Artykuł metodologiczny

Zautomatyzowany impaktor do modelu kontuzyjnego uszkodzenia rdzenia kręgowego u myszy

3.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/65656

⸱

19 stycznia 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Orthopedics, The First Affiliated Hospital, Jinan University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Prezentujemy tutaj nowatorskie zautomatyzowane urządzenie do leczenia urazów rdzenia kręgowego dla myszy, które może dokładnie tworzyć modele urazów rdzenia kręgowego w różnym stopniu.

Streszczenie

Uraz rdzenia kręgowego (SCI) spowodowany urazami, takimi jak wypadki samochodowe i upadki, jest związany z trwałą dysfunkcją rdzenia kręgowego. Tworzenie modeli stłuczeń urazu rdzenia kręgowego poprzez oddziaływanie na rdzeń kręgowy skutkuje podobnymi patologiami do większości urazów rdzenia kręgowego w praktyce klinicznej. Dokładne, powtarzalne i wygodne modele zwierzęce urazów rdzenia kręgowego są niezbędne do badania urazów rdzenia kręgowego. Przedstawiamy nowatorskie zautomatyzowane urządzenie do leczenia urazów rdzenia kręgowego dla myszy, inteligentny system urazów rdzenia kręgowego Uniwersytetu Guangzhou Jinan, który może tworzyć modele urazów rdzenia kręgowego z dokładnością, powtarzalnością i wygodą. System precyzyjnie tworzy modele uszkodzenia rdzenia kręgowego o różnym stopniu za pomocą laserowych czujników odległości w połączeniu ze zautomatyzowaną platformą mobilną i zaawansowanym oprogramowaniem. Użyliśmy tego systemu do stworzenia trzech poziomów modeli myszy z uszkodzeniem rdzenia kręgowego, określiliśmy ich wyniki w skali myszy Basso (BMS) i przeprowadziliśmy testy behawioralne i barwienia, aby wykazać jego dokładność i odtwarzalność. Pokazujemy każdy etap opracowywania modeli urazów za pomocą tego urządzenia, tworząc ustandaryzowaną procedurę. Metoda ta pozwala na uzyskanie powtarzalnych modeli kontuzji rdzenia kręgowego u myszy i redukuje czynniki manipulacyjne u ludzi dzięki wygodnym procedurom obsługi. Opracowany model zwierzęcy jest wiarygodny w badaniu mechanizmów urazów rdzenia kręgowego i związanych z nimi podejść do leczenia.

Wprowadzenie

Uraz rdzenia kręgowego zazwyczaj powoduje trwałą dysfunkcję rdzenia kręgowego poniżej uszkodzonego segmentu. Jest to najczęściej spowodowane przez obiekty uderzające w kręgosłup i nadmierny wyprost kręgosłupa, takie jak wypadki drogowe i upadki1. Ze względu na ograniczoną dostępność skutecznych opcji leczenia urazów rdzenia kręgowego, wyjaśnienie patogenezy urazów rdzenia kręgowego przy użyciu modeli zwierzęcych będzie przydatne dla opracowania odpowiednich podejść do leczenia. Model kontuzji rdzenia kręgowego spowodowany uderzeniem w rdzeń kręgowy skutkuje rozwojem modeli zwierzęcych z podobnymi patologiami do większości klinicznych przypadków urazów rdzenia kręgowego2,3. Dlatego ważne jest, aby stworzyć dokładne, powtarzalne i wygodne modele zwierzęce do urazów rdzenia kręgowego.

