Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Zmodyfikowany test in vivo Matrix Gel Plug Test do badań angiogenezy

2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/65567

⸱

30 czerwca 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Pingyang Affiliated Hospital of Wenzhou Medical University, 2School of Pharmaceutical Sciences, Wenzhou Medical University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Przedstawiona tutaj metoda może ocenić wpływ odczynników na angiogenezę lub przepuszczalność naczyń in vivo bez barwienia. Metoda wykorzystuje wstrzyknięcie dekstranu-FITC przez żyłę ogonową w celu uwidocznienia naczyń nowych lub nieszczelności naczyniowej.

Streszczenie

Kilka modeli zostało opracowanych do badania angiogenezy in vivo. Jednak większość z tych modeli jest złożona i kosztowna, wymaga specjalistycznego sprzętu lub jest trudna do wykonania w celu późniejszej analizy ilościowej. W tym miejscu przedstawiamy zmodyfikowany test czopa żelowego do oceny angiogenezy in vivo. W tym protokole komórki naczyniowe zmieszano z żelem macierzowym w obecności lub braku odczynników proangiogennych lub antyangiogennych, a następnie wstrzyknięto podskórnie w plecy myszy biorcy. Po 7 dniach przez żyłę ogonową wstrzykuje się sól fizjologiczną z buforem fosforanowym zawierającą dekstran-FITC i krąży w naczyniach przez 30 minut. Zatyczki żelowe matrycy są zbierane i zatapiane żelem do zatapiania tkanek, a następnie wycinane są odcinki 12 μm w celu wykrycia fluorescencji bez barwienia. W tym teście dekstran-FITC o wysokiej masie cząsteczkowej (~150 000 Da) może być używany do wskazania funkcjonalnych naczyń do wykrywania ich długości, podczas gdy dekstran-FITC o niskiej masie cząsteczkowej (~4 400 Da) może być używany do wskazania przepuszczalności neo-naczyń. Podsumowując, protokół ten może zapewnić wiarygodną i wygodną metodę ilościowego badania angiogenezy in vivo.

Wprowadzenie

Angiogeneza, proces tworzenia nowych naczyń krwionośnych z wcześniej istniejących naczyń, odgrywa kluczową rolę w wielu procesach fizjologicznych i patologicznych, takich jak rozwój embrionalny, gojenie się ran, miażdżyca, rozwój nowotworu, itp.1,2,3,4,5. Ten dynamiczny proces obejmuje kilka etapów, w tym degradację macierzy, proliferację komórek naczyniowych, migrację i samoorganizację w celu utworzenia struktur rurkowych oraz stabilizację neo-naczyń krwionośnych6. Wykazano, że promowanie angiogenezy ma kluczowe znaczenie w leczeniu zawału mięśnia sercowego, udaru mózgu i innych rodzajów chorób niedokrwiennych7, podczas gdy hamowanie angiogenezy zostało uznane za obiecującą strategię w leczeniu nowotworów8 i chorób reumatoidalnych9. Angiogeneza została uznana za zasadę organizacyjną odkrywania leków10. W związku z tym skonstruowanie wiarygodnej i wygodnej metody oceny stopnia angiogenezy ma kluczowe znaczenie dla badań mechanicznych lub odkrywania leków w chorobach zależnych od angiogenezy.

Opracowano kilka modeli in vitro i in vivo do oceny angiogenezy11. Wśród nich modele dwuwymiarowe (2-D), takie jak test tworzenia rurki żelowej z matrycą12, nie mogą tworzyć funkcjonalnych struktur rurowych. Modele zwierzęce, takie jak model niedokrwienia kończyn tylnych13,14, mogą odtworzyć proces angiogenezy, ale są złożone i wymagają laserowego systemu obrazowania przepływu krwi plamkowego. Modele 3D morfogenezy naczyń krwionośnych, takie jak test czopa żelowego matrycy, zapewniają prostą platformę, która może naśladować proces angiogenezy in vivo15, ale wykrycie angiogenezy wymaga immunohistochemii lub barwienia immunofluorescencyjnego16,17,18, które są zmienne i słabo zwizualizowane.

