Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Charakterystyka zmian bólowych u szczurów z uszkodzeniem nerwów w ciągu 24 godzin po jednorazowej interwencji Tuina

1.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/65593

⸱

26 stycznia 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1School of Acupuncture-Moxibustion and Tuina, Beijing University of Chinese Medicine, 2Beijing Hospital

W tym artykule

Podsumowanie

Prezentujemy protokół wykorzystujący symulator manipulacji tuina do przeprowadzenia terapii tuina "Three-Manipulation and Three-Acupoint" dla szczurów z niewielkimi przewlekłymi urazami zwężeniowymi i oceny skutecznych punktów czasowych przeciwbólowych tuiny w ciągu 24 godzin, testując zmiany bólu poprzez analizę behawioralną i zmiany w ekspresji czynnika zapalnego za pomocą testu immunoenzymatycznego

.

Streszczenie

Tuina, jako zewnętrzna metoda leczenia tradycyjnej medycyny chińskiej, okazała się mieć działanie przeciwbólowe na obwodowy ból neuropatyczny (pNP) w badaniach klinicznych i podstawowych. Jednak optymalny punkt czasowy dla działania przeciwbólowego tuiny może się różnić w zależności od różnych odczuć urazu, wpływając na badanie mechanizmu inicjacji analgezji tuina.

W badaniu wykorzystano model szczurów z lekkim przewlekłym uszkodzeniem zwężenia (drobne CCI) do symulacji pNP oraz użyto symulatora inteligentnej manipulacji tuiną do symulacji trzech metod (wyciskanie punktowe, skubanie i ugniatanie) oraz trzech punktów akupunkturowych (Yinmen BL37, Chengshan BL57 i Yanglingquan GB34) do wykonywania terapii tuina. W badaniu oceniono zmiany w bólu w ciągu 24 godzin i optymalny punkt czasowy dla skuteczności analgezji tuina u szczurów z niewielkimi modelami CCI, testując próg wrażliwości na zimno (CST), próg mechanicznego wycofania (MWT) i opóźnienie wycofania termicznego (TWL). Ponadto w badaniu oceniono zmiany ekspresji IL-10 i TNF-α poprzez wykrywanie Elisa. Wyniki pokazują, że tuina ma zarówno natychmiastowe, jak i trwałe działanie przeciwbólowe. Dla trzech różnych progów wrażliwości na urazy CST, MWT, TWL i dwóch cytokin IL-10 i TNF-α, skuteczność przeciwbólowa tuiny w ciągu 24 godzin po interwencji jest znacznie różna w różnych punktach czasowych.

Wprowadzenie

Obwodowy ból neuropatyczny (pNP) odnosi się do bólu spowodowanego uszkodzeniem lub chorobą obwodowego somatosensorycznego układu nerwowego, objawiającego się serią objawów i oznak, z hiperalgezją jako jednym z głównych objawów1,2. Hiperalgezja to wzmożone odczuwanie bólu spowodowanego szkodliwym bodźcem, w tym ukłuciem szpilką, zimnem i ciepłem3. Przeprowadzono duże badania epidemiologiczne, które wykazały, że pNP występuje najczęściej, z częstością występowania 6,9%-10% w bólu neuropatycznym 4. pNP może być spowodowany wieloma chorobami, w tym uszkodzeniem nerwu, neuralgią popółpaścową, bolesną polineuropatią cukrzycową, stwardnieniem rozsianym, udarem, rakiem itp.5. Obecnie główną metodą leczenia pNP są leki, ale efekt nie jest idealny; A skutki uboczne są znaczące, co jest głównym powodem dużego obciążenia ekonomicznego jednostek i społeczeństwa6.

