Artykuł metodologiczny

Projekt i budowa układu doświadczalnego w celu poprawy wietrzenia minerałów poprzez aktywność organizmów glebowych

4.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/65563

⸱

10 listopada 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Soil Biology Group, Wageningen University & Research, 2Soil Chemistry and Chemical Soil Quality, Wageningen University & Research, 3Department of Earth Sciences, Uppsala University, 4Institute for Geology, Center for Earth System Research and Sustainability, University of Hamburg, 5Tupola, Wageningen University & Research, 6IDLab - Department of Computer Science, University of Antwerp - imec, 7Plants and Ecosystems (PLECO), Biology Department, University of Antwerp, 8Research Group of Sustainable Energy, Air and Water Technology, University of Antwerp, 9Department of Mathematics, University of Antwerp - imec

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy budowę i działanie eksperymentalnego zestawu do wzmacniania wietrzenia minerałów poprzez aktywność organizmów glebowych, przy jednoczesnym manipulowaniu zmiennymi abiotycznymi, o których wiadomo, że stymulują wietrzenie. Reprezentatywne wyniki z funkcjonowania konfiguracji i analizy próbek są omawiane wraz z punktami do poprawy.

Streszczenie

Ulepszone wietrzenie (EW) to nowa technologia usuwania dwutlenku węgla (CO2), która może przyczynić się do łagodzenia zmian klimatycznych. Technologia ta polega na przyspieszeniu naturalnego procesu wietrzenia minerałów w glebie poprzez manipulowanie zmiennymi abiotycznymi, które rządzą tym procesem, w szczególności wielkością ziarna minerałów i narażeniem na kwasy rozpuszczone w wodzie. EW ma na celu głównie zmniejszenie stężenia CO2 w atmosferze poprzez zwiększenie sekwestracji węgla nieorganicznego. Do tej pory wiedza na temat elektronicznej energii elektrycznej była zdobywana głównie dzięki eksperymentom, które koncentrowały się na zmiennych abiotycznych znanych z stymulowania wietrzenia minerałów, zaniedbując w ten sposób potencjalny wpływ składników biotycznych. Chociaż wiadomo, że bakterie, grzyby i dżdżownice zwiększają tempo wietrzenia minerałów, wykorzystanie organizmów glebowych w kontekście WRE pozostaje niedostatecznie zbadane.

Ten protokół opisuje projekt i konstrukcję eksperymentalnego zestawu opracowanego w celu zwiększenia tempa wietrzenia minerałów przez organizmy glebowe, przy jednoczesnym kontrolowaniu warunków abiotycznych. Konfiguracja została zaprojektowana tak, aby zmaksymalizować tempo wietrzenia przy jednoczesnym utrzymaniu aktywności organizmów glebowych. Składa się z dużej liczby kolumn wypełnionych mączką skalną i materiałem organicznym, umieszczonych w komorze klimatycznej i dostarczanych wodą za pomocą systemu nawadniania ze strumieniem zstępującym. Kolumny umieszcza się nad lodówką zawierającą kanistry do zbierania odcieku. Reprezentatywne wyniki pokazują, że taki układ jest odpowiedni do zapewnienia aktywności organizmów glebowych i ilościowego określenia ich wpływu na sekwestrację węgla nieorganicznego. Wyzwaniem pozostaje minimalizacja strat odcieków, zapewnienie jednorodnej wentylacji przez komorę klimatyczną oraz uniknięcie zalania kolumn. Dzięki tej konfiguracji zaproponowano innowacyjne i obiecujące podejście mające na celu zwiększenie tempa wietrzenia minerałów poprzez aktywność fauny i flory glebowej oraz wyeliminowanie wpływu czynników biotycznych i abiotycznych jako czynników napędzających EW.

Wprowadzenie

Wzmocnione wietrzenie (EW) to stosunkowo nowa i mało zaawansowana technologicznie metoda usuwania dwutlenku węgla (CDR), która posiada znaczny potencjał w łagodzeniu zmian klimatycznych1,2,3. Zasada działania tej technologii opiera się na przyspieszaniu naturalnego procesu wietrzenia minerałów w glebach, co prowadzi do sekwestracji dwutlenku węgla (CO2) w formie węgla nieorganicznego (IC)3. Wzmocnione wietrzenie ma na celu zwiększenie sekwestracji IC poprzez sztuczną optymalizację czynników sterujących wietrzeniem minerałów, zwiększając tym samym prędkość zachodzenia tego procesu do ram czasowych istotnych z ludzkiego punktu widzenia3. Aby EW było najbardziej efektywne, szybko wietrzejące minerały krzemianowe są mielone na proszek o rozkładzie wielkości ziarna w zakresie od mikrometrów do milimetrów, aby uzyskać wysoką reaktywną powierzchnię właściwą w zakresie ~1 m2·g-13,4.

Dotychczas wiedza na temat EW była dostarczana głównie przez eksperymenty koncentrujące się na czynnikach abiotycznych wpływających na tempo rozpuszczania minerałów5. Należą do nich reaktywność i powierzchnia właściwa minerałów, temperatura, skład roztworu, czas retencji wody oraz kwasowość4,6,7, jednak w tym kontekście wciąż wymagane są dalsze badania. Poza wpływem czynników abiotycznych, systemy naturalne, a w szczególności gleby, są kształtowane przez ogromną liczbę organizmów, od mikroorganizmów po makrofaunę, taką jak dżdżownice. Mimo że niektóre badania wykazały niewielki lub brak wpływu aktywności biotycznej na rozpuszczanie minerałów8,9,10, inne dostarczyły dowodów na to, że organizmy glebowe, takie jak bakterie11,12, grzyby13,14, i dżdżownice15,16, mogą zwiększać tempo wietrzenia minerałów. Zatem komponenty biotyczne mogą mieć kluczowe znaczenie dla zrozumienia rzeczywistego potencjału sekwestracji IC w procesach EW5.

Pierwszym powszechnym mechanizmem, dzięki któremu organizmy glebowe mogą przyspieszać rozpuszczanie minerałów, jest uwalnianie CO2 podczas oddychania, co zwiększa zakwaszenie gleby17. Ponadto bakterie i grzyby mogą nasilać wietrzenie minerałów poprzez wydzielanie protonów, chelatów, kwasów organicznych i enzymów, z których wszystkie wspomagają rozpuszczanie minerałów18,19,20,21. Na przykład chelatacja za pomocą grup karboksylowych i hydroksylowych może prowadzić do zaburzeń równowagi jonowej, transportując pierwiastki z powierzchni minerałów i obniżając stan nasycenia20,22. Może to prowadzić do ograniczenia tworzenia minerałów wtórnych i zwiększenia efektywności EW. Co więcej, poprzez żywienie się cząstkami gleby, intensywne działanie ścian ciała dżdżownic może rozdrabniać ziarna minerałów na mniejsze cząstki, zwiększając tym samym ich dostępną reaktywną powierzchnię23. Mikroby bytujące w jelitach dżdżownic i w świeżych odchodach mogą dodatkowo atakować te mniejsze cząstki, wydzielając kwasy organiczne i enzymy24,25. Poprzez aktywność drążącą, oprócz przyczyniania się do mieszania cząstek organicznych i mineralnych, dżdżownice tworzą również makropory, które mogą pozwalać przepływowi wody na omijanie nasyconych przestrzeni porowych17. Może to umożliwić wodzie oddziaływanie z różnymi powierzchniami minerałów i zwiększyć szybkość kontaktu woda-skała.

Do tej pory nie zbudowano układu pozwalającego na badanie szybkości wietrzenia chemicznego (EW), a tym samym sekwestracji IC przy udziale organizmów glebowych, zapewniając jednocześnie możliwość optymalizacji różnych istotnych czynników abiotycznych, takich jak dopływ wody, temperatura, rodzaj minerału i wielkość ziarna minerału. W niniejszej pracy przedstawiono projekt i wyjaśnienie etapów konstrukcji innowacyjnego układu, którego celem jest zwiększenie szybkości EW poprzez aktywność organizmów glebowych w niewielkich mezokosmach. Układ doświadczalny składa się z 203 kolumn (długość 15 cm, średnica 7 cm) umieszczonych w komorze klimatycznej (4,54 m x 2,72 m) w temperaturze 25 °C przez 8 tygodni. 203 kolumny podzielono na 10 grup po 18 i 2 grupy po 10, aby zmieściły się w komorze klimatycznej. Jedna z dwóch grup 10 kolumn jest wykorzystywana w celu umożliwienia wstawienia trzech dodatkowych kolumn, które służą jako próbki kontrolne (blanki). Każda grupa jest umieszczona nad lodówką i zwieńczona zdalnie sterowanym systemem nawadniania, który umożliwia stosowanie zmiennych stawek nawadniania w obrębie i pomiędzy lodówkami. Odciek z każdej kolumny jest zbierany do kanistra przechowywanego w stałej temperaturze w lodówce (Rycina 1). Jedna lodówka zbiera odciek z grupy kolumn, co oznacza, że jedną lodówkę można uznać za pojedynczy system składający się z 18 lub 10 kolumn. Zatem liczba kolumn w tym układzie doświadczalnym może być dostosowana do wymagań eksperymentalnych, maksymalnie do 203 kolumn.

