Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Przygotowanie twardych nasion palmy do analizy spektrometrii mas metodą desorpcji laserowej/jonizacji wspomaganej matrycowo

1.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/65650

⸱

30 czerwca 2023

 ,  ,  ,  ,  , 
1Laboratório de Biocatálise (LABIC), Instituto Nacional de Tecnologia, 2Departamento de Bioquímica, Instituto de Química, Universidade Federal do Rio de Janeiro, 3Centro de Espectrometria de Massas de Biomoléculas, Instituto de Biofísica Carlos Chagas Filho, Universidade Federal do Rio de Janeiro

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół miał na celu opisanie szczegółowych wytycznych dotyczących przygotowania sekcji próbek twardych nasion o niskiej zawartości wody do analizy MALDI-IMS, utrzymania pierwotnego rozkładu i obfitości analitów oraz zapewnienia wysokiej jakości sygnału i rozdzielczości przestrzennej.

Streszczenie

Spektrometria mas wspomagana matrycą (MALDI-IMS) wspomagana matrycą jest stosowana do identyfikacji związków w ich naturalnym środowisku. Obecnie MALDI-IMS jest często stosowany w analizie klinicznej. Mimo to istnieje doskonała perspektywa dla lepszego zastosowania tej techniki do zrozumienia informacji fizjologicznych związków chemicznych w tkankach roślinnych. Jednak przygotowanie określonych próbek z materiałów botanicznych może być trudne, ponieważ MALDI-IMS wymaga cienkich plasterków (12-20 μm) w celu odpowiedniego pozyskania danych i pomyślnej analizy. W tym sensie wcześniej opracowaliśmy protokół przygotowania próbki w celu uzyskania cienkich odcinków twardych nasion Euterpe oleracea (palmy açaí), umożliwiając ich mapowanie molekularne za pomocą MALDI-IMS.

Tutaj pokazujemy, że opracowany protokół jest odpowiedni do przygotowania innych nasion z tego samego rodzaju. Krótko mówiąc, protokół opierał się na zanurzeniu nasion w dejonizowanej wodzie na 24 godziny, zatopieniu próbek w żelatynie i podziale ich na sekcje w zaaklimatyzowanym kriostacie. Następnie, w celu osadzania matrycy, platformę ruchową xy sprzężono z natryskiwaniem igłowym do jonizacji elektrorozpylaniem (ESI) przy użyciu roztworu kwasu 2,5-dihydroksybenzoesowego (DHB) w stosunku 1:1 (v/v) i metanolu z 0,1% kwasem trifluorooctowym w stężeniu 30 mg/ml. Dane dotyczące nasion E. precatoria i E. edulis przetworzono za pomocą oprogramowania w celu zmapowania ich wzorców metabolitów.

Oligomery heksozy zostały zmapowane w próbkach, aby udowodnić adekwatność protokołu dla tych próbek, ponieważ wiadomo, że te nasiona zawierają duże ilości mannanu, polimeru mannozy heksozy. W rezultacie zidentyfikowano piki oligomerów heksozy, reprezentowanych przez [M + K]+ addukty (Δ = 162 Da). W związku z tym protokół przygotowania próbki, opracowany wcześniej specjalnie dla nasion E. oleracea, umożliwił również analizę MALDI-IMS dwóch innych twardych nasion palmy. Krótko mówiąc, metoda ta może stanowić cenne narzędzie do badań nad morfoanatomią i fizjologią materiałów botanicznych, zwłaszcza z próbek odpornych na przecięcia.

