4 zgodnie z numeracją 18 kolumn ułatwia rozmieszczenie poszczególnych części zestawu w odpowiednich miejscach podczas montażu.
  2. Użyj płyt i śrub ze stali nierdzewnej do utrwalenia płyt akrylowych.
    1. Przygotuj wykonane na zamówienie płyty ze stali nierdzewnej, stworzone zgodnie z projektem przedstawionym na Rysunku 3, o wymiarach 63,6 cm x 67,3 cm x 4 cm i grubości 1,5 mm.
    2. Wywierć otwory o średnicy 1,1 cm w każdym rogu oraz na bokach każdej płyty ze stali nierdzewnej.
    3. Przygotuj śruby ze stali nierdzewnej (o długości 50 cm).
    4. Na śruby ze stali nierdzewnej nałóż płyty akrylowe w kolejności od góry do dołu: płytę 1 (rurki nawadniające), 2 (kolumny) i 3 (lejki). W każdym rogu użyj dwóch nakrętek sześciokątnych i dwóch podkładek, aby unieruchomić płyty akrylowe.
      UWAGA: Zachowaj odpowiedni odstęp między płytami akrylowymi, aby móc później włożyć poszczególne komponenty. Utrzymaj odległość ~19,5 cm od płyty akrylowej 1 do płyty akrylowej 2, ~10,5 cm od płyty akrylowej 2 do płyty akrylowej 3 oraz ~16,5 cm od płyty akrylowej 3 do płyty akrylowej 4.
    5. Zamontuj górną i dolną płytę ze stali nierdzewnej na śrubach, używając dwóch nakrętek sześciokątnych i dwóch podkładek w każdym rogu.
    6. Po zakończeniu budowy systemu chłodzącego, ustaw cały układ na górze lodówki.

figure-protocol-1
Rysunek 2: Schematyczny widok z góry projektu płyty akrylowej 2, w której umieszczone są kolumny. Numerowane etykiety wskazują miejsca, w których należy umieścić odpowiednie kolumny. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

figure-protocol-2
Rysunek 3: Projekt płyt ze stali nierdzewnej. (A,B) Płyta górna. (C,D) Płyta dolna. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

2. Budowa systemu chłodniczego do zbierania odcieku

  1. Przygotuj lodówkę tak, aby pomieściły się w niej kanistry.
    1. Zdejmij obie pokrywy z chłodniczki i zastąp tylną pokrywę płytką akrylową nr 4.
      UWAGA: Po zainstalowaniu płyta akrylowa nie powinna być usuwana. Aby pracować wewnątrz lodówki, należy zdjąć przednią pokrywę, podnosząc ją do góry.
    2. Umieść lodówkę w komorze klimatycznej i podłącz ją do zasilania.
    3. Ustaw temperaturę lodówki na 4 °C oraz umieść rejestrator danych wewnątrz lodówki.
    4. Zamknij lodówkę za pomocą przedniej pokrywy.
    5. Monitoruj dane rejestrowane przez rejestrator danych przez noc. Jeśli temperatura odchyli się od wartości pożądanej, wyjmij kratkę z dna lodówki i dostosuj temperaturę. Powtarzaj tę procedurę, aż zostanie osiągnięta pożądana temperatura.
  2. Do połączenia lejków z kanistrami należy użyć rur z polichlorku winylu (PVC).
    1. Dotnij 18 rurek PVC (średnica wewnętrzna 0,8 cm) na odpowiednią długość, aby każda z nich łączyła odpowiednio ponumerowane lejki z właściwymi kanistrami.
      UWAGA: Długość waha się od minimum 38 cm dla najkrótszej probówki do maksimum 81 cm dla najdłuższej probówki.
    2. Przed pierwszym użyciem przepłukać rury wodą demi. W każdym innym przypadku namoczyć je przez 4 dni w 50 L wody, w której rozpuszczono 30 g produktu kwasu cytrynowego, aby usunąć osady węglanowe. Następnie ponownie przepłukać rury wodą demi.
      UWAGA: nawet jeśli produkt zawierający kwas cytrynowy jest bezpieczny w użyciu, należy unikać kontaktu z oczami oraz długotrwałego kontaktu ze skórą, stosując odpowiednie środki ochrony.
      UWAGA: w przypadku dostępności wody ultraczystej zaleca się stosowanie jej zamiast wody demineralizowanej.
    3. Pozostaw pipety do wyschnięcia na powietrzu przez 24 h.
    4. Wstaw rurki do płyty akrylowej 4 zgodnie z ich numerami.
  3. Zamontować lejki, aby skierować odcieki do kanistrów.
    1. Przed pierwszym użyciem przemyj 18 lejków etanolem; w pozostałych przypadkach stosuj tę samą procedurę, która została określona dla rurek z PVC.
      OSTRZEŻENIE: Etanol jest łatwopalny i może powodować podrażnienie oczu, skóry i dróg oddechowych, zawroty głowy oraz płytki oddech. Etanol jest szkodliwy w przypadku połknięcia, wdychania lub wchłaniania przez skórę.
    2. Włóż lejki do płyty akrylowej 3 i podłącz je do odpowiednich rurek zgodnie z ich numeracją.
  4. Zamontuj kanistry do zbierania odcieku.
    1. Przygotować 10 kanistrów z polietylenu o wysokiej gęstości (HDPE) o pojemności 10 L oraz 8 kanistrów HDPE o pojemności 5 L.
      UWAGA: Do niskich dawek nawadniania używa się kanistrów o pojemności 5 L, natomiast do wysokich dawek nawadniania używa się kanistrów o pojemności 10 L (patrz Tabela 1Wybrano kanistry wykonane z HDPE, ponieważ materiał ten jest chemicznie obojętny.
    2. Rozcieńczyć 50 ml detergentu do zmywarek w 10 l wody z kranu. Przepłukać kanistry raz tym roztworem, raz wodą z kranu i raz wodą demi. Powtórzyć tę procedurę czyszczenia przed każdym kolejnym użyciem.
      UWAGA: Jeśli dostępna jest woda ultrapure, zaleca się jej stosowanie zamiast wody demineralizowanej.
    3. Pozostaw kanistry do wyschnięcia na powietrzu przez 24 h.
    4. W pokrywie każdego kanistra należy wywiercić otwór o średnicy 1,2 cm, aby wprowadzić plastikową rurkę do zbierania odcieków.
    5. Zamknąć kanistry odpowiednimi pokrywkami.
    6. Umieść kanistry w lodówce w dwóch warstwach zgodnie ze schematem przedstawionym w Rycina 4 jednocześnie podłączając rurki do kanistrów.

figure-protocol-3
Rycina 4: Schematyczny przegląd kanistrów wewnątrz lodówki ułożonych w dwóch warstwach: dolnej (lewa strona) i górnej (prawa strona). Czarne kółka wskazują kierunek pokrywek, natomiast niebieskie i zielone prostokąty oznaczają odpowiednio kanistry 10 L i 5 L. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

