Artykuł metodologiczny

Sekcja i klasyfikacja rozwoju jajników u samic owadów typu dzikiego

DOI:

10.3791/65644

⸱

14 lipca 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Institute of Plant Protection, Shandong Academy of Agricultural Sciences

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół demonstruje prostą i łatwą metodę sekcji, odpowiednią dla dzikich wędrownych samic owadów schwytanych za pomocą pułapek z reflektorami. Technika ta może znacznie wyjaśnić ten sam gatunek, porównując obie tkanki rozrodcze, a mianowicie worek godowy i rozwój jajników samic owadów typu dzikiego.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wędrowne szkodniki stanowią poważne wyzwanie dla produkcji żywności i bezpieczeństwa na całym świecie. Szkodniki wędrowne mogą być monitorowane i chwytane za pomocą pułapek z użyciem reflektorów. Jedną z najważniejszych technik prognozowania występowania agrofagów wędrownych jest identyfikacja gatunków wędrownych. Jednak w większości przypadków trudno jest uzyskać informacje tylko na podstawie wyglądu. Dlatego wykorzystanie wiedzy zdobytej w wyniku systematycznej analizy żeńskiego układu rozrodczego może pomóc w zrozumieniu połączonej morfologii anatomicznej worka godowego jajników i oceny rozwojowej jajników dzikich owadów wędrownych schwytanych za pomocą pułapek szperaczy. Aby wykazać przydatność tej metody, stan rozwoju jajników i etapy rozwoju ziarna jaja oceniano bezpośrednio u Helicoverpa armigera, Mythimna separata, Spodoptera litura i Spodoptera exigua dla anatomii jajników, a pęcherze jajnikowe badano w Agrotis ipsilon, Spaelotis valida, Helicoverpa armigera, Athetis lepigone, Mythimna separata, Spodoptera litura, Mamestra brassicae i Spodoptera exigua, aby zbadać ich relacje. Praca przedstawia specyficzną metodę preparacji w celu przewidywania dzikich owadów wędrownych, porównując unikalny układ rozrodczy różnych owadów wędrownych. Następnie przeprowadzono dalsze badania obu tkanek, a mianowicie jajnika i worków godowych. Metoda ta pomaga przewidzieć dynamikę i rozwój strukturalny układów rozrodczych u samic owadów wędrownych typu dzikiego.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Migracja owadów odgrywa istotną rolę w dynamice populacji globalnego rozmieszczenia owadów takich jak Helicoverpa armigera - bawełniane robaki, Mythimna separate - orientalna armia robaka, Spodoptera litura - gąsienica taro, Spodoptera exigua - armia buraczana, które zostały zgłoszone jako poważne szkodniki w Chinach1,2,3,4. Długie odległości, sezonowe przemieszczanie się, wysoka płodność migrujących szkodników oraz czynniki ekologiczne spowodowały duże trudności w przewidywaniu, prognozowaniu i zwalczaniu tych szkodników5. Monitorowanie migracji szkodników jest wymagane w celu ujawnienia zdolności adaptacyjnych i zmian behawioralnych, które ułatwiają migrowanie szkodników zgodnie ze zmianami klimatycznymi lub cyklami6. Aby utrzymać swój wzrost, rozmnażanie i przetrwanie, owady nabyły sekwencyjne zdolności adaptacyjne podczas ewolucji; Ta seria adaptacyjnych form życia wygenerowała wiele zmian w układzie rozrodczym, takich jak strategia migracyjna prowadząca do kontroli rozwoju jajników w długim procesie migracji.

