Ten protokół opisuje metodę ułatwiającą pobieranie próbek z próbek po radykalnej prostatektomii. Celem jest zmapowanie, scharakteryzowanie i mikro-makro wypreparowanie próbek tkanek z próbek w oparciu o kryteria anatomopatologiczne przed przechowywaniem ich w biobanku.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Zwiększenie wiarygodności biobankowania guzów gruczołu krokowego dzięki ulepszonej technice pobierania próbek i charakterystyce histologicznej
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Pozyskiwanie świeżych i dobrze scharakteryzowanych próbek tkanek nowotworowych jest kluczowe dla prowadzenia wysokiej jakości badań "omicznych". Jednak może to być szczególnie trudne w kontekście raka prostaty (PC) ze względu na unikalny charakter tego narządu i wysoką heterogeniczność związaną z tym nowotworem. Z drugiej strony, histopatologiczne scharakteryzowanie próbek przed ich przechowywaniem bez powodowania znaczących zmian w tkankach jest również intrygującym wyzwaniem. W tym kontekście przedstawiamy nową metodę pozyskiwania, mapowania, charakteryzowania i mikropreparowania wyciętej tkanki gruczołu krokowego w oparciu o kryteria anatomomologiczne.
W przeciwieństwie do wcześniej opublikowanych protokołów, ta metoda skraca czas potrzebny na analizę histopatologiczną próbki prostaty bez naruszania jej struktury, co jest kluczowe dla oceny marginesów chirurgicznych. Ponadto umożliwia nakreślenie i mikro-makro preparację świeżych próbek tkanki gruczołu krokowego, ze szczególnym uwzględnieniem histologicznych obszarów guza zdefiniowanych przez kryteria patologiczne, takie jak skala Gleasona, zmiany prekursorowe (śródnabłonkowa neoplazja gruczołu krokowego o wysokim stopniu złośliwości - PIN) oraz zmiany zapalne (zapalenie gruczołu krokowego). Próbki te są następnie przechowywane w biobanku w celu przeprowadzenia dalszych analiz badawczych.
Wprowadzenie
Rak prostaty (PC) jest drugą najczęstszą przyczyną zgonów u mężczyzn ipiątą najczęstszą przyczyną zgonów na świecie1. Leczenie pacjenta i rokowanie zależą od stopnia zaawansowania i oceny (skala Gleasona) guza, o czym świadczą wyższe 5-letnie wskaźniki przeżycia guzów zlokalizowanych i o niskim stopniu złośliwości (stopień Gleasona 6) (99%) w porównaniu z wysokimi stopniami Gleasona i guzami przerzutowymi (31%)2.
Miejscowy nawrót choroby PC i niepowodzenie leczenia zostały powiązane z charakterystyczną wysoką niejednorodnością genetyczną tego typu nowotworu3. Ponadto PC jest uważana za chorobę wieloogniskową z kilkoma ogniskami nowotworowymi wykazującymi różne cechy morfologiczne, histologiczne i molekularne4, które mogą powstawać niezależnie lub wywodzić się od wspólnego przodka komórek nowotworowych5. Wcześniejsze badania wykazały, że ewolucja guza różni się u pacjentów w oparciu o określone czynniki genetyczne, które mogą sprzyjać przerzutom lub ograniczać linię komórkową do prostaty5. Dlatego charakterystyka molekularna różnych ognisk nowotworowych ma kluczowe znaczenie nie tylko dla zapewnienia dokładniejszej diagnozy i rokowania, ale także dla dostosowania skutecznego i spersonalizowanego leczenia dla pacjenta.