Schemat domowej lodówkowej instalacji nawadniającej z kolumnami, lejkami, kanistrami, przepływem rur i płytami akrylowymi.
Rysunek 1: Schematyczny widok z boku układu przedstawiający 5 kolumn, przy założeniu systemu składającego się z 18 kolumn. Rama podtrzymująca kolumny wykonana jest z płyt ze stali nierdzewnej, śrub ze stali nierdzewnej i płyt akrylowych. Kolumny są rozmieszczone w centralnej części ramy i zwieńczone systemem nawadniającym. Poniżej kolumn lejki są połączone rurami z kanistrami w celu zbierania odcieków. Kanistry znajdują się w lodówce, w której umieszczony jest cały system. Lodówkę można otworzyć, podnosząc pokrywę. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

W tej konfiguracji zastosowanie proszków skalnych krzemianowych o określonych rozmiarach ziaren zapewnia osiągnięcie wysokich szybkości wietrzenia, natomiast szczepienie specjalnie dobranymi bakteriami, grzybami i dżdżownicami zapewnia aktywność biotyczną w tym sztucznym systemie. Układ ten umożliwia jednoczesną kwantyfikację węgla zsekwestrowanego w próbkach stałych i ciekłych poprzez pomiar węgla nieorganicznego (IC) w formie rozpuszczonej i stałej, a także całkowitej zasadowości (TA). Ponadto w odciekach można mierzyć inne parametry, takie jak pH, przewodność elektryczna (EC) oraz jony, które służą jako wskaźniki wietrzenia. Konfiguracja ta pozwala również na ocenę wpływu przeżywalności i aktywności organizmów glebowych. Przedstawione reprezentatywne wyniki dowodzą przydatności tego protokołu do budowy układu, w którym wzrosty szybkości wietrzenia wynikają nie tylko z czynników abiotycznych, ale także biotycznych.

Protokół

Poniżej opisano szczegółowy protokół budowy poszczególnych elementów układu, przyjmując system składający się z 18 kolumn.

1. Budowa ramy utrzymującej kolumny

  1. Przygotuj płyty akrylowe do podtrzymania systemu nawadniania, kolumn, lejków oraz rurek do zbierania odcieków.
    1. Wytnij trzy płyty akrylowe (płyty akrylowe 1-3) o wymiarach 63 cm x 67 cm oraz jedną płytę akrylową (płyta akrylowa 4) o wymiarach 45 cm x 56 cm.
    2. W każdej płycie akrylowej wytnij 18 otworów zgodnie z instrukcjami w poniższych krokach.
      1. Płyta akrylowa 1 – płyta górna: wytnij otwory o średnicy 0,7 cm, aby później włożyć w nie rurki systemu nawadniania.
      2. Płyta akrylowa 2 – druga płyta od góry: wytnij otwory o średnicy 8 cm, aby później włożyć w nie kolumny (Rycina 2).
      3. Płyta akrylowa 3 – druga płyta od dołu: wytnij otwory o średnicy 1,2 cm, aby później włożyć w nie lejki.
      4. Płyta akrylowa 4 – płyta dolna: wytnij otwory o średnicy 1,2 cm, aby później włożyć w nie plastikowe rurki doprowadzające odcieki do kanistrów.
    3. Dodatkowo wytnij jeden otwór o średnicy 1,1 cm w każdym rogu oraz jeden otwór o średnicy 1,1 cm na bokach płyt akrylowych 1-3, aby włożyć śruby ze stali nierdzewnej.
    4. Dla każdej płyty akrylowej wydrukuj za pomocą drukarki etykiet plastikowe etykiety z numerami kolumn (1-18) i naklej je pod odpowiednim otworem.
      UWAGA: Naklejenie etykiet na płytach akrylowych 2, 3 i 4 zgodnie z numeracją 18 kolumn ułatwia umieszczenie poszczególnych części zestawu w odpowiednich miejscach podczas jego montażu.
  2. Użyj płyt i śrub ze stali nierdzewnej do utrwalenia płyt akrylowych.
    1. Przygotuj wykonane na zamówienie płyty ze stali nierdzewnej, które zostały stworzone zgodnie z projektem przedstawionym na Rycini 3, o wymiarach 63,6 cm x 67,3 cm x 4 cm i grubości 1,5 mm.
    2. Wywierć otwory o średnicy 1,1 cm w każdym rogu oraz na bokach każdej płyty ze stali nierdzewnej.
    3. Przygotuj śruby ze stali nierdzewnej (o długości 50 cm).
    4. Nasuń płyty akrylowe na śruby ze stali nierdzewnej w kolejności od góry do dołu: płytę 1 (rurki nawadniające), 2 (kolumny) i 3 (lejki). W każdym rogu użyj dwóch nakrętek sześciokątnych i dwóch podkładek, aby utrzymać płytę akrylową na miejscu.
      UWAGA: Zachowaj odpowiednią odległość między płytami akrylowymi, aby móc później włożyć poszczególne komponenty. Utrzymaj odległość ~19,5 cm od płyty akrylowej 1 do płyty akrylowej 2, ~10,5 cm od płyty akrylowej 2 do płyty akrylowej 3 oraz ~16,5 cm od płyty akrylowej 3 do płyty akrylowej 4.
    5. Zamontuj górną i dolną płytę ze stali nierdzewnej na śrubach ze stali nierdzewnej, używając dwóch nakrętek sześciokątnych i dwóch podkładek w każdym rogu.
    6. Po zakończeniu budowy systemu chłodniczego umieść cały system na górze lodówki.

Schemat układu siatki, 18 otworów; wymiary 63x67 cm; stosowany do analizy strukturalnej.
Rysunek 2: Schematyczny widok z góry konstrukcji płyty akrylowej 2, w której umieszczone są kolumny. Etykiety z numerami wskazują miejsca, w których należy umieścić odpowiednie kolumny. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.

Równowaga statyczna, schematy sztywnych ram, ilustrujące rozkład sił i stabilność konstrukcji.
Rycina 3: Projekt płyt ze stali nierdzewnej. (A,B) Płyta górna. (C,D) Płyta dolna. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

2. Budowa systemu chłodniczego do zbierania odcieków

  1. Przygotuj lodówkę w sposób umożliwiający umieszczenie w niej kanistrów.
    1. Zdejmij obie pokrywy z lodówki i zastąp tylną pokrywę płytą akrylową nr 4.
      UWAGA: Po zamontowaniu płyta akrylowa nie powinna być usuwana. Aby pracować wewnątrz lodówki, należy zdjąć przednią pokrywę, podnosząc ją do góry.
    2. Umieść lodówkę w komorze klimatycznej i podłącz ją do zasilania.
    3. Ustaw temperaturę lodówki na 4 °C oraz umieścić rejestrator danych wewnątrz lodówki.
    4. Zamknij lodówkę za pomocą przedniej pokrywy.
    5. Monitoruj dane rejestrowane przez rejestrator danych przez całą noc. Jeśli temperatura będzie odbiegać od wartości pożądanej, wyjmij kratkę z dna lodówki i dostosuj temperaturę. Powtarzaj tę procedurę do momentu osiągnięcia pożądanej temperatury.
  2. Do połączenia lejków z kanistrami należy użyć rur z polichlorku winylu (PVC).
    1. Utnąć 18 rurek z PVC (średnica wewnętrzna 0,8 cm) o odpowiedniej długości, aby połączyć poszczególne lejki z odpowiadającymi im numerami kanistrami.
      UWAGA: Długość waha się od minimum 38 cm dla najkrótszej probówki do maksimum 81 cm dla najdłuższej probówki.
    2. Przed pierwszym użyciem należy przepłukać rury wodą demineralizowaną; w każdym innym przypadku należy namoczyć je przez 4 dni w 50 L wody, w której rozpuszczono 30 g kwasu cytrynowego, w celu usunięcia osadów węglanowych. Następnie rury należy ponownie przepłukać wodą demineralizowaną.
      OSTROŻNIE: nawet jeśli produkt zawierający kwas cytrynowy jest bezpieczny w użyciu, należy unikać kontaktu z oczami oraz długotrwałego kontaktu ze skórą, stosując odpowiednie środki ochrony.
      UWAGA: jeśli dostępna jest woda ultrapure, zaleca się jej stosowanie zamiast wody demineralizowanej.
    3. Pozostawić pipety do wyschnięcia na powietrzu przez 24 h.
    4. Włóż rurki do płyty akrylowej 4 zgodnie z ich odpowiednimi numerami.
  3. Zainstaluj lejki, aby skierować odciek do kanistrów.
    1. Przetrzyj 18 lejków etanolem przed ich pierwszym użyciem; w każdym innym przypadku zastosuj tę samą procedurę, która została opisana dla rurek PVC.
      OSTRZEŻENIE: Etanol jest łatwopalny i może powodować podrażnienie oczu, skóry oraz dróg oddechowych, zawroty głowy oraz płytki oddech. Etanol jest szkodliwy w przypadku połknięcia, wdychania lub wchłonięcia przez skórę.
    2. Włóż lejki do płyty akrylowej 3 i podłącz je do odpowiednich rurek zgodnie z ich numeracją.
  4. Zamontuj kanistry do zbierania odcieku.
    1. Przygotować 10 kanistrów z polietylenu wysokiej gęstości (HDPE) o pojemności 10 L oraz 8 kanistrów z HDPE o pojemności 5 L.
      UWAGA: W przypadku niskich dawek nawadniania stosuje się kanistry o pojemności 5 l, natomiast w przypadku wysokich dawek nawadniania stosuje się kanistry o pojemności 10 l (patrz Tabela 1). Wybrano kanistry wykonane z HDPE, ponieważ materiał ten jest chemicznie obojętny.
    2. Rozcieńczyć 50 ml detergentu do zmywarek w 10 l wody z kranu. Przepłukać kanistry raz tym roztworem, raz wodą z kranu i raz wodą demieralizowaną. Powtarzać tę procedurę czyszczenia przed każdym kolejnym użyciem.
      UWAGA: jeśli dostępna jest woda ultrapure, zaleca się stosowanie jej zamiast wody demi.
    3. Pozostaw kanistry do wyschnięcia na powietrzu przez 24 h.
    4. W pokrywie każdego kanistra należy wywiercić otwór o średnicy 1,2 cm, aby móc wprowadzić plastikową rurkę do zbierania odcieku.
    5. Zamknąć kanistry odpowiednimi pokrywkami.
    6. Umieść kanistry w lodówce w dwóch warstwach zgodnie ze schematem przedstawionym w Rysunek 4 jednocześnie podłączając rurki do kanistrów.