Rozwój jajników jest powszechny u migrujących szkodników, co wpływa na wzrost ich populacji7. Dlatego rozwój jajników od dawna jest gorącym tematem badań nad szkodnikami wędrownymi. Seria badań doprowadziła do opracowania kilku wskaźników rozwoju jajników i strategii klasyfikacji. Do tej pory do analizy rozwoju jajników stosowano kilka metod, np. Loxostege sticticalis - rozwój łąkowej - jajnika, który obejmuje początkowy etap upierzenia, wczesny okres tarła, okres tarła i koniec składania jaj8. Niektórzy badacze dzielą poziomy jajników na podstawie rozwoju koloru żółtka u migrujących szkodników z rzędu Lepidoptera, takich jak S. exigua - armia buraczana, Pseudaletia unipuncta - prawdziwa armia i Cnaphalocrocis medinalis - folder liści ryżu itp.9,10,11,12. W poprzednich badaniach poziomy rozwoju jajników szkodników, takich jak robak bawełniany i zwójka ryżowa, podzielono na pięć etapów: etap depozycji żółtka, etap dojrzałości ziarna jaja, dojrzałe oczekiwanie na narodziny, szczytowy okres owogenezy i końcowy etap tarła13,14. Rozwój jajników omacnicy prosowianki został podzielony na sześć etapów rozwojowych: etap depozycji żółtka, dojrzewanie jaj, predyspozycja jaj, szczytowa faza tarła i faza końcowego tarła15.

Ponadto, owady tego samego rodzaju mają różne etapy rozwoju, takie jak poziomy rozwoju jajników Spodoptera frugiperda - jesiennego robaka wojskowego - dzielą się na cztery poziomy: etap odkładania się żółtka, dojrzałość oczekująca na dostawę, szczyt pozytywnego jaja i etap końcowego tarła16. Z drugiej strony, rozwój jajników u Spodoptera exigua - buraczanej - ma pięć poziomów: przezroczystość, witellogenezę, dojrzewanie jaj, uwalnianie jaj i późne składanie jaj17.

Poprzednie badania mogą klasyfikować rozwój od jednego do wielu poziomów rozwoju jajnika na podstawie dojrzałości koloru żółtka, składania jaj i rozwoju jaj, ale klasyfikacja nie może być dokonana na podstawie anatomii układu rozrodczego. Rozwój jajnika na podstawie anatomii morfogenezy jest mniej zbadanym obszarem. W tym przypadku metoda preparacji została zaprojektowana w celu przewidywania migrujących samic w populacji przy użyciu dwóch typów tkanki jajnikowej, w celu opracowania ich dynamiki reprodukcyjnej w oparciu o anatomiczną morfogenezę etapu rozwoju jajnika i worka godowego, dostarczając bezpośrednich dowodów na rozróżnienie migrujących samic typu dzikiego.

Niektóre badania wykazały, że wędrowne gatunki owadów Noctuidae były często chwytane przez reflektory18. Jajnik większości wędrownych gatunków owadów Noctuidae znajduje się we wczesnych stadiach rozwoju w początkowej fazie migracji, a poziom jajników wzrasta wraz z postępem migracji. W tym badaniu opisano metodę preparacji stopni rozwoju jajników w celu zbadania dwóch tkanek rozrodczych różnych samic szkodników populacyjnych, uchwyconych przez światło poszukiwawcze. Metoda ta nie tylko naprzód badania w celu zrozumienia dynamiki migracji, ale także ułatwia klasyfikację owadów, badanie fizjologii owadów, przewidywanie szkodników i prognozowanie żeńskich gatunków szkodników.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

UWAGA: Zwróć uwagę na pomiary bezpieczeństwa przed schwytaniem dzikich owadów wędrownych, zaleca się noszenie sprzętu ochronnego (rękawice, koszulki z długimi rękawami i gogle). Wyłączaj również pułapkę, gdy nie jest używana, aby uniknąć innych zagrożeń bezpieczeństwa i przegrzania światła. Ważne jest, aby przestrzegać protokołów bezpieczeństwa przed sekcją, takich jak noszenie rękawiczek, okularów i fartucha laboratoryjnego, aby zapobiec narażeniu na płyny ustrojowe i chemikalia.