Tuina to ekologiczna, ekonomiczna, bezpieczna i skuteczna metoda zewnętrznego leczenia tradycyjnej medycyny chińskiej7. Wiele badań klinicznych dowiodło przeciwbólowego działania tuiny na pNP, a badania podstawowe zweryfikowały natychmiastowe i skumulowane działanie przeciwbólowe tuina8,9. Głównym skumulowanym mechanizmem przeciwbólowym tuiny jest obniżenie poziomu czynników zapalnych i zahamowanie aktywacji komórek glejowych10,11. Poprzednie badania potwierdziły skumulowane działanie przeciwbólowe tuiny i wykazały geny o zróżnicowanej ekspresji (DEG) w zwojach korzenia grzbietowego (DRG) i rdzeniowym rogu grzbietowym (SDH) szczurów z uszkodzeniem nerwu kulszowego po 20-krotnym leczeniu tuiną, głównie związanym z wiązaniem białek, reakcją ciśnieniową i projekcją neuronalną12. W ostatnich badaniach potwierdzono, że tuina ma natychmiastowe działanie przeciwbólowe i że 1-krotna interwencja tuina może złagodzić hiperalgezję u drobnych szczurów CCI, a zwłaszcza skuteczniej złagodzić hiperalgezję termiczną13. Jednak optymalny punkt czasowy dla działania przeciwbólowego tuiny może się różnić w zależności od odczucia urazu (zimno, ciepło, mechanicznie), wpływając na badanie mechanizmu inicjacji analgezji tuiny.

Mediatory stanu zapalnego mogą uwrażliwiać i aktywować receptory bólu, prowadząc do obniżenia progów wyładowania i wyładowań ektopowych, przyczyniając się tym samym do uczulenia obwodowego14,15. Po uszkodzeniu nerwów obwodowych TNF-α jest inicjatorem odpowiedzi zapalnej, która może promować syntezę czynników zapalnych, takich jak IL-10 i IL-1β, powodując bezpośrednie uszkodzenie stanu zapalnego tkanek, stymulując miejscowe zakończenia nerwowe i powodując ból16,17,18. Tuina może osiągać efekty przeciwbólowe poprzez zmniejszanie ekspresji czynników zapalnych, takich jak TNF-α, IL-10, IL-6 i IL-1β19,20,21. W badaniu wybrano małe szczury modelowe CCI do symulacji klinicznego pNP i wybrano różne punkty czasowe do testów behawioralnych bólu związanego z zimnem, stymulacją termiczną i mechaniczną po 1-krotnej interwencji tuina za pomocą progu wrażliwości na zimno (CST), mechanicznego progu wycofania (MWT), opóźnienia wycofania termicznego (TWL) i wybrano IL-10 i TNF-α w surowicy za pomocą testu immunoenzymatycznego (ELISA), W celu wybrania punktu czasowego, w którym działanie przeciwbólowe Tuina jest znaczące, co stanowi podstawę do badania mechanizmu inicjacji analgezji Tuina w późniejszym etapie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Komitet ds. Ochrony i Wykorzystania Zwierząt Uniwersytetu Chińskiego w Pekinie (BUCM-4-2022082605-3043) zatwierdził wszystkie procedury użyte w tym badaniu.

1. Zwierzęta i projektowanie badań

  1. Pozyskaj 49 samców szczurów Sprague-Dawley (SD) w wieku 8 tygodni, o wadze 200 ± 10 g.
  2. Korzystając z metody tabeli liczb losowych, podziel szczury na pozorowaną grupę operacyjną (n = 7), grupę modelową (n = 7) i bezpośrednio po grupie tuina (n = 7), 6 godzin po grupie tuina (n = 7), 12 godzin po grupie tuina (n = 7), 18 godzin po grupie tuina (n = 7) i 24 godziny po grupie tuina (n = 7).

2. Stworzenie modelu szczura dla małego CCI (Rysunek 1)

UWAGA: Metoda modelowania mniejszego CCI była opisana w poprzednich badaniach22,23,24.