Tutaj opisujemy protokół zmodyfikowanego testu z zatyczką żelową matrycy, w którym komórki naczyniowe były mieszane z żelem macierzowym i podskórnie wstrzykiwane do grzbietu myszy w celu utworzenia czopki. W czopie komórki naczyniowe muszą degradować macierz, namnażać się, migrować i samoorganizować, aby ostatecznie utworzyć funkcjonalne naczynia z przepływem krwi w środowisku wewnętrznym. Następnie znakowany fluorescencyjnie dekstran jest wstrzykiwany przez żyłę ogonową, aby przepływać przez korek, a etykieta jest wizualizowana w celu wskazania naczyń krwionośnych. Zawartość angiogenezy można ilościowo ocenić na podstawie długości naczyń. Ta metoda może tworzyć funkcjonalne naczynia, których nie można wytworzyć w modelach angiogenezy 2D12 i nie wymaga skomplikowanego procesu barwienia, jak w zwykłym teście zatyczek żelowych matrycy11. Nie wymaga również drogich specjalistycznych instrumentów, takich jak laserowy system obrazowania przepływu krwi w modelu niedokrwienia kończyn tylnych13,14,19. Metoda ta jest wszechstronna, tania, policzalna i łatwa do wykonania, i może być stosowana do określania pro- lub antyangiogennych zdolności leków lub może być stosowana w badaniach mechanicznych związanych z angiogenezą.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury z udziałem zwierząt zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) Uniwersytetu Medycznego w Wenzhou (XMSQ2021-0057, 19 lipca 2021r.). Wszystkie odczynniki i materiały eksploatacyjne są wymienione w Tabeli materiałów.

1. Przygotowanie podłoża hodowlanego

  1. 10x pożywka hodowlana M199: Rozpuść proszek M199 do 10-krotnego stężenia w 90 ml wody dejonizowanej i dodaj 10 ml płodowej surowicy bydlęcej (FBS), a następnie przepuść przez filtr 0,22 μm. Pożywkę należy przechowywać w temperaturze 4 °C przez okres do 2 miesięcy.
  2. Kompletna pożywka do hodowli śródbłonka: Dodać 50 ml FBS, 5 ml penicyliny/streptomycyny i 5 ml suplementu do wzrostu komórek śródbłonka do 460 ml pożywki z komórek śródbłonka (ECM). Przechowywać podłoże w temperaturze 4 °C przez okres do 1 miesiąca.

2. Przygotowanie komórek naczyniowych

  1. Hodowla 1 x 105 komórek naczyniowych (pierwotne komórki progenitorowe śródbłonka z hodowlą14, komórki śródbłonka lub linie komórkowe śródbłonka) z 8 ml kompletnej pożywki do hodowli śródbłonka w naczyniu do hodowli tkankowej o średnicy 100 mm w temperaturze 37 °C i zbieganiu 5% CO2 do 70%.
  2. Usuń pożywkę hodowlaną i opłucz naczynie 2x solą fizjologiczną buforowaną fosforanem (PBS), aby usunąć nieprzyłączone komórki i zanieczyszczenia. Usunąć PBS i dodać 3 ml 0,25% trypsyny zawierającej 2,21 mM EDTA i inkubować w temperaturze 37 °C przez 1 minutę.
  3. Zneutralizuj trypsynę za pomocą 7 ml kompletnej pożywki do hodowli śródbłonka i delikatnie spłucz komórki z naczynia hodowlanego. Potwierdź odłączenie komórek pod mikroskopem świetlnym (40-krotne powiększenie).
  4. Zebrać zawiesinę komórek w probówce o pojemności 15 ml i odwirować przy 400 x g przez 10 minut. Usunąć supernatant i ponownie zawiesić komórki za pomocą 5 ml kompletnej pożywki do hodowli śródbłonka.
  5. Policz komórki za pomocą hemocytometru i przenieś zawiesinę zawierającą 2 x 106 komórek do sterylnej probówki o pojemności 1,5 ml. Każda wtyczka zawiera 1,5 x 106 ogniw, dodatkowe 25% ogniw jest używane w przypadku odpadów. Każda grupa zawiera co najmniej 3 wtyczki.
    UWAGA: Po próbach stwierdzono, że 1,5 x 106 komórek w 300 μl żelu macierzowego doprowadziło do prawidłowego rozwoju angiogenezy i dlatego zostało wybrane do eksperymentów.
  6. Odwirować zawiesinę komórek o sile 400 x g przez 5 minut w celu osadzenia komórek, a następnie usunąć supernatant.