1. Łapanie owadów migrujących

  1. Rozpocznij ten protokół od złapania owadów za pomocą lampy szperacza. W tym protokole źródłem owadów testowych jest dystrykt Jiyang, miasto Jinan, prowincja Shandong, Chiny (36,977088° N, 116,982747° E).
  2. Wykorzystaj główny korpus lampy szperacza, który jest wykonany ze stali nierdzewnej, skrzynkę, która jest prostokątnym korpusem oraz reflektor halogenowy typu GT75 o mocy 1000 W. Umieść reflektor pośrodku jako źródło światła.
  3. Umieść kanał do zbierania owadów w kształcie lejka wewnątrz i na dole lampy, umieść pudełko do zbierania owadów o średnicy 5 cm, a następnie 60-rzędową siatkową siatkę do zbierania owadów (0,5 m x 0,5 m), która służy do zbierania owadów uwięzionych przez światło. Znana projekcja światła znajduje się około 500 m nad ziemią.
  4. Protokół ten kładzie nacisk na dynamikę imigracyjną samic typu dzikiego i rozwój jajników, dlatego należy zbierać różne gatunki owadów (tutaj zbieranie odbywało się od kwietnia do sierpnia, w latach 2021-2022). Unikaj zbierania małych i zranionych owadów, wybierz do tego eksperymentu duże szkodniki o podobnej wielkości.

2. Przygotowanie owadów

  1. Przenieś wszystkie zebrane owady z worka siatkowego (0,5 m) do klatki siatkowej (30 cm x 30 cm), a następnie podaj szalkę Petriego zawierającą wysterylizowany roztwór 10% wody miodowej (karmienie jest opcjonalne). Umieścić klatkę w temperaturze 27 ± 2 °C, wilgotności względnej 65% ± 12% i przechowywać w ciemności przez 8-12 godzin.
  2. Wybierz samice typu dzikiego, które przyleciały do klatki tego samego dnia, ostrożnie przenieś je do pojedynczych probówek z fiolkami i zamknij każdą probówkę bawełnianą pokrywką. Unikaj bezpośredniego obchodzenia się z nim, które mogłoby uszkodzić lub zranić szkodnika z powodu nadmiernego nacisku.
    UWAGA: Wszystkie samice typu dzikiego zostały schwytane w nocy, a sekcja została przeprowadzona w ciągu dnia. Tak więc każdy eksperyment był wykonywany w ciągu jednego dnia.

3. Przygotowanie do metody paraliżowania owadów (Rysunek 1)

  1. Umieść wybrane samice szkodnika pojedynczo w probówce z fiolką na muchy pośrodku i znieczulij samicę za pomocą gazu CO2, przytrzymując igłę pistoletu do przedmuchiwania, aby spowodować łagodny paraliż. Aby potwierdzić, czy szkodnik jest sparaliżowany, czy nie, delikatnie szturchnij lub dotknij szkodnika miękką szczotką. Brak reakcji na miękkie bodźce i bezruch wskazują na udany paraliż.
    UWAGA: Niska temperatura (-20 °C) może być również stosowana jako alternatywna technika paraliżowania owadów.