3. Konstrukcja kolumn i systemu siatek

  1. Wykorzystanie kolumn z PVC jako mezokosmosów do inkubacji proszku skalnego i organizmów glebowych
    1. Przyciąć rurki PVC do postaci 18 kolumn o długości 15 cm.
    2. Oczyścić kolumny zgodnie z procedurą 1 w przypadku ich pierwszego użycia oraz zgodnie z procedurą 2 w każdym innym przypadku.
      1. Procedura 1:
        1. Namoczyć kolumny w wodzie demieralizowanej przez 48 h.
          UWAGA: jeśli dostępna jest woda ultrapure, zaleca się stosowanie jej zamiast wody demieralizowanej.
        2. Opłukać kolumny wodą demieralizowaną. Wysuszyć i przetrzeć kolumny etanolem.
        3. Ponumerować kolumny za pomocą etykiet lub bezpośrednio markerem na rurce.
      2. Procedura 2:
        1. Namoczyć kolumny w wodzie przez 1 dzień.
        2. Użyć szczotki, aby wyszorować wszelkie pozostałości eksperymentalne.
        3. Wysuszyć i przetrzeć kolumny etanolem.
  2. Wykorzystanie pierścieni środkowych do utrzymania kolumn nad lejkami.
    1. Za pomocą drukarki 3D zaprojektować pierścień (średnica 8,5 cm i grubość 0,5 cm). Należy narysować drugi pierścień na dole, który pasuje do otworów w płycie akrylowej 2, aby zapewnić większą stabilność kolumn (Rysunek 5).
    2. Wydrukować 18 pierścieni za pomocą drukarki 3D, używając materiału z poliuretanu termoplastycznego (TPU) 95A.
    3. Umieścić pierścienie na kolumnach w pozycji, która utrzymuje kolumny 2-3 cm nad lejkami.
  3. Zastosowanie systemu siatek na dnie kolumn w celu filtrowania odcieków i minimalizacji strat cząstek.
    1. Przyciąć siatkę (rozmiar oczek 10 µm i 20 µm) w kwadraty o wymiarach 12 cm x 12 cm.
    2. Namoczyć siatkę w wodzie ultrapure przez 2 dni. Pozostawić siatkę do wyschnięcia na powietrzu.
    3. Na dnie kolumny umieścić pierwszą siatkę o rozmiarze oczek 20 µm. Na siatce 20 µm umieścić 1 cm warstwę plastikowych kulek.
    4. Umieścić drugą siatkę o rozmiarze oczek 10 µm na wierzchu siatki 20 µm i warstwy plastikowych kulek.
    5. Założyć dwie opaski zaciskowe, aby utrzymać system siatek na miejscu. Zaciągnąć opaski i odciąć ich końce.
      UWAGA: Rysunek 6 przedstawia sposób montażu systemu siatek na dnie kolumny.
  4. Zastosowanie górnej siatki w celu zapobiegania ucieczce dżdżownic.
    1. Przyciąć siatkę o rozmiarze oczek 1 mm w kwadraty o wymiarach 12 cm x 12 cm.
    2. Po wypełnieniu kolumn proszkiem skalnym i wprowadzeniu dżdżownic (sekcja 7), umieścić siatkę na górze kolumn.
      UWAGA: siatkę tę należy umieścić na górze kolumn, aby zapobiec ucieczce dżdżownic z kolumn. W przypadku niewprowadzenia dżdżownic nadal zaleca się stosowanie tej siatki w celu zachowania tych samych warunków dla wszystkich kolumn.
    3. Założyć gumkę recepturkę wokół siatki, aby utrzymać ją na miejscu.

figure-protocol-4
Rycina 5: Model pierścienia do utrzymania kolumn do drukarki 3D. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

figure-protocol-5
Rycina 6: Schemat konstrukcji systemu siatek u dołu kolumny. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny.

4. Budowa systemu nawadniania

  1. Zaprojektuj i wykonaj zraszacze do równomiernego rozprowadzania wody nad kolumnami
    1. Za pomocą drukarki 3D przygotuj projekt zraszacza zgodnie z modelem i wymiarami względnymi przedstawionymi w Rysunek 7.
    2. Wydrukuj 18 zraszaczy za pomocą drukarki 3D, używając materiału TPU 95A.
      UWAGA: Po wydrukowaniu należy pozostawić zraszacze do wyschnięcia przez co najmniej 24 godziny przed włożeniem ich do mikro hoses PE, aby uniknąć ich uszkodzenia.
  2. Zainstaluj system nawadniający: zawory i rurki.
    1. Przykręć dwa króćce do przedniej części dwóch elektrozaworów, a z tyłu elektrozaworów przykręć dwie trójniki z złączami wtykowymi.
      UWAGA: Jeśli wąż doprowadzający wodę ma kończyć się na tym systemie i nie być kontynuowany do innych systemów, należy przykręcić do tylnej części zaworu, który znajdzie się przy końcu lodówki, złączkę wtykową z dwoma przyłączami zamiast złączki wtykowej w kształcie litery T. W ten sposób przyłącze wody kończy się w tym miejscu.
    2. Zainstaluj dwa zawory elektromagnetyczne po jednej stronie górnej płyty ze stali nierdzewnej.
      UWAGA: Jeden zawór steruje jedną rurką nawadniającą, która z kolei nawadnia 8 lub 10 kolumn z całkowitej liczby 18 kolumn.
    3. Przetnij rurę irygacyjną z polietylenu o niskiej gęstości (LDPE) na dwa odcinki o długości 53 cm.
    4. Zamknij jeden koniec każdej probówki za pomocą zaślepki.
    5. Owiń drugi koniec rurek taśmą z politetrafluoroetylenu (PTFE) i podłącz je do zaworów elektromagnetycznych.
    6. Wykonaj 8 otworów w pierwszej rurce nawadniającej bliżej przodu lodówki oraz 10 otworów w drugiej rurce nawadniającej w większej odległości od przodu lodówki.
      UWAGA: niezwykle ważne jest wykonanie otworów za pomocą dziurkacza ręcznego, ponieważ jest to niezbędne do prawidłowego rozmieszczenia i funkcjonowania regulatorów ciśnienia. Odradza się stosowanie innych narzędzi, takich jak wiertarka.
    7. Włóż regulatory ciśnienia do otworów w obu rurkach.
    8. Potnij polietylenowy (PE) mikro wąż na 18 krótkich odcinków o długości 20 cm każdego, tak aby sięgały one od rury nawadniającej do kolumn, a następnie przymocuj je do regulatorów ciśnienia.
    9. Włóż małe probówki do otworów w płycie akrylowej 1.
    10. Wprowadź zraszacze do małych rurek prostopadle do powierzchni kolumn.
      UWAGA: W przypadku wystąpienia problemów z systemem nawadniania (np. zablokowania przepływu wody lub niekontrolowanego przepływu wody), mogą one wynikać z: (a) awarii zaworów, (b) obecności cząsteczek w rurce; (c) nieprawidłowego owinięcia taśmy PTFE wokół końcówki rurki. W przypadku punktu a należy wymienić zawór. W przypadku punktów b i c należy upewnić się, że rurki zostały oczyszczone przed rozpoczęciem nawadniania kolumn oraz że z rurki nie zwisają żadne resztki taśmy PTFE. Należy unikać przedostawania się cząsteczek, które mogłyby uniemożliwić prawidłowe działanie zaworu.
  3. Ustaw połączenie do transportu wody.
    1. Przetnij wąż poliuretanowy (PU) na trzy osobne odcinki do przyłączy wodnych. Dokładna długość węży zależy od konstrukcji systemu i komory. Pierwszy wąż służy do połączenia trznika pierwszego zaworu z kranem, drugi do połączenia trzników poszczególnych zaworów, a trzeci do połączenia trznika drugiego zaworu z kolejnym elementem systemu.
      UWAGA: Jeśli połączenie z kolejnym systemem nie jest wymagane, odcięcie trzeciego węża jest zbędne.
    2. Podłącz węże PU do szybkozłączek w kształcie litery T znajdujących się z tyłu elektrozaworów.
    3. Połącz wąż PU pierwszego zaworu z kranem, przykręcając dwustronną złączkę zaprasowującą do pierścienia adaptacyjnego.
    4. Otwórz kran, aby woda mogła wpłynąć do rurek.
  4. Zainstaluj system sterowania i skonfiguruj połączenie z systemem nawadniającym.
    1. Podłącz kontroler z dostępem do sieci, moduł rozszerzenia z ośmioma przekaźnikami oraz zasilacz szynowy. Umieść je w obudowie z poliwęglanu zgodnie z instrukcjami producenta.
      UWAGA: Jeden sterownik modułowy odpowiada jednemu urządzeniu, które z kolei steruje ośmioma przekaźnikami. Jeden przekaźnik steruje otwieraniem i zamykaniem jednego konkretnego zaworu.
    2. Połącz oba zawory ze sobą za pomocą kabli elektrycznych, a następnie podłącz kabel zasilający do każdego z zaworów.
    3. Podłącz drugi koniec kabla zasilającego do kontrolera z dostępem do sieci.
    4. Podłącz wszystkie elementy do gniazda elektrycznego i nawiąż połączenie internetowe dla sterownika z dostępem do sieci.
  5. Skonfiguruj system zdalnego sterowania ustawieniami nawadniania w celu ustalenia intensywności nawadniania.
    1. Należy postępować zgodnie z instrukcjami producenta dotyczącymi konfiguracji i instalacji. Do programowania i testowania należy używać przeglądarki internetowej.
    2. Przejdź do http://10.73.10.250/setup.html
    3. Zaloguj się, używając nazwy użytkownika i hasła.
    4. W menu po lewej stronie przejdź do Sterowanie/Logika a następnie do Zadania/Funkcje.
    5. Jeden przekaźnik steruje otwieraniem i zamykaniem jednego zaworu. Dla każdego przekaźnika istnieją dwa zadania: jedno włącza przekaźnik (zawór otwarty), a drugie wyłącza przekaźnik (zawór zamknięty). Aby zmienić ustawienia każdego zadania, należy kliknąć Edytuj.
      1. Aby zaplanować uruchomienie przekaźnika, należy ustawić datę i godzinę rozpoczęcia jego pracy, klikając w Data rozpoczęcia i Czas rozpoczęcia (np. 4th Maj 2022, 7:45:00; patrz Rycina 8). Aby ustawić częstotliwość podlewania, kliknij w Ustaw powtórzenie i Powtarzaj każde (np. codziennie co 1 dzień dla częstotliwości podlewania raz na dobę; zobacz Rycina 8). Aby ustawić datę, w której przekaźnik przestanie działać, kliknij Data zakończenia powtarzania (np. 20th maj 2022 r., godz. 23:59:59; patrz Rycina 8).
      2. W momencie programowania zadania dla przekaźnika, należy ustawić czas, po którym przekaźnik ma przestać pracować. Zależy to od wymaganego natężenia nawadniania oraz częstotliwości podlewania; na przykład w przypadku powtarzania codziennego należy ustawić czas na 7:46:30. Oznacza to, że przekaźnik pracuje przez 1 min 30 s, co odpowiada ilości wody wynoszącej 50 mL.·dzień-1 przy częstotliwości podlewania raz dziennie (patrz Tabela 1). Daty rozpoczęcia i zakończenia są takie same jak w przypadku zadania włączania przekaźnika, podobnie jak częstotliwość podlewania.
    6. Po zakończeniu konfiguracji każdego przekaźnika należy pamiętać o kliknięciu w Zapisz zmiany.
      UWAGA: Aby zapobiec przeciążeniu systemu, nie wszystkie przekaźniki muszą pracować jednocześnie. Zawsze zachowuj co najmniej 30 s odstępu między zadaniami różnych przekaźników (np. przekaźnik 1 urządzenia 1 kończy zadanie o 07:46:30, przekaźnik 2 urządzenia 1 rozpoczyna zadanie o 07:47:00).
    7. Sprawdź, czy ustawienia każdego przekaźnika są takie same Data rozpoczęcia i Data końcowa. Tabela 1 przedstawia przykład czasu potrzebnego dla różnych stawek nawadniania wodą przy różnych częstotliwościach podlewania.
      ​UWAGA: System nawadniający umożliwia zastosowanie innych natężeń nawadniania i częstotliwości podlewania niż te wymienione, jednak konieczne jest przeprowadzenie testów w celu ustalenia czasu otwarcia zaworów dla różnych ilości wody. Dla wymienionych natężeń nawadniania w Tabela 1Warto jednak sprawdzić w ramach pierwszego testu, czy jest to prawidłowe, ponieważ może ono ulec zmianie w zależności od ciśnienia wody i konstrukcji systemu.