Wprowadzenie

Spektrometria mas wspomagana matrycą laserowej desorpcji/jonizacji i obrazowania (MALDI-IMS) to potężna metoda, która pozwala na dwuwymiarowe przypisywanie biomolekuł, zapewnia nieukierunkowane badanie związków jonizowalnych i określa ich rozkład przestrzenny, szczególnie w próbkach biologicznych1,2. Przez dwie dekady technika ta umożliwiała jednoczesne wykrywanie i identyfikację lipidów, peptydów, węglowodanów, białek, innych metabolitów i syntetycznych cząsteczek, takich jak leki terapeutyczne3,4. MALDI-IMS ułatwia analizę chemiczną na powierzchni próbki tkanki bez ekstrakcji, oczyszczania, separacji, etykietowania lub barwienia próbek biologicznych. Jednak, aby analiza zakończyła się sukcesem, kluczowym krokiem w tej technice jest przygotowanie próbki, szczególnie w tkankach roślinnych, które są wyspecjalizowane i modyfikowane do rozległych złożonych organów ze względu na aklimatyzację środowiskową5.

Ze względu na właściwości fizykochemiczne tkin roślinnych, istnieje potrzeba dostosowania protokołu do wymagań analizy MALDI-IMS i zachowania oryginalnego kształtu tkanki podczas przygotowania do cięcia6,7. W przypadku próbek niekonwencjonalnych, takich jak nasiona, ustalone protokoły8 nie mają zastosowania, ponieważ tkanki te mają sztywne ściany komórkowe i niską zawartość wody, co może łatwo spowodować fragmentację sekcji i prowadzić do delokalizacji związku9.

Nasza grupa badawcza opublikowała dane eksperymentalne na temat mapowania molekularnego i dostosowanego protokołu do analizy MALDI-IMS nasion açaí (Euterpe oleracea Mart.) seed10,11,12, który jest produktem ubocznym generowanym w dużych ilościach podczas produkcji wynajmowanej masy celulozowej açaí13. Pomysł polegał na opracowaniu protokołu mapowania in situ różnych metabolitów w nasionach acaí, co pomogłoby zasugerować możliwe zastosowania tych odpadów rolniczych, które nie są obecnie badane komercyjnie. Jednak ze względu na odporność nasion açaí konieczne było opracowanie protokołu w celu uzyskania prawidłowego podziału próbki na podstawie analizy MALDI-IMS.

W tym kontekście, ekonomicznie ważna pulpa açaí zmotywowała do zwiększenia komercjalizacji innych owoców z palm z rodzaju Euterpe o podobnych cechach sensorycznych. Dwa wschodzące owoce palm, które zostały wyprodukowane na skalę przemysłową jako alternatywa dla açaí14,15 to E. precatoria (znana jako açaí-do-amazonas), która rośnie na suchym lądzie Amazonii, oraz E. edulis (znana jako juçara), która jest typowa dla Lasu Atlantyckiego. Niemniej jednak spożywanie açaí-do-amazonas i juçara prowadzi do takiego samego nagromadzenia odpornych i niejadalnych nasion, które nie są wykorzystywane i nie zostały do tej pory zbadane pod kątem ich szczegółowego składu chemicznego.

Pokazujemy tutaj, że poprzednio opracowany protokół może być użyty, z niewielkimi adaptacjami, do analizy nasion E. precatoria i E. edulis do mapowania molekularnego przez MALDI-IMS, udowadniając, że jest to potężne narzędzie, które może być użyte do analizy składu tych zasobów i może pomóc w określeniu ich potencjalnych zastosowań biotechnologicznych. Co więcej, zamieszczony tutaj szczegółowy opis może pomóc innym osobom z podobnymi trudnościami w przygotowaniu odpornych materiałów do analizy MALDI-IMS.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Nasiona Euterpe precatoria zostały podarowane przez Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia (Manaus, Brazylia), a nasiona Euterpe edulis zostały uprzejmie podarowane przez Silo - Arte e Latitude Rural (Resende, Brazylia) po procesie przemysłowego usuwania masy celulozowej. Nasiona przechowywano w szczelnie zamkniętych plastikowych pudełkach w temperaturze pokojowej.