W tym kontekście, badania biomedyczne i integracyjne podejścia multiomiczne oferują bezprecedensowe możliwości klasyfikowania nowotworów do różnych podtypów, identyfikacji biomarkerów diagnostycznych i prognostycznych oraz odkrywania markerów związanych z odpowiedzią na leczenie. Co więcej, podejścia te przyczyniają się do lepszego zrozumienia biologii tej choroby6,7. Próbki biologiczne, zarówno tkanki, jak i płyny biologiczne, mogą być analizowane przy użyciu różnych platform multiomicznych (genomika, transkryptomika, proteomika, metabolomika itp.) w celu odkrycia cech biologicznych leżących u podstaw patofizjologii raka, rozwiązując w ten sposób obecne ograniczenia związane z heterogenicznością genetyczną i fenotypową6. Jednak ważne jest, aby wziąć pod uwagę, że jakość danych pochodzących z badań omicznych zależy od jakości próbek pobranych z nowotworów, ich dokładnej charakterystyki oraz późniejszego przetwarzania i przechowywania8.
W tym kontekście, pozyskanie świeżej tkanki PC do badań stanowi wyzwanie metodologiczne ze względu na trudności w pomyślnym pobraniu próbek guza9. Poprzednie metody polegały na losowym pobieraniu próbek po radykalnej prostatektomii, co dawało słabe wyniki10. Jednak nowsze podejścia obejmują ukierunkowane protokoły oparte zarówno na obrazowaniu rezonansu magnetycznego (MRI), jak i danych z biopsji, co skutkuje lepszą skutecznością w pobieraniu próbek guza11.
Z drugiej strony, charakterystyka histopatologiczna próbek przed ich przechowywaniem bez znaczących zmian w tkance również stanowi interesujące wyzwanie. W związku z tym w wielu przypadkach oznaczenie histopatologiczne próbek przeprowadza się po ich analizie (np. analiza metabolomiczna HR 1H NMR)12. Praktyka ta wiąże się ze zbędnymi wydatkami, czasochłonnością i utratą znacznej liczby próbek, które ostatecznie są wyłączane z analizy (na przykład próbek, które po analizie histopatologicznej okazują się nie być próbkami nowotworowymi). W innych przypadkach charakterystykę histopatologiczną próbek przeprowadza się przed ich analizą. W rzeczywistości niektóre wcześniejsze badania próbowały ustandaryzować metody dostarczania reprezentatywnych próbek badawczych wysokiej jakości z próbek radykalnej prostatektomii dla genomiki i metabolomiki13,14. Niemniej jednak skuteczność pobierania próbek jest znacznie wyższa, gdy jest wykonywana z już histologicznie potwierdzonych odcinków (88%), które niszczą tkankę, w porównaniu z próbkami niepotwierdzonymi (45%)1.
Tutaj prezentowana jest nowa metodologia pozwalająca przezwyciężyć te ograniczenia, mająca na celu uzyskanie świeżych i dobrze scharakteryzowanych próbek PC przed przechowywaniem w Biobanku. Metoda ta została opracowana dzięki współpracy różnych służb klinicznych (urologia, patologia i biobank szpitala La Fe). Należy podkreślić, że biobanki odgrywają istotną rolę w gromadzeniu, przetwarzaniu, zabezpieczaniu i przechowywaniu próbek biologicznych, zapewniając jednocześnie wysoką jakość próbek i danych, a także zgodność z wymogami etycznymi i prawnymi8,15,16.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Metoda ta została opracowana w ramach współpracy różnych służb klinicznych (urologii, patomorfologii oraz Biobanku Szpitala La Fe). Badanie przeprowadzono zgodnie z instytucjonalnymi, krajowymi i międzynarodowymi wytycznymi dotyczącymi dobrostanu ludzi, a zgodę na nie wydał Komitet Etyki Badań Biomedycznych w Instituto de Investigación Sanitaria Hospital Universitario y Politécnico La Fe (Walencja, Hiszpania). Wszystkie próbki były przechowywane w Biobanku Szpitala La Fe (PT13/0010/0026). Cała procedura została szczegółowo przedstawiona na Rysunku 1.