Schemat organizacji lodówki przedstawiający układ przechowywania z ponumerowanymi pojemnikami na dwóch warstwach.
Rysunek 4: Schematyczny przegląd kanistrów wewnątrz lodówki rozmieszczonych w dwóch piętrowych warstwach, dolnej (lewa strona) i górnej (prawa strona). Czarne kółka wskazują kierunek pokrywek, natomiast niebieskie i zielone prostokąty oznaczają odpowiednio kanistry 10 L i 5 L. Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

3. Konstrukcja kolumn i systemu siatki

  1. Wykorzystanie kolumn z PVC jako mezokosmosów do inkubacji proszku skalnego i organizmów glebowych
    1. Potnij rurki z PVC na 18 kolumn o długości 15 cm.
    2. Oczyść kolumny zgodnie z procedurą 1, jeśli są używane po raz pierwszy, lub procedurą 2 w każdym innym przypadku.
      1. Procedura 1:
        1. Namocz kolumny w wodzie destylowanej przez 48 h.
          UWAGA: jeśli dostępna jest woda ultrapure, preferowane jest jej użycie zamiast wody destylowanej.
        2. Opłucz kolumny wodą destylowaną. Osusz i przetrzyj kolumny etanolem.
        3. Ponumeruj kolumny za pomocą etykiet lub bezpośrednio markerem na rurce.
      2. Procedura 2:
        1. Namocz kolumny w wodzie przez 1 dzień.
        2. Użyj szczotki, aby wyszorować wszelkie pozostałości eksperymentalne.
        3. Osusz i przetrzyj kolumny etanolem.
  2. Wykorzystanie pierścieni środkowych do podtrzymania kolumn nad lejkami.
    1. Za pomocą drukarki 3D zaprojektuj pierścień (średnica 8,5 cm i grubość 0,5 cm). Pamiętaj o narysowaniu drugiego pierścienia u dołu, który pasuje do otworów w płycie akrylowej 2, aby zapewnić większą stabilność kolumn (Rysunek 5).
    2. Wydrukuj 18 pierścieni na drukarce 3D, używając materiału z termoplastycznego poliuretanu (TPU) 95A.
    3. Umieść pierścienie na kolumnach w pozycji utrzymującej kolumny 2-3 cm powyżej lejków.
  3. Zastosowanie systemu siatek na dnie kolumn w celu filtrowania odcieku i zminimalizowania strat cząstek.
    1. Potnij siatkę (wielkość oczek 10 µm i 20 µm) na kwadraty o wymiarach 12 cm x 12 cm.
    2. Namocz siatkę w wodzie ultrapure przez 2 dni. Pozostaw siatkę do wyschnięcia na powietrzu.
    3. Na dnie kolumny umieść pierwszą siatkę o rozmiarze oczek 20 µm. Na siatce 20 µm umieść warstwę plastikowych kulek o grubości 1 cm.
    4. Umieść drugą siatkę o rozmiarze oczek 10 µm na siatce 20 µm i warstwie plastikowych kulek.
    5. Załóż dwie opaski zaciskowe, aby utrzymać system siatek na miejscu. Zaciśnij opaski i odetnij ich końce.
      UWAGA: Rysunek 6 przedstawia sposób montażu systemu siatek na dnie kolumny.
  4. Zastosowanie górnej siatki w celu zapobiegania ucieczce dżdżownic.
    1. Potnij siatkę o wielkości oczek 1 mm na kwadraty o wymiarach 12 cm x 12 cm.
    2. Po wypełnieniu kolumn proszkiem skalnym i wprowadzeniu dżdżownic (sekcja 7), umieść siatkę na górze kolumn.
      UWAGA: siatkę tę należy umieścić na górze kolumn, aby zapobiec ucieczce dżdżownic. W przypadku, gdy dżdżownice nie zostaną wprowadzone, nadal zaleca się stosowanie tej siatki, aby zachować takie same warunki dla wszystkich kolumn.
    3. Załóż gumkę recepturkę wokół siatki, aby utrzymać ją na miejscu.

Równowaga statyczna; schemat przekroju poprzecznego; wymiary pierścienia: średnica 8,5 cm, grubość 0,5 cm.
Figura 5: Model pierścienia do utrzymania kolumn dla drukarki 3D. Aby zobaczyć powiększoną wersję tej figury, kliknij tutaj.

Schemat chromatografii z kolumną z PVC, filtrami siatkowymi i plastikowymi kuleczkami do procesu rozdziału.
Rysunek 6: Schemat konstrukcji systemu siatek u dołu kolumny. Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

4. Konstrukcja systemu nawadniającego

  1. Zaprojektuj i wykonaj zraszacze do równomiernego rozprowadzania wody nad kolumnami
    1. Za pomocą drukarki 3D przygotuj projekt zraszacza zgodnie z modelem i wymiarami względnymi przedstawionymi w Rycina 7.
    2. Wydrukuj 18 zraszaczy za pomocą drukarki 3D, wykorzystując materiał TPU 95A.
      UWAGA: Po wydrukowaniu należy pozostawić dysze do wyschnięcia przez co najmniej 24 h przed ich włożeniem do mikroprzewodów PE, aby zapobiec ich przełamaniu.
  2. Zainstaluj system nawadniania: zawory i rurki.
    1. Przykręć dwa końcówki nosowe do przedniej części dwóch zaworów elektromagnetycznych oraz przykręć dwa trójniki wtykowe do tylnej części zaworów elektromagnetycznych.
      UWAGA: Jeśli wąż doprowadzający wodę ma kończyć się na tym systemie i nie być kontynuowany do innych urządzeń, na tylnej części zaworu umieszczonego przy końcu lodówki należy zamontować złączkę zaślepiającą z dwoma przyłączami zamiast złączki T. W ten sposób przyłącze wody kończy się w tym punkcie.
    2. Zamontuj dwa zawory elektromagnetyczne po jednej stronie górnej płyty ze stali nierdzewnej.
      UWAGA: Jeden zawór steruje jedną rurką nawadniającą, która z kolei nawadnia 8 lub 10 kolumn z łącznej liczby 18 kolumn.
    3. Przeciąć rurę nawadniającą z polietylenu o niskiej gęstości (LDPE) na dwa odcinki o długości 53 cm.
    4. Zamknij jeden koniec każdej probówki za pomocą zaślepki.
    5. Drugi koniec rurek owiń taśmą z politetrafluoroetylenu (PTFE) i podłącz do elektrozaworów.
    6. Wykonaj 8 otworów w pierwszej rurce irygacyjnej bliżej przedniej części lodówki oraz wykonaj 10 otworów w drugiej rurce irygacyjnej, znajdującej się dalej od przedniej części lodówki.
      UWAGA: niezwykle ważne jest wykonanie otworów za pomocą dziurkacza ręcznego, ponieważ jest to niezbędne dla prawidłowego rozmieszczenia i funkcjonowania regulatorów ciśnienia. Odradza się stosowania innych narzędzi, takich jak wiertarka.
    7. Włóż regulatory ciśnienia do otworów w obu rurkach.
    8. Przetnij polietylenowy (PE) mikro wąż na 18 krótkich odcinków o długości 20 cm każdego, tak aby sięgały one od rury nawadniającej do kolumn, a następnie przymocuj je do regulatorów ciśnienia.
    9. Włóż małe probówki do otworów w płycie akrylowej 1.
    10. Wprowadź zraszacze do małych rurek poziomo względem powierzchni kolumn.
      UWAGA: W przypadku wystąpienia problemów z systemem irygacyjnym (np. zatorów w przepływie wody lub niekontrolowanego przepływu wody), ich przyczyną mogą być: (a) awaria zaworów, (b) obecność cząsteczek w rurce; (c) niewłaściwe owinięcie końcówki rurki taśmą PTFE. W przypadku punktu a należy wymienić zawór. W przypadku punktów b i c należy upewnić się, że rurki zostały oczyszczone przed rozpoczęciem nawadniania kolumn oraz że z rurek nie zwisają odpowiednio żadne pozostałości taśmy PTFE. Ważne jest, aby uniknąć przeniesienia jakichkolwiek cząsteczek, które mogłyby uniemożliwić prawidłowe działanie zaworu.
  3. Przygotuj połączenie do transportu wody.
    1. Przetnij wąż poliuretanowy (PU) na trzy oddzielne odcinki do przyłącza wody. Dokładne długości węży zależą od konstrukcji systemu i komory. Pierwszego węża należy użyć do połączenia trójnika pierwszego zaworu z kranem, drugiego do połączenia trójników poszczególnych zaworów, a trzeciego do połączenia trójnika drugiego zaworu z kolejnym elementem systemu.
      UWAGA: Jeśli nie ma potrzeby łączenia z kolejnym systemem, odcięcie trzeciego węża nie jest konieczne.
    2. Podłączyć węże PU do złączy w kształcie litery T znajdujących się z tyłu elektrozaworów.
    3. Połącz wąż PU pierwszego zaworu z kranem, przykręcając złączy analityczne (typu push-in) z dwoma przyłączami do pierścienia adaptera.
    4. Otwórz kran, aby umożliwić przepływ wody do probówek.
  4. Zainstaluj system sterowania i skonfiguruj połączenie z systemem nawadniania.
    1. Podłącz sterownik z dostępem do sieci, moduł rozszerzeń ośmiu przekaźników oraz zasilacz szynowy. Umieść je w obudowie z poliwęglanu zgodnie z instrukcjami producenta.
      UWAGA: Jeden sterownik modułowy odpowiada jednemu urządzeniu, które z kolei steruje ośmioma przekaźnikami. Jeden przekaźnik steruje otwieraniem i zamykaniem jednego konkretnego zaworu.
    2. Połącz oba zawory ze sobą za pomocą kabli elektrycznych, a następnie podłącz kabel zasilający do każdego z zaworów.
    3. Podłącz drugi koniec kabla zasilającego do kontrolera z dostępem do sieci.
    4. Podłącz wszystkie elementy do gniazda elektrycznego i ustanów połączenie internetowe dla kontrolera z dostępem do sieci.
  5. Skonfiguruj zdalne sterowanie ustawieniami nawadniania w celu ustalenia natężenia nawadniania.
    1. Należy postępować zgodnie z instrukcjami producenta dotyczącymi konfiguracji i instalacji. Do programowania i testowania należy używać przeglądarki internetowej.
    2. Przejdź do strony http://10.73.10.250/setup.html.
    3. Zaloguj się, używając nazwy użytkownika i hasła.
    4. W menu po lewej stronie przejdź do Sterowanie/Logika a następnie do Zadania/Funkcje.
    5. Jeden przekaźnik steruje otwieraniem i zamykaniem jednego zaworu. Dla każdego przekaźnika zdefiniowano dwa zadania: jedno włącza przekaźnik (zawór otwarty), a drugie wyłącza go (zawór zamknięty). Aby zmienić ustawienia każdego zadania, należy kliknąć Edytuj.
      1. W przypadku konieczności zaprogramowania zadania przekaźnika, należy ustawić datę i godzinę rozpoczęcia pracy przekaźnika, klikając w Data rozpoczęcia i Czas rozpoczęcia (np. 4th Maj 2022, 7:45:00; patrz Rycina 8). Aby ustawić częstotliwość podlewania, kliknij Ustaw powtórzenie i Powtarzaj każde (np. codziennie co 1 dzień dla częstotliwości podlewania raz dziennie; patrz Rycina 8). Aby ustawić datę, w której przekaźnik przestanie działać, kliknij Data zakończenia powtarzania (np. 20th maj 2022 r., godz. 23:59:59; patrz Rycina 8).
      2. W celu uruchomienia zadania dla przekaźnika należy ustawić czas, po którym przekaźnik ma przestać pracować. Zależy to od wymaganej szybkości nawadniania oraz częstotliwości podlewania; na przykład, dla powtarzania codziennego należy ustawić czas 7:46:30. Oznacza to, że przekaźnik pracuje przez 1 min 30 s, co odpowiada ilości wody wynoszącej 50 mL·dobę.-1 przy częstotliwości podlewania raz dziennie (patrz Tabela 1). Daty rozpoczęcia i zakończenia są takie same jak w zadaniu włączania przekaźnika, podobnie jak częstotliwość podlewania.
    6. Po zakończeniu konfiguracji każdego przekaźnika należy pamiętać o kliknięciu w Zapisz zmiany.
      UWAGA: Aby zapobiec przeciążeniu systemu, nie wszystkie przekaźniki muszą pracować jednocześnie. Należy zawsze zachować co najmniej 30 s przerwy między zadaniami różnych przekaźników (np. przekaźnik 1 urządzenia 1 kończy zadanie o 07:46:30, przekaźnik 2 urządzenia 1 rozpoczyna zadanie o 07:47:00).
    7. Upewnij się, że ustawienia każdego przekaźnika są takie same Data rozpoczęcia i Data zakończenia. Tabela 1 przedstawia przykład czasu potrzebnego dla różnych prędkości nawadniania wodą przy różnych częstotliwościach podlewania.
      UWAGA: System nawadniający umożliwia stosowanie innych wskaźników nawadniania i częstotliwości podlewania niż te wymienione, jednak konieczne jest przeprowadzenie testów w celu ustalenia, jak długo zawory muszą pozostać otwarte dla różnych ilości wody. W przypadku wymienionych wskaźników nawadniania w Tabela 1Warto jednak sprawdzić podczas pierwszego testu, czy jest to prawidłowe, ponieważ wartość ta może ulec zmianie w zależności od ciśnienia wody i konstrukcji układu.