3. Przygotowanie żelu Matrix

  1. Sterylne probówki o pojemności 1,5 ml zawierające osad komórkowy schłodzić w łaźni wodnej o temperaturze 4 °C. Strzykawki insulinowe 30 g o pojemności 1 ml należy schłodzić w lodówce o temperaturze 4°C.
  2. Całkowicie rozmrozić żel matrycowy w łaźni wodnej o temperaturze 4 °C. Nie mieszać ani nie wirować. Wstępnie schłodzić 10x M199 i przetestować odczynnik/lek w łaźni wodnej o temperaturze 4 °C.
  3. Wymieszaj wstępnie schłodzony żel matrycowy z 10x M199 zawierającym 10% FBS i odczynnikiem do badania w stosunku objętościowym 8,8:1:0,2, aby uzyskać mieszaninę żelu matrycowego i M199 zawierającą 1% FBS i odczynnik.
  4. Ponownie zawiesić komórki za pomocą 400 μl mieszaniny żelu matrycowego, delikatnie wymieszać, aby uniknąć tworzenia się pęcherzyków. Trzymaj probówkę na lodzie, dopóki myszy nie będą gotowe do wstrzyknięcia. Mieszaninę żelu matrycowego należy cały czas trzymać na lodzie, aby uniknąć krzepnięcia.
    UWAGA: W tym przypadku do utworzenia czopa żelowego użyto 300 μl mieszaniny żelu matrycowego zawierającej 1,5 x 106 komórek. Przygotuj 25% dodatkowego żelu zgodnie z 25% dodatkowymi komórkami w kroku 2.

4. Przygotowanie myszy

  1. Znieczulić 6-8 tygodniowego samca myszy Nu/Nu (18-25 g) w komorze urządzenia do znieczulania zwierząt izofluranem (3% izofluranu w 100% tlenu przy natężeniu przepływu 1 l/min). Po udanym znieczuleniu, potwierdzonym brakiem odruchu prostowania i odruchu szczypania palców u stóp, należy wysunąć mysz z komory, wysunąć mysz z komory i założyć myszce maskę znieczulającą oraz zmienić stężenie izofluranu na 1,5% w 100% tlenu przy natężeniu przepływu 1 L/min.
    UWAGA: Zapewnij zwierzęciu wsparcie termiczne za pomocą poduszki grzewczej przez cały czas trwania zabiegu.
  2. Używaj maści weterynaryjnej na oczy, aby zapobiec wysuszeniu. Przyklej kończyny myszy na tablicy operacyjnej w pozycji leżącej.

5. Wstrzykiwanie mieszanki żelowej Matrix

  1. Załadować 300 μl mieszaniny żelu matrycowego do strzykawki insulinowej o pojemności 1 ml za pomocą igły 30G. Unikaj tworzenia się pęcherzyków. Szybko załaduj żel matrycowy (w ciągu 2 minut), aby uniknąć zestalenia w tym czasie. Natychmiast umieścić strzykawkę insulinową wypełnioną żelem matrycowym na lodzie.
  2. Oczyść skórę na grzbiecie myszy za pomocą wacików nasączonych 75% alkoholem. Podskórnie wstrzyknąć 300 μl mieszaniny żelu matrycowego po jednej stronie grzbietu myszy.
  3. Delikatnie wyjąć igłę z miejsca wstrzyknięcia, aby zapobiec wyciekowi mieszaniny żelu matrycowego. Sprawdzić, czy w miejscu wstrzyknięcia nie ma małego garbu (Rysunek 1).
  4. Umieść mysz na poduszce grzewczej na 2 minuty, aby mieszanina żelu matrycowego skoagulowała i utworzyła korek.
  5. Powtórz kroki od 5.2. do 5.4., aby utworzyć wtyczkę po drugiej stronie tylnej części myszy. Zaznacz krawędzie garbów za pomocą markera.
  6. Obserwuj mysz, dopóki nie odzyska wystarczającej świadomości, aby utrzymać pozycję leżącą mostka. Umieść mysz w osobnej klatce, aż w pełni wyzdrowieje. Myszy należy trzymać w laboratorium dla zwierząt doświadczalnych klasy SPF w temperaturze 22 ± 2 °C z 12-godzinnym cyklem światła/ciemności przez 7 dni.