Rycina 1: Ogólny schemat procedury. Schematyczne przedstawienie krokowej procedury opisanej w sekcji protokołu. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
1. Celowanie w guz
- Przed operacją należy zastosować wieloparametryczny lub dwuparametryczny rezonans magnetyczny (mpMRI lub bpMRI)17,18 w celu zlokalizowania guza i wyznaczenia jego położenia w obrębie gruczołu krokowego. Należy połączyć informacje uzyskane z rezonansu magnetycznego z wynikami przezodbytniczego badania ultrasonograficznego lub badania palcem przez odbyt, jeśli to ostatnie dostarczy rozbieżnych wyników.
- Aby poprawić lokalizację guza, należy przeanalizować wyniki przedoperacyjnych transrektalnych biopsji prostaty wykonanych pod kontrolą USG oraz MRI.
UWAGA: W procedurze diagnostycznej raka prostaty biopsje pobiera się bezpośrednio z prostaty poprzez dostęp przezodbytniczy. Biopsje te obejmują pobieranie próbek systematycznych z prostaty (polegające na pobraniu rdzeni z obszarów rozmieszczonych w całej gruczole) oraz rdzeni celowanych bezpośrednio w obszary podejrzane w badaniu MRI. W celu precyzyjnego pobrania tych próbek stosuje się przezodbytnicze badanie USG, które łączy się z wynikami MRI w sposób kognitywny („fuzja kognitywna”) lub za pomocą „oprogramowania do rzeczywistej fuzji obrazów MRI-USG”, jeżeli jest ono dostępne.
2. Radykalna prostatektomia i pobieranie prostaty
- Wykonać standaryzowaną radykalną prostatektomię z robotycznym wspomaganiem drogą transperitonealną, zgodnie z etapami opisanymi przez Huynha i wsp.19.
- Rozpocząć od dostępu do jamy brzusznej, insuflacji i umieszczenia portu kamery (patrz Tabela materiałów). Umieścić pozostałe pięć portów pod bezpośrednią kontrolą wzrokową. Ustawić pneumoperitoneum na 12 mm.
- Uwolnić pęcherz moczowy poprzez nacięcie otrzewnej i przeprowadzić preparację przestrzeni okołorektalnej.
- Otworzyć powięź miednicy po obu stronach.
- Przeprowadzić całkowitą preparację przedniej i bocznych powierzchni prostaty oraz pęcherza moczowego.
- Wyonać otwarcie szyjki pęcherza, zidentyfikować i przeciąć proksymalną część cewki moczowej, aby uzyskać dostęp do tylnych powierzchni prostaty i pęcherza moczowego.
- Przeprowadzić preparację pęcherzyków nasiennych i przestrzeni okołorektalnej19.
- Przeprowadzić preparację bocznych powierzchni prostaty, oszczędzając pęczki naczyniowo-nerwowe.
- Zapewnić hemostazę naczyń w przestrzeni załojkowej.
- Przeprowadzić preparację wierzchołka i przeciąć dystalną część cewki moczowej.
- Wykonać zespolenie pęcherzowo-cewkowe.
- Usunąć prostatę i zamknąć nacięcie19.
- Pobrać świeżą prostatę do suchego pojemnika. Kluczowe jest, aby nie utrwalać ani nie zalewać próbki parafiną.
- Przetransportować świeży preparat chirurgiczny, obejmujący całą prostatę, do Biobanku w celu przetworzenia próbki.
3. Obróbka prostaty i pobieranie próbek
- Wybierz docelowe strefy prostaty do pobrania próbek na podstawie informacji o lokalizacji guza uzyskanych z przedoperacyjnego mpMRI, wyników biopsji przedoperacyjnej oraz bezpośredniej palpacji preparatu po prostatektomii. Odnotuj te informacje w formularzu zawierającym dane identyfikacyjne pacjenta, ostatecznie pobrane obszary prostaty oraz liczbę zebranych próbek.