Schemat komponentu inżynieryjnego pokazujący symetrię promieniową i precyzyjne wymiary konstrukcyjne.
Rysunek 7: Model zraszacza do systemu nawadniającego z wymiarami względnymi. (A) Widok z góry zraszacza. (B) Widok z boku zraszacza. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.

Interfejs harmonogramu X400 do zautomatyzowanego sterowania urządzeniem, pokazujący konfigurację zadania z opcjami daty i przekaźnika.
Rycina 8: Przykład ekranu ustawień systemu nawadniania dla konfiguracji włączenia przekaźnika. Aby wyświetlić większą wersję tej ryciny, kliknij tutaj.

Szybkość nawadniania wodą (mL·dzień)-1)Częstotliwość podlewania (liczba razy · dzień)-1)Czas zadziałania przekaźnika (s)
    
50		195
250
523
    
100		1190
2100
545
    
150		1280
2140
555

Tabela 1: Wskazówki dotyczące czasu otwarcia zaworów w celu zapewnienia różnych prędkości nawadniania wodą przy różnych częstotliwościach podlewania.

5. Wybór proszków skalnych, materiałów organicznych i bioty glebowej

UWAGA: W tym eksperymencie proszki skalne, materiały organiczne i organizmy glebowe są dobierane na podstawie dostępności, lokalnego występowania oraz przeglądu literatury. Dodatkowo mikroorganizmy są wybierane pod kątem braku patogenności, określanej zgodnie z klasyfikacją techniczną zasad dla czynników biologicznych (TRBA)26,27,28. W zależności od konkretnego pytania badawczego czynniki te mogą zostać dostosowane.

  1. Wybierz proszki skalne do eksperymentów.
    UWAGA: Proszki skalne wybrane do tych eksperymentów to skały ultramaficzne i maficzne o różnych składach mineralogicznych, takie jak dunit i bazalt. Każda skała posiada dwie główne klasy wielkości ziarna: drobną (zakres mikrometryczny) i grubą (zakres milimetrowy).
  2. Wybierz materiały organiczne do eksperymentu.
    UWAGA: Materiały organiczne wybrane do tych eksperymentów jako źródło pożywienia dla bioty glebowej to słoma pszenna oraz poferment z obornika i pozostałości pasz zwierzęcych.
  3. Wybierz bakterie do eksperymentu.
    UWAGA: Bakterie wybrane do tych eksperymentów to Bacillus subtilis oraz Cupriavidus metallidurans. Bakterie pochodzą z Instytutu Leibniza DSMZ (Niemcy).
    1. Hoduj bakterie w pożywce Nutrient Broth, składającej się z peptonu bacto (10 g·L-1), ekstraktu mięsnego (3 g·L-1) i chlorku sodu (10 g·L-1) rozpuszczonych w wodzie ultraczystej (18,2 mΩ), zgodnie z instrukcjami dostawcy.
    2. Autoklawuj wszystkie pożywki w temperaturze 121 °C przez 20 min przed zaszczepieniem starą kulturą (objętość = 1% nowej kultury).
    3. Wyznacz gęstość komórek poprzez liczenie komórek za pomocą hemacytometru i zweryfikuj liczbę komórek za pomocą cytometrii przepływowej.
      UWAGA: W tej badaniu użyto cytometru przepływowego wyposażonego w lasery fioletowy (405 nm) i niebieski (488 nm), z szybkością przepływu 10 µL/min, z detekcją w kanale FL1 (EX 488, EM 525/40).
  4. Wybierz grzyby do eksperymentu.
    UWAGA: Grzyby wybrane do tych eksperymentów to Knufia petricola, Suillus variegatus oraz Aerobasidium pullulans. Grzyby pochodzą z Instytutu Leibniza DSMZ (Niemcy), z wyjątkiem K. petricola, który pochodzi z Instytutu Westerdijka (Holandia).
    1. Hoduj kultury grzybów w bulionie z ekstraktem słodowym, składającym się z ekstraktu słodowego (20 g·L-1), D-(+)-glukozy (20 g·L-1) i hydrolizatu kazeiny (3 g·L-1) rozpuszczonych w wodzie ultraczystej (18,2 mΩ), zgodnie z instrukcjami dostawców.
    2. Autoklawuj wszystkie pożywki w temperaturze 121 °C przez 20 min przed zaszczepieniem starą kulturą (objętość = 1% nowej kultury). Wyznacz gęstość komórek poprzez liczenie komórek za pomocą hemacytometru.
  5. Wybierz dżdżownice do eksperymentu.
    ​UWAGA: Dżdżownice wybrane do tych eksperymentów to gatunki endogeiczne Aporrectodea caliginosa oraz Allolobophora chlorotica. Dżdżownice są zbierane z parku De Blauwe Bergen w pobliżu Uniwersytetu i Centrum Badawczego Wageningen w Holandii (51°58'51.8"N 5°39'38.0"E) przed rozpoczęciem eksperymentu.

