Artykuł metodologiczny

Wykorzystanie eksplantatów ze skóry ptaków do badania wzorców tkanek i organogenezy

DOI:

10.3791/65580

⸱

15 września 2023

 ,  ,  ,  , 
1Department of Pathology, Keck School of Medicine of University of Southern California, 2Molecular and Computational Biology, University of Southern California, 3Department of Radiology, Keck School of Medicine of University of Southern California

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj opisujemy protokoły dla trzech typów hodowli eksplantatów skóry embrionalnej ptaków, które mogą być użyte do badania interakcji tkankowych, obrazowania 4D filmu poklatkowego (3D plus czas), globalnych lub lokalnych zaburzeń funkcji molekularnych oraz charakterystyki biologii systemów.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rozwijająca się skóra ptaków podczas embriogenezy to unikalny model, który może dostarczyć cennych informacji na temat wzorców tkanek. Opisano tutaj trzy warianty kultur eksplantatów skóry w celu zbadania różnych aspektów rozwoju skóry. Po pierwsze, hodowle narządów ex vivo i manipulacje nimi dają naukowcom możliwość bezpośredniej obserwacji i badania rozwoju pąków piór. Hodowla eksplantatów skóry może rosnąć przez 7 dni, umożliwiając bezpośrednią analizę zachowania komórek i obrazowanie 4D w odstępach czasu w tym okresie wzrostu. Pozwala to również na fizyczne i molekularne manipulacje warunkami hodowli w celu wizualizacji odpowiedzi tkanek. Na przykład koraliki pokryte czynnikiem wzrostu mogą być stosowane miejscowo, aby wywołać zmiany w układzie piór na ograniczonym obszarze. Alternatywnie, transdukcja wirusa może być dostarczana globalnie w pożywce hodowlanej w celu zwiększenia lub zmniejszenia ekspresji genów. Po drugie, protokół rekombinacji skóry pozwala naukowcom badać interakcje tkankowe między naskórkiem a mezenchymą, które pochodzą z różnych regionów skóry, różnych etapów życia lub różnych gatunków. Daje to możliwość przetestowania okna czasowego, w którym nabłonek jest kompetentny do reagowania na sygnały i jego zdolności do tworzenia różnych przydatków skóry w odpowiedzi na sygnały z różnych źródeł mezenchymalnych. Po trzecie, rekonstytucja skóry za pomocą zdysocjowanych komórek skóry właściwej pokrytych nienaruszonym nabłonkiem resetuje rozwój skóry i umożliwia badanie początkowych procesów okresowego wzorcowania. Takie podejście zwiększa również naszą zdolność do manipulowania ekspresją genów wśród zdysocjowanych komórek przed utworzeniem odtworzonego eksplantatu skóry. W tym artykule przedstawiono trzy protokoły hodowli i przykładowe eksperymenty, aby wykazać ich użyteczność.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rozwój skóry ptasiego zarodka jest doskonałym modelem do badania mechanizmów morfogenezy ze względu na wyraźne wzorce i dostępność do mikrochirurgii i manipulacji1,2. Jednak ocena zdarzeń komórkowych i molekularnych w nienaruszonych tkankach może być trudna, ponieważ obecność obcych tkanek może komplikować obserwacje mikroskopowe. Co więcej, możliwość manipulowania ekspresją genów w celu zbadania ich roli w morfogenezie skóry nie zawsze jest prostym zadaniem. Odkryliśmy, że możemy testować funkcje genów za pomocą transdukcji retrowirusowej z wyższym wskaźnikiem powodzenia przy użyciu modeli eksplantatów skóry. Tutaj omawiamy zalety trzech opracowanych modeli eksplantacji skóry.

Hodowla embrionalnej skóry ptaków to potężny system do oceny zachowania komórek, regulacji genów i funkcji podczas rozwoju pąków piór skóry3,4,5,6. Pozwala na ocenę molekularnych mechanizmów rozwoju pąków piór poprzez globalne dodawanie czynników wzrostu umieszczonych w pożywkach hodowlanych lub ich lokalne uwalnianie z kulek pokrytych czynnikiem wzrostu. Rozwojowymi genami regulatorowymi można również manipulować za pomocą transdukcji genów wirusa w nienaruszonych lub dominujących formach ujemnych do badań funkcjonalnych oceniających ich rolę w określonych zdarzeniach morfogenetycznych 7,8.