figure-protocol-6
Rycina 7: Model zraszacza dla systemu nawadniającego z wymiarami względnymi. (A) Widok z góry zraszacza. (B) Widok z boku zraszacza. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

figure-protocol-7
Rysunek 8: Przykład wyświetlania ustawień systemu nawadniania w celu włączenia przekaźnika. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Szybkość nawadniania wodą (mL·day-1)Częstotliwość podlewania (liczba razy ·day-1)Czas pracy przekaźnika (s)
    
50		195
250
523
    
100		1190
2100
545
    
150		1280
2140
555

Tabela 1: Wskazówki dotyczące czasu otwarcia zaworów w celu uzyskania różnych natężeń nawadniania przy różnych częstotliwościach podlewania.

5. Wybór proszków skalnych, materiałów organicznych i bioty glebowej

UWAGA: W tym eksperymencie proszki skalne, materiały organiczne i organizmy glebowe są dobierane na podstawie dostępności, lokalnego występowania oraz przeglądu literatury. Ponadto mikroorganizmy są wybierane pod kątem braku patogenności, określanej zgodnie z klasyfikacją techniczną zasad dla czynników biologicznych (TRBA)26,27,28. W zależności od dokładnego pytania badawczego czynniki te mogą zostać dostosowane.

  1. Wybierz proszki skalne do eksperymentów.
    UWAGA: Proszki skalne wybrane do tych eksperymentów to skały ultramaficzne i maficzne o różnych składach mineralogicznych, takie jak dunit i diabaz. Każda skała występuje w dwóch głównych klasach wielkości ziarna: drobnej (zakres mikrometrów) i grubej (zakres milimetrów).
  2. Wybierz materiały organiczne do eksperymentu.
    UWAGA: Materiały organiczne wybrane do tych eksperymentów jako źródło pożywienia dla bioty glebowej to słoma pszenna oraz poferment z obornika i pozostałości pasz zwierzęcych.
  3. Wybierz bakterie do eksperymentu.
    UWAGA: Bakterie wybrane do tych eksperymentów to Bacillus subtilis i Cupriavidus metalliduransBakterie pochodzą z Leibniz Institute DSMZ (Niemcy).
    1. Hodować bakterie w pożywce płynnej (nutrient broth), składającej się z peptonu bacto (10 g·L-1), ekstrakt mięsny (3 g·L-1), oraz chlorku sodu (10 g·L-1) rozpuszczone w wodzie ultrapurej (18,2 mΩ), zgodnie z instrukcjami dostawcy.
    2. Autoklawować wszystkie pożywki w temperaturze 121 °C przez 20 min przed inokulacją starą kulturą (objętość = 1% nowej kultury).
    3. Oznacz gęstość komórek poprzez zliczanie komórek przy użyciu hemacytometru i zweryfikuj liczbę komórek za pomocą cytometrii przepływowej.
      UWAGA: W badaniu wykorzystano cytometr przepływowy wyposażony w lasery fioletowy (405 nm) i niebieski (488 nm), przy szybkości przepływu wynoszącej 10 µL/minoraz wykryto w kanale FL1 (EX 488, EM 525/40).
  4. Wybierz grzyby do eksperymentu.
    UWAGA: Grzybami wybranymi do tych eksperymentów są Knufia petricola, Suillus variegatus oraz Aerobasidium pullulans. Grzyby pochodzą z Leibniz Institute DSMZ (Niemcy), z wyjątkiem K. petricola, pozyskane z Westerdijk Institute (Holandia).
    1. Hodowlę kultury grzybów w bulionie z ekstraktem słodowym, składającym się z ekstraktu słodowego (20 g·L-1), D-(+)-glukoza (20 g·L-1), oraz hydrolizatu kazeiny (3 g·L-1) rozpuszczone w wodzie ultrapurej (18,2 mΩ), zgodnie z instrukcjami dostawcy.
    2. Autoklawować wszystkie pożywki przy 121 °C przez 20 min przed inokulacją starą kulturą (objętość = 1% nowej kultury). Gęstość komórek należy określić poprzez liczenie komórek przy użyciu hemacytometru.
  5. Wybierz dżdżownice do eksperymentu.
    ​UWAGA: Dżdżownice wybrane do tych eksperymentów to gatunki endogeiczne *Aporrectodea caliginosa* i Allolobophora chlorotica. Dżdżownice zostały pobrane z parku De Blauwe Bergen w pobliżu Uniwersytetu w Wageningen & Badania w Holandii (51°58'51.8"N 5°39'38.0"E) przed eksperymentem.