4. Sekcja owadów

  1. Umieść świeżo sparaliżowaną kobietę na szalce Petriego zawierającej absolutny etanol (10 ml). Aby uniknąć wpływu włosków łuskowatych i proszku skrzydeł podczas sekcji, nacieć żywego lub sparaliżowanego owada absolutnym alkoholem i spłukać czystą wodą.
  2. Oddziel skrzydła grzbietowe od połączenia klatki piersiowej i brzucha za pomocą dwóch par kleszczy.
  3. Przenieś brzuch na nową jednorazową szalkę Petriego, zawierającą odpowiednią ilość wody (2-5 mm głębokości) i delikatnie oderwij egzoszkielet brzuszny wzdłuż grzbietowej linii brzusznej od spiczastego pyska do ogona, używając kleszczy preparacyjnych. Powtórz te same kroki po drugiej stronie, a następnie włóż go do czystej wody, aby rozproszyć nienaruszone tkanki.
  4. Ostrożnie oderwij tkankę tłuszczową naskórka za pomocą kleszczy, a następnie delikatnie pociągnij i uwolnij jajniki.
  5. Użyj kleszczy preparacyjnych, aby delikatnie usunąć cząsteczki tłuszczu i inne narządy wokół jajników. Ogólnie rzecz biorąc, jajniki szkodników są w większości złożone do wewnątrz po obu stronach brzucha, staraj się działać w płynnym środowisku podczas rozwijania jajników i powoli odklejaj worek godowy od środka i wybieraj cząsteczki tłuszczu przyczepione do jajników.
  6. Delikatnie chwyć jajnik i worek współpracujący od pionowego tylnego końca i ostrożnie rozłóż go w dół. Aby uniknąć uszkodzeń podczas rozkładania, przenieś jajnik do nowej lub czystej szalki Petriego zawierającej wodę. Przytrzymaj końcówkę jajnika i rozłóż jajnik do wewnątrz; Ostrożnie wykonaj ten krok, aby uniknąć uszkodzenia jajników.

5. Analiza danych dotyczących anatomii tkanek jajnika

  1. Na tym etapie oceń rozwój jaj każdego owada, podążając za kolorem i wielkością jaj, aby ocenić jego dojrzałość. Następnie oceń stopień jajnika na podstawie rozwoju komórki jajowej.
    UWAGA: Podział różnych poziomów rozwoju jajników jest głównie podzielony na etapy przed złożeniem jaj lub rozwojem jaj z poziomem wytrącania się żółtka. Rozwój ziarna jaj owadów jest dalej podzielony na etapy dla większej jasności, takie jak etap występowania żółtka, etap dojrzałości żółtka i etap zaniku żółtka. Dojrzałość ziarna jaja zależy od pełni, koloru i wielkości jaja, aby ocenić jego dojrzałość.
  2. Po rozbiorze upewnij się, że oddzieliłeś tkanki samic woreczków godowych od nienaruszonych jajników i obserwuj morfologię, aby odróżnić gatunek, ponieważ anatomia większości woreczków godowych różni się w zależności od gatunku. Dlatego używaj worków godowych, aby rozróżnić gatunki.
  3. Na tym etapie oceń anatomię jajników i przeanalizuj ocenę rozwoju jajników. Podziel tkanki jajnika na pięć stopni (stopień 1 do stopnia 5).