6. Wypełnianie kolumn

  1. Wyznacz pojemność wodną (WHC) proszków skalnych i materiałów organicznych, najpierw susząc każdy materiał w temperaturze 105 °C. Następnie umieść suchy materiał w misce i zapisz jego wagę. Dodawaj wodę stopniowo, aż materiały będą wystarczająco wilgotne, a następnie zapisz wagę końcową. WHC oblicza się zgodnie z Równaniem 1.
    Wzór na pojemność wodną, obliczanie WHC, porównanie wagi materiałów, równanie, metoda analityczna. (1)
  2. Zmiel słomę za pomocą młynka o oczkach 6 mm.
  3. Wysusz minerały i materiały organiczne w suszarce w temperaturze 40 °C przez 2 kolejne dni.
  4. Odważ 400 g minerałów i 10 g materiałów organicznych do miski.
    UWAGA: Ilości można dostosować do potrzeb eksperymentalnych, jednak mieszanina materiałów powinna zmieścić się w kolumnie.
  5. Dostosuj WHC do poziomu 80% w zależności od rodzaju minerału, wielkości ziarna minerału oraz obecnego źródła organicznego.
  6. Dokładnie wymieszaj całość metalową łyżką.
  7. Wypełnij kolumny przygotowaną mieszaniną.
  8. Umieść wypełnione kolumny w komorze klimatycznej w ich odpowiednich lokalizacjach, zgodnie z Rysunkiem 2. Jeśli kolumn nie można umieścić w komorze klimatycznej natychmiast, przechowuj je w temperaturze 15 °C i przykryj folią plastikową, aby zapobiec stratom wody i ograniczyć zmiany warunków początkowych.
    UWAGA: Trzymaj kolumny za dno i ostrożnie wkładaj je w płyty akrylowe, aby uniknąć utraty ich zawartości. Rysunek 9 schematycznie przedstawia kroki, które należy podjąć podczas wypełniania kolumn.

Schemat procesu mieszania proszku skalnego; WHC, 40°C, etapy napełniania pojemnika, ilustrujące przygotowanie składu.
Rycina 9: Schematyczny przegląd poszczególnych etapów napełniania kolumn. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

7. Inokulacja biotą glebową

  1. Zaszczep bakterie i grzyby w dwóch momentach podczas napełniania kolumn (Metoda 1) lub bezpośrednio przed dodaniem dżdżownic (Metoda 2).
    1. Metoda 1
      1. W zależności od pożądanej gęstości szczepienia (zakres gęstości komórek od 1.5 x 109 do 4.8 x 1010 komórek na kolumnę dla bakterii oraz od 5.5 x 107 do 5.5 x 108 komórek na kolumnę dla grzybów), wprowadź za pomocą pipety poszczególne gatunki drobnoustrojów do mieszaniny minerałów i materiałów organicznych po dodaniu wody zgodnie z wariantem badawczym.
        UWAGA: Ilość dodawanej wody musi zostać odpowiednio skorygowana w taki sposób, aby objętość (mililitry) dodana podczas szczepienia została odjęta od całkowitej ilości wody dodawanej w celu osiągnięcia 80% WHC.
      2. Wszystko dokładnie wymieszaj metalową łyżką.
      3. Wypełnij kolumny przygotowaną mieszaniną.
      4. Przetrzyj miskę oraz łyżkę używaną do mieszania materiałów etanolem przed kolejnym użyciem.
      5. Przykryj kolumny górną siatką.
    2. Metoda 2:
      1. W zależności od pożądanej gęstości szczepienia, wprowadź za pomocą pipety poszczególne gatunki drobnoustrojów na powierzchnię kolumn zgodnie z wariantem badawczym.
      2. Przykryj kolumny górną siatką.
  2. W zależności od pożądanej gęstości (4, 8 lub 10 dżdżownic na kolumnę), wprowadź dżdżownice do kolumn zgodnie z wariantem badawczym, delikatnie kładąc je na powierzchni kolumn. Następnie przykryj kolumnę górną siatką.
    ​UWAGA: Zarówno mikroorganizmy, jak i dżdżownice powinny zostać wprowadzone na 1 dzień przed rozpoczęciem podlewania, aby umożliwić im adaptację do systemu. Gęstość szczepienia można zmieniać w zależności od potrzeb eksperymentalnych. Należy pamiętać, że nie jest to środowisko sterylne i może wystąpić potencjalna kontaminacja mikroorganizmami przenoszonymi przez powietrze, wodę lub materiał wejściowy. Aby zapobiec bakteryjnemu zanieczyszczeniu z wentylacji, zamontuj na górze kolumn filtr 0.2 µm.

8. Pobieranie i analiza próbek

  1. Po zakończeniu okresu eksperymentalnego wyjmij kolumny z komory.
    1. Zbierz dżdżownice i policz je, aby określić ich przeżywalność oraz ocenić ich aktywność.
    2. Uhomogenizuj mieszaninę proszku skalnego i materiałów organicznych, a następnie pobierz podpróbki do analiz mikrobiologicznych w celu dalszej charakterystyki obecności i aktywności interesujących mikroorganizmów.
    3. Wysusz zawartość kolumn w temperaturze 40 °C przez 5-7 dni w celu późniejszych analiz fazy stałej pod kątem stałego węgla nieorganicznego (SIC).
  2. Zważ kanistry, aby określić końcową objętość odcieku, i pobierz próbki odcieku do dalszych analiz, takich jak TA, rozpuszczony węgiel nieorganiczny (DIC), pH, EC oraz jony.
  3. Celem końcowym eksperymentu jest ustalenie, czy organizmy glebowe mogą przyspieszyć tempo wietrzenia w tym systemie oraz znalezienie optymalnej kombinacji rozważanych zmiennych, która prowadzi do najwyższego potencjału sekwestracji węgla. Ustal to poprzez porównanie wyników dla analizowanych parametrów w zależności od różnych kombinacji.
    UWAGA: Strategia pobierania próbek i dalsze analizy mogą być dostosowane do ustawień eksperymentalnych i potrzeb badawczych.

Wyniki

Przedstawiona instalacja składała się z łącznie 203 kolumn umieszczonych w komorze klimatycznej w temperaturze 25 °C (Rysunek 10). Wybór umieszczenia instalacji w komorze klimatycznej pozwolił na kontrolowanie stałej temperatury i wilgotności względnej. Przechowywanie kanistrów w lodówce w temperaturze 4 °C zapewniło, że skład odcieku nie uległ zmianie w czasie wskutek aktywności mikrobowej.

Konfiguracja systemu recyrkulacji w akwakulturze; zbiorniki, filtry; analiza jakości wody i wzrostu ryb.
Rysunek 10: Zdjęcia układu doświadczalnego w komorze klimatycznej. (A) Przegląd pojedynczego systemu. (B) Zbliżenie na pojedynczą kolumnę. (C) Zbliżenie na kanistry w lodówce. (D) Przegląd wszystkich systemów w pomieszczeniu z kontrolowaną temperaturą. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Zastosowanie zaawansowanego automatycznego systemu nawadniania pozwoliło na podlewanie kolumn z różną intensywnością i częstotliwością przy użyciu systemu sterowania online (Rycina 11). System nawadniania umożliwiał modyfikację ilości wody dostarczanej do kolumn. Walidacja systemu wykazała, że prowadziło to do minimalnej różnicy 1% i maksymalnej różnicy 6% w ilości wody podanej pomiędzy poszczególnymi kolumnami (Rycina 12). Mniejsze różnice odnotowano przy niższych natężeniach nawadniania, natomiast większe różnice pojawiły się przy wyższych natężeniach nawadniania. Ogólnie średnia była niższa dla natężeń nawadniania 50 mL·day-1 oraz 150 mL·day-1, natomiast była wyższa dla natężenia nawadniania 100 mL·day-1 (Rycina 12).

Wykres częstotliwości nawadniania; objętość wody w czasie z porównaniem harmonogramu jednego, dwóch i pięciu razy na dobę.
Rycina 11: Średnia ilość wody w funkcji czasu. Średnia ilość wody zmierzona dla szybkości nawadniania 50 mL·day-1 rozłożonej w okresie 24 h zgodnie z trzema częstotliwościami nawadniania: raz dziennie, dwa razy dziennie i pięć razy na dobę dla 8 kolumn. Słupki wskazują błąd standardowy. Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Wykres słupkowy ilości wody w funkcji tempa nawadniania (mL/day) wykazujący tendencję wzrostową w wydajności nawadniania.
Rycina 12: Średnia ilość wody w funkcji tempa nawadniania. Średnia ilość wody zmierzona dla tempa nawadniania 50 mL·day-1 dla 8 kolumn oraz dla temp nawadniania 100 mL·day-1 i 150 mL·day-1 dla 10 kolumn. Słupki wskazują błąd standardowy. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Konstrukcja i projekt tego układu umożliwiły pobranie zarówno zawartości stałej z wnętrza kolumn, składającej się z (przetworzonego) pyłu skalnego i materiałów organicznych, jak i całkowitej ilości odcieku, który skapywał z kolumn przez cały okres eksperymentalny (Rysunek 13). Pomimo sukcesu w zbieraniu odcieku, końcowa ilość odzyskanej cieczy była niższa od ilości spodziewanej na koniec eksperymentów zgodnie z zastosowaną prędkością irygacji (Rysunek 14). Zmniejszona ilość zebranego odcieku była najprawdopodobniej wynikiem bezpośredniego odparowania oraz wycieków odcieku u dołu kolumn. Należy wziąć to pod uwagę podczas interpretacji wyników analiz.