6. Wypełnianie kolumn

  1. Wyznacz pojemność wodną (WHC) proszków skalnych i materiałów organicznych, najpierw susząc każdy materiał w temperaturze 105 °C. Następnie umieść suchy materiał w misce i zanotuj jego wagę. Dodawaj wodę stopniowo, aż materiały będą odpowiednio wilgotne, i zanotuj wagę końcową. WHC wyznacza się zgodnie z Równaniem 1.
    figure-protocol-8 (1)
  2. Zmiel słomę w młynku o oczkach 6 mm.
  3. Wysusz minerały i materiały organiczne w suszarce w temperaturze 40 °C przez 2 kolejne dni.
  4. Odważ 400 g minerałów i 10 g materiałów organicznych do miski.
    UWAGA: Ilości można dostosować do potrzeb eksperymentalnych, jednak mieszanina materiałów musi zmieścić się w kolumnie.
  5. Dostosuj WHC do poziomu 80% w zależności od rodzaju minerału, wielkości ziarna minerału oraz obecnego źródła materii organicznej.
  6. Wszystko dokładnie wymieszaj metalową łyżką.
  7. Wypełnij kolumny przygotowaną mieszaniną.
  8. Umieść wypełnione kolumny w komorze klimatycznej w ich odpowiednich lokalizacjach, jak pokazano na Rysunku 2. Jeśli kolumn nie można natychmiast umieścić w komorze klimatycznej, przechowuj je w temperaturze 15 °C i przykryj folią plastikową, aby zapobiec utracie wody i ograniczyć zmiany warunków początkowych.
    UWAGA: Trzymaj kolumny za dół i ostrożnie wkładaj je w płyty akrylowe, aby uniknąć wysypania zawartości. Rysunek 9 schematycznie ilustruje kroki, które należy podjąć w celu wypełnienia kolumn.

figure-protocol-9
Rysunek 9: Schematyczny przegląd poszczególnych etapów napełniania kolumn. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.

7. Inokulacja biotą glebową

  1. Zaszczep bakterie i grzyby w dwóch momentach podczas napełniania kolumn (Metoda 1) lub tuż przed dodaniem dżdżownic (Metoda 2).
    1. Metoda 1
      1. W zależności od pożądanej gęstości szczepienia (zakres gęstości komórek od 1,5 x 109 do 4,8 x 1010 komórek na kolumnę dla bakterii oraz od 5,5 x 107 do 5,5 x 108 komórek na kolumnę dla grzybów), zaszczep różne gatunki drobnoustrojów do mieszaniny minerałów i materiałów organicznych za pomocą pipety po dodaniu wody zgodnie z wariantem traktowania.
        UWAGA: Ilość dodanej wody musi zostać odpowiednio skorygowana tak, aby objętość (mililitry) dodana podczas szczepienia została odjęta od całkowitej ilości wody dodawanej w celu osiągnięcia 80% WHC.
      2. Uważnie wymieszaj całość metalną łyżką.
      3. Napełnij kolumny przygotowaną mieszaniną.
      4. Przetrzyj miskę i łyżkę używaną do mieszania materiałów etanolem przed kolejnym użyciem.
      5. Przykryj kolumny górną siatką.
    2. Metoda 2:
      1. W zależności od pożądanej gęstości szczepienia, zaszczep różne gatunki drobnoustrojów na powierzchni kolumn za pomocą pipety zgodnie z wariantem traktowania.
      2. Przykryj kolumny górną siatką.
  2. W zależności od pożądanej gęstości (4, 8 lub 10 dżdżownic na kolumnę), wprowadź dżdżownice do kolumn zgodnie z wariantem traktowania, delikatnie kładąc je na powierzchni kolumn. Następnie przykryj kolumnę górną siatką.
    ​UWAGA: Zarówno drobnoustroje, jak i dżdżownice powinny zostać wprowadzone 1 dzień przed rozpoczęciem podlewania, aby umożliwić im adaptację do systemu. Gęstość szczepienia może być zmieniana w zależności od potrzeb eksperymentalnych. Należy pamiętać, że nie jest to środowisko sterylne i może dojść do potencjalnego zanieczyszczenia mikroorganizmami przenoszonymi przez powietrze, wodę lub materiał wejściowy. Aby zapobiec bakteryjnemu zanieczyszczeniu z wentylacji, zamontuj filtr 0,2 µm na górze kolumn.

8. Pobieranie i analiza próbek

  1. Po zakończeniu okresu eksperymentalnego wyjmij kolumny z komory.
    1. Zabierz dżdżownice i przelicz je, aby określić przeżywalność oraz ocenić ich aktywność.
    2. Zhomogenizuj mieszaninę proszku skalnego i materiałów organicznych, a następnie pobierz podpróbki do analiz mikrobiologicznych w celu dalszej charakterystyki obecności i aktywności interesujących mikroorganizmów.
    3. Wysusz zawartość kolumn w temperaturze 40 °C przez 5-7 dni w celu przeprowadzenia późniejszych analiz fazy stałej dla stałego węgla nieorganicznego (SIC).
  2. Zważ kanistry, aby określić końcową objętość odcieku i pobierz próbki odcieku do dalszych analiz, takich jak TA, rozpuszczalny węgiel nieorganiczny (DIC), pH, EC oraz jony.
  3. Celem końcowym eksperymentu jest ustalenie, czy organizmy glebowe mogą zwiększyć tempo wietrzenia w tym systemie oraz znalezienie optymalnej kombinacji rozważanych zmiennych, która prowadzi do najwyższego potencjału sekwestracji węgla. Określ to poprzez porównanie wyników analizowanych parametrów dla różnych kombinacji.
    UWAGA: Strategię pobierania próbek oraz dalsze analizy można dostosować do ustawień eksperymentalnych i potrzeb badawczych.