UWAGA: Gdy wyniki MRI, wyniki biopsji przedoperacyjnej i bezpośrednia palpacja preparatu po prostatektomii są zgodne, skieruj wszystkie próbki do tego lub tych lokalizacji (od 4 do 6 cylindrów). W przypadku jakiejkolwiek niezgodności zwiększ liczbę cylindrów i oddzielnie pobierz próbki ze wszystkich stref uznanych za podejrzane przez którąkolwiek z tych metod. - Użyj jednorazowej igły automatycznej (chirurg), aby pobrać próbki cylindryczne z wybranych obszarów (krok 1.1). Następnie zidentyfikuj (patomorfolog) zewnętrzną strefę cylindra, chwyć cylinder pęsetą tkankową, umieść go na szkiełku i zaznacz strefę zewnętrzną tuszem tkankowym. Powtórz ten proces dla wszystkich pobranych cylindrów.
- Umieść zebrane cylindry poziomo na dysku uchwytu próbek (patrz Tabela materiałów) wypełnionym medium do zatapiania w kriosztacie i przenieś je na płytę chłodzącą mikrotomu w celu cięcia.
- Po umieszczeniu na płycie przymocuj dysk uchwytu próbek do uchwytu preparatu i przetnij go ostrożnymi ruchami koła zgodnie z poniższymi krokami:
- Użyj optymalnego związku do cięcia kriogenicznego (OCT compound, patrz Tabela materiałów), aby zatopić próbkę tkanki przed przygotowaniem skrawków mrożonych na mikrotomie-kriosztacie.
- Następnie przetnij próbkę za pomocą mikrotomu-kriosztatu w temperaturze -25 °C. Zbierz cienkie, cylindryczne skrawki tkanki (10 µm) na przygotowane szkiełka mikroskopowe. Upewnij się, że pobrano tylko kilka mikronów tkanki, aby zapewnić odpowiednią ilość nienaruszonej tkanki nowotworowej do przechowywania w Biobanku.
- Zbierz dwa lub trzy cienkie skrawki na szkiełko i zabarw je ręcznie, aby kontrolować końcowe zabarwienie. Doświadczenie technika pozwala na zapewnienie optymalnego barwienia i ewentualne powtórzenie procesu. Postępuj zgodnie z poniższymi krokami:
- Utrwal szkiełka w 96% etanolu, nawilż w wodzie destylowanej i barw hematoksyliną Harrisa (patrz Tabela materiałów) przez 1 min w celu zabarwienia jąder komórkowych. Usuń nadmiar hematoksyliny, płucząc szkiełka wodą destylowaną.
- Potraktuj szkiełka 30% wodorotlenkiem amonu, aby zmienić kolor hematoksyliny na niebieski. Usuń nadmiar roztworu, płucząc wodą destylowaną.
- Zabarw szkiełka eozyną (patrz Tabela materiałów) przez 30 s.
- Następnie odwodnij szkiełka w roztworach alkoholu o rosnącym stężeniu, odbarwij ksylenem (100%) i zamknij je w DPX (mieszanina distyrenu, plastyfikatora i ksylenu, stosowana jako syntetyczne medium montażowe zastępujące balsam ksylenowy, patrz Tabela materiałów). Podczas tych kroków zanurzaj szkiełka w słoiku z roztworem Coplin i wyjmuj je z niego.
- Na koniec nałóż szkiełko zakrywe na zabarwioną tkankę i użyj medium o odpowiednim współczynniku załamania światła (patrz Tabela materiałów) do obserwacji pod mikroskopem.
4. Charakterystyka próbek
- Przeanalizuj próbkę pod mikroskopem świetlnym (patolog), odróżniając obszary raka i określając stopień Gleasona guza. Udokumentuj wszystkie te dane i zaznacz precyzyjne strefy nowotworu na preparatach.