  1. Zezwól na adaptacyjne karmienie szczura SD przez 7 dni. Pozwól szczurowi pościć przez 2-3 godziny przed modelowaniem.
  2. Umieść szczura w pudełku wypełnionym 3-5% izofluranem do znieczulenia za pomocą urządzenia do znieczulenia. Po znieczuleniu nałóż maść okulistyczną na oba oczy, aby zapobiec wysuszeniu.
  3. Ułóż szczura w pozycji leżącej na stole, ogol sierść w prawej okolicy stawu biodrowego i zdezynfekuj ten obszar jodem (Rysunek 1B).
  4. Potwierdź chirurgiczną płaszczyznę znieczulenia przez uszczypnięcie palca u nogi. Wykonaj nacięcie skóry o długości około 0,5-1 cm wzdłuż kierunku chodzenia nerwu kulszowego, tępo oddziel warstwę mięśniową i całkowicie odsłonij dolną krawędź mięśnia gruszkowatego (Rysunek 1C).
  5. Luźno zawiąż wchłanialny chromowy szew jelitowy (typ 4-0) wokół nerwu, nie przerywając krążenia krwi w naczyniach zewnątrznerwowych. Odsłoń nerw kulszowy szczurów z grupy pozorowanej na 3 minuty bez podwiązania (Rysunek 1A, D, E).
  6. Użyj strzykawki bez igły, aby nałożyć 1 kroplę 0,9% roztworu chlorku sodu na nerw kulszowy, aby go zresetować. Zszyj warstwę po warstwie, podaj odpowiednią ilość leku przeciwzapalnego, takiego jak proszek amoksycyliny, zszyj warstwę mięśniową 1 szwem i zszyj skórę 2 szwami (Rysunek 1F).
    UWAGA: Od kroku 2.3 do kroku 2.6 utrzymuj przepływ 2%-3% izofluranu do ust i nosów szczurów, aby utrzymać znieczulenie.
  7. Utrzymuj szczura w cieple i poczekaj, aż się obudzi. Zwróć szczury do pomieszczenia hodowlanego.

3. Inteligentna interwencja symulatora manipulacji tuina (Rysunek 2)

UWAGA: Leczenie rozpoczęło się 7dnia po ustaleniu modelu.

  1. Dostosuj parametry przyrządu do siły stymulacji 4 N, częstotliwości stymulacji 60 razy/min i temperatury 36 °C na interfejsie operacyjnym komputera. Umieść szczura w stabilizatorze dla szczurów i odsłoń położenie punktów akupunkturowych kończyn tylnych (Rysunek 2A, samodzielnie opracowana maszyna, nr patentu. ZL 2023 20511277.5)25.
  2. Aktywuj instrument, aby wykonać metody wyciskania punktowego, skubania i ugniatania (Tabela 1). Kliknij na Point-Pressing, Plucking, and Keeading (Punktowe Wyciskanie, Skubanie, and Kneading) wyświetlane na ekranie komputera w sekwencji na punktach Yinmen (BL37), Chengshan (BL57) i Yanglingquan (GB34) (Tabela 2) po stronie modelu szczura z grupy tuina (Figure 2B, C)26.
    1. W przypadku grupy tuina należy wykonywać jedną interwencję raz dziennie przez 1 dzień, z siłą 4 N, częstotliwością 60 razy/min i łącznie 9 minut na punkt na metodę.
    2. Unieruchamiaj grupy pozorowane i modelowe przez 9 minut, tyle samo razy co grupa tuina.

4. Pomiar behawioralny

UWAGA: Po interwencji, próg wrażliwości na zimno (CST), próg mechanicznego wycofania (MWT) i opóźnienie termicznego wycofania (TWL) zostały przetestowane odpowiednio w 5 podgrupach tuina, grupie modelowej i grupie operacji pozorowanej. Czas testowania dla grupy modelowej i pozorowanej jest taki sam jak dla grupy tuina (tj. 24 godziny).