Kultura rekombinacji nabłonkowo-mezenchymalnej ptaków umożliwia badaczom określenie udziału każdego składnika skóry we wczesnych stadiach morfogenezy skóry. Zastosowanie tego podejścia przez Rawlesa ujawniło, że interakcje między mezenchymą a nabłonkiem są niezbędne do tworzenia przydatków skóry9. Mezenchyma może tworzyć kondensacje, a nabłonek jest potrzebny do indukowania i utrzymywania mezenchymalnych formacji kondensacji2. Później podejście to wykorzystano do oceny, dlaczego kurczaki bezłuskowe nie tworzą piór. Odkryto, że wada występuje w mesenchyme10. Dhouailly przeprowadził badania rekombinacji tkankowo-mezenchymalnej na zarodkach różnych gatunków. Badania te dostarczyły rozwojowych i ewolucyjnych informacji na temat komunikacji nabłonkowo-mezenchymalnej, która sprzyja morfogenezie skóry3.

To badanie zostało wykorzystane do lepszego zrozumienia czynników kontrolujących wzrost piór. Metoda poprawia również wizualizację zdarzeń komórkowych i molekularnych związanych z modelowaniem skóry, które mają miejsce podczas inicjacji, rozwoju i wydłużania piór wzdłuż osi przednio-tylnej. Kiedy nabłonek zostanie oddzielony od mezenchymy, a następnie oba składniki zostaną ponownie połączone, nowe interakcje przywracają wzór skóry. Takie podejście pozwala nam ocenić mezenchymalne sygnały indukujące i cząsteczki kompetencji nabłonkowej, które umożliwiają naskórkowi reagowanie na sygnały mezenchymalne11. Można również zbadać późniejszą ekspresję molekularną, która jest wymagana do rozwoju pąków piór i tworzenia wzoru. Badania te wykazały, że lokalizacja pąków jest kontrolowana przez mezenchymę. Rotacja nabłonka o 90o przed rekombinacją z mezenchymą pokazuje, że kierunek wydłużania się pąków piór jest kontrolowany przez nabłonek. Ta metoda była dla nas niezbędna do zbadania mechanizmu molekularnego regulującego orientację pąków piór12.

Kultura rekonstytucji ptasiej skóry, w której mezenchyma skóry jest dysocjowana na pojedyncze komórki przed posiewem o dużej gęstości komórek i pokryta nienaruszonym nabłonkiem, resetuje komórki skóry właściwej do stanu pierwotnego. Następnie eksplant samoorganizuje się, tworząc nowy okresowy wzorzec niezależny od poprzednich cues13. Ten model rekonstytucji skóry może być wykorzystany do badania początkowych procesów okresowego modelowania piór. Zastosowaliśmy to podejście, aby zbadać, w jaki sposób modulowanie stosunku komórek mezenchymalnych do pojedynczego fragmentu nabłonka może wpływać na rozmiar lub liczbę pąków piór. Stwierdzono, że liczba pąków wzrosła, ale nie wielkość pąków, ponieważ zwiększył się stosunek komórek mezenchymalnych. Kolejną zaletą tego podejścia jest to, że transdukcja wirusa w komórkach mezenchymalnych wykazuje wyższą skuteczność niż w pozostałych dwóch warunkach hodowli i może wytwarzać bardziej oczywiste fenotypy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Hodowla eksplantatów skóry kurczaka (Rysunek 1)