6. Wstrzyknięcie Dextran-FITC przez żyłę ogonową

  1. Po 7 dniach od wstrzyknięcia żelu matrycowego ponownie zawiesić 0,5 mg dextran-FITC z 500 μl podwójnie destylowanej wody (ddH2O), a następnie gwałtownie przetrząsnąć, aby otrzymać roztwór dektranu-FITC o końcowym stężeniu 1 μg/μL.
    UWAGA: Użyj dextran-FITC o masie cząsteczkowej ~150 kDa do testu angiogenezy i użyj dextran-FITC o masie cząsteczkowej ~4 kDa do testu przepuszczalności naczyń.
  2. Umieścić 50 μl roztworu dextran-FITC w strzykawkach 29G.
  3. Zamocuj mysz na przyrządzie do wstrzykiwania żyły ogonowej. Oczyść ogon wacikiem nasączonym 75% alkoholem i delikatnie wstrzyknij 50 μl dextran-FITC przez żyłę ogonową.
  4. Ściskaj miejsce wstrzyknięcia bawełnianym wacikiem przez 1 minutę, aby zatamować krwawienie, a następnie umieść myszy z powrotem w klatce na 30 minut.
  5. Powtarzać kroki 6.3 i 6.4 do momentu, aż wszystkie myszy otrzymają wstrzyknięcie dekstranu-FITC.

7. Kolekcja zatyczek żelowych Matrix

  1. Dootrzewnowo wstrzyknąć 1% pentobarbital sodu do PBS (200 mg/kg masy ciała) i poddać myszy eutanazji za pomocą procedury zatwierdzonej przez IACUC.
  2. Przeciąć skórę wzdłuż zaznaczonej granicy zatyczki za pomocą nożyczek chirurgicznych i usunąć skórę nad zatyczką żelową matrycy.
  3. Zbierz korek i spłucz w małej zlewce z 1x PBS, aby zmyć nadmiar krwi (Rysunek 2A). Kolor czopa może z grubsza określać stopień obfitości krwi i zawartość naczyń krwionośnych (Rysunek 3A).

8. Osadzanie zatyczki żelowej matrycy i przygotowanie sekcji

  1. Przykryj przycisk kasety do zatapiania tkanek około 0,5 ml żelu do zatapiania tkanek, a następnie natychmiast umieść zatyczkę żelu matrycowego na żelu do zatapiania tkanek w żądanej orientacji, jak pokazano na Rysunek 2B. Następnie zanurz zatyczkę w dodatkowym żelu do zatapiania tkanek.
  2. Włóż kasety do zamrażarki w temperaturze -80 °C na 12 godzin, aby zastygły.
  3. W celu przygotowania grubych przekrojów należy wyjąć zestalony blok zatyczkowy i wyciąć odcinki o grubości 12 μm za pomocą mikrotomu do zamrażania zgodnie z instrukcją, a następnie zamontować na szkiełkach mikroskopowych.
  4. Pokrój 5-10 sekcji z każdego bloku wtyczki.

9. Kwantyfikacja angiogenezy (Rysunek 3)

  1. Uzyskaj obrazy fluorescencji z 5 niezależnych pól przekroju za pomocą odwróconego mikroskopu fluorescencyjnego o długości fali 488 nm przy 10-krotnym powiększeniu.
  2. Otwórz plik obrazu za pomocą oprogramowania Image J (https://imagej.en.softonic.com/) i kliknij przycisk Analiza angiogenezy. Następnie kliknij przycisk Analizuj kontrast fazowy HUVEC i przełącz się na tabelę wyników statystyk, aby zebrać informacje. Zmierz wszystkie 5 uzyskanych obrazów fluorescencyjnych dla każdej sekcji.
  3. Przeanalizuj całkowitą długość naczyń neo-naczyniowych z różnych grup, aby statystycznie ocenić różnicę w angiogenezie między tymi grupami.
    UWAGA: Całkowita długość segmentów głównych wskazuje całkowitą długość neo-naczyń. Odczynnik, który zwiększa długość naczyń neo-naczyniowych, jest określany jako pro-angiogenny, podczas gdy odczynnik zmniejszający długość naczyń neo-naczyniowych jest antyangiogenny.