1. Spektroskopia mas z desorpcją laserową/jonizacją wspomaganą matrycą (MALDI-IMS)

  1. Protokół podziału nasion
    1. Pozostaw trzy nasiona z każdego gatunku w dejonizowanej wodzie na 24 godziny.
    2. Następnego dnia włącz kriostat (patrz Tabela Materiałów) i pozwól mu osiągnąć temperaturę -20 °C.
    3. Wyjmij mokre nasiona z wody. Przekrój nasiona na pół za pomocą ostrza mikrotomu (patrz Tabela materiałów).
    4. Przygotuj świeży, ciepły (10%) roztwór żelatyny (patrz Tabela Materiałów).
    5. Umieść połowę nasion na foremce i wypełnij ją świeżo przygotowaną żelatyną. Zamrażać w temperaturze -80 °C przez 2 godziny przed umieszczeniem w kriostacie.
    6. Przymocuj osadzone ziarno do wspornika kriostatu za pomocą środka o optymalnej temperaturze cięcia (OCT, patrz tabela materiałów) i pozostaw na 10 minut wewnątrz kriostatu w celu stwardnienia OCT.
    7. Dodaj miedzianą dwustronną taśmę klejącą (patrz tabela materiałów) do szkiełka szklanego pokrytego tlenkiem indu i cyny (szkiełko ITO; patrz tabela materiałów).
    8. Wyprodukuj skrawki o grubości 20 μm z każdego gatunku i umieść je na miedzianej dwustronnej taśmie klejącej przyklejonej do szkiełka ITO.
      UWAGA: W tym momencie plastry zebrane na szkiełkach można przechowywać w zamrażarce o temperaturze -80 °C; Alternatywnie przejdź do osadzania matrycy. Szkiełka należy umieścić w pojemniku na szkiełka z uchwytem, przepłukać gazowymN2 i uszczelnić folią, aby zapobiec utlenianiu próbki (patrz Tabela materiałów).
  2. Osadzanie matrycy
    1. Umieścić szkiełko zawierające plastry w eksykatorze próżniowym, aż osiągnie temperaturę pokojową.
    2. Rób znaki dydaktyczne za pomocą pisaka korekcyjnego w każdym rogu slajdu. Zeskanuj slajd za pomocą skanera stołowego. Ustawiona na rozdzielczość 4 800 ppi.
    3. Za pomocą wagi analitycznej zważyć 30 mg kwasu 2,5-dihydroksybenzoesowego (DHB; patrz tabela materiałów) i przygotować 1 ml kwasu metanolowego 1:1:0,1% trifluorooctowego (TFA; Tabela materiałów) roztwór do rozpuszczenia DHB.
    4. Napełnij szklaną strzykawkę o pojemności 1 ml (patrz Tabela materiałów) roztworem DHB i umieść ją w pompie strzykawkowej (patrz Tabela materiałów) ustawionej na natężenie przepływu 0,8 ml/h.
    5. Używając rurki PEEK, podłącz strzykawkę do igły do jonizacji chemicznej pod ciśnieniem atmosferycznym (APCI) (patrz Tabela materiałów).
    6. Podłącz N2 do igły APCI i ustaw ją na natężenie przepływu 12.5 psi.
    7. Przymocować igłę APCI do platformy ruchu xy (patrz Tabela materiałów). Upewnij się, że końcówka igły APCI znajduje się 4 cm nad szkiełkiem.