  1. Próg wrażliwości na zimno (CST)
    1. Umieść szczura na inteligentnym detektorze bólu na zimnej i gorącej płycie o temperaturze powierzchni 4 ± 1 °C (kliknij START > ZESTAW) i przykryj go przezroczystą plastikową klatką.
    2. Obserwuj aktywność eksploracyjną szczurów przez 5 minut, aż zaaklimatyzują się w przezroczystej plastikowej klatce.
    3. Obserwuj i zapisuj liczbę uniesień stopy po operacyjnej stronie kończyny tylnej w ciągu najbliższych 5 minut.
      UWAGA: Liczba uniesień stóp spowodowanych zmianami w aktywności lub postawie szczura nie jest uwzględniona.
  2. Mechaniczny próg wycofania (MWT)
    1. Umieść szczura na dolnej powierzchni jako siatkę (0,5 cm × 0,5 cm) w pudełku testowym na 15-30 minut przed badaniem.
    2. Przesuń sondę przeciwbólową (typ EVF 5) do środka prawego tylnego obszaru podeszwowego szczura, liniowo zwiększ nacisk ręką i zapisz próg wyświetlany na ekranie instrumentu, gdy szczur podnosi się i liże stopy. Mierz w sposób ciągły 5 razy, z odstępem czasu 10 minut każdy.
  3. Opóźnienie wycofania termicznego (TWL)
    1. Umieść szczura w pudełku testowym ze szklaną powierzchnią dna i pozwól mu się przystosować przez 15 minut przed rozpoczęciem testu.
      UWAGA: Utajony okres odruchu skurczu termicznego stopy wykryto za pomocą instrumentu do stymulacji bólu metodą stymulacji termicznej (typ PL200).
    2. Ustaw parametry: maksymalny czas testu to 30 s, a intensywność to 50%. Kliknij przyciski START i kierunkowe.
    3. Przesuń sondę podczerwieni na środek prawego tylnego obszaru podeszwowego szczura i rozpocznij wykrywanie.
    4. Zapisz opóźnienie odruchu wycofania stopy, gdy szczur podnosi i liże stopy. Mierz opóźnienie w sposób ciągły 5 razy, w odstępie 10 minut między każdym pomiarem.

5. TEST ELISA

  1. Znieczulić szczura dawką 35 ml/100 g 4% hydratu chloru do znieczulenia dootrzewnowego po testach behawioralnych. Przetnij skórę i mięśnie wzdłuż środka brzucha szczura, aby odsłonić jego narządy wewnętrzne.
  2. Użyj balastu i uchwytu igły do czystej separacji, zidentyfikuj aortę brzuszną, pobierz świeżą krew i zachowaj próbkę do testów. Użyj rurki separacyjnej, aby oddzielić serum. Pobrać próbkę surowicy do natychmiastowego wykrycia lub zapakować ją oddzielnie i przechowywać w lodówce w temperaturze -80 ° C.
    UWAGA: Przed oddzieleniem należy odczekać, aż próbka krwi będzie aglutynować przez 30 minut.
  3. Przygotować surowicę szczurów do procesu badania i przechowywać ją w temperaturze pokojowej (RT) przez co najmniej 30 minut.
  4. Ustawić ślepe studzienki i standardowe studzienki na próbki dla próbki, która ma być badana. Dodać łącznie 50 μl próbek wzorcowych do płytki połączonej z enzymem. Najpierw dodać 40 μl rozcieńczalnika, a następnie dodać 10 μl próbki do dołka próbki, która ma być poddana badaniu.
    UWAGA: Podczas dodawania próbek należy dodać je na dno dołka znakowanego enzymem, upewniając się, że nie dotykają ścianki studzienki tak bardzo, jak to możliwe, oraz delikatnie wstrząsnąć i dobrze wymieszać. Ślepa studzienka nie zawiera próbek ani odczynników znakowanych enzymami, a pozostałe kroki są takie same. Końcowe rozcieńczenie próbki wynosi 5 razy.
  5. Po uszczelnieniu płytki folią uszczelniającą umieścić ją w inkubatorze o temperaturze 37 °C na 30 minut.
  6. Rozcieńczyć 30-krotnie stężony roztwór myjący wodą destylowaną i odstawić na bok.
  7. Usuń folię uszczelniającą, wylej płyn ze studzienki i wytrząśnij go do sucha. Napełnij każdą studzienkę płynem do mycia, odstaw na 30 sekund, a następnie wylej. Powtórz ten krok 5 razy, a na koniec wytrząśnij go do sucha.
  8. Dodać awidynę znakowaną peroksydazą chrzanową (100 μl na studzienkę).
  9. Do każdej studzienki dodać 50 μl wywoływacza barwy A, a następnie dodać 50 μl wywoływacza barwy B. Delikatnie wstrząsnąć i wymieszać, a następnie umieścić w temperaturze 37 °C na 10 minut w ciemności.
  10. Dodać 50 μl roztworu zatrzymującego do studzienki, aby zakończyć reakcję.
    UWAGA: W tym momencie niebieski kolor zmieni kolor na żółty.
  11. Wyzerować studzienki ślepe i zmierzyć gęstość optyczną (wartość OD) każdej studzienki w sekwencji przy długości fali 450 nm.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