10. Kwantyfikacja przepuszczalności naczyń krwionośnych (Rysunek 4)

  1. Uzyskaj obrazy fluorescencyjne z 5 niezależnych pól przekroju za pomocą odwróconego mikroskopu fluorescencyjnego o długości fali 488 nm przy 20-krotnym powiększeniu.
  2. Otwórz plik obrazu za pomocą oprogramowania Image J. Kliknij przycisk Wybór odręczny i zakreśl obszar wycieku, a następnie kliknij menu Analizuj i wybierz opcję Zmierz, aby uzyskać informacje o obszarze wycieku. Użyj stosunku powierzchni przecieku do obszaru obrazu, aby wskazać przepuszczalność naczyń krwionośnych.
  3. Przeanalizuj stosunek powierzchni przecieku do powierzchni obrazu z różnych grup, aby statystycznie ocenić różnicę w przepuszczalności naczyń między tymi grupami.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Rysunek 1 przedstawia schemat blokowy przygotowania mieszaniny żelu macierzy, komórek naczyniowych, pożywki hodowlanej i odczynnika. Mieszaninę wstrzyknięto następnie podskórnie w grzbiet myszy Nu/Nu i podgrzano za pomocą maty grzewczej, aby przyspieszyć koagulację i doprowadzić do ostatecznego utworzenia się zatyczki żelowej.

Rysunek 2A przedstawia schemat blokowy wskazujący naczynia z dekstranem znakowanym fluorescencyjnie. Dekstran...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Przedstawiamy wiarygodną i wygodną metodę ilościowej oceny angiogenezy in vivo bez barwienia. W tym protokole komórki naczyniowe zmieszano z żelem macierzowym w obecności odczynników pro-angiogennych lub antyangiogennych, a następnie wstrzyknięto podskórnie w plecy myszy Nu / Nu w celu utworzenia czopa żelowego (ryc. 1). Po 7 dniach od tworzenia się czopa żelowego, dextran-FITC wstrzyknięto dożylnie i krążono przez 30 minut. Czop żelowy zebrano i zatopiono w żelu do zatapiania tkane...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Podziękowania

Ta praca została sfinansowana przez Fundację Nauk Przyrodniczych Prowincji Zhejiang (LY22H020005) oraz Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (81873466).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Szkiełka mikroskopu adhezyjnegoCITOTEST188105
System anestezjologicznyRWDR640-S1
Licznik komórekInvitrogenAMQAX1000
Naczynie do hodowli komórkowychCorning430167
CryoslicerThermo FisherCryoStar NX50
Dextrans-FITC-150kDaWEIHUA BIO
Dextrans-FITC-4kDaWEIHUA BIOWH007N0705
Kasety do zatapianiaCITOTEST80203-0007
Podłoże dla komórek śródbłonkaScienCell35809
Suplementy na wzrost śródbłonkaScienCell1025
Surowica bydlęcapłodu Gibco10100147C
Fibroblast Czynnik wzrostu 1AtaGenix9043P-082318-A01Mikroskop
fluorescencyjnyPodkładkaECLIPSE Ni
Boruida30-50-30
Strzykawka insulinowaBD300841
IsofluraneRWDR510-22-10
Laboratorium  BalanceSartoriusBSA124S-CW
MatrigelCorning356234Matrix
żel Medium 199 proszekGibco31100-035
MikroprobówkiAxygenMCT-150-C
Optymalna temperatura cięcia (OCT) ZwiązekSUKURA4583Żel do zatapiania tkanek
Kwas palmityniowyKunChuangKC001
Penicylina-streptomycyna PłynSolarbioP1400
Bufor fosforanowy Sól fizjologicznaSolarbioP1022
Instrumenty chirurgiczneRWDRWD
Przyrząd do wstrzykiwania żył ogonowychKEW BASISKW-XXY
Roztwór trypsyny-EDTASolarbioT1320
Ultra-niska temperatura ZamrażarkaeppendorfU410
Czynnik wzrostu śródbłonka naczyń krwionośnychCHAMOTCM058-5HPVEGF
WH007N07 FGF1 grzewcza Nikon