    8. Korzystając z oprogramowania do rysowania (patrz Tabela materiałów i Rysunek uzupełniający 1), ustaw platformę XY Motion tak, aby podążała za szablonem. Szablon składa się z poziomych równoległych linii oddalonych od siebie o 1 mm.
    9. Aby uzyskać osadzanie matrycy, poczekaj, aż platforma ruchu xy powtórzy szablon 20 razy.
      UWAGA: Osadzanie matrycy należy przeprowadzać w dygestoriach chemicznych.
  3. Akwizycja obrazowania
    1. Umieść szkiełko w spektrometrze mas (patrz Tabela materiałów).
    2. Użyj znaczników pisaka korekcyjnego, aby ustawić punkty nauczania w oprogramowaniu, do którego się odwołuje (patrz Tabela materiałów).
    3. Ustaw moc lasera (60%), ostrość lasera (średnia), liczbę strzałów (100) i polaryzację w oprogramowaniu (patrz Tabela materiałów). Ustaw współczynnik redukcji danych o 99% i zapisz plik FID do kalibracji danych a posteriori. Zapisz metodę.
    4. Wyznacz obszar do analizy za pomocą narzędzia Dodaj region pomiaru wielokąta z oprogramowania spektrometru mas. Edytuj parametry obszaru pomiaru, wskazując metodę zapisaną w poprzednim kroku oraz szerokość rastra do 100 μm (rysunek uzupełniający S4A).
    5. Rozpocznij akwizycję obrazu.
  4. analiza danych
    1. Użyj klastra matrycy i znanych zanieczyszczeń, aby utworzyć listę mas w oprogramowaniu odniesienia (patrz Tabela materiałów) w zakładce calibrant (rysunek uzupełniający S4B).
      1. Otwórz dane do kalibracji w oprogramowaniu, do którego się odwołuje (patrz Tabela materiałów). Na karcie kalibracji otwórz utworzoną listę mas i otwórz okno dialogowe, klikając prawym przyciskiem myszy i wybierając opcję ustaw masę blokady (rysunek uzupełniający S4C).
      2. Wybierz tryb okna Gaussa z poszerzeniem gaussowskim o 0,5 i poszerzeniem o 3,5 linii. Pozostaw kalibrację online niezaznaczoną. Wybierz tryb (pojedynczy), próg (1,000) i tolerancję masy (5 ppm). Skalibruj dane za pomocą procesu i zapisz narzędzie do danych 2D (rysunek uzupełniający S4C).
    2. Po kalibracji wyeksportuj dane do laboratorium SCiLS lub innego kompatybilnego oprogramowania i ustaw żądany próg wartości m/z (wybrany zakres: 150 do 2,500).
      UWAGA: W zależności od rozmiaru pliku lub charakterystyki komputera może to zająć trochę czasu.
    3. Wybierz metodę normalizacji między całkowitą liczbą jonów (TIC) a średnią kwadratową (RMS).
      UWAGA: Do tej analizy wybrano TIC.
    4. Jeśli anality, które mają być zmapowane, są znane, należy wykreślić każdą wartość m/z dla każdego analitu i zapisać wygenerowane obrazy oraz wykres średniej widmowej.
      UWAGA: W tej pracy wartości m/z z oligomerów heksozy zostały wybrane z uwzględnieniem adduktu potasu.

2. Spektroskopia dyspersyjna energii (EDS)

  1. Protokół podziału nasion
    1. Zdobądź cienki plasterek nasion w pilarce do cięcia (patrz Tabela materiałów).
    2. Pokrój nasiona o następujących parametrach: prędkość cięcia 500 obr./min, ładunek 100 N i diamentowe ostrze waflowe 15 HC (patrz tabela materiałów).
      UWAGA: Ręczne usuwanie włókien z nasion ze względu na niezbędną przyczepność do uchwytu w precyzyjnych imadłach przymocowanych do goniometru. Oczyść ostrze przed użyciem, odcinając część nasion, aby zapobiec dodawaniu niepożądanych minerałów podczas analizy.
    3. Oczyścić próbki sprężonym powietrzem, aby usunąć wszystkie pozostałości cząstek z nacięcia (patrz Tabela materiałów).
    4. Zamocuj sekcję nasion w węglowej dwustronnej taśmie przewodzącej (patrz Tabela materiałów) we wsporniku.
  2. Warunki analizy
    1. Przymocuj podporę z sekcją zarodkową wewnątrz komory próżniowej skaningowego mikroskopu elektronowego (SEM) sprzężonego z EDS (patrz Tabela materiałów).
    2. Uzyskaj mikrofotografie elektronowe na mikroskopie modelowym o przyspieszeniu 20 kV i rozmiarze plamki 4,0, używając wtórnych sygnałów elektronowych (patrz Tabela materiałów), elektronów wstecznie rozproszonych (detektor półprzewodnikowy zamocowany na części biegunowej) i mieszanin tych dwóch typów sygnałów (MIX), budując sztucznie pokolorowane obrazy.
    3. Do akwizycji widm EDS należy użyć spektrometru (patrz Tabela materiałów) sprzężonego z wyżej wymienionym SEM. Konfiguracja warunków akwizycji obrazu z EDS jest taka sama jak w przypadku SEM.
    4. Ustaw stopnie nachylenia, wysokość i azymut odpowiednio na 0,0, 35,0 i 0,0.
  3. Akwizycja danych
    1. Ustaw trzy różne obszary z 91-krotnym powiększeniem sekcji seed, aby uzyskać dane.
    2. Zidentyfikuj piki w widmie po zakończeniu akwizycji lub w trakcie akwizycji. Użyj przycisku kroku Potwierdź elementy, aby ręcznie zidentyfikować szczyty.
    3. Ustaw czas akwizycji na 60 s dla każdego wybranego obszaru. Ustaw czas procesu na pięć; Parametry są dostępne dla czasu procesu od jednego do sześciu,
      UWAGA: Znaki elementów są stałe i sumują się, podczas gdy odgłosy są losowe i szkodliwe. Im dłuższy czas przetwarzania, tym niższy poziom hałasu.
    4. Domyślne ustawienia wyświetlania istotnych wyników ilościowych są powyżej dwóch sigma (odchylenie standardowe). Ustaw dwie sigmy na zero, aby zmniejszyć niepożądane wyniki.
    5. Znormalizuj każdą intensywność pierwiastków; jest to ustandaryzowany parametr w oprogramowaniu (patrz Tabela materiałów).
    6. Aby przeanalizować dane, wyeksportuj je do pliku DOC.
  4. analiza danych
    1. Zapewnienie dokładnego pomiaru intensywności pików dla ilościowej analizy elementarnej.
    2. Nakładające się piki wymagają dekonwolucji w celu lepszej separacji pików; w razie potrzeby odejmij hałaśliwe tło.
    3. Gdy nie ma nakładania się, zwiększ wzmocnienie, aby wzmocnić sygnały i poprawić jakość widma.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Opracowany protokół umożliwił analizę MALDI-IMS w zakresie *E. precatoria* i E. edulis nasion. W rezultacie udało nam się potwierdzić masę cząsteczkową węglowodanów oraz stopień polimeryzacji (DP), co stanowiło częściowe wyjaśnienie struktury. Informacje o strukturze cząsteczkowej uzyskane dzięki analizie MALDI-IMS (Rysunek 1 i Rysunek 2) wykazywał piki odpowiadające [M+K]+ addukty oligomerów heksoz (Δ = 162 Da) bez ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Rośliny składają się z wyspecjalizowanych tkanek o określonych funkcjach biochemicznych. W związku z tym protokół przygotowania próbki do MALDI-IMS musi być zaprojektowany zgodnie z różnymi tkankami roślinnymi o określonych właściwościach fizykochemicznych, ponieważ próbki muszą zachować swój pierwotny rozkład i obfitość analitu, aby zapewnić wysoką jakość sygnału i rozdzielczość przestrzenną8.

Przed analizą MALDI-IMS należy przede wszystkim prawidłowo pobrać i przechow...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Podziękowania

Ta praca została sfinansowana przez Instytut Serrapilheira (Serra-1708-15009) oraz Fundację Carlosa Chagasa Filho na rzecz Wspierania Badań w Stanie Rio de Janeiro (FAPERJ-JCNE-SEI-260003/004754/2021). Instytut Serrapilheira i Narodowa Rada Rozwoju Naukowego i Technologicznego (CNPq) przyznały stypendia dla dr Felipe Lopesa Bruma i dr Gabriela R. Martinsa (Program Budowania Potencjału Instytucjonalnego/INT/MCTI). Organizacja Koordynacyjna na rzecz Doskonalenia Kadr Szkolnictwa Wyższego (CAPES) została uznana za przyznanie stypendium magisterskiego dla Pana Davi M. M. C. da Silva. Centro de Espectrometria de Massas de Biomoléculas (CEMBIO-UFRJ) zostało docenione za usługi świadczone w ramach analiz MALDI-IMS, a za analizę składu elementarnego dziękuje się Panu Alanowi Menezesowi do Nascimento i Centro de Caracterização em Nanotecnologia para Materiais e Catálise (CENANO-INT), finansowanemu przez MCTI/SISNANO/INT-CENANO-CNPQ grant nr 442604/2019.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Strzykawka gazoszczelna 1 ml Model 1001 TLL, PTFE Luer LockHamilton Company81320
Kwas 2,5-dihydroksybenzoesowySigma Aldrich Co, MO, USA149357
Igła APCIBruker Daltonik, Brema, Niemcy602193
Platforma ruchu AxiDraw V3 xyEvil Mad Scientist, CA, USA2510
Dwustronna taśma przewodząca z włókna węglowego
Oprogramowanie do analizy danych Compass tworzenie listy mas
Taśma klejąca dwustronna
Biosystems, Nussloch, Niemcy
Diamentowe ostrze waflowe 15 HC
Detektor
FlexImagingBruker Daltonik, Brema, NiemcyAkwizycja obrazu
FTMS ProcessingBruker Daltonik, Brema, Niemcykalibracja danych
Żelatyna ze skóry bydlęcejSigma Aldrich Co, MO, USAG9391
Wysokoprofilowe ostrza mikrotomu Leica 818Leica  Biosystems, Nussloch, Niemcy0358 38926
szkiełko szklane powlekane tlenkiem indu i cynyBruker Daltonik, Brema, Niemcy8237001
InkscapeInkscape Project c/o Software Freedom Conservancy, NY, USA
Precyzyjny nóż tnący IsoMet 1000Buehler, Illinois, USA
MetanolJ.T.Baker9093-03
Mili-Q woda18,2 MΩ. cm
Pompa
Optymalna temperatura cięcia ZwiązekFisher HealthCare, Teksas, USA4585
Folia uszczelniająca Parafilm "M"AmcorHS234526B
Quanta 450 FEGFEI Co, Hillsboro, OR, USA
SCiLS Lab (wsparcie dla wielu dostawców) MS Software Bruker Daltonik, Brema, Niemcy
Oprogramowanie INCA Suite 4.14 VOxford Instruments, Ableton, Wielka Brytania
Solarix 7TBruker Daltonik, Brema, Niemcy
Pompa strzykawkowakdScientific, MA, USA78-9100K
Kwas trifluorooctowySigma Aldrich Co, MO, USA302031
SpektrometrX-MaxOxford Instruments, Ableton, Wielka Brytania
miedziana sprężonego powietrza 3M, USA 1182-3/4"X18YD Cryostat CM 1860 UV Leica Everhart-Thornleypróżniowa oleju

Bibliografia

  1. Buchberger, A. R., DeLaney, K., Johnson, J., Li, L. Mass spectrometry imaging: a review of emerging advancements and future insights. Analytical Chemistry. 90 (1), 240-265 (2018).
  2. Heeren, R. M. A. MALDITechniques in Mass Spectrometry Imaging. Encyclopedia of Spectroscopy and Spectrometry. , Elsevier Ltd. (2017).
  3. Shariatgorji, M., Svenningsson, P., Andrén, P. E. Mass spectrometry imaging, an emerging technology in neuropsychopharmacology. Neuropsychopharmacology. 39 (1), 34-49 (2014).
  4. Zaima, N., Hayasaka, T., Goto-Inoue, N., Setou, M. Matrix-assisted laser desorption/ionization imaging mass spectrometry. International Journal of Molecular Sciences. 11 (12), 5040-5055 (2010).
  5. Qin, L., et al. Recent advances in matrix-assisted laser desorption/ionisation mass spectrometry imaging (MALDI-MSI) for in Situ analysis of endogenous molecules in plants. Phytochemical Analysis. 29 (4), 351-364 (2018).
  6. Bhandari, D. R., et al. High resolution mass spectrometry imaging of plant tissues: Towards a plant metabolite atlas. Analyst. 140 (22), 7696-7709 (2015).
  7. Boughton, B. A., Thinagaran, D., Sarabia, D., Bacic, A., Roessner, U. Mass spectrometry imaging for plant biology: a review. Phytochemistry Reviews. 15 (3), 445-488 (2016).
  8. Dong, Y., et al. Sample preparation for mass spectrometry imaging of plant tissues: a review. Frontiers in Plant Science. 7, 60(2016).
  9. Zhang, Y. X., Zhang, Y., Shi, Y. P. A reliable and effective sample preparation protocol of MALDI-TOF-MSI for lipids imaging analysis in hard and dry cereals. Food Chemistry. 398, 133911(2023).
  10. Brum, F. L., Martins, G. R., Mohana-Borges, R., da Silva, A. S. The acquisition of thin sections of açaí (Euterpe oleracea Mart.) seed with elevated potassium content for molecular mapping by mass spectrometry imaging. Rapid Communications in Mass Spectrometry. , e9474(2023).
  11. Martins, G. R., et al. Chemical characterization, antioxidant and antimicrobial activities of açaí seed (Euterpe oleracea Mart.) extracts containing A- and B-type procyanidins. LWT. 132, 109830(2020).
  12. Martins, G. R., et al. Phenolic profile and antioxidant properties in extracts of developing açaí (Euterpe oleracea Mart.) seeds. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 70 (51), 16218-16228 (2022).
  13. Jorge, F. T. A., Silva, A. S. A., Brigagão, G. V. Açaí waste valorization via mannose and polyphenols production: techno-economic and environmental assessment. Biomass Conversion and Biorefinery. , (2022).
  14. Carvalho, L. M. J., Esmerino, A. A., Carvalho, J. L. V. Jussaí (Euterpe edulis): a review. Food Science and Technology. 42, (2022).
  15. Yamaguchi, K. K. dL., Pereira, L. F. R., Lamarão, C. V., Lima, E. S., Veiga-Junior, V. F. d Amazon acai: chemistry and biological activities: A Review. Food Chemistry. 179, 137-151 (2015).
  16. Wu, R., et al. Copper adhesive tape attached to the reverse side of a non-conductive glass slide to achieve protein MALDI-imaging in FFPE-tissue sections. Chemical Communications. 57 (82), 10707-10710 (2021).
  17. Dufresne, M., Patterson, N. H., Norris, J. L., Caprioli, R. M. Combining salt doping and matrix sublimation for high spatial resolution MALDI imaging mass spectrometry of neutral lipids. Analytical Chemistry. 91 (20), 12928-12934 (2019).
  18. Aguiar, M. O., de Mendonça, M. S. Morfo-anatomia da semente de Euterpe precatoria Mart (Palmae). Revista Brasileira de Sementes. 25, 37-42 (2003).
  19. Panza, V., Láinez, V., Maldonado, S. Seed structure and histochemistry in the palm Euterpe edulis. Botanical Journal of the Linnean Society. 145 (4), 445-453 (2004).
  20. Alves, V. M., et al. Provenient residues from industrial processing of açaí berries (Euterpe precatoria Mart): nutritional and antinutritional contents, phenolic profile, and pigments. Food Science and Technology. 42, (2022).
  21. Inada, K. O. P., et al. Screening of the chemical composition and occurring antioxidants in jabuticaba (Myrciaria jaboticaba) and jussara (Euterpe edulis) fruits and their fractions. Journal of FunctionalFoods. 17, 422-433 (2015).
  22. Monteiro, A. F., Miguez, I. S., Silva, J. P. R. B., Silva, A. S. High concentration and yield production of mannose from açaí (Euterpe oleracea Mart.) seeds via mannanase-catalyzed hydrolysis. Scientific Reports. 9 (1), 10939(2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Obrazowanie MALDIprzygotowanie pr bekciecie cienkich przekroj wzatapianie w elatynieci cie w kriosztacienanoszenie matrycyoligomery heksozmapowanie metabolit w nasion
Przygotowanie twardych nasion palmy do analizy spektrometrii mas metodą desorpcji laserowej/jonizacji wspomaganej matrycowo
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.