  1. Inkubuj zapłodnione jaja kurze w nawilżanym inkubatorze w temperaturze 38 °C i ułóż je zgodnie z Hamburger i Hamilton14.
    1. Na etapie 28 (~E5.5) drugi palec kończyny i trzeci palec u nogi są dłuższe od pozostałych; trzy palce u nóg i cztery palce u nóg są różne.
    2. Na etapie 29 (~E6) skrzydło jest zgięte w łokciu; drugi palec jest wyraźnie dłuższy od pozostałych.
    3. Na etapie 30 (~E6.5) na poziomie ramienia widoczne są dwa rzędy pąków piór grzbietowych po obu stronach rdzenia kręgowego, a trzy rzędy są widoczne na poziomie nóg.
    4. Na etapie 31 (~E7) znajduje się ~7 rzędów piór na poziomie jumbo-sakralnym.
    5. Na etapie 32 na poziomie nóg znajduje się jedenaście lub więcej rzędów pąków piór
      6. .
  2. Umieścić zarodek kurczaka w stadium 28-32 na 60-milimetrowej szalce Petriego zawierającej buforowany roztwór soli Hanksa (HBSS) lub sól fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS).
    1. Wypreparuj skórę grzbietową zarodka między dolną częścią szyi a obszarem ogona. Użyj nożyczek, aby zdjąć głowę z szyi. Delikatnie pociągnij pąki kończyn, aby ustawić brzuszną stronę ciała w dół, tak aby wyrostki rozchodziły się na zewnątrz.
    2. Wykonaj nacięcie skóry od przodu do tyłu wzdłuż dwóch bocznych stron ciała zarodka za pomocą kleszczy zegarmistrzowskich lub ostrych nożyczek sprężynowych. Pamiętaj, aby ustabilizować ciało za pomocą kleszczy, ściskając pąki kończyn wzdłużnie. Delikatnie obierz skórę od szyi do okolicy ogona lub od ogona do szyi za pomocą kleszczy zegarmistrzowskich.
  3. Delikatnie usuń tkanki podskórne, które pozostają przyczepione do złuszczonej skóry i wygładź krawędzie skóry ostrymi nożyczkami sprężynowymi.
  4. Dodaj 2 ml / studzienkę zmodyfikowanej pożywki Eagle's (DMEM) firmy Dulbecco uzupełnionej 10% płodową surowicą bydlęcą (FBS) i roztworem penicyliny/streptomycyny (rozcieńczonym w stosunku 1:100) do studzienki w naczyniu 6-dołkowym. Po dodaniu pożywki i antybiotyków umieść sterylną wkładkę do hodowli tkankowej wewnątrz studzienki, tak aby pożywka znajdowała się na zewnątrz wkładki hodowlanej.
  5. Przenieś skórę szpatułką do wkładki hodowlanej naskórkiem skierowanym do góry i mezenchymą skierowaną w dół na membranie wkładki. Aby upewnić się, że skóra leży płasko bez zagnieceń, pociągnij skórę na szpatułkę w HBSS. Zsuń skórę ze szpatułki z płynem, aby ułatwić przenoszenie skóry bez fałdowania.
  6. Usunąć nadmiar HBSS z wkładki hodowlanej za pomocą pipety o pojemności 200 μl. Pozostaw cienką warstwę HBSS wewnątrz wkładki hodowlanej, aby eksplant był częściowo mokry, aby zapewnić interfejs powietrze-ciecz.
  7. Inkubować skórę z eksplantatów w temperaturze 37 °C, używając 5% CO2 i 95% powietrza. Zmieniaj podłoże co 2 dni.
    UWAGA: Ta procedura została opublikowana4. Ten system hodowli może być również stosowany ze skórą innych ptaków, takich jak kultury eksplantatów przepiórek lub zięb.