Bibliografia

  1. Bikfalvi, A. History and conceptual developments in vascular biology and angiogenesis research: a personal view. Angiogenesis. 20 (4), 463-478 (2017).
  2. Carmeliet, P., Jain, R. Principles and mechanisms of vessel normalization for cancer and other angiogenic diseases. Nature reviews Drug discovery. 10 (6), 417-427 (2011).
  3. De Palma, M., Biziato, D., Petrova, T. Microenvironmental regulation of tumour angiogenesis. Nature reviews Cancer. 17 (8), 457-474 (2017).
  4. Griffioen, A., Molema, G. Angiogenesis: potentials for pharmacologic intervention in the treatment of cancer, cardiovascular diseases, and chronic inflammation. Pharmacological reviews. 52 (2), 237-268 (2000).
  5. Viallard, C., Larrivée, B. Tumor angiogenesis and vascular normalization: alternative therapeutic targets. Angiogenesis. 20 (4), 409-426 (2017).
  6. Craig, M., Sumanas, S. ETS transcription factors in embryonic vascular development. Angiogenesis. 19 (3), 275-285 (2016).
  7. Losordo, D., Dimmeler, S. Therapeutic angiogenesis and vasculogenesis for ischemic disease. Part I: angiogenic cytokines. Circulation. 109 (21), 2487-2491 (2004).
  8. Folkman, J. Anti-angiogenesis-new concept for therapy of solid tumors. Annals of Surgery. 175 (3), 409-416 (1972).
  9. Folkman, J. Angiogenesis in cancer, vascular, rheumatoid and other disease. Nature Medicine. 1 (1), 27-31 (1995).
  10. Folkman, J. Opinion - Angiogenesis: an organizing principle for drug discovery. Nature Reviews Drug Discovery. 6 (4), 273-286 (2007).
  11. Nowak-Sliwinska, P., et al. Consensus guidelines for the use and interpretation of angiogenesis assays. Angiogenesis. 21 (3), 425-532 (2018).
  12. Fan, X., et al. Interleukin-1β augments the angiogenesis of endothelial progenitor cells in an NF-κB/CXCR7-dependent manner. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 24 (10), 5605-5614 (2020).
  13. Dai, X., et al. Nrf2 transcriptional upregulation of IDH2 to tune mitochondrial dynamics and rescue angiogenic function of diabetic EPCs. Redox Biology. 56, 102449(2022).
  14. Yan, X., et al. Liraglutide Improves the Angiogenic Capability of EPC and Promotes Ischemic Angiogenesis in Mice under Diabetic Conditions through an Nrf2-Dependent Mechanism. Cells. 11 (23), 3821(2022).
  15. Koh, W., Stratman, A., Sacharidou, A., Davis, G. In vitro three dimensional collagen matrix models of endothelial lumen formation during vasculogenesis and angiogenesis. Methods in enzymology. 443, 83-101 (2008).
  16. Nowak-Sliwinska, P., et al. Consensus guidelines for the use and interpretation of angiogenesis assays. Angiogenesis. 21 (3), 425-532 (2018).
  17. Malinda, K. In vivo matrigel migration and angiogenesis assay. Methods in molecular biology (Clifton, NJ). , 287-294 (2009).
  18. Rezzola, S., et al. In vitro and ex vivo retina angiogenesis assays. Angiogenesis. 17 (3), 429-442 (2014).
  19. Dai, Q., et al. FGF21 promotes ischaemic angiogenesis and endothelial progenitor cells function under diabetic conditions in an AMPK/NAD+-dependent manner. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 25 (6), 3091-3102 (2021).
  20. Gavard, J., Gutkind, J. S. VEGF controls endothelial-cell permeability by promoting the beta-arrestin-dependent endocytosis of VE-cadherin. Nature cell biology. 8 (11), 1223-1234 (2006).
  21. Birdsey, G. M., et al. The endothelial transcription factor ERG promotes vascular stability and growth through Wnt/β-catenin signaling. Developmental Cell. 32 (1), 82-96 (2015).
  22. Yan, X., et al. A Novel CXCR4 antagonist enhances angiogenesis via modifying the ischaemic tissue environment. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 21 (10), 2298-2307 (2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Test angiogenezyangiogeneza in vivokom rki naczynioweprzepuszczalno naczydekstran FITChodowla endotelialnawstrzykni cie podsk rnezatapianie tkanekdetekcja fluorescencyjna
Zmodyfikowany test in vivo Matrix Gel Plug Test do badań angiogenezy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.