    1. Zwróć uwagę na następujące zmiany i strukturę, aby uporządkować tkankę: pierwszy stopień (1) to wczesny etap rozwoju (mleczny przezroczysty), pełny brzuch, miękkie, tłuste ciało puszyste, jasny kolor, trudne do obrania. Drugi stopień (2) to etap odkładania się żółtka i w razie potrzeby ocenia jajniki osobno po obserwacji dłuższego i grubszego kanału jajnika. Trzeci stopień (3) ma mniej ciałek tłuszczowych i tylko kilka granulek przyczepionych do jajnika. Czwarta klasa (4) wydaje się mniej elastyczna i łatwa do złamania, a niektóre jaja mogą być obecne w środku jajowodu. Piąta klasa (5) jest łatwa do zidentyfikowania z mniejszą ilością lub brakiem ciał tłuszczowych, zanikowymi i kruchymi jajnikami.
  4. Rób zdjęcia za pomocą aparatu cyfrowego zgodnie z potrzebami eksperymentalnymi.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rozwój jaj
Powyższy protokół zastosowano do analizy rozwoju komórek jajowych w jajniku. W tym celu, po pierwsze, jaja podzielono ogólnie na cztery etapy, aby odróżnić wczesne i dojrzałe stadium rozwoju jaj wśród wszystkich gatunków, np. robak bollworm, armyworm, gąsienica taro i buraczana. Tutaj zaobserwowano wczesną fazę upierzenia (stadium mlecznobiałe, przezroczyste). Rysunek 2A pokazuje, że jajniki jeszcze się nie rozwinęły, przewód jajnika jest nitkowaty o dobrej elastycznośc...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Metody analizy jajników są rutynowo stosowane w ochronie roślin, w celu wyjaśnienia ruchu lotu owadów i populacji w celu prognozowania 19,20,21 oraz w celu opracowania zmian fizjologicznych owadów. Zauważono, że wyjątkowa zdolność migracji i szybkiego rozprzestrzeniania się powszechnych szkodników rolniczych, takich jak robak bollworm, armyworm, gąsienica taro i buraczana, utrudniają prognozowanie z innych regionów. Niektóre bad...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają do zadeklarowania konfliktu interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie było wspierane przez duży projekt innowacji naukowej i technologicznej (2020CXGC010802).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Aparat cyfrowyCanon ( China ) co., LTDEOS 800D
DropperQingdao jindian biochemical equipment co., LTD
Absolutny etanol (99,7%)Shanghai Hushi Laboratory Equipmentco., LTD
Kleszcze  Vetus Tools co., LTDtypu ST-14
GT75 (1000 W)Shanghai Yadeng Industry co., LTD
Helicoverpa armigera, Mythimna separate, Spodoptera litura, Spodoptera exiguaJiyang district, miasto Jinan, prowincja Shandong, Chiny
Cylinder miarowy, zlewka, kolbaQingdao jindian sprzęt biochemiczny co., LTD
Torba siatkowa Qingdao jindian sprzęt biochemiczny co., LTD0,5 m 
Klatki siatkowe Qingdao jindian sprzęt biochemiczny co., LTD30 cm x 30 cm
szalki PetriegoQingdao jindian sprzęt biochemiczny co., LTD  Średnica 60 mm
Reflektor halogenowy