Układ eksperymentu biodegradacji; odpady organiczne w pojemnikach; wyniki fermentacji płynnej; badanie kompostu.
Rysunek 13: Reprezentatywne zdjęcia kolumn i odcieku. Kolumny wypełnione proszkiem skalnym i materiałami organicznymi na początku eksperymentów (lewa strona) oraz odciek zebrany w kanistrach na koniec eksperymentów (prawa strona). Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Szybkość nawadniania a całkowita liczba litrów, wykres pudełkowy, analiza danych, zużycie wody w rolnictwie.
Rysunek 14: Całkowita liczba litrów zebranych na koniec eksperymentów w zależności od szybkości nawadniania. Linie przerywane wskazują oczekiwaną ilość zebranego odcieku zgodnie z szybkością nawadniania na okres eksperymentalny, oznaczoną linią jasnoniebieską dla 50 mL·day-1, linią ciemnoniebieską dla 100 mL·day-1 oraz linią zieloną dla 150 mL·day-1. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Mieszaninę proszku skalnego i materiału organicznego poddano analizie w celu oceny wskaźnika sukcesu bioty glebowej pod kątem składu społeczności mikrobiologicznej bakterii i grzybów oraz przeżywalności i aktywności dżdżownic (Rycina 15).

Proces kompostowania z dżdżownicami i odpadami organicznymi w układzie eksperymentalnym rozkładu.
Rysunek 15: Wzrost grzybów i przeżywalność dżdżownic.Pod koniec eksperymentów i przed pobraniem próbek widoczne oznaki wzrostu grzybów (lewa strona) oraz przeżywalność dżdżownic (prawa strona) w kolumnach wypełnionych proszkiem skalnym i materiałami organicznymi. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Oprócz innych parametrów, odciek analizowano pod kątem TA i DIC, ponieważ TA i IC są dobrymi wskaźnikami szybkości wietrzenia minerałów4,29,30,31. TA mierzono za pomocą urządzenia Metrohm Titrando29,30, natomiast DIC analizowano przy użyciu analizatora całkowitego węgla organicznego (TOC) firmy Skalar. Przy zastosowaniu analizatora TOC wartość DIC oblicza się z różnicy między całkowitym węglem rozpuszczalnym (DC) a rozpuszczalnym węglem organicznym (DOC). Rysunek 16 oraz Rysunek 17 przedstawiają rozkład skumulowany dla kilku przykładowych wartości uzyskanych z tych analiz dla jednego cyklu eksperymentalnego. Przy zastosowaniu tej aparatury eksperymentalnej wartości TA mieściły się w zakresie od 0,019 mol do 0,025 mol, natomiast wartości DIC w zakresie od 7,352 mg C do 259,279 mg C (Rysunek 16 i Rysunek 17).

Wykres prawdopodobieństwa całkowitej zasadowości; punkty danych, analiza statystyczna stężeń chemicznych.
Rysunek 16: Rozkład prawdopodobieństwa przykładowych wartości zmierzonych dla TA w odcieku zebranym pod koniec okresu eksperymentalnego. Warianty, w których kolumny zostały zalane, nie zostały przedstawione. Wartości wyrażono w mol i skorygowano o całkowitą ilość odcieku zebranego pod koniec eksperymentów. Aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku, kliknij tutaj.

Wykres prawdopodobieństwa vs. DIC, ilustrujący rozkład danych w analizie statystycznej.
Rycina 17: Rozkład prawdopodobieństwa przykładowych wartości DIC zmierzonych w odciekach pobranych na koniec okresu eksperymentalnego. W wariantach, w których kolumny zostały zalane, wyniki nie zostały przedstawione. Wartości wyrażono w mg węgla (C) i skorygowano o całkowitą ilość odcieku zebraną na koniec eksperymentów. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Dyskusja

W obecnym kontekście badawczym konfiguracja ta została specjalnie zaprojektowana w celu optymalizacji sekwestracji węgla nieorganicznego poprzez poprawę wietrzenia minerałów poprzez aktywność fauny i flory glebowej, przy jednoczesnym manipulowaniu czynnikami abiotycznymi znanymi z stymulowania wietrzenia. Możliwość zbierania w tej konfiguracji zarówno przetworzonego materiału stałego, jak i odcieku umożliwia pełną charakterystykę obu frakcji. Pomimo ogromnej liczby kolumn, pobieranie próbek i przeprowadzane analizy zapewniają gromadzenie danych wysokiej jakości. Poza tym posiadanie dużej liczby kombinacji w jednym przebiegu eksperymentalnym jest bardzo ważne dla analizy zebranych danych za pomocą nowoczesnych i zaawansowanych metod statystycznych, takich jak uczenie maszynowe. Metody te można wykorzystać do określenia głównych zmiennych prowadzących do wysokich wskaźników wietrzenia i dalszej sekwestracji węgla. W związku z tym taka konfiguracja daje możliwość lepszego zrozumienia wpływu, jaki organizmy glebowe mogą wywierać na sekwestrację WRE i IC. Ma to zasadnicze znaczenie dla ustanowienia bardziej realistycznych ograniczeń dotyczących granic elektronicznej energii elektrycznej i jej skuteczności w zmniejszaniu stężeń CO2 w atmosferze. Układ ten prezentuje kilka oryginalności w porównaniu z istniejącymi badaniami nad EW i wpływem organizmów glebowych.

Jeśli chodzi o wpływ czynników abiotycznych na EW, zostały one już zbadane w poprzednich badaniach 4,29,30,31,32,33,34. Niektóre z tych badań porównywały różne ilości, rodzaje i wielkości ziaren skał, ale ich konfiguracja składała się albo z eksperymentu doniczkowego 32,33, albo obejmowała mieszanie proszku skalnego z glebą34. Inne eksperymenty koncentrowały się na jednym typie skały o różnych wskaźnikach nawadniania, ale nie miały możliwości częstego nawadniania za pomocą systemu automatycznego lub koncentrowały się na wielu szybkościach i częstotliwościach nawadniania35. Inne badania przedstawiły konfigurację podobną do tej przedstawionej w obecnym protokole, z możliwością dostosowania dawek nawadniania i utrzymania stałej temperatury, oprócz różnych rozmiarów i typów ziaren skalnych29,30. Co więcej, konstrukcja tych układów była porównywalna z tą zaproponowaną w niniejszym manuskrypcie i miała na celu zbieranie odcieków do dalszych analiz29,30. Ponadto stężenia CO2 były zróżnicowane w tych badaniach jako kolejny czynnik zwiększający wietrzenie29. Jednak żadne z tych wcześniejszych badań nie koncentrowało się na wpływie czynników biotycznych na promowanie EW. W tej konfiguracji celem jest usprawnienie procesu wietrzenia i dalszej sekwestracji IC poprzez zaszczepienie określonych bakterii, grzybów i dżdżownic oraz określenie, w jakim stopniu mogą one przyspieszyć EW.

Jeśli chodzi o wpływ czynników biotycznych na EW, niewiele badań nie koncentrowało się konkretnie na EW, ale sprawdzano, czy organizmy glebowe mogą wpływać na wietrzenie minerałów. Badania te koncentrowały się głównie na tym, w jaki sposób organizmy glebowe wpływają na wietrzenie przy użyciu pożywekhodowlanych 19,21, szalek Petriego36, nylonowych worków zakopanych w glebie14 lub niewielkich ilości proszku skalnego zmieszanego z innymi podłożami36,37. Korzystanie z tak małych systemów lub konfiguracji sprawia, że trudno jest oddzielić wpływ organizmów od innych zmiennych. W niektórych eksperymentach stosowano konfigurację podobną do tej proponowanej tutaj, ale na mniejszą skalę, z kolumnami wypełnionymi proszkiem skalnym zaszczepionymi organizmami glebowymi 38,39,40. Jednak w doświadczeniach tych albo uprawiano rośliny równolegle i nie koncentrowano się na wyłącznym wpływie określonych organizmów glebowych13,35, albo nie zbierano odcieków36. Poza tym większość badań, które wykazały, że bakterie, grzyby i dżdżownice zwiększają wietrzenie minerałów, koncentrowała się na wpływie tych organizmów na uwalnianie składników odżywczych jako wskaźniku wietrzenia, a nie na sekwestracji IC 11,13,14,19,36,37,38. Przede wszystkim żadne z tych wcześniejszych badań nie miało na celu promowania EW ani nie przedstawiało możliwości dostosowania i utrzymania czynników abiotycznych przez cały okres eksperymentalny. W tej konfiguracji, zamiast utrzymywać wszystkie czynniki abiotyczne na stałym poziomie, wiele kombinacji jest testowanych pod kątem czterech czynników abiotycznych, takich jak szybkość i częstotliwość nawadniania wodą, rodzaj proszku skalnego i wielkość ziarna, w celu promowania EW poprzez aktywność organizmów glebowych.

Poza tym żadne z poprzednich badań, które koncentrowały się na wpływie czynników abiotycznych lub biotycznych na EW, nie przedstawiało możliwości posiadania wyjątkowo dużej liczby kolumn i zmiennych w jednym przebiegu eksperymentalnym. W tej konfiguracji możliwe jest przetestowanie wielu różnych kombinacji różnych zmiennych podczas jednego przebiegu eksperymentów ze względu na imponującą liczbę kolumn, dla których zaprojektowano konfigurację, przy jednoczesnym zapewnieniu wysokiej jakości wyników. Biorąc pod uwagę nowatorstwo konfiguracji, poniżej przedstawiono kilka możliwych ulepszeń i pozostałych wyzwań, które można wziąć pod uwagę podczas projektowania przyszłych podobnych konfiguracji.

Należy zapewnić jednorodne warunki powietrza w komorze inkubacyjnej. Umieszczenie zestawu w komorze klimatycznej zapewniało stałą temperaturę i wilgotność względną. Ograniczenia wentylacji (np. przepływ powietrza) mogły powodować przestrzenną zmienność warunków atmosferycznych, a tym samym prowadzić do nieproporcjonalnego parowania z kolumn w niektórych miejscach, co jest częstym zjawiskiem w tego rodzaju układach35. Aby poradzić sobie z tą wadą, gdy replikacja i randomizacja nie są możliwe, zaleca się obliczenie bilansu wodnego dla kolumn umieszczonych w różnych miejscach w całej komorze.