2. Rekombinacja nabłonkowo-mezenchymalna skóry kurczaka (Rysunek 2)

  1. Inkubować zapłodnione jaja kurze w wilgotnym inkubatorze w temperaturze 38 °C i etapować zarodki zgodnie z Hamburger and Hamilton14 (sekcja 1.1).
  2. Przygotuj 2x sól fizjologiczną bez wapnia i magnezu (CMF) z 0,25% buforem kwasu etylenodiaminotetraoctowego (EDTA).
    1. Przygotować 10x bufor CMF (NaCl (1,37 M) 80 g, KCl (0,04 M) 3 g, NaH2PO4 (0,004 M) 0,5 g, KH2PO4 (2 M) 0,25 g, NaHCO3 (0,12 M) 10 g, glukoza (0,1 M) 20 g w 1,000 ml wody destylowanej. Dostosuj pH do 7,3. Aby uzyskać 100 ml 2x CMF z 0,25% buforem EDTA, EDTA należy najpierw rozpuścić w 80 ml wody destylowanej, a następnie dodać 20 ml 10x buforu CMF, aby uzyskać 2x CMF z 0,25% roztworem roboczym EDTA.
  3. Rozciąć skórki grzbietowe zarodków kurczaków w stadium 30-32 w HBSS, jak opisano powyżej (sekcja 1.2) i inkubować je w 2x soli fizjologicznej CMF z 0,25% EDTA na lodzie przez 15-20 minut.
  4. Ostrożnie oddziel nabłonek i mezenchymę za pomocą kleszczy zegarmistrzowskich. Przenieś oddzielony nabłonek i mezenchymę do czystego naczynia zawierającego HBSS.
  5. Ponownie połącz nabłonek z mezenchymą, najpierw umieszczając mezenchymę na szalce Petriego zawierającej HBSS, a następnie umieść nabłonek na mezenchymie. Umieść nabłonek wzdłuż tej samej osi przednio-tylnej co mezenchyma lub obróć nabłonek o 90o od osi przednio-tylnej mezenchymy, aby określić, który składnik reguluje różne aspekty morfogenezy skóry.
  6. Przenieś zrekombinowane skórki do wkładek hodowlanych w 6-dołkowych naczyniach hodowlanych w celu wzrostu i usuń nadmiar HBSS wokół zrekombinowanej skóry.
  7. Umieść 2 ml pożywki hodowlanej DMEM z 10% FBS w studzience na zewnątrz wkładki. Umieść cienką warstwę DMEM w komorze wkładania, aby eksplant był częściowo mokry, aby zapewnić interfejs powietrze-ciecz.
  8. Inkubować rekombinanty skóry w temperaturze 37 °C w mieszaninie 5% CO2 i 95% powietrza. Zmieniaj podłoże co 2 dni. Dokumentuj zmiany fenotypowe w początkowych fazach rozwoju skóry za pomocą fotografii poklatkowej za pomocą kamery zamontowanej na mikroskopie preparacyjnym.
    UWAGA: Ta procedura została opublikowana11.

3. Rekonstrukcja skóry kurczaka (Rysunek 3)

  1. Inkubować zapłodnione jaja kurze w wilgotnym inkubatorze w temperaturze 38 °C i etapować zarodki zgodnie z Hamburger and Hamilton14 (sekcja 1.1).
  2. Wypreparuj skórę grzbietową zarodka kurczaka w stadium 30-33 w HBSS. Inkubować skórki w 2x soli fizjologicznej CMF z 0,25% EDTA na lodzie przez 15-20 minut, jak opisano powyżej (sekcja 2.3).
  3. Ostrożnie oddziel nabłonek i mezenchymę za pomocą kleszczy zegarmistrzowskich. Przenieść oddzielony nabłonek i mezenchymę do HBSS na lodzie.
    UWAGA: Uważaj, aby nie uszkodzić warstwy podstawnej nabłonka podczas oddzielania nabłonka od mezenchymy.
  4. Zebrać oddzieloną mezenchymę do probówki wirówkowej o pojemności 15 ml i inkubować z 0,1% roztworem kolagenazy/trypsyny przygotowanym w PBS w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C przez 10-15 minut.
  5. Odciąć mezenchymę skóry za pomocą pipety Pasteura, aby uzyskać zawiesinę jednokomórkową. Dodaj DMEM z 10% FBS, aby zatrzymać trawienie.
  6. Osadzać i odwirowywać komórki w ilości 233 × g przez 5 minut. Ponownie zawiesić komórki za pomocą pożywki hodowlanej o stężeniu 2 × 107 komórek/ml.
    UWAGA: Na tym etapie komórki mezenchymalne można również ponownie zawiesić w pożywce zawierającej wirusa na 2-3 godziny na lodzie w celu transdukcji genów.
  7. Umieść wkładkę do hodowli komórkowej w jednym dołku 6-dołkowego naczynia. Upuść 10 μl z 2 × 107 komórek/ml komórek mezenchymalnych na wkładkę do hodowli tkankowej. Umieścić 2 ml pożywki hodowlanej DMEM z 10% FBS w dołku na zewnątrz wkładki. Inkubować posiane komórki mezenchymalne w temperaturze 37 °C przy użyciu inkubatora z 5% CO2 i 95% powietrzem przez 1 godzinę, aby umożliwić komórkom osadzenie się na membranie wprowadzanej.
  8. Przenieść nienaruszony nabłonek na wierzch posianej kropli mezenchymalnej warstwą komórek podstawnych nabłonka skierowaną w stronę komórek mezenchymalnych za pomocą pipety o pojemności 1 ml.
    UWAGA: Podczas przenoszenia nabłonka do kropli mezenchymalnej nie należy naruszać komórek mezenchymalnych.
  9. Spłaszcz nienaruszony nabłonek nad mezenchymią, aby odtworzyć eksplantat skóry. Pozostaw cienką warstwę podłoża na wkładce, aby odtworzony eksplant skóry był półmokry, aby zapewnić granicę powietrzno-cieczową. Odtworzony eksplant skóry inkubować w temperaturze 37 °C w inkubatorze o stężeniu 5%CO2 i 95% powietrza. Zmieniaj podłoże co 2 dni.
    UWAGA: Ta procedura została opublikowana13.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kultury eksplantatów skóry
Rozwój pąków piór z hodowli narządów skóry ex vivo można obserwować bezpośrednio pod mikroskopem. Korzystając z modelu hodowli eksplantatów skóry kurczaka w stadium 30 na grzbiecie, plakody są widoczne wzdłuż linii środkowej. Front morfogenetyczny następnie stopniowo rozprzestrzenia się na boki w kierunku obrzeża skóry, tworząc nowe zawiązki piór. Te zawiązki piór rozwiną się w krótkie pąki piór po 2 dniach w hodowli i długie pąki piór po 4 dniach w hodowli (