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Wu, K. Monitoring and management strategy for Helicoverpa armigera resistance to Bt cotton in China. Journal of Invertebrate Pathology. 95 (3), 220-223 (2007).
  2. Jiang, X., Luo, L., Zhang, L., Sappington, T. W., Hu, Y. Regulation of Migration in Mythimna separata (Walker) in China: A Review Integrating Environmental, Physiological, Hormonal, Genetic, and Molecular Factors. Environmental Entomology. 40 (3), 516-533 (2011).
  3. Su, J., Lai, T., Li, J. Susceptibility of field populations of Spodoptera litura (Fabricius) (Lepidoptera: Noctuidae) in China to chlorantraniliprole and the activities of detoxification enzymes. Crop Protection. 42, 217-222 (2012).
  4. Che, W., Shi, T. Insecticide Resistance Status of Field Populations of Spodoptera exigua (Lepidoptera: Noctuidae) From China. Journal of Economic Entomology. 106 (4), 1855-1862 (2013).
  5. Jiang, X., Luo, L. Regulation of Migration in Mythimna separata (Walker) in China: A Review Integrating Environmental, Physiological, Hormonal, Genetic, and Molecular Factors. Environmental Entomology. 40 (3), 516-533 (2011).
  6. Kiss, M., Nowinszky, L., Puskás, J. Examination of female proportion of light trapped turnip moth (Scotia segetum Schiff.). Acta Phytopathologica Et Entomologica Hungarica. 37, 251-256 (2002).
  7. Jiang, X. F., Luo, L. Z., Sappington, T. W. Relationship of flight and reproduction in beet armyworm, Spodoptera exigua (Lepidoptera: Noctuidae), a migrant lacking the oogenesis-flight syndrome. Journal of insect physiology. 56 (11), 1631-1637 (2010).
  8. Sun, Y., Chen, R., Wang, S., Bao, X. Morphological observation on the development of female reproductive system in meadow moth Loxostege sticticalis L. Acta Entomologica Sinica. 34, 248-249 (1991).
  9. Fu, X., Feng, H., Liu, Z., Wu, K. Trans-regional migration of the beet armyworm, Spodoptera exigua (Lepidoptera: Noctuidae), in North-East Asia. PLoS One. 12 (8), e0183582(2017).
  10. Cusson, M., McNeil, J. N., Tobe, S. S. In vitro biosynthesis of juvenile hormone by corpora allata of Pseudaletia unipuncta virgin females as a function of age, environmental conditions, calling behaviour and ovarian development. Journal of Insect Physiology. 36 (2), 139-146 (1990).
  11. Fu, X. W., et al. Seasonal migration of Cnaphalocrocis medinalis (Lepidoptera: Crambidae) over the Bohai Sea in northern China. Bulletin of entomological research. 104 (5), 601-609 (2014).
  12. Telfer, W. H. Egg formation in Lepidoptera. Journal of Insect Science. 9, 1-21 (2009).
  13. Wu, K., Guo, Y., Wu, Y. Ovarian development of adult females of cotton bollworm and its relation to migratory behavior around Bohai bay of China. Acta Ecologica Sinica. 22 (7), 1075-1078 (2002).
  14. Wada, T., Ogawa, Y., Nakasuga, T. Geographical difference in mated status and autumn migration in the rice leaf roller moth, Cnaphalocrocis medinalis. Entomologia Experimentalis et Applicata. 46 (2), 141-148 (1988).
  15. Xingquan, K., Calvin, D. D. Female European corn borer (Lepidoptera: Crambidae) ovarian developmental stages: Their association with oviposition and use in a classification system. Journal of economic entomology. 97 (3), 828-835 (2004).
  16. Ge, S., et al. Potential trade-offs between reproduction and migratory flight in Spodoptera frugiperda. Journal of insect physiology. 132, 104248(2021).
  17. Han, L. Z., Gu, H. N. Reproduction-Flight Relationship in the Beet Armyworm, Spodoptera exigua (Lepidoptera: Noctuidae). Environmental Entomology. 37 (2), 374-381 (2008).
  18. Zhou, Y., et al. Long-term insect censuses capture progressive loss of ecosystem functioning in East Asia. Science Advances. 9 (5), eade9341(2023).
  19. Hu, G., Lim, K. S., Horvitz, N. Mass seasonal bioflows of high-flying insect migrants. Science. 354 (6319), 1584-1587 (2016).
  20. Hu, G., et al. Environmental drivers of annual population fluctuations in a trans-Saharan insect migrant. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 118 (26), e2102762118(2021).
  21. Fu, X., Liu, Y., Li, C. Seasonal migration of Apolygus lucorum (Hemiptera: Miridae) over the Bohai Sea in northern China. Journal of Economic Entomology. 107 (4), 1399-1410 (2014).