Kolumny należy dokładnie wyrównać z lejkami po włożeniu do płyty akrylowej, aby uniknąć utraty odcieku. W badanym okresie doświadczalnym ubytki odcieku wystąpiły od dołu kolumn z powodu nieprawidłowego ustawienia lejków lub z powodu zatkania oczek. Wraz z parowaniem może to częściowo wyjaśniać, dlaczego zebrany odcień był niższy w porównaniu z oczekiwaniami (ryc. 13). Aby zminimalizować te straty, ważne jest, aby upewnić się, że lejki są optymalnie umieszczone poniżej kolumn. Korzystanie z szerszych lejków jest również realną opcją. W takim przypadku należy zwrócić uwagę na średnicę otworów podczas budowy płyt akrylowych oraz odległość między płytami akrylowymi.

Wolniejszy przepływ wody w eksperymentach z kolumnami glebowymi, w których woda jest często stosowana, jest powtarzającym się problemem 7,30,40. W doświadczeniach przeprowadzonych z przedstawionym układem w niektórych przypadkach zastosowano dość wysokie dawki nawadniania i bardzo drobne uziarnienia mineralne, które początkowo nie mają struktury, jaką normalnie obserwuje się w glebach. Mogło to spowodować, że pory oczek na dole kolumn zawierających tylko drobne minerały zatkały się podczas trwania eksperymentów. W związku z tym woda nie przepływała wystarczająco szybko przez kolumny, co skutkowało zarówno zalaniem kolumn, zmniejszając infiltrację wody i zbieranie odcieków, jak i warunkami beztlenowymi w obrębie kolumn, wpływając na procesy biogeochemiczne. Aby złagodzić ten problem, ważne jest, aby zawsze mieszać pewien procent ziarna gruboziarnistego z drobniejszymi ziarnistościami mineralnymi i unikać mieszanek o 100% bardzo drobnych ziarnistościach mineralnych. Inną opcją jest zezwolenie, aby kolumny doświadczyły określonej liczby cykli zwilżania/suszenia, aby zainicjować tworzenie struktury gleby, a tym samym poprawić infiltrację wody. Poza tym przed rozpoczęciem eksperymentu przydatne byłoby wyznaczenie podstawowej dynamiki wody w glebie, takiej jak przepływ nasycony i nienasycony oraz krzywa retencji wody, w kilku mezokosmosach, aby lepiej zrozumieć przepływ gazów, stan nasycenia minerałów i czynniki wpływające na aktywność organizmów.

Przedstawiona konfiguracja eksperymentalna jest wygodna w użyciu, zapewnia prostą instalację i może być dostosowana do potrzeb badawczych. W kontekście wietrzenia minerałów, przy niezbędnych dostosowaniach, można go połączyć z komorą gazową, aby nie tylko scharakteryzować węgiel w fazie stałej i wodnej, ale także przyjrzeć się dynamice węgla w fazie gazowej. Poza tym ten układ może być wykorzystany do badania realistycznych szybkości infiltracji wody z sekwencjami sucho-mokrymi, ponieważ ta dynamika czasowa może silnie wpływać na wietrzenie41. Zastosowanie tej konfiguracji nie ogranicza się do eksperymentów, które koncentrują się wyłącznie na minerałach krzemianowych, ale można ją wdrożyć w eksperymentach kolumnowych, które wykorzystują różne podłoża. Poza tym długość eksperymentów można skracać lub wydłużać w zależności od potrzeb eksperymentu, a liczbę kolumn można zmieniać. Możliwość pobierania próbek zarówno z przetworzonych materiałów stałych, jak i odcieku pozwala nam na przeprowadzanie różnych analiz, aby skupić się na jednym z dwóch składników lub obu. Z punktu widzenia obecnej wiedzy, jest to jedyna konfiguracja, która została do tej pory zbudowana z wyjątkową liczbą kolumn, która ma na celu wykorzystanie organizmów glebowych do poprawy wietrzenia minerałów przy jednoczesnym kontrolowaniu warunków abiotycznych w systemie zbudowanym wyłącznie z minerałów krzemianowych i materiałów organicznych.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Dziękujemy Tonowi van der Zalmowi z Tupola za rozwój systemu nawadniania. Dodatkowo dziękujemy Jaco Baarsowi z firmy Tupola za śmiech i wsparcie psychiczne okazane podczas budowania tego zestawu. Dziękujemy Peterowi Garamszegiemu i Ángelowi Velasco Sánchezowi za pomoc w ręcznym podlewaniu kolumn, gdy system nawadniania nie działał. Dziękujemy również Stevenowi Heestermanowi, Xumingowi Li, Karen Morán Riverze, Jonnie van den Bergowi i Kangying Xie za pomoc udzieloną podczas pobierania próbek. Dziękujemy Peggy Bartsch, Tomowi Jäppinenowi, Peterowi Noblowsowi, Brentowi Rotgansowi, Andre van Leeuwenowi i Gerlinde Vink za pomoc w laboratorium, analizy próbek i owocne dyskusje. Na koniec dziękujemy Jeroenowi Zonneveldowi z firmy Unifarm za dostarczenie i konserwację komory klimatycznej. Instalacja ta została zbudowana w ramach projektu Bio-Accelerated Mineral Weathering (BAM!), który jest finansowany przez program ramowy Unii Europejskiej w zakresie badań naukowych i innowacji Horyzont 2020 na podstawie umowy o udzielenie dotacji nr 964545.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Blachy akryloweWSV kunststoffen BVN/ASłuży do mocowania kolumn, lejków, rur i rur irygacyjnych.
Pierścień adapteraTamesonFL2S-FM-B-014G-034GUżywany do wykonania systemu do podłączenia węża PU do kranu.
Opaski kabloweGamma456196Służy do przytrzymywania systemu siatkowego.
Kwas cytrynowyNortembio (amazon.nl)  B01BDLOGW2Służy do czyszczenia rur i lejków.
Cytometr przepływowy CytoFLEX Beckam CoulterCytoFLEX
Mydło do zmywarkiBOOM77000307.9010Służy do czyszczenia kanistrów.
Ośmioprzekaźnikowy moduł rozszerzeńSterowanie przez siećX-12sSłuży do sterowania zaworami systemu nawadniającego.
ZaślepkaWildkamp819906Służy do zamykania jednego końca głównej rury systemu nawadniającego. 
LodówkiHorecaGemakDIA-BVL031/6PSłuży do przechowywania kanistrów.
LejkiPraxisdienst135864Służą do kierowania odcieku z kolumn do kanistrów. Średnica 75 mm.
Dziurkacz ręcznyWildkamp719928Służy do wycinania otworów na małe rurki w głównej rurze rurki irygacyjnej.
Kanister HDPE 10 LGlas-shop.be105157Chodź z pokrywką. Służy do zbierania odcieku.
Kanister HDPE 5 LGlas-shop.be105156Chodź z pokrywką. Służy do zbierania odcieku.
Nakrętka sześciokątnaFabory51080.100.001Służy do blokowania blach akrylowych na metalowych. 
Drukarka etykietBrotherPT-H107B Służy do drukowania etykiet do naklejania na arkusze akrylowe.
Rura irygacyjna LdpeWildkamp15382585Służy do wykonania głównej rury systemu nawadniającego.
Waga bagażowaUnited Entertainment8718274546996Służy do ważenia kanistrów.
Siatka 10 μ mFranz EckertPES-10/2Stosowany do systemu siatkowego.
Siatka 20 μ mFranz EckertPES-20/13Używany do systemu siatkowego.
Wkręty metaloweSchroeven goothandel.nl100975401010Służy do montażu blach akrylowych.
Mikrowąż do nawadniania kropelkowegoWildkamp15119128Służy do wykonywania małych rurek systemu nawadniającego.
Środkowy pierścieńwykonany samodzielnie z drukarką 3Dsamodzielnie z drukarką 3DSłuży do przytrzymywania kolumn kilka centymetrów nad lejkami. 
KońcówkaWildkamp15045986Służy do podłączenia zaworu elektromagnetycznego do rury irygacyjnej. 
Siatka nylonowaSefarN/ASiatka o grubości 1 mm stosowana na szczycie kolumn, aby zapobiec ucieczce dżdżownic.
Koraliki plastikowelyondelbasellTRC 352N C12507Stosowany do systemu siatkowego.
Złączka wtykowa z 2 przyłączamiTamesonF24V5Używana na końcu systemu do zakończenia węża PU. 
Obudowa z poliwęglanuRS498-5387Służy do przechowywania elementów elektronicznych systemu nawadniającego.
zasilającyRS775-6075Służy do podłączenia zaworów. 
Złączka ppWildkamp719780Służy do wykonania systemu do podłączenia węża PU do kranu. 
Regulator ciśnieniaWildkamp719943używany  aby upewnić się, że wszystkie małe rurki uwalniają taką samą ilość wody. 
Taśma PTFEGAMMA237001Służy do owijania końca rury irygacyjnej.
Wąż PUTamesonPU-8-1198-50-1Służy do łączenia wszystkich zaworów ze sobą i z kranem. 
Rury PVCRubbermagazijn99001230Służy do łączenia lejków z kanistrami.
Rury PVCWildkamp91700Używane do wykonania kolumn. 
Zasilacz szynowyRS145-7873Służy do zasilania ośmioprzekaźnikowego modułu rozszerzeń. 
GumkiPasschierTerpo8714603820621Służy do przytrzymywania siatki na dżdżownice. 
Zawór elektromagnetycznyTamesonCM-DA014B020E-024DCSłuży do otwierania i zamykania przepływu wody.
Zraszaczewykonane samodzielnie z drukarką 3Dsamodzielnie z drukarką 3DSłuży do równomiernego rozprowadzania wody po kolumnach. 
Płyty ze stali nierdzewnej24/7 stal krawieckaN/ASłuży jako rama do ustawienia nad lodówką. 
Trójnikowa złączka wtykowaTamesonF25DTSłuży do podłączenia elektrozaworu do węża PU.
Materiał TPU 95A MakerPoint1756Służy do drukowania komponentów za pomocą drukarki 3D. 
Nośniki podkładekFabory50095.100.001Służy do umieszczania poniżej nakrętki sześciokątnej.
Sterowanie kontrolerem z obsługą sieci przezwebX-400-I(9-28 VDC)Służy do umożliwienia sterowania ustawieniami nawadniania online. 
wykonany wykonane