- W tym kroku oznacz na preparacie dokładną lokalizację guza oraz odpowiadający mu stopień Gleasona20. Zaznacz również lokalizację PIN (wewnątrznabłonkowego nowotworu prostaty) na podstawie identyfikacji morfologicznej.
5. Mikro- i makrosekcja próbek oraz ich przechowywanie
- Należy wyraźnie oznaczyć różne komponenty histologiczne odrębnymi markerami na szkiełku (patolog), a następnie bezpośrednio powiązać je z mrożoną tkanką na dysku.
- Następnie, używając skalpela, należy przeprowadzić makro-mikrodysekcję obszarów próbki zaznaczonych na szkiełku w obrębie dysku OCT, dzieląc je na tkankę nowotworową, perynowotworową, PIN oraz prawidłową tkankę prostaty.
- W miarę rozmrażania medium do zatapiania, należy przenieść tkankę pęsetą do odpowiednio opisanych krioprolek.
UWAGA: Każdy wypreparowany fragment należy ostrożnie umieścić w odpowiadającej mu probówce, zgodnie z diagnozą histologiczną skrawków mrożonych. - Opisane krioprole z w pełni scharakteryzowanymi próbkami histologicznymi należy przechowywać w Biobanku w temperaturze -80 °C do późniejszego wykorzystania w badaniach naukowych.
UWAGA: Kroki opisane w tej sekcji mogą być wykonywane przez przeszkolonego technika pod nadzorem patologa. Materiał chirurgiczny powinien zostać przetransportowany do Biobanku tak szybko, jak to możliwe, aby zapobiec degradacji tkanki i kwasów nukleinowych. Zgodnie z przewodnikami referencyjnymi, należy dołożyć starań, aby uniknąć przedłużonego czasu niedokrwienia (>30 min)21. Próbki mogą być przechowywane w Biobanku w nieskończoność, pod warunkiem zachowania zasad jakości próbek.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Wyniki wskazują, że technika ta umożliwiła uzyskanie materiału nowotworowego w 61% badanych przypadków (25 z 41 przypadków) (Tabela 1).
Tabela 1: Dane histopatologiczne próbek badawczych.Podsumowanie danych histopatologicznych dla próbek wykorzystanych w badaniu. Cylinder diagnostyczny odnosi się do próbki biopsji prostaty pobranej w celach diagnostycznych, natomiast cylinder przetworzony odpowiada cylindrowi uzyskanym z preparatu po prostatektomii w celach ba...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
W każdym badaniu naukowym uzyskanie próbek wysokiej jakości jest podstawowym wymogiem w celu zmniejszenia systematycznych błędów systematycznych i uzyskania wiarygodnych wyników22. W związku z tym kontrola zmiennych przedanalitycznych, takich jak temperatura, w której próbki są przetwarzane i przechowywane, czas, jaki upłynął od pobrania próbki do przechowywania, użycie materiałów sterylizowanych lub wpływ, jaki dodanie konserwantów lub innych dodatków może mieć na próbki, musi być uwzględniona w ...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.