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rekombinacja tkanek zapewnia test do zbadania unikalnego wkładu nabłonka i mezenchymy. U kurcząt pióra zaczynają się rozwijać w 7 dniu embrionalnym (E7), podczas gdy łuski zaczynają się w E9. Kiedy mezenchyma w skali E9 jest rekombinowana z nabłonkiem piór E7, zrekombinowana tkanka tworzy łuski, a gdy mezenchyma piór E7 jest rekombinowana z nabłonkiem w skali E9, powstają pióranabłonka 11. Badania te wykazały, że mezenchyma kontroluje formację wzorca, odstępy i tożsamość narządu. Oczywiście nabłon...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają do zadeklarowania konfliktu interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca jest wspierana przez NIH NIAMS grant R37 AR 060306, R01 AR 047364 i RO1 AR078050. Prace są również wspierane przez umowę badawczą o współpracy między USC a Chińskim Uniwersytetem Medycznym na Tajwanie. Dziękujemy klasie USC BISC 480 Developmental Biology 2023 za pomyślne przetestowanie tego protokołu hodowli skóry ptaków podczas kilku modułów laboratoryjnych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Naczynie do hodowli 6 dołków FalconREF 353502Kultury na granicy faz powietrze-ciecz (ALI)  
Wkładka do hodowli komórkowych SokółREF 353090.0,4 &mikro; m Przezroczysta membrana PET
Kolagenaza typu 1Worthington BiochemicalLS004196
Dulbecco' s zmodyfikowany Orzeł" s średni Corning10-013-CV4,5 g/L glukozy
Kwas etylenodiaminotetraoctowy sól disodowa dwuwodna (EDTA)Sigma-AldrichE5134
Płodowa surowica bydlęcaThermoFisher16140-071
GlukozaSigma-AldrichG8270
Hanks' s buforowany roztwór soliGibco14170-112Bez wapnia, bez magnezu
Penicylina/streptomycyna Gibco15-140-122
Fosforan pogassium monobasic (KH2PO4)Sigma-AldrichP5379
Chlorek potasu (KCl)Sigma-AldrichP9333
Wodorowęglan sodu (NaHCO3)Sigma-AldrichS6014
Chlorek sodu (Nacl)EMD CAS 7647-14-5
Fosforan sodu jednozasadowy (NaH2PO4)Sigma-AldrichS0751
TrypsynaGibco27250-042