Od czasu wynalezienia przez Allena pierwszego zwierzęcego modelu uszkodzenia rdzenia kręgowego w 1911 roku, nastąpił znaczny postęp w rozwoju narzędzi do tworzenia zwierzęcych modeli urazów rdzenia kręgowego4,5. Na podstawie mechanizmów urazów, modele urazów rdzenia kręgowego są klasyfikowane jako stłuczenie, kompresja, rozproszenie, zwichnięcie, przecięcie lub chemia6. Wśród nich modele kontuzji, które wykorzystują siły zewnętrzne do przemieszczenia i uszkodzenia rdzenia kręgowego, są najbliższe etiologii klinicznej większości pacjentów z urazami rdzenia kręgowego. W związku z tym model kontuzji był używany przez wielu badaczy w badaniach nad urazami rdzenia kręgowego3,7. Do opracowania modeli kontuzji rdzenia kręgowego wykorzystuje się różne instrumenty. Wieloośrodkowe badania nad urazami rdzenia kręgowego (MASCIS) Uniwersytetu Nowojorskiego (NYU) powodują stłuczenia rdzenia kręgowego za pomocą urządzenia do obniżania wagi8. Po kilku zaktualizowanych wersjach, impaktor MASCIS jest szeroko stosowany do tworzenia modeli zwierzęcych kontuzji rdzenia kręgowego9. Jednak gdy pręt uderzeniowy MASCIS upadnie i uderzy w rdzeń kręgowy, może dojść do wielu urazów, co wpływa na stopień urazu w modelach urazów rdzenia kręgowego. Co więcej, osiągnięcie precyzji mechanicznej w celu zapewnienia dokładności przyrządu i powtarzalności modelu produkcyjnego jest również wyzwaniem. Impaktory o nieskończonym horyzoncie powodują stłuczenia, kontrolując siłę przyłożoną do rdzenia kręgowego, a nie ciężkie krople10. Wykorzystuje komputer podłączony do czujnika do bezpośredniego pomiaru siły uderzenia między impaktorem a rdzeniem kręgowym. Po osiągnięciu progu impaktor jest natychmiast chowany, co pozwala uniknąć odbicia ciężaru i poprawia dokładność10,11. Jednak użycie tej modalności motorycznej do zadawania uszkodzeń może skutkować niespójnymi uszkodzeniami i deficytami funkcjonalnymi6. Urządzenie Uniwersytetu Stanowego Ohio (OSU) kompresuje grzbietową powierzchnię rdzenia kręgowego w tempie przejściowym za pomocą sterownika elektromagnetycznego12,13. To urządzenie jest podobne do impaktorów nieskończonego horyzontu, ponieważ wykorzystuje uciski na krótkie odległości do powodowania urazów rdzenia kręgowego. Ma jednak różne ograniczenia polegające na tym, że początkowe określenie punktu zerowego spowoduje błędy ze względu na obecność płynu mózgowo-rdzeniowego6,14. Podsumowując, istnieje wiele instrumentów, które można wykorzystać do opracowania modeli zwierzęcych urazów rdzenia kręgowego, ale wszystkie mają pewne ograniczenia, które prowadzą do niewystarczającej dokładności i odtwarzalności modeli zwierzęcych. Dlatego, aby dokładniej, wygodniej i powtarzalniej tworzyć mysie modele kontuzji rdzenia kręgowego, potrzebny jest zautomatyzowany i inteligentny impaktor urazu rdzenia kręgowego.

Prezentujemy nowatorski impaktor do leczenia urazów rdzenia kręgowego, inteligentny system urazów rdzenia kręgowego Uniwersytetu Guangzhou Jinan (G smart SCI system; Rysunek 1), do tworzenia modeli kontuzji rdzenia kręgowego. Urządzenie wykorzystuje dalmierz laserowy jako urządzenie pozycjonujące, w połączeniu ze zautomatyzowaną platformą mobilną do automatyzacji uderzeń zgodnie z ustawionymi parametrami uderzenia, w tym prędkością uderzenia, głębokością uderzenia i czasem przebywania. Zautomatyzowana operacja zmniejsza czynnik ludzki i poprawia dokładność oraz odtwarzalność modeli zwierzęcych.

Protokół

Badania na zwierzętach zostały sprawdzone i zatwierdzone przez Komisję Etyki Uniwersytetu Jinan.