Podziękowania
A.L. potwierdza zawarcie umowy o doktorat "Margarita Salas" (numer 21-076), a MAM-T umowę badawczą "Maria Zambrano" (numer MAZ/2021/03 UP2021-021). Oba kontrakty zostały sfinansowane przez Unię Europejską – Next Generation EU.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Kleszczyki Cadiere | Intuicyjne | PN1052082-US 10/2021 | Numer katalogowy: 471049 18 zastosowań. |
| Prowadnice konwencjonalne | Knittel Glass | 2021 | Szlifowany/ Matowy koniec |
| Mikrotom Cryostat | Thermo Fisher Scientific | --- | Criostato CryoStar NX50 Cryotubes |
| Greiner Bio-One GmbH | Nr ref.: 122280. | CRYO S. PP, z nakrętką, sterylne. | |
| System chirurgiczny Da Vinci | Intuicyjny | model PN1052082-US 10/2021 | XI |
| Narzędzia preparacyjne | Bayer | --- | Dwie pęsety i ostrze chirurgiczne |
| DPX Eukitt | Medizin- und Labortechnik GmbH | 6.00.01.0001.06.01.01 | |
| Eosin | Agilent | 157252 | |
| Fenestrated | Intuicyjny | PN1052082-US 10/2021 | Kod produktu: 471205. 14 żyć. |
| Force bipolar | Intuitive | PN1052082-US 10/2021 | Numer katalogowy: 471405. 12 zastosowań. |
| Zamrażarki | Thermo Scientific | MODEL 907. -80 º C | |
| Hematoxylin | Agilent | 157251 | |
| Preparaty inmunohistochemiczne | Agilent-Dako | K802021-2 | |
| Duży sterownik igłowy | Intuicyjny | PN1052082-US 10/2021 | Numer katalogowy: 471006. 15 zastosowań. |
| Kleszcze bipolarne Maryland | Intuicyjne | PN1052082-US 10/2021 | Numer katalogowy: 471172 14 zastosowań. |
| Mikroskop | Olympus | --- | Olympus cx40 |
| Ostrza mikrotomu | PFM Medical | a35 | |
| Monopolarne zakrzywione nożyczki | Intuicyjny | PN1052082-US 10/2021 | Numer części: 470179. 10 zastosowań. |
| OCT compound | NEG-50 | LOT.117340 | |
| PlusSpeed S Jednorazowe urządzenie do biopsji ze ściętą końcówką | Peter Pflugbeil GmbH | PSS-1825-S | |
| Kleszczyki ProGasp | Intuicyjny | PN1052082-US 10/2021 | Numer katalogowy: 471093. 18 użyć. |
| Uchwyt na próbkę Disc | Davidson Cryo Chuck. BradleyProdukty | 30 mm | |
| Tusz do bibuły | Pelikan | 2021 | Tusz 4001 brylantowy (301168) |
| Ksylol | Quimipur | Ref. 169 |
Bibliografia
- Rawla, P. Epidemiology of prostate cancer. World Journal of Oncology. 10 (2), 63-89 (2019).
- Epstein, J. I. The 2019 Genitourinary Pathology Society (GUPS) white paper on contemporary grading of prostate cancer. Archives of Pathology & Laboratory Medicine. 145 (4), 461-493 (2021).
- Zhang, W. Intratumor heterogeneity and clonal evolution revealed in castration-resistant prostate cancer by longitudinal genomic analysis. Translational Oncology. 16, 101311(2022).
- Haffner, M. C., et al. Genomic and phenotypic heterogeneity in prostate cancer. Nature Reviews Urology. 18 (2), 79-92 (2021).
- Woodcock, D. J. Prostate cancer evolution from multilineage primary to single lineage metastases with implications for liquid biopsy. Nature Communications. 11 (1), 5070(2020).
- Heo, Y. J., Hwa, C., Lee, G. H., Park, J. M., An, J. Y. Integrative multi-omics approaches in cancer research: from biological networks to clinical subtypes. Molecules and Cells. 44 (7), 433-443 (2021).
- Menyhárt, O., Győrffy, B. Multi-omics approaches in cancer research with applications in tumor subtyping, prognosis, and diagnosis. Computational and Structural Biotechnology Journal. 19, 949-960 (2021).
- Annaratone, L. Basic principles of biobanking: from biological samples to precision medicine for patients. Virchows Archiv. 479 (2), 233-246 (2021).
- King, C. R., Long, J. P. Prostate biopsy grading errors: A sampling problem. International Journal of Cancer. 90 (6), 326-330 (2000).
- Jayadevan, R., Zhou, S., Priester, A. M., Delfin, M., Marks, L. S. Use of MRI-ultrasound fusion to achieve targeted prostate biopsy. Journal of Visualized Experiments. 146, e59231(2019).