  22. Fu, X., Liu, Y., Li, Y., Ali, A., Wu, K. Does Athetis lepigone Moth (Lepidoptera: Noctuidae) Take a Long-Distance Migration. Journal of Economic Entomology. 107 (3), 995-1002 (2014).
  23. Huang, J., et al. The Effect of Larval Diet on the Flight Capability of the Adult Moth (Athetis lepigone) (Möschler) (Lepidoptera: Noctuidae). Florida Entomologist. 105 (4), 287-294 (2023).
  24. Sun, X., Hu, C., Jia, H. Case study on the first immigration of fall armyworm, Spodoptera frugiperda invading into China. Journal of Integrative Agriculture. 20 (3), 664-672 (2021).
  25. Feng, H. Q., Wu, K. M., Cheng, D. F., Guo, Y. Y. Northward migration of Helicoverpa armigera (Lepidoptera: Noctuidae) and other moths in early summer observed with radar in northern China. Journal of Economic Entomology. 97 (6), 1874-1883 (2004).
  26. Ge, S. S., et al. Flight activity promotes reproductive processes in the fall armyworm, Spodoptera frugiperda. Journal of Integrative Agriculture. 20 (3), 727-735 (2021).
  27. Guerra, P. A., Pollack, G. S. Flight behaviour attenuates the trade-off between flight capability and reproduction in a wing polymorphic cricket. Biology Letters. 5 (2), 229-231 (2009).
  28. He, W., Zhao, X., Ge, S., Wu, K. Food attractants for field population monitoring of Spodoptera exigua (Hübner). Crop Protection. 145, 105616(2021).
  29. He, L. M., et al. Adult nutrition affects reproduction and flight performance of the invasive fall armyworm, Spodoptera frugiperda in China. Journal of Integrative Agriculture. 20 (3), 715-726 (2021).
  30. Kongming, W., Yuyuan, G., Yan, W. Ovarian development of adult females of cotton bollworm and its relation to migratory behavior around Bohai Bay of China. Acta Ecologica Sinica. 22 (7), 1075-1078 (2002).
  31. Feng, H., Wu, X. Seasonal Migration of Helicoverpa armigera (Lepidoptera: Noctuidae) Over the Bohai Sea. Journal of Economic Entomology. 102 (1), 95-104 (2009).
  32. Miao, J., Guo, P., Li, H. Low Barometric Pressure Enhances Tethered-Flight Performance and Reproductive of the Oriental Armyworm, Mythimna separata (Lepidoptera: Noctuidae). Journal of Economic Entomology. 114 (2), 620-626 (2021).
  33. Fu, X., Zhao, X. Seasonal Pattern of Spodoptera litura (Lepidoptera: Noctuidae) Migration Across the Bohai Strait in Northern China. Journal of Economic Entomology. 108 (2), 525-538 (2015).
  34. Rhainds, M., Kettela, E. G. Oviposition threshold for flight in an inter-reproductive migrant moth. Journal of Insect Behavior. 26 (6), 850-859 (2013).
  35. Showers, W. B. Migratory ecology of the black cutworm. Annual review of entomology. 42, 393-425 (1997).
  36. Zhang, Z., et al. Morphological differences of the reproductive system could be used to predict the optimum Grapholita molesta (Busck) control period. Scientific Reports. 7 (1), 8198(2017).
  37. Zheng, D. B., Hu, G., Yang, Ovarian development status and population characteristics of Sogatella furcifera (Horváth) and Nilaparvata lugens (Stål): implications for pest forecasting. Journal of Applied Entomology. 138 (1-2), 67-77 (2014).
  38. Wan, G. J., Jiang, S. L. Geomagnetic field absence reduces adult body weight of a migratory insect by disrupting feeding behavior and appetite regulation. Insect Science. 28 (1), 251-260 (2021).
  39. Laštůvka, Z. Climate change and its possible influence on the occurrence and importance of insect pests. Plant protection science. 45, S53-S62 (2009).
  40. Xu, R. B., Ge, S. S. Physiological and Environmental Influences on Wingbeat Frequency of Oriental Armyworm, Mythimna separata (Lepidoptera: Noctuidae). Environmental Entomology. 52 (1), 1-8 (2022).
  41. Jiang, X., Cai, B. Influences of temperature and humidity synthesize on flight capacity in the moth s of Oriental armyworm, Mythimna separata(Walker). Acta Ecologica Sinica. 23 (4), 738-743 (2003).
  42. Zhang, L., Luo, L., Jiang, X. Starvation influences allatotropin gene expression and juvenile hormone titer in the female adult oriental armyworm, Mythimna separata. Archives of Insect Biochemistry and Physiology. 68 (2), 63-70 (2008).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Ovarian DissectionOvarian GradingMigratory InsectsFemale Reproductive SystemOvarian AnatomyMating Sac MorphologyEgg Development StagesWild Type InsectsInsect Dissection Method

Powiązane artykuły