CST: W porównaniu z grupą modelową, liczba uniesień łapy w grupie 6 h po tuina była znacznie zredukowana, a różnica ta była istotna statystycznie (P < 0.05). W porównaniu z grupą pozorowaną (sham), liczba uniesień łapy w grupie modelowej była znacznie zwiększona, a różnica ta była istotna statystycznie (P < 0.05) (Tabela 3, Rycina 3).

MWT: W porównaniu z grupą modelową, MW...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W badaniu wykorzystano model mniejszej CCI do symulacji pNP spowodowanego klinicznym uszkodzeniem nerwu kulszowego. Model mniejszej CCI polega na ciągłym, przewlekłym uciskaniu i ograniczaniu pnia nerwowego poprzez podwiązanie, któremu towarzyszy stopniowy obrzęk ligatury, powodujący obrzęk w obrębie nerwu kulszowego i tworzący stabilny przewlekły ból w ciągu 3-5 dni27,28. We wstępnym badaniu grupa badawcza stwierdziła, że mniejsza grupa modelowa CCI była bardzie...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie deklarują żadnych konfliktów interesów, finansowych lub innych.

Podziękowania

Autorzy otrzymali fundusze na badania, pisanie i publikację tego artykułu od Narodowej Fundacji Nauk Przyrodniczych Chin (nr 82074573 i 82274675) oraz Pekińskiej Fundacji Nauk Przyrodniczych (nr 7232278).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Aparat do znieczuleniaRuiwode Life Technology Co., Ltd., Shenzhen, ChinyR500Sprzęt związany ze znieczuleniem układu oddechowego zwierząt
Chromowy szew jelitowyShandong Boda Medical Products Co., Ltd., ChinyBD210903Wchłanialny szew chirurgiczny wykonany głównie z białka kolagenowego przetworzonego z jelit zdrowych młodych kóz
Elektroniczny instrument Von FreyaBioseb, USABIO-EVF5Przyrząd do wykrywania mechanicznego progu wycofania
Inteligentny detektor bólu na zimnej i gorącej płycieAnhui Zhenghua Biological Instrument Equipment Co., Ltd, Chiny.ZH-6CPrzyrząd do wykrywania progu wrażliwości na zimno
IsofluraneRuiwode Life Technology Co., Ltd., Shenzhen, ChinyR510-22-10Znieczulający
wielofunkcyjny czytnik mikropłytek o pełnej długości faliMolecular Devices (Shanghai) Co., Ltd.SpectraMax M2Przyrząd do wykrywania gęstości optycznej (OD)
Urządzenie do znieczulenia termicznegoChengdu Techman Software Co., Ltd., ChinyPL-200Przyrząd do wykrywania opóźnienia wycofania termicznego