Wyniki

Przedstawiona instalacja składała się z łącznie 203 kolumn umieszczonych w komorze klimatycznej w temperaturze 25 °C (Rysunek 10). Wybór komory klimatycznej jako miejsca instalacji pozwolił na utrzymanie stałej, kontrolowanej temperatury oraz wilgotności względnej. Umieszczenie kanistrów w lodówce w temperaturze 4 °C zapewniło, że skład odcieków nie uległ zmianie w czasie na skutek aktywności mikrobiologicznej.

figure-results-1
Rysunek 10: Zdjęcia układu doświadczalnego w komorze klimatycznej. (A) Przegląd pojedynczego systemu. (B) Zbliżenie na pojedynczą kolumnę. (C) Zbliżenie na kanistry w lodówce. (D) Przegląd wszystkich systemów w pomieszczeniu z kontrolowaną temperaturą. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Zastosowanie zaawansowanego zautomatyzowanego systemu nawadniania pozwoliło na podlewanie kolumn z różną intensywnością i częstotliwością przy użyciu systemu sterowania online (Rycina 11). System nawadniania umożliwił modyfikację ilości wody dostarczanej do kolumn. Walidacja systemu wykazała, że doprowadziła ona do minimalnej różnicy 1% i maksymalnej różnicy 6% w ilości podanej wody pomiędzy poszczególnymi kolumnami (Rycina 12). Mniejsze różnice odnotowano dla niższych stawek nawadniania, natomiast większe różnice wystąpiły przy wyższych stawkach nawadniania. Ogólnie rzecz biorąc, średnia była niższa dla stawek nawadniania 50 mL·day-1 i 150 mL·day-1, podczas gdy była wyższa dla stawki nawadniania 100 mL·day-1 (Rycina 12).

figure-results-2
Rysunek 11: Średnia ilość wody w funkcji czasu. Średnia ilość wody zmierzona dla szybkości nawadniania 50 mL·day-1 rozłożonej w okresie 24 h zgodnie z trzema częstotliwościami nawadniania: raz dziennie, dwa razy dziennie i pięć razy dziennie dla 8 kolumn. Słupki oznaczają błąd standardowy. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.

figure-results-3
Rycina 12: Średnia ilość wody w zależności od szybkości nawadniania. Średnia ilość wody zmierzona dla szybkości nawadniania 50 mL·day-1 w 8 kolumnach oraz dla szybkości nawadniania 100 mL·day-1 i 150 mL·day-1 w 10 kolumnach. Słupki wskazują błąd standardowy. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny.

Konstrukcja i projekt tej aparatury umożliwiły gromadzenie zarówno zawartości stałej wewnątrz kolumn, składającej się z (przetworzonego) proszku skalnego i materiałów organicznych, jak i całkowitej ilości odcieku, który skapywał z kolumn przez cały okres eksperymentalny (Rysunek 13). Pomimo skutecznego gromadzenia odcieku, końcowa ilość zebranego odcieku była niższa niż ilość, której spodziewano się pod koniec eksperymentów zgodnie z szybkością nawadniania (Rysunek 14). Zmniejszona ilość zebranego odcieku była najprawdopodobniej wynikiem bezpośredniego odparowania oraz wycieków odcieku u podstawy kolumn. Należy wziąć to pod uwagę podczas analizy wyników przeprowadzonych badań.

figure-results-4
Rycina 13: Reprezentatywne zdjęcia kolumn i odcieku. Kolumny wypełnione proszkiem skalnym i materiałami organicznymi na początku eksperymentów (lewa strona) oraz odciek zebrany w kanistrach na koniec eksperymentów (prawa strona). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

figure-results-5
Rysunek 14: Całkowita objętość w litrach odcieków zebranych na koniec eksperymentów w zależności od dawki nawadniania. Linie przerywane wskazują oczekiwaną ilość zebranego odcieku zgodnie z dawką nawadniania na okres eksperymentalny, oznaczoną jasnoniebieską linią dla 50 mL·day-1, ciemnoniebieską linią dla 100 mL·day-1 oraz zieloną linią dla 150 mL·day-1. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Mieszaninę proszku skalnego i materiału organicznego przeanalizowano w celu oceny wskaźnika sukcesu bioty glebowej pod kątem składu społeczności drobnoustrojów (bakterii i grzybów) oraz przeżywalności i aktywności dżdżownic (Rysunek 15).

figure-results-6
Rysunek 15: Wzrost grzybów i przeżywalność dżdżownic. Widoczne oznaki wzrostu grzybów (lewa strona) oraz przeżywalność dżdżownic (prawa strona) w kolumnach wypełnionych pyłem skalnym i materiałami organicznymi po zakończeniu eksperymentów, przed pobraniem próbek. Krok tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Oprócz innych parametrów, odciek analizowano pod kątem TA oraz DIC, ponieważ TA i IC są dobrymi wskaźnikami szybkości wietrzenia minerałów4,29,30,31. TA mierzono za pomocą urządzenia Metrohm Titrando29,30, natomiast DIC za pomocą analizatora całkowitego węgla organicznego (TOC) firmy Skalar. Przy zastosowaniu analizatora TOC, wartość DIC oblicza się z różnicy między całkowitym węglem rozpuszczonym (DC) a rozpuszczonym węglem organicznym (DOC). Rysunek 16 oraz Rysunek 17 przedstawiają rozkład skumulowany dla kilku przykładowych wartości uzyskanych z tych analiz dla jednego cyklu eksperymentalnego. Przy zastosowaniu tej konfiguracji eksperymentalnej wartości TA mieściły się w zakresie od 0.019 mol do 0.025 mol, natomiast wartości DIC w zakresie od 7.352 mg C do 259.279 mg C (Rysunek 16 oraz Rysunek 17).

figure-results-7
Rycina 16: Rozkład prawdopodobieństwa przykładowych wartości zmierzonych dla TA w odcieku zebranym na koniec okresu eksperymentalnego. Nie wyświetlono wariantów, w których kolumny zostały zalane. Wartości wyrażono w mol i skorygowano o całkowitą ilość odcieku zebranego na koniec eksperymentów. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

figure-results-8
Rycina 17: Rozkład prawdopodobieństwa przykładowych wartości zmierzonych dla DIC w odciekach zebranych na koniec okresu eksperymentalnego. W wykresie nie przedstawiono wariantów, w których kolumny zostały zalane. Wartości wyrażono w mg węgla (C) i skorygowano o całkowitą ilość odcieku zebranego na koniec eksperymentów. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Dyskusja

W obecnym kontekście badawczym konfiguracja ta została specjalnie zaprojektowana w celu optymalizacji sekwestracji węgla nieorganicznego poprzez poprawę wietrzenia minerałów poprzez aktywność fauny i flory glebowej, przy jednoczesnym manipulowaniu czynnikami abiotycznymi znanymi z stymulowania wietrzenia. Możliwość zbierania w tej konfiguracji zarówno przetworzonego materiału stałego, jak i odcieku umożliwia pełną charakterystykę obu frakcji. Pomimo ogromnej liczby kolumn, pobieranie próbek i przeprowadzane analizy zapewniają gromadzenie danych wysokiej jakości. Poza tym posiadanie dużej liczby kombinacji w jednym przebiegu eksperymentalnym jest bardzo ważne dla analizy zebranych danych za pomocą nowoczesnych i zaawansowanych metod statystycznych, takich jak uczenie maszynowe. Metody te można wykorzystać do określenia głównych zmiennych prowadzących do wysokich wskaźników wietrzenia i dalszej sekwestracji węgla. W związku z tym taka konfiguracja daje możliwość lepszego zrozumienia wpływu, jaki organizmy glebowe mogą wywierać na sekwestrację WRE i IC. Ma to zasadnicze znaczenie dla ustanowienia bardziej realistycznych ograniczeń dotyczących granic elektronicznej energii elektrycznej i jej skuteczności w zmniejszaniu stężeń CO2 w atmosferze. Układ ten prezentuje kilka oryginalności w porównaniu z istniejącymi badaniami nad EW i wpływem organizmów glebowych.

Jeśli chodzi o wpływ czynników abiotycznych na EW, zostały one już zbadane w poprzednich badaniach 4,29,30,31,32,33,34. Niektóre z tych badań porównywały różne ilości, rodzaje i wielkości ziaren skał, ale ich konfiguracja składała się albo z eksperymentu doniczkowego 32,33, albo obejmowała mieszanie proszku skalnego z glebą34. Inne eksperymenty koncentrowały się na jednym typie skały o różnych wskaźnikach nawadniania, ale nie miały możliwości częstego nawadniania za pomocą systemu automatycznego lub koncentrowały się na wielu szybkościach i częstotliwościach nawadniania35. Inne badania przedstawiły konfigurację podobną do tej przedstawionej w obecnym protokole, z możliwością dostosowania dawek nawadniania i utrzymania stałej temperatury, oprócz różnych rozmiarów i typów ziaren skalnych29,30. Co więcej, konstrukcja tych układów była porównywalna z tą zaproponowaną w niniejszym manuskrypcie i miała na celu zbieranie odcieków do dalszych analiz29,30. Ponadto stężenia CO2 były zróżnicowane w tych badaniach jako kolejny czynnik zwiększający wietrzenie29. Jednak żadne z tych wcześniejszych badań nie koncentrowało się na wpływie czynników biotycznych na promowanie EW. W tej konfiguracji celem jest usprawnienie procesu wietrzenia i dalszej sekwestracji IC poprzez zaszczepienie określonych bakterii, grzybów i dżdżownic oraz określenie, w jakim stopniu mogą one przyspieszyć EW.