1. Znieczulenie zwierząt i laminektomia kręgosłupa T10

  1. Do tego badania wykorzystaj 8-tygodniowe samice młodych dorosłych myszy C57 / 6J. Znieczulenie myszy poprzez dootrzewnowe wstrzyknięcie ketaminy (100 mg/kg) i diazepamu (5 mg/kg). Sprawdź, czy znieczulenie jest skuteczne, na co wskazuje utrata odruchu bólowego. Nałóż maść weterynaryjną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu w znieczuleniu.
  2. Ogol włosy z tyłu myszy za pomocą golarki, aby odsłonić skórę. Zdezynfekuj skórę trzema naprzemiennymi rundami jodoforu i alkoholu.
  3. Wykonaj 2,5 cm przyśrodkowe nacięcie podłużne w skórze grzbietowej za pomocą skalpela i odsłoń kręgosłup na poziomie T9-T11 za pomocą pęsety.
  4. Obustronnie zamocuj fasety T10 za pomocą stabilizatora kręgosłupa. Upewnij się, że grzbiet jest stabilnie zamocowany. Upewnij się, że mięśnie przykręgosłupowe są obnażone i usuń wyrostek kolczysty, a także blaszki za pomocą wiertła do mikroszlifowania, aby odsłonić rdzeń kręgowy segmentu T10.

2. Stłuczenie rdzenia kręgowego T10 za pomocą systemu SCI G smart

  1. Włącz przełącznik i poczekaj, aż urządzenie automatycznie powróci do swojego pierwotnego stanu. Umieść stabilizator kręgosłupa w systemie G smart SCI i zabezpiecz go za pomocą.
  2. Korzystając z ekranu dotykowego obsługi (Rysunek 2A), ustaw parametry obrażeń, w tym prędkość uderzenia (1 m/s), głębokość uderzenia (0,5 mm, 0,8 mm i 1,1 mm dla trzech różnych zestawów myszy) i czas przebywania (500 ms)15.
  3. Ustaw dalmierz laserowy na środku odsłoniętego rdzenia kręgowego, przesuwając platformę. (Rysunek 2B)
  4. Kliknij przycisk Gotowy na ekranie dotykowym (Rysunek 2C). Głowica udarowa automatycznie dostosuje się do określonej wysokości na podstawie parametrów ustawienia. Stół nośny automatycznie przesuwa miejsce uderzenia rdzenia kręgowego poniżej głowicy udarowej.
  5. Ręcznie naciśnij głowicę udarową, aby dokładniej określić miejsce uderzenia. Kliknij przycisk Start, głowica uderzeniowa uderzy w rdzeń kręgowy w oparciu o ustawione parametry.
  6. Wyjmij myszy z urządzenia i obserwuj pod mikroskopem stereoskopowym (20x), aby określić uraz rdzenia kręgowego (Rysunek 3). Aby określić powodzenie opracowania modelu, obserwuj miejscowe przekrwienie, zapaść i pęknięcie błony rdzeniowej.
  7. Zszyj mięśnie, powięź i skórę warstwa po warstwie za pomocą szwów 3-0. Umieść myszy w ciepłym pudełku i poczekaj na ich powrót do zdrowia.

3. Opieka pooperacyjna

  1. Meloksykam (5 mg/kg) należy wstrzykiwać podskórnie codziennie przez 7 dni po zabiegu. Ręcznie opróżniaj pęcherz co 8 godzin, aż do przywrócenia funkcji pęcherza.
  2. Po 14 dniach od operacji należy usunąć nici szwów.