Bibliografia

  1. IASP taxonomy. ISAP. , Available from: https://www.iasp-pain.org/resources/terminology/#.2022 (2022).
  2. Baron, R., Binder, A., Wasner, G. Neuropathic pain: diagnosis, pathophysiological mechanisms, and treatment. Lancet Neurol. 9 (8), 807-819 (2010).
  3. Colloca, L., et al. Neuropathic pain. Nat Rev Dis Primers. 3, 17002(2017).
  4. Liu, Z., et al. A review on the mechanism of tuina promoting the recovery of peripheral nerve injury. Evid Based Complement Alternat Med. 2021, 6652099(2021).
  5. Scholz, J., et al. The IASP classification of chronic pain for ICD-11: chronic neuropathic pain. Pain. 160 (1), 53-59 (2019).
  6. Finnerup, N. B., et al. Pharmacotherapy for neuropathic pain in adults: a systematic review and meta-analysis. Lancet Neurol. 14 (2), 162-173 (2015).
  7. Field, T. Massage therapy research review. Complement. Ther Clin Pract. 24, 19-31 (2016).
  8. Gok Metin, Z., et al. Aromatherapy massage for neuropathic pain and quality of life in diabetic patients. J Nurs Scholarsh. 49, 379-388 (2017).
  9. Izgu, N., et al. Effect of aromatherapy massage on chemotherapy-induced peripheral neuropathic pain and fatigue in patients receiving oxaliplatin: An open label quasi-randomized controlled pilot study. Cancer Nurs. 42, 139-147 (2019).
  10. Li, Y., et al. Mild mechanic stimulate on acupoints regulation of CGRP-positive cells and microglia morphology in spinal cord of sciatic nerve injured rats. Front Integr Neurosci. 13, 58(2019).
  11. Liu, Z. F., et al. Tuina for peripherally-induced neuropathic pain: A review of analgesic mechanism. Front Neurosci. 16, 1096734(2022).
  12. Lv, T., et al. Using RNA-seq to explore the repair mechanism of the three methods and three-acupoint technique on DRGs in sciatic nerve injured rats. Pain Res Manag. 2020, 7531409(2020).
  13. Xing, F., et al. MZF1 in the dorsal root ganglia contributes to the development and maintenance of neuropathic pain via regulation of TRPV1. Neural Plast. 2019, 2782417(2019).
  14. Cohen, S. P., Mao, J. Neuropathic pain: mechanisms and their clinical implications. BMJ. 348, 7656(2014).
  15. Tao, Y., et al. Effect of Bo'fa method on the expression of IL-1β in peripheral serum and 5-HT2A in spinal cord of CCI model rats. Global Traditional Chinese Medicine. 10, 905-909 (2017).
  16. Yang, J., et al. Study on curative effect of Duhuo Jisheng decoction combined with Tuina in patients with lumbar disc herniation and changes of TXB2, TNF-α and IL-1β. Chin Arch Tradit Chin Med. 38, 44-46 (2020).
  17. Yao, C., et al. Effects of acupressure at 'Shenshu' (BL 23)on lumbar intervertebral disc degeneration and related pain in aging rats. Chin J Tradit Chin Med Pharm. 37, 4360-4365 (2022).
  18. Wang, H., et al. Exploring the mechanism of immediate analgesic effect of 1-time tuina intervention in minor chronic constriction injury rats using RNA-seq. Front Neurosci. 16, 1007432(2022).
  19. Yao, C., et al. Exploring the mechanism of tuina-induced central analgesia in rats with lumbar disc herniation based on the p38MAPK signaling pathway. Chin J Tradit Chin Med Pharm. 38 (07), 3348-3352 (2023).
  20. Li, P. Study on the effects of modified Chuanqianghuo Decoction combined with tuina and physiotherapy on shoulder joint function and inflammation in patients with shoulder joint pain. New Chinese Medicine. 54 (13), 93-97 (2022).