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Lucas, A. M., Stettenheim, P. R. Avian anatomy: Integument part I and part II. Agriculture Handbook. 362, Agricultural Research Service, U.S. Department of Agriculture, Washington D.C.. (1972).
  2. Sengel, P. In Morphogenesis of Skin, l-277. , Cambridge Univ. Press. New York. (1976).
  3. Dhouailly, D., Wilehm Roux, Formation of cutaneous appendages in dermo-epidermal recombinations between reptiles, birds and mammals. Archives of Developmental Biology. 177 (4), 323-340 (1975).
  4. Jiang, T. -X., Chuong, C. -M. Mechanism of feather morphogenesis: I. Analyses with antibodies to Adhesion Molecules Tenascin, N-CAM and Integrin. Developmental Biology. 150 (1), 82-98 (1992).
  5. Li, A., et al. Shaping organs by a Wnt / Notch / non-muscle myosin module which orients feather bud elongation. Proceedings of the National Academy of Sciences, USA. 110 (16), E1452-E1461 (2013).
  6. Li, A., et al. Calcium oscillations coordinate feather mesenchymal cell movement by SHH dependent modulation of gap junction networks. Nature Communications. 9 (1), 5377(2018).
  7. Ting-Berreth, S. A., Chuong, C. M. Local delivery of TGF beta2 can restore epithelium dependent organization of mesenchymal condensation during skin appendage morphogenesis. Developmental Biology. 179 (2), 347-359 (1996).
  8. Widelitz, R. B., Jiang, T. -X., Noveen, A., Chen, C. -W. J., Chuong, C. -M. FGF induces new feather buds from developing avian skin. Journal of Investigation Dermatology. 107 (6), 797-803 (1996).
  9. Rawles, M. E. Tissue interactions in scale and feather development as studies in dermal-epidermal recombinations. Journal of Embryology and Experimental Morphology. 11, 765-789 (1963).
  10. McAleese, S. R., Sawyer, R. H. Correcting the phenotype of the epidermis from chick embryos homozygous for the gene scaleless (sc/sc). Science. 214 (4524), 1033-1034 (1981).
  11. Chuong, C. M., Widelitz, R. B., Ting-Berreth, S., Jiang, T. X. Early events during avian skin appendage regeneration: dependence on epithelial-mesenchymal interaction and order of molecular reappearance. J Invest Dermatol. 107 (4), 639-646 (1996).
  12. Jiang, T. X., et al. Global feather orientations changed by electric current. iScience. 24 (6), 102671(2021).
  13. Jiang, T. X., Jung, H. S., Widelitz, R. B., Chuong, C. M. Self-organization of periodic patterns by dissociated feather mesenchymal cells and the regulation of size, number and spacing of primordia. Development. 126 (22), 4997-5009 (1999).
  14. Hamburger, V., Hamilton, H. A series of normal stages in the development of the chick embryo. Journal of Morphology. 188, 49-92 (1951).
  15. Chen, Y. P., et al. Conservation of early odontogenic signaling pathway in Aves. Proceedings of the National Academy of Sciences, USA. 97 (18), 10044-10049 (2000).
  16. Chuong, C. -M., Ting, S. A., Widelitz, R. B., Lee, Y. S. Mechanism of Skin Morphogenesis: II. Retinoic acid gradient modulates axis orientation and phenotypes of skin appendages. Development. 115 (3), 839-852 (1992).
  17. Noveen, A., Jiang, T. -X., Chuong, C. -M. Protein kinase A and protein kinase C modulators have reciprocal effects on mesenchymal condensation during skin appendage morphogenesis. Developmental Biology. 171 (2), 677-693 (1995).
  18. Wu, X. S., et al. Self-assembly of biological networks via adaptive patterning revealed by avian intradermal muscle network formation. Proceedings of the National Academy of Sciences, USA. 116 (22), 10858-10867 (2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Badanie organogenezyrozw j zawi zk w pi rhodowla ex vivorekombinacja sk ryoddzia ywanie nab onka z mezenchymrekonstrukcja sk rysk ra zarodka kurczakawzorzec periodyczny

Powiązane artykuły