4. Testowanie skutków urazu kręgosłupa

  1. Oblicz wyniki BMS dla myszy z pierwszego dnia po operacji16,17.
  2. W 30dniu po operacji przeprowadź eksperymenty behawioralne na zwierzętach, w tym na wybiegu, uskoku stopy i rotarod16,17. Wybieg: Rekordowa odległość 45 cm; Maksymalny czas pracy 8 s; Wzmocnienie kamery 28,02; Próg intensywności 0,01. Błąd stopy: Nagraj 60 kroków dla każdej myszy. Rotarod: Prędkość obrotowa 20 obr./min. Zapisz czas upadku myszy i zapisz go jako 120 s przez ponad 120 s.
  3. W 31. dobie po operacji znieczulić myszy przez dootrzewnowe wstrzyknięcie ketaminy (100 mg / kg) i diazepamu (5 mg / kg), a następnie poddać myszy eutanazji przez perfuzję przy użyciu 4% PFA. Ostrożnie usuń rdzeń kręgowy i przechwyć 5 mm powyżej i poniżej miejsca urazu w celu osadzenia parafiny. Wykonaj 5 μm przekrój środka urazu rdzenia kręgowego myszy i wykonaj barwienie hematoksyliną i eozyną17.
  4. Do analizy statystycznej używaj komercyjnego oprogramowania. Wyrazić dane jako średnią ± błąd standardowy średniej (SEM) i porównać przy użyciu jednoczynnikowej analizy ANOVA; p < 0,05 uznano za znaczące.

Wyniki

Laminektomię wykonano u 24 myszy żeńskich (w wieku 8 tygodni) zgodnie z powyższym opisem. Myszy w grupie pozorowanej (n=6) nie zostały poddane urazowi rdzenia kręgowego, natomiast pozostałe myszy, w tym grupa 0,5 mm (n=6), grupa 0,8 mm (n=6) oraz grupa 1,1 mm (n=6), zostały poddane uciskowi rdzenia kręgowego na różnych głębokościach. Wyniki w skali BMS regularnie rejestrowano do 1 miesiąca po operacji (Rycina 4). Odnotowano istotne różnice w pooperacyjnych wynikach BMS u myszy z różnych grup. Po 1 miesiącu myszy w grupie 0,5 mm uzyskały wyniki pooperacyjne od 4 do 6 i powróciły do poziomu zbliżonego do grupy pozorowanej. Myszy w grupach 0,8 mm i 1,1 mm uzyskały wyniki pooperacyjne od 1 do 2. Po 1 miesiącu grupa 0,8 mm powróciła do wyników od 4 do 6, podczas gdy myszy w grupie 1,1 mm prawie nie wykazały poprawy.

Po 1 miesiącu przeprowadzono testy behawioralne zwierząt, w tym próbę błędu stopy (foot fault), test rotarod oraz analizę chodu (catwalk). W próbie błędu stopy (Rysunek 5A) nie stwierdzono istotnych różnic w błędach stopy kończyn tylnych pomiędzy grupą 0,5 mm a grupą pozorowaną (sham). Jednakże częstotliwość błędów stopy kończyn tylnych w grupie 0,8 mm różniła się istotnie od wszystkich pozostałych grup. Odsetek błędów stopy u myszy w grupie 1,1 mm wyniósł 100%, ponieważ kończyny tylne nie były w stanie podtrzymać zwierzęcia na podłożu, co stanowiło istotną różnicę w porównaniu z innymi grupami. W teście rotarod (Rysunek 5B) zarejestrowano czas do spadnięcia w różnych grupach myszy. Zarówno grupa 0,8 mm, jak i 1,1 mm różniły się istotnie od pozostałych grup, natomiast grupa pozorowana uzyskała wyniki zbliżone do grupy 0,5 mm. W teście catwalk (Rysunek 6) zarejestrowano i przeanalizowano indeks regularności oraz maksymalną powierzchnię kontaktu kończyn tylnych w różnych grupach myszy. Odnotowano istotne różnice w indeksie regularności i maksymalnej powierzchni kontaktu kończyn tylnych między myszami z różnych grup, co wskazuje na znaczące różnice w funkcjach chodu u myszy z różnym stopniem głębokości uszkodzenia rdzenia kręgowego. W związku z tym, przy użyciu opracowanego urządzenia możliwe jest stworzenie modeli mysich z różną głębokością uszkodzenia rdzenia kręgowego i istotnymi różnicami w funkcjach kończyn tylnych.