  21. Ding, C., et al. Clinical efficacy of acupuncture and moxibustion, tuina and external application of traditional Chinese medicine on lumbar disc herniation and serum TXB2, IL-1β, Comparison of IL-10 levels. Advances in Modern Biomedicine. 21 (14), 2730-2734 (2021).
  22. Bennett, G. J., Xie, Y. K. A peripheral mononeuropathy in rat that produces disorders of pain sensation like those seen in man. Pain. 33, 87-107 (1988).
  23. Grace, P. M., et al. A novel animal model of graded neuropathic pain: Utility to investigate mechanisms of population heterogeneity. J Neurosci Methods. 193, 47-53 (2010).
  24. Wang, H., et al. Comparison of the characteristics of minor and classic CCI models. J Chin J Comp Med. 32 (10), 1-7 (2022).
  25. Zhang, Y., et al. An intelligent massage and tuina technique simulator. , Beijing. CN219398169U,19393681 (2023).
  26. Jia, D. Effects of three methods and three points stimulation on sensory function in rats with sciatic nerve injury. , Available from: https://kns.cnki.net (2017).
  27. Grace, P. M., et al. Adoptive transfer of peripheral immune cells potentiates allodynia in a graded chronic constriction injury model of neuropathic pain. Brain Behav Immun. 25 (3), 503-513 (2011).
  28. MacDonald, D. I., et al. Silent cold-sensing neurons contribute to cold allodynia in neuropathic. Brain. 144 (6), 1711-1726 (2021).
  29. Pan, F., et al. Chinese tuina downregulates the elevated levels of tissue plasminogen activator in sciatic nerve injured Sprague-Dawley rats. Chinese J Integr Med. 23 (8), 617-624 (2017).
  30. Lv, T., et al. An investigation into the rehabilitative mechanism of tuina in the treatment of sciatic nerve injury. Evid Based Complement Alternat Med. 2020, 5859298(2020).
  31. Lv, T., et al. Applying RNA sequencing technology to explore repair mechanism of Tuina on gastrocnemius muscle in sciatic nerve injury rats. Chin Med J. 135 (19), 2378-2379 (2022).
  32. Ruan, Y., et al. An effective and concise device for detecting cold allodynia in mice. Sci Rep. 8 (1), 14002(2018).
  33. Kim, S. O., Kim, H. J. Berberine ameliorates cold and mechanical allodynia in a rat model of diabetic neuropathy. J Med Food. 16 (6), 511-517 (2013).
  34. Deuis, J. R., Dvorakova, L. S., Vetter, I. Methods used to evaluate pain behaviors in rodents. Front Mol Neurosci. 10, 284(2017).
  35. Ruscheweyh, R., et al. Long-term potentiation in spinal nociceptive pathways as a novel target for pain therapy. Mol Pain. 7, 20(2011).
  36. Hargreaves, K., et al. A new and sensitive method for measuring thermal nociception in cutaneous hyperalgesia. Pain. 32 (1), 77-88 (1988).
  37. Cheah, M., et al. Assesment of thermal pain sensation in rats and mice using the hargreaves test. Bio Protoc. 7 (16), 2506(2017).
  38. Challa, S. R. Surgical animal models of neuropathic pain: pros and cons. Int J Neurosci. 125 (3), 170-174 (2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Analgezja metodą Tuinaból neuropatycznymodel przewlekłego ucisku (CCI)progi bólowepróg wrażliwości na zimnopróg wycofania mechanicznegolatencja wycofania termicznegoekspresja cytokinuszkodzenie nerwu kulszowegoszczurzy model bólu
Charakterystyka zmian bólowych u szczurów z uszkodzeniem nerwów w ciągu 24 godzin po jednorazowej interwencji Tuina
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.