- Heavey, S., et al. Use of magnetic resonance imaging and biopsy data to guide sampling procedures for prostate cancer biobanking. Journal of Visualized Experiments. 152, 60216(2019).
- Panach Navarrete, J. Estudio metabolómico en tejido prostático y orina para el diagnóstico y pronóstico del cáncer de próstata. , https://roderic.uv.es/handle/10550/81853 (2022).
- Bertilsson, H., et al. A new method to provide a fresh frozen prostate slice suitable for gene expression study and MR spectroscopy. The Prostate. 71 (5), 461-469 (2011).
- Show SOP - Biospecimen Research Database. , https://brd.nci.nih.gov/brd/sop/show/522 (2022).
- Dagher, G. Quality matters: International standards for biobanking. Cell Proliferation. 55 (8), e13282(2022).
- Yüzbaşıoğlu, A., Özgüç, M. Biobanking: sample acquisition and quality assurance for "omics" research. New Biotechnology. 30 (3), 339-342 (2013).
- Carpagnano, F. A. Multiparametric MRI: local staging of prostate cancer. Current Radiology Reports. 8 (12), 27(2020).
- Christophe, C. Prostate cancer local staging using biparametric MRI: assessment and comparison with multiparametric MRI. European Journal of Radiology. 132, 109350(2020).
- Huynh, L. M., Ahlering, T. E. Robot-assisted radical prostatectomy: a step-by-step guide. Journal of Endourology. 32 (S1), S28-S32 (2018).
- van Leenders, G. J. L. H., et al. The 2019 International Society of Urological Pathology (ISUP) consensus conference on grading of prostatic carcinoma. The American Journal of Surgical Pathology. 44 (8), e87-e99 (2020).
- Liu, A., Collins, C. C., Diemer, S. M. Biobanking metastases and biopsy specimens for personalized medicine. Journal of Biorepository Science for Applied Medicine. 3, 57-67 (2015).
- Ellervik, C., Vaught, J. Preanalytical variables affecting the integrity of human biospecimens in biobanking. Clinical Chemistry. 61 (7), 914-934 (2015).
- Arellano, H. L., Castillo, C. O., Metrebián, B. E. Diagnostic agreement of the Gleason score in needle biopsy and radical prostatectomy and its clinical consequences. Rev Méd Chile. 132 (8), 971-978 (2004).
- Torres Caparó, D. A. Concordancia en los valores de gleason en biopsia prostática transrectal y en prostatectomia radical en pacientes con cáncer de próstata del Hospital Cirujano Mayor Santiago Távara entre enero 2010 - junio del 2018. , Universidad Ricardo Palma. https://repositorio.urp.edu.pe/handle/20.500.14138/1886 (2019).
- Chavolla-Canal, A. J., et al. Concordancia del puntaje de Gleason en biopsia transrectal de próstata vs prostatectomía radical. Revista Mexicana de Urología. 81 (2), 1-10 (2021).
- Fan, X. J., et al. Impact of cold ischemic time and freeze-thaw cycles on RNA, DNA and protein quality in colorectal cancer tissues biobanking. Journal of Cancer. 10 (20), 4978-4988 (2019).
- Vaswani, A., et al. Comparative liquid chromatography/tandem mass spectrometry lipidomics analysis of macaque heart tissue flash-frozen or embedded in optimal cutting temperature polymer (OCT): Practical considerations. Rapid communications in Mass Spectrometry: RCM. 35 (18), e9155(2021).
- Zhang, W., Sakashita, S., Taylor, P., Tsao, M. S., Moran, M. F. Comprehensive proteome analysis of fresh frozen and optimal cutting temperature (OCT) embedded primary non-small cell lung carcinoma by LC-MS/MS. Methods (San Diego, Calif). 81, 50-55 (2015).
- Boyd, A. E., Allegood, J., Lima, S. Preparation of human tissues embedded in optimal cutting temperature compound for mass spectrometry analysis. Journal of Visualized Experiments. 170, e62552(2021).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