Jeśli chodzi o wpływ czynników biotycznych na EW, niewiele badań nie koncentrowało się konkretnie na EW, ale sprawdzano, czy organizmy glebowe mogą wpływać na wietrzenie minerałów. Badania te koncentrowały się głównie na tym, w jaki sposób organizmy glebowe wpływają na wietrzenie przy użyciu pożywekhodowlanych 19,21, szalek Petriego36, nylonowych worków zakopanych w glebie14 lub niewielkich ilości proszku skalnego zmieszanego z innymi podłożami36,37. Korzystanie z tak małych systemów lub konfiguracji sprawia, że trudno jest oddzielić wpływ organizmów od innych zmiennych. W niektórych eksperymentach stosowano konfigurację podobną do tej proponowanej tutaj, ale na mniejszą skalę, z kolumnami wypełnionymi proszkiem skalnym zaszczepionymi organizmami glebowymi 38,39,40. Jednak w doświadczeniach tych albo uprawiano rośliny równolegle i nie koncentrowano się na wyłącznym wpływie określonych organizmów glebowych13,35, albo nie zbierano odcieków36. Poza tym większość badań, które wykazały, że bakterie, grzyby i dżdżownice zwiększają wietrzenie minerałów, koncentrowała się na wpływie tych organizmów na uwalnianie składników odżywczych jako wskaźniku wietrzenia, a nie na sekwestracji IC 11,13,14,19,36,37,38. Przede wszystkim żadne z tych wcześniejszych badań nie miało na celu promowania EW ani nie przedstawiało możliwości dostosowania i utrzymania czynników abiotycznych przez cały okres eksperymentalny. W tej konfiguracji, zamiast utrzymywać wszystkie czynniki abiotyczne na stałym poziomie, wiele kombinacji jest testowanych pod kątem czterech czynników abiotycznych, takich jak szybkość i częstotliwość nawadniania wodą, rodzaj proszku skalnego i wielkość ziarna, w celu promowania EW poprzez aktywność organizmów glebowych.

Poza tym żadne z poprzednich badań, które koncentrowały się na wpływie czynników abiotycznych lub biotycznych na EW, nie przedstawiało możliwości posiadania wyjątkowo dużej liczby kolumn i zmiennych w jednym przebiegu eksperymentalnym. W tej konfiguracji możliwe jest przetestowanie wielu różnych kombinacji różnych zmiennych podczas jednego przebiegu eksperymentów ze względu na imponującą liczbę kolumn, dla których zaprojektowano konfigurację, przy jednoczesnym zapewnieniu wysokiej jakości wyników. Biorąc pod uwagę nowatorstwo konfiguracji, poniżej przedstawiono kilka możliwych ulepszeń i pozostałych wyzwań, które można wziąć pod uwagę podczas projektowania przyszłych podobnych konfiguracji.

Należy zapewnić jednorodne warunki powietrza w komorze inkubacyjnej. Umieszczenie zestawu w komorze klimatycznej zapewniało stałą temperaturę i wilgotność względną. Ograniczenia wentylacji (np. przepływ powietrza) mogły powodować przestrzenną zmienność warunków atmosferycznych, a tym samym prowadzić do nieproporcjonalnego parowania z kolumn w niektórych miejscach, co jest częstym zjawiskiem w tego rodzaju układach35. Aby poradzić sobie z tą wadą, gdy replikacja i randomizacja nie są możliwe, zaleca się obliczenie bilansu wodnego dla kolumn umieszczonych w różnych miejscach w całej komorze.

Kolumny należy dokładnie wyrównać z lejkami po włożeniu do płyty akrylowej, aby uniknąć utraty odcieku. W badanym okresie doświadczalnym ubytki odcieku wystąpiły od dołu kolumn z powodu nieprawidłowego ustawienia lejków lub z powodu zatkania oczek. Wraz z parowaniem może to częściowo wyjaśniać, dlaczego zebrany odcień był niższy w porównaniu z oczekiwaniami (ryc. 13). Aby zminimalizować te straty, ważne jest, aby upewnić się, że lejki są optymalnie umieszczone poniżej kolumn. Korzystanie z szerszych lejków jest również realną opcją. W takim przypadku należy zwrócić uwagę na średnicę otworów podczas budowy płyt akrylowych oraz odległość między płytami akrylowymi.

Wolniejszy przepływ wody w eksperymentach z kolumnami glebowymi, w których woda jest często stosowana, jest powtarzającym się problemem 7,30,40. W doświadczeniach przeprowadzonych z przedstawionym układem w niektórych przypadkach zastosowano dość wysokie dawki nawadniania i bardzo drobne uziarnienia mineralne, które początkowo nie mają struktury, jaką normalnie obserwuje się w glebach. Mogło to spowodować, że pory oczek na dole kolumn zawierających tylko drobne minerały zatkały się podczas trwania eksperymentów. W związku z tym woda nie przepływała wystarczająco szybko przez kolumny, co skutkowało zarówno zalaniem kolumn, zmniejszając infiltrację wody i zbieranie odcieków, jak i warunkami beztlenowymi w obrębie kolumn, wpływając na procesy biogeochemiczne. Aby złagodzić ten problem, ważne jest, aby zawsze mieszać pewien procent ziarna gruboziarnistego z drobniejszymi ziarnistościami mineralnymi i unikać mieszanek o 100% bardzo drobnych ziarnistościach mineralnych. Inną opcją jest zezwolenie, aby kolumny doświadczyły określonej liczby cykli zwilżania/suszenia, aby zainicjować tworzenie struktury gleby, a tym samym poprawić infiltrację wody. Poza tym przed rozpoczęciem eksperymentu przydatne byłoby wyznaczenie podstawowej dynamiki wody w glebie, takiej jak przepływ nasycony i nienasycony oraz krzywa retencji wody, w kilku mezokosmosach, aby lepiej zrozumieć przepływ gazów, stan nasycenia minerałów i czynniki wpływające na aktywność organizmów.

Przedstawiona konfiguracja eksperymentalna jest wygodna w użyciu, zapewnia prostą instalację i może być dostosowana do potrzeb badawczych. W kontekście wietrzenia minerałów, przy niezbędnych dostosowaniach, można go połączyć z komorą gazową, aby nie tylko scharakteryzować węgiel w fazie stałej i wodnej, ale także przyjrzeć się dynamice węgla w fazie gazowej. Poza tym ten układ może być wykorzystany do badania realistycznych szybkości infiltracji wody z sekwencjami sucho-mokrymi, ponieważ ta dynamika czasowa może silnie wpływać na wietrzenie41. Zastosowanie tej konfiguracji nie ogranicza się do eksperymentów, które koncentrują się wyłącznie na minerałach krzemianowych, ale można ją wdrożyć w eksperymentach kolumnowych, które wykorzystują różne podłoża. Poza tym długość eksperymentów można skracać lub wydłużać w zależności od potrzeb eksperymentu, a liczbę kolumn można zmieniać. Możliwość pobierania próbek zarówno z przetworzonych materiałów stałych, jak i odcieku pozwala nam na przeprowadzanie różnych analiz, aby skupić się na jednym z dwóch składników lub obu. Z punktu widzenia obecnej wiedzy, jest to jedyna konfiguracja, która została do tej pory zbudowana z wyjątkową liczbą kolumn, która ma na celu wykorzystanie organizmów glebowych do poprawy wietrzenia minerałów przy jednoczesnym kontrolowaniu warunków abiotycznych w systemie zbudowanym wyłącznie z minerałów krzemianowych i materiałów organicznych.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Dziękujemy Tonowi van der Zalmowi z Tupola za rozwój systemu nawadniania. Dodatkowo dziękujemy Jaco Baarsowi z firmy Tupola za śmiech i wsparcie psychiczne okazane podczas budowania tego zestawu. Dziękujemy Peterowi Garamszegiemu i Ángelowi Velasco Sánchezowi za pomoc w ręcznym podlewaniu kolumn, gdy system nawadniania nie działał. Dziękujemy również Stevenowi Heestermanowi, Xumingowi Li, Karen Morán Riverze, Jonnie van den Bergowi i Kangying Xie za pomoc udzieloną podczas pobierania próbek. Dziękujemy Peggy Bartsch, Tomowi Jäppinenowi, Peterowi Noblowsowi, Brentowi Rotgansowi, Andre van Leeuwenowi i Gerlinde Vink za pomoc w laboratorium, analizy próbek i owocne dyskusje. Na koniec dziękujemy Jeroenowi Zonneveldowi z firmy Unifarm za dostarczenie i konserwację komory klimatycznej. Instalacja ta została zbudowana w ramach projektu Bio-Accelerated Mineral Weathering (BAM!), który jest finansowany przez program ramowy Unii Europejskiej w zakresie badań naukowych i innowacji Horyzont 2020 na podstawie umowy o udzielenie dotacji nr 964545.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Blachy akryloweWSV kunststoffen BVN/ASłuży do mocowania kolumn, lejków, rur i rur irygacyjnych.
Pierścień adapteraTamesonFL2S-FM-B-014G-034GUżywany do wykonania systemu do podłączenia węża PU do kranu.
Opaski kabloweGamma456196Służy do przytrzymywania systemu siatkowego.
Kwas cytrynowyNortembio (amazon.nl)  B01BDLOGW2Służy do czyszczenia rur i lejków.
Cytometr przepływowy CytoFLEX Beckam CoulterCytoFLEX
Mydło do zmywarkiBOOM77000307.9010Służy do czyszczenia kanistrów.
Ośmioprzekaźnikowy moduł rozszerzeńSterowanie przez siećX-12sSłuży do sterowania zaworami systemu nawadniającego.
ZaślepkaWildkamp819906Służy do zamykania jednego końca głównej rury systemu nawadniającego. 
LodówkiHorecaGemakDIA-BVL031/6PSłuży do przechowywania kanistrów.
LejkiPraxisdienst135864Służą do kierowania odcieku z kolumn do kanistrów. Średnica 75 mm.
Dziurkacz ręcznyWildkamp719928Służy do wycinania otworów na małe rurki w głównej rurze rurki irygacyjnej.
Kanister HDPE 10 LGlas-shop.be105157Chodź z pokrywką. Służy do zbierania odcieku.
Kanister HDPE 5 LGlas-shop.be105156Chodź z pokrywką. Służy do zbierania odcieku.
Nakrętka sześciokątnaFabory51080.100.001Służy do blokowania blach akrylowych na metalowych. 
Drukarka etykietBrotherPT-H107B Służy do drukowania etykiet do naklejania na arkusze akrylowe.
Rura irygacyjna LdpeWildkamp15382585Służy do wykonania głównej rury systemu nawadniającego.
Waga bagażowaUnited Entertainment8718274546996Służy do ważenia kanistrów.
Siatka 10 μ mFranz EckertPES-10/2Stosowany do systemu siatkowego.
Siatka 20 μ mFranz EckertPES-20/13Używany do systemu siatkowego.
Wkręty metaloweSchroeven goothandel.nl100975401010Służy do montażu blach akrylowych.
Mikrowąż do nawadniania kropelkowegoWildkamp15119128Służy do wykonywania małych rurek systemu nawadniającego.
Środkowy pierścieńwykonany samodzielnie z drukarką 3Dsamodzielnie z drukarką 3DSłuży do przytrzymywania kolumn kilka centymetrów nad lejkami. 
KońcówkaWildkamp15045986Służy do podłączenia zaworu elektromagnetycznego do rury irygacyjnej. 
Siatka nylonowaSefarN/ASiatka o grubości 1 mm stosowana na szczycie kolumn, aby zapobiec ucieczce dżdżownic.
Koraliki plastikowelyondelbasellTRC 352N C12507Stosowany do systemu siatkowego.
Złączka wtykowa z 2 przyłączamiTamesonF24V5Używana na końcu systemu do zakończenia węża PU. 
Obudowa z poliwęglanuRS498-5387Służy do przechowywania elementów elektronicznych systemu nawadniającego.
zasilającyRS775-6075Służy do podłączenia zaworów. 
Złączka ppWildkamp719780Służy do wykonania systemu do podłączenia węża PU do kranu. 
Regulator ciśnieniaWildkamp719943używany  aby upewnić się, że wszystkie małe rurki uwalniają taką samą ilość wody. 
Taśma PTFEGAMMA237001Służy do owijania końca rury irygacyjnej.
Wąż PUTamesonPU-8-1198-50-1Służy do łączenia wszystkich zaworów ze sobą i z kranem. 
Rury PVCRubbermagazijn99001230Służy do łączenia lejków z kanistrami.
Rury PVCWildkamp91700Używane do wykonania kolumn. 
Zasilacz szynowyRS145-7873Służy do zasilania ośmioprzekaźnikowego modułu rozszerzeń. 
GumkiPasschierTerpo8714603820621Służy do przytrzymywania siatki na dżdżownice. 
Zawór elektromagnetycznyTamesonCM-DA014B020E-024DCSłuży do otwierania i zamykania przepływu wody.
Zraszaczewykonane samodzielnie z drukarką 3Dsamodzielnie z drukarką 3DSłuży do równomiernego rozprowadzania wody po kolumnach. 
Płyty ze stali nierdzewnej24/7 stal krawieckaN/ASłuży jako rama do ustawienia nad lodówką. 
Trójnikowa złączka wtykowaTamesonF25DTSłuży do podłączenia elektrozaworu do węża PU.
Materiał TPU 95A MakerPoint1756Służy do drukowania komponentów za pomocą drukarki 3D. 
Nośniki podkładekFabory50095.100.001Służy do umieszczania poniżej nakrętki sześciokątnej.
Sterowanie kontrolerem z obsługą sieci przezwebX-400-I(9-28 VDC)Służy do umożliwienia sterowania ustawieniami nawadniania online. 
wykonany wykonane

Bibliografia

  1. Beerling, D. J., et al. Potential for large-scale CO2 removal via enhanced rock weathering with croplands. Nature. 583 (7815), 242-248 (2020).
  2. Fuss, S., et al. Negative emissions - Part 2: Costs, potentials and side effects. Environmental Research Letters. 13, 063002(2018).
  3. Goll, D. S., et al. Potential CO2 removal from enhanced weathering by ecosystem responses to powdered rock. Nature Geoscience. 14 (8), 545-549 (2021).
  4. Hartmann, J., et al. Enhanced chemical weathering as a geoengineering strategy to reduce atmospheric carbon dioxide, supply nutrients, and mitigate ocean acidification. Reviews of Geophysics. 51 (2), 113-149 (2013).
  5. Vicca, S., et al. Is the climate change mitigation effect of enhanced silicate weathering governed by biological processes. Global Change Biology. 28 (3), 711-726 (2022).
  6. Strefler, J., Amann, T., Bauer, N., Kriegler, E., Hartmann, J. Potential and costs of carbon dioxide removal by enhanced weathering of rocks. Environmental Research Letters. 13 (3), 034010(2018).
  7. te Pas, E. E., Hagens, M., Comans, R. N. Assessment of the enhanced weathering potential of different silicate minerals to improve soil quality and sequester CO2. Frontiers in Climate. 4, 954064(2023).
  8. Jordan, G., Pokrovsky, O. S., Guichet, X., Schmahl, W. W. Organic and inorganic ligand effects on magnesite dissolution at 100 °C and pH = 5 to 10. Chemical Geology. 242 (3-4), 484-496 (2007).
  9. Shirokova, L. S., et al. Experimental study of the effect of heterotrophic bacterium (Pseudomonas reactans) on olivine dissolution kinetics in the context of CO2 storage in basalts. Geochimica et Cosmochimica Acta. 80, 30-50 (2012).
  10. Pokrovsky, O. S., Shirokova, L. S., Zabelina, S. A., Jordan, G., Bénézeth, P. Weak impact of microorganisms on Ca, Mg-bearing silicate weathering. npj Materials Degradation. 5, 51(2021).
  11. Basak, B. B., Biswas, D. R. Influence of potassium solubilizing microorganism (Bacillus mucilaginosus) and waste mica on potassium uptake dynamics by sudan grass (Sorghum vulgare Pers.) grown under two Alfisols. Plant and Soil. 317 (1-2), 235-255 (2009).
  12. Gouda, S., et al. Revitalization of plant growth promoting rhizobacteria for sustainable development in agriculture. Microbiological Research. 206, 131-140 (2018).
  13. Burghelea, C. I., et al. Trace element mobilization during incipient bioweathering of four rock types. Geochimica et Cosmochimica Acta. 234, 98-114 (2018).
  14. Wild, B., Imfeld, G., Daval, D. Direct measurement of fungal contribution to silicate weathering rates in soil. Geology. 49 (9), 1055-1058 (2021).
  15. Hu, L., et al. Earthworm gut bacteria increase silicon bioavailability and acquisition by maize. Soil Biology and Biochemistry. 125, 215-221 (2018).
  16. Liu, D., Lian, B., Wang, B., Jiang, G. Degradation of potassium rock by earthworms and responses of bacterial communities in its gut and surrounding substrates after being fed with mineral. PLoS ONE. 6 (12), e28803(2011).
  17. Schwartzman, D. The geobiology of weathering: a 13th hypothesis. arXiv. , (2015).
  18. Buss, H. L., Lüttge, A., Brantley, S. L. Etch pit formation on iron silicate surfaces during siderophore-promoted dissolution. Chemical Geology. 240 (3-4), 326-342 (2007).
  19. Sun, L. L., et al. Differences in the gene expressive quantities of carbonic anhydrase and cysteine synthase in the weathering of potassium-bearing minerals by Aspergillus niger. Science China Earth Sciences. 56 (12), 2135-2140 (2013).
  20. Van Hees, P. A. W., et al. Oxalate and ferricrocin exudation by the extramatrical mycelium of an ectomycorrhizal fungus in symbiosis with Pinus sylvestris. New Phytologist. 169 (2), 367-378 (2006).
  21. Xiao, L., Lian, B., Hao, J., Liu, C., Wang, S. Effect of carbonic anhydrase on silicate weathering and carbonate formation at present day CO2 concentrations compared to primordial values. Scientific Reports. 5, 7733(2015).
  22. Welch, S. A., Taunton, A. E., Banfield, J. F. Effect of microorganisms and microbial metabolites on apatite dissolution. Geomicrobiology Journal. 19 (3), 343-367 (2002).
  23. Suzuki, Y., Matsubara, T., Hoshino, M. Breakdown of mineral grains by earthworms and beetle larvae. Geoderma. 112 (1-2), 131-142 (2003).
  24. Carpenter, D., Hodson, M. E., Eggleton, P., Kirk, C. The role of earthworm communities in soil mineral weathering: a field experiment. Mineralogical Magazine. 72 (1), 33-36 (2008).
  25. Georgiadis, A., Marhan, S., Lattacher, A., Mäder, P., Rennert, T. Do earthworms affect the fractionation of silicon in soil. Pedobiologia. 75, 1-7 (2019).
  26. Committee for Biological Agents (ABAS). TRBA 450 classification criteria for biological agents. , https://www.baua.de/DE/Angebote/Rechtstexte-und-Technische-Regeln/Regelwerk/TRBA/TRBA-450.html (2016).
  27. Committee for Biological Agents (ABAS). TRBA 466 Classification of prokaryotes (bacteria and archaea) into risk groups. , https://www.baua.de/EN/Service/Legislative-texts-and-technical-rules/Rules/TRBA/TRBA-466.html (2010).
  28. Committee for Biological Agents (ABAS). TRBA 460 Classification of fungi in risk groups. , https://www.baua.de/DE/Angebote/Rechtstexte-und-Technische-Regeln/Regelwerk/TRBA/TRBA-460.html (2016).
  29. Amann, T., Hartmann, J. Carbon accounting for enhanced weathering. Frontiers in Climate. 4, 849948(2022).
  30. Amann, T., Hartmann, J., Hellmann, R., Pedrosa, E. T., Malik, A. Enhanced weathering potentials-the role of in situ CO2 and grain size distribution. Frontiers in Climate. 4, 929268(2022).
  31. Vienne, A., et al. Enhanced weathering using basalt rock powder: carbon sequestration, co-benefits and risks in a mesocosm study with Solanum tuberosum. Frontiers in Climate. 4, 869456(2022).
  32. Ten Berge, H. F., et al. Olivine weathering in soil, and its effects on growth and nutrient uptake in ryegrass (Lolium perenne L.): a pot experiment. PLoS ONE. 7 (8), e42098(2012).
  33. Amann, T., et al. Enhanced weathering and related element fluxes-a cropland mesocosm approach. Biogeosciences. 17 (1), 103-119 (2020).
  34. Dietzen, C., Harrison, R., Michelsen-Correa, S. Effectiveness of enhanced mineral weathering as a carbon sequestration tool and alternative to agricultural lime: an incubation experiment. International Journal of Greenhouse Gas Control. 74, 251-258 (2018).
  35. Wood, C., Harrison, A. L., Power, I. M. Impacts of dissolved phosphorus and soil-mineral-fluid interactions on CO2 removal through enhanced weathering of wollastonite in soils. Applied Geochemistry. 148, 105511(2023).
  36. Carpenter, D., Hodson, M. E., Eggleton, P., Kirk, C. Earthworm induced mineral weathering: preliminary results. European Journal of Soil Biology. 43, S176-S183 (2007).
  37. De Souza, M. E. P., et al. Vermicomposting with rock powder increases plant growth. Applied Soil Ecology. 69, 56-60 (2013).
  38. Burghelea, C., et al. Mineral nutrient mobilization by plants from rock: influence of rock type and arbuscular mycorrhiza. Biogeochemistry. 124, 187-203 (2015).
  39. Zaharescu, D. G., et al. Ecosystem composition controls the fate of rare earth elements during incipient soil genesis. Scientific Reports. 7, 43208(2017).
  40. Van Grinsven, J. J. M., Van Riemsdijk, W. H. Evaluation of batch and column techniques to measure weathering rates in soils. Geoderma. 52 (1-2), 41-57 (1992).
  41. Calabrese, S., et al. Nano-to global-scale uncertainties in terrestrial enhanced weathering. Environmental Science & Technology. 56 (22), 15261-15272 (2022).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Wzmocnione wietrzenieusuwanie dwutlenku w glasekwestracja w gla nieorganicznegoaktywno d d ownicinokulacja mikrobiologicznakomora klimatycznapobieranie odciek w

Powiązane artykuły