Bibliografia

  1. Beerling, D. J., et al. Potential for large-scale CO2 removal via enhanced rock weathering with croplands. Nature. 583 (7815), 242-248 (2020).
  2. Fuss, S., et al. Negative emissions - Part 2: Costs, potentials and side effects. Environmental Research Letters. 13, 063002(2018).
  3. Goll, D. S., et al. Potential CO2 removal from enhanced weathering by ecosystem responses to powdered rock. Nature Geoscience. 14 (8), 545-549 (2021).
  4. Hartmann, J., et al. Enhanced chemical weathering as a geoengineering strategy to reduce atmospheric carbon dioxide, supply nutrients, and mitigate ocean acidification. Reviews of Geophysics. 51 (2), 113-149 (2013).
  5. Vicca, S., et al. Is the climate change mitigation effect of enhanced silicate weathering governed by biological processes. Global Change Biology. 28 (3), 711-726 (2022).
  6. Strefler, J., Amann, T., Bauer, N., Kriegler, E., Hartmann, J. Potential and costs of carbon dioxide removal by enhanced weathering of rocks. Environmental Research Letters. 13 (3), 034010(2018).
  7. te Pas, E. E., Hagens, M., Comans, R. N. Assessment of the enhanced weathering potential of different silicate minerals to improve soil quality and sequester CO2. Frontiers in Climate. 4, 954064(2023).
  8. Jordan, G., Pokrovsky, O. S., Guichet, X., Schmahl, W. W. Organic and inorganic ligand effects on magnesite dissolution at 100 °C and pH = 5 to 10. Chemical Geology. 242 (3-4), 484-496 (2007).
  9. Shirokova, L. S., et al. Experimental study of the effect of heterotrophic bacterium (Pseudomonas reactans) on olivine dissolution kinetics in the context of CO2 storage in basalts. Geochimica et Cosmochimica Acta. 80, 30-50 (2012).
  10. Pokrovsky, O. S., Shirokova, L. S., Zabelina, S. A., Jordan, G., Bénézeth, P. Weak impact of microorganisms on Ca, Mg-bearing silicate weathering. npj Materials Degradation. 5, 51(2021).
  11. Basak, B. B., Biswas, D. R. Influence of potassium solubilizing microorganism (Bacillus mucilaginosus) and waste mica on potassium uptake dynamics by sudan grass (Sorghum vulgare Pers.) grown under two Alfisols. Plant and Soil. 317 (1-2), 235-255 (2009).
  12. Gouda, S., et al. Revitalization of plant growth promoting rhizobacteria for sustainable development in agriculture. Microbiological Research. 206, 131-140 (2018).
  13. Burghelea, C. I., et al. Trace element mobilization during incipient bioweathering of four rock types. Geochimica et Cosmochimica Acta. 234, 98-114 (2018).
  14. Wild, B., Imfeld, G., Daval, D. Direct measurement of fungal contribution to silicate weathering rates in soil. Geology. 49 (9), 1055-1058 (2021).
  15. Hu, L., et al. Earthworm gut bacteria increase silicon bioavailability and acquisition by maize. Soil Biology and Biochemistry. 125, 215-221 (2018).
  16. Liu, D., Lian, B., Wang, B., Jiang, G. Degradation of potassium rock by earthworms and responses of bacterial communities in its gut and surrounding substrates after being fed with mineral. PLoS ONE. 6 (12), e28803(2011).
  17. Schwartzman, D. The geobiology of weathering: a 13th hypothesis. arXiv. , (2015).
  18. Buss, H. L., Lüttge, A., Brantley, S. L. Etch pit formation on iron silicate surfaces during siderophore-promoted dissolution. Chemical Geology. 240 (3-4), 326-342 (2007).
  19. Sun, L. L., et al. Differences in the gene expressive quantities of carbonic anhydrase and cysteine synthase in the weathering of potassium-bearing minerals by Aspergillus niger. Science China Earth Sciences. 56 (12), 2135-2140 (2013).
  20. Van Hees, P. A. W., et al. Oxalate and ferricrocin exudation by the extramatrical mycelium of an ectomycorrhizal fungus in symbiosis with Pinus sylvestris. New Phytologist. 169 (2), 367-378 (2006).
  21. Xiao, L., Lian, B., Hao, J., Liu, C., Wang, S. Effect of carbonic anhydrase on silicate weathering and carbonate formation at present day CO2 concentrations compared to primordial values. Scientific Reports. 5, 7733(2015).
  22. Welch, S. A., Taunton, A. E., Banfield, J. F. Effect of microorganisms and microbial metabolites on apatite dissolution. Geomicrobiology Journal. 19 (3), 343-367 (2002).
  23. Suzuki, Y., Matsubara, T., Hoshino, M. Breakdown of mineral grains by earthworms and beetle larvae. Geoderma. 112 (1-2), 131-142 (2003).
  24. Carpenter, D., Hodson, M. E., Eggleton, P., Kirk, C. The role of earthworm communities in soil mineral weathering: a field experiment. Mineralogical Magazine. 72 (1), 33-36 (2008).
  25. Georgiadis, A., Marhan, S., Lattacher, A., Mäder, P., Rennert, T. Do earthworms affect the fractionation of silicon in soil. Pedobiologia. 75, 1-7 (2019).
  26. Committee for Biological Agents (ABAS). TRBA 450 classification criteria for biological agents. , https://www.baua.de/DE/Angebote/Rechtstexte-und-Technische-Regeln/Regelwerk/TRBA/TRBA-450.html (2016).
  27. Committee for Biological Agents (ABAS). TRBA 466 Classification of prokaryotes (bacteria and archaea) into risk groups. , https://www.baua.de/EN/Service/Legislative-texts-and-technical-rules/Rules/TRBA/TRBA-466.html (2010).
  28. Committee for Biological Agents (ABAS). TRBA 460 Classification of fungi in risk groups. , https://www.baua.de/DE/Angebote/Rechtstexte-und-Technische-Regeln/Regelwerk/TRBA/TRBA-460.html (2016).
  29. Amann, T., Hartmann, J. Carbon accounting for enhanced weathering. Frontiers in Climate. 4, 849948(2022).
  30. Amann, T., Hartmann, J., Hellmann, R., Pedrosa, E. T., Malik, A. Enhanced weathering potentials-the role of in situ CO2 and grain size distribution. Frontiers in Climate. 4, 929268(2022).
  31. Vienne, A., et al. Enhanced weathering using basalt rock powder: carbon sequestration, co-benefits and risks in a mesocosm study with Solanum tuberosum. Frontiers in Climate. 4, 869456(2022).
  32. Ten Berge, H. F., et al. Olivine weathering in soil, and its effects on growth and nutrient uptake in ryegrass (Lolium perenne L.): a pot experiment. PLoS ONE. 7 (8), e42098(2012).
  33. Amann, T., et al. Enhanced weathering and related element fluxes-a cropland mesocosm approach. Biogeosciences. 17 (1), 103-119 (2020).
  34. Dietzen, C., Harrison, R., Michelsen-Correa, S. Effectiveness of enhanced mineral weathering as a carbon sequestration tool and alternative to agricultural lime: an incubation experiment. International Journal of Greenhouse Gas Control. 74, 251-258 (2018).
  35. Wood, C., Harrison, A. L., Power, I. M. Impacts of dissolved phosphorus and soil-mineral-fluid interactions on CO2 removal through enhanced weathering of wollastonite in soils. Applied Geochemistry. 148, 105511(2023).
  36. Carpenter, D., Hodson, M. E., Eggleton, P., Kirk, C. Earthworm induced mineral weathering: preliminary results. European Journal of Soil Biology. 43, S176-S183 (2007).
  37. De Souza, M. E. P., et al. Vermicomposting with rock powder increases plant growth. Applied Soil Ecology. 69, 56-60 (2013).
  38. Burghelea, C., et al. Mineral nutrient mobilization by plants from rock: influence of rock type and arbuscular mycorrhiza. Biogeochemistry. 124, 187-203 (2015).
  39. Zaharescu, D. G., et al. Ecosystem composition controls the fate of rare earth elements during incipient soil genesis. Scientific Reports. 7, 43208(2017).
  40. Van Grinsven, J. J. M., Van Riemsdijk, W. H. Evaluation of batch and column techniques to measure weathering rates in soils. Geoderma. 52 (1-2), 41-57 (1992).
  41. Calabrese, S., et al. Nano-to global-scale uncertainties in terrestrial enhanced weathering. Environmental Science & Technology. 56 (22), 15261-15272 (2022).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Wzmocnione wietrzenieusuwanie dwutlenku w glasekwestracja w gla nieorganicznegoaktywno d d ownicinokulacja mikrobiologicznakomora klimatycznapobieranie odciek w

Powiązane artykuły