Na koniec wycięto rdzenie kręgowe myszy (Rycina 7A) i przygotowano przekroje do barwienia hematoksyliną i eozyną (HE) (Rycina 7C). W obrazach rdzeni kręgowych oraz w przekrojach barwionych HE stwierdzono różny stopień uszkodzeń. Podsumowując, przy użyciu zaproponowanego instrumentu opracowano precyzyjne modele mysie o różnych stopniach ciężkości urazu rdzenia kręgowego.

Układ do badań mechanicznych z głowicą uderzeniową, laserowym dalmierzem, mikroprzesuwem i sterowaniem przez ekran dotykowy.
Rycina 1Inteligentny system do modelowania urazów rdzenia kręgowego Uniwersytetu Jinan w Guangzhou (system G smart SCI). Zamocuj immobilizator kręgosłupa w celu unieruchomienia myszy na stole transportowym. Ustaw parametry uderzenia. poprzez ekran dotykowy. Należy użyć bocznego mikropopychacza do regulacji pozycji bocznych nośnika oraz ekranu dotykowego do regulacji pozycji przednich. Dalmierz laserowy potwierdza miejsce uderzenia i mierzy wysokość uderzenia, aby głowica uderzeniowa mogła precyzyjnie uderzyć zgodnie z ustawionym miejscem i głębokością uderzenia. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Interfejs ekranu dotykowego pokazujący ustawienia parametrów uderzenia i sterowanie ruchem w układzie eksperymentalnym.
Rysunek 2: Ekran dotykowy sterujący. (A) Na stronie parametrów można ustawić parametry uszkodzenia, w tym prędkość uderzenia (0,5 - 2,0 m/s), głębokość uderzenia (0 - 3 mm) oraz czas przebywania (500 - 2 ms). (B) Na stronie ruchu można ustawić wysokość głowicy uderzeniowej oraz pozycję stabilizatora kręgosłupa. (C) Na stronie przygotowania kliknięcie przycisku Ready spowoduje automatyczną regulację głowicy uderzeniowej i stołu nośnego do określonej pozycji na podstawie ustawionych parametrów. Po kliknięciu przycisku Start głowica uderzeniowa uderzy w rdzeń kręgowy zgodnie z ustawionymi parametrami. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Porównanie gojenia ubytków kostnych; eksperyment czterofazowy; widoki pooperacyjne przy różnych rozmiarach wiertła.
Rysunek 3: Rdzeń kręgowy po urazie. (A) Grupa pozorowana. Immobilizator kręgosłupa unieruchomił kręg T10, a rdzeń kręgowy jest odsłonięty po laminektomii bez uszkodzeń. (B) Grupa 0,5 mm. Rdzeń kręgowy został lekko uszkodzony po uderzeniu na głębokość 0,5 mm, stwierdzono niewielki stopień przekrwienia. (C) Grupa 0,8 mm. Rdzeń kręgowy został umiarkowanie uszkodzony i wykazuje wyraźne przekrwienie po uderzeniu na głębokość 0,8 mm. (D) Grupa 1,1 mm. Rdzeń kręgowy został ciężko uszkodzony po uderzeniu na głębokość 1,1 mm, stwierdzono znaczne przekrwienie. Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.

Wykres wyniku BMS, dni vs wynik; sham vs 0,5, 0,8, 1,1 mm; analiza statystyczna; progresja w czasie.
Rycina 4: Wyniki BMS. Wyniki BMS u myszy rejestrowano od pierwszego dnia po operacji do jednego miesiąca po operacji (n = 6 /grupa). *p < 0,05, **p < 0,01, ***p < 0,001 w porównaniu przy użyciu jednoczynnikowej analizy wariancji (ANOVA). Dane przedstawiono jako średnia ± błąd standardowy średniej (SEM). Aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny, kliknij tutaj.

Wyniki oceny koordynacji ruchowej; wykresy słupkowe porównują liczbę błędów w postawieniu tylnych kończyn oraz czas utrzymania się na rotarodzie.
Rysunek 5: Test błędów w postawieniu stóp i test na rotarodzie. (A) Błędy w postawieniu tylnych kończyn u myszy z różnym stopniem uszkodzenia rdzenia kręgowego (n = 6/grupa). *** p < 0,001 w porównaniu wykonanym za pomocą jednoczynnikowej analizy wariancji (ANOVA). (B) Porównanie czasu do upadku podczas przyspieszającego rotarodu u myszy z różnym stopniem uszkodzenia rdzenia kręgowego (n = 6/grupa). * p < 0,05, *** p < 0,001 w porównaniu wykonanym za pomocą jednoczynnikowej analizy wariancji (ANOVA). Dane przedstawiono jako średnia ± błąd standardowy średniej (SEM). Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.

Wzorce nacisku stóp, trójwymiarowe wykresy intensywności, wykresy słupkowe; analiza chodu, indeks regularności, powierzchnia kontaktu.
Rysunek 6: Test Catwalk. (A, C) Indeksy regularności u myszy z różnym stopniem uszkodzenia rdzenia kręgowego (n = 6/grupa). * p < 0,05, *** p < 0,001 porównano za pomocą jednoczynnikowej analizy wariancji (ANOVA). (B, D) Maksymalne powierzchnie kontaktu kończyn tylnych zostały przeanalizowane automatycznie przy użyciu oprogramowania (n = 6/grupa). ** p < 0,01, *** p < 0,001 porównano za pomocą jednoczynnikowej analizy wariancji (ANOVA). Dane przedstawiono jako średnia ± błąd standardowy średniej (SEM). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Porównanie urazów rdzenia kręgowego, schemat pomiarowy, przekroje tkanki nerwowej, analiza histologiczna.
Rycina 7: Rdzeń kręgowy i barwienie H&E. (A) Rdzeń kręgowy myszy o różnym stopniu urazu 1 miesiąc po operacji. (B) Powiększone fragmenty. (C) Barwienie H&E miejsc urazów rdzenia kręgowego u myszy o różnym stopniu urazu. Aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny, kliknij tutaj.

Dyskusja

Uraz rdzenia kręgowego może prowadzić do deficytów czuciowych i motorycznych, co może skutkować poważnymi upośledzeniami fizycznymi i psychicznymi. W Chinach częstość występowania urazów rdzenia kręgowego w różnych prowincjach waha się od 14,6 do 60,6 na milion18. Wzrost częstości występowania SCI będzie wywierał większą presję na system opieki zdrowotnej. Obecnie istnieją ograniczone możliwości skutecznego leczenia urazów rdzenia kręgowego, urazów, ponieważ jego patomechanizmy i procesy naprawcze nie zostały jeszcze w pełni poznane19. Istnieje potrzeba stworzenia dokładnych i powtarzalnych modeli zwierzęcych urazów rdzenia kręgowego w celu zbadania patomechanizmów i procesów naprawczych urazów rdzenia kręgowego. W tym celu opracowaliśmy dokładny, powtarzalny i prosty instrument do leczenia urazów rdzenia kręgowego.

Wiele urządzeń, w tym impaktor NYU-MASCIS, impaktor nieskończonego horyzontu i impaktor OSU, jest wykorzystywanych do tworzenia modeli kontuzji urazów rdzenia kręgowego 8,9,12,13,20. Urządzenia te są skomplikowane w obsłudze i mogą powodować duże błędy ze względu na różną biegłość personelu. Co więcej, w konstrukcjach tych urządzeń występują różne wady, które sprawiają, że są one mniej dokładne i powtarzalne6. Specyficzna lokalizacja urazu rdzenia kręgowego decyduje o jego ciężkości, dlatego podczas tworzenia modeli urazu rdzenia kręgowego metoda pozycjonowania decyduje o dokładności modelowania21. System G smart SCI wykorzystuje dalmierz laserowy do zlokalizowania miejsca urazu rdzenia kręgowego i dostosowuje wysokość głowicy uderzeniowej na podstawie danych dalmierza, aby ustawić głębokość uderzenia. Innym urządzeniem perkusyjnym, które wykorzystuje pozycjonowanie laserowe, jest impaktor Louisville Injury System Apparatus (LISA) firmy Indiana University School of Medicine15. Chociaż LISA wykorzystuje pozycjonowanie laserowe, wymaga ręcznego określenia i dostosowania wysokości głowicy uderzeniowej w celu uzyskania kontrolowanej głębokości uderzenia, co zwiększa interwencję człowieka. Tymczasem LISA korzysta z zaczepów pneumatycznych i sterowania laptopem, które wymagają więcej miejsca do eksperymentów i zwiększają koszty operacyjne10. Inteligentny system SCI G zmniejsza błędy ludzkie poprzez półautomatyzację procesu operacyjnego i jest łatwy do przenoszenia ze względu na lekką konstrukcję.

Na podstawie ustawionych parametrów urządzenie może dokładnie wpływać na rdzeń kręgowy myszy, tworząc w ten sposób modele o różnym stopniu urazów rdzenia kręgowego. W tym badaniu myszy z różnym stopniem urazów rdzenia kręgowego wykazywały znaczące różnice w funkcjach kończyn tylnych. Co ważne, testy są powtarzalne i mogą konsekwentnie generować modele SCI.

W protokole najbardziej krytyczne kroki obejmują dokładne wykonanie laminektomii, stabilizację kręgosłupów myszy i użycie lasera do dokładnego pozycjonowania w celu zapewnienia dokładności i powtarzalności eksperymentu. W trakcie procesu projektowania wprowadziliśmy kilka ulepszeń do urządzenia. Stwierdziliśmy, że po uderzeniu etap nie mógł łatwo powrócić do punktu zasięgu, dlatego dodaliśmy przycisk umożliwiający powrót do punktu zasięgu. Co więcej, żądanych parametrów nie można było szybko dostosować, dlatego dodaliśmy klawiaturę numeryczną do wprowadzania. Ulepszono również wolno ładujący się napęd elektromagnetyczny w pierwszej wersji. To urządzenie jest obecnie ograniczone do tworzenia modeli myszy z urazem rdzenia kręgowego w klatce piersiowej. Należy przeprowadzić badania w celu wsparcia stosowania tego instrumentu w tworzeniu modeli urazów rdzenia kręgowego u szczurów lub modeli urazów rdzenia kręgowego odcinka szyjnego.

Co więcej, dr Bilgen z University of Kansas Medical School opisał sterowane komputerowo urządzenie impaktorowe, które może wywoływać urazy ośrodkowego układu nerwowego (OUN), w tym urazowe uszkodzenie mózgu (TBI) i uszkodzenie rdzenia kręgowego (SCI)22. Podobnie jak nasze urządzenie, to urządzenie również wykorzystuje różnorodne skomercjalizowane urządzenia i systemy, dzięki czemu zostało z powodzeniem skomercjalizowane i używane23. Sprzęt, który opisujemy, charakteryzuje się automatyzacją, dokładnością i wygodą i oczekuje się, że zostanie skomercjalizowany w przyszłości i przyniesie korzyści większej liczbie badaczy urazów rdzenia kręgowego.

Podsumowując, zaprojektowaliśmy zautomatyzowany impaktor rdzenia kręgowego myszy do tworzenia modeli stłuczeń SCI. Urządzenie poprawia dokładność z dalmierzem laserowym i zmniejsza liczbę błędów ludzkich dzięki zautomatyzowanemu procesowi obsługi. Co więcej, system G smart SCI jest łatwiejszy w obsłudze i przenoszeniu niż inne urządzenia, zapewniając wygodę w badaniach nad urazami rdzenia kręgowego. Co ważne, urządzenie może dokładnie i powtarzalnie tworzyć różne klasy modeli myszy SCI w zależności od potrzeb eksperymentu.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak sprzecznych interesów finansowych.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin, nr 82102314 (do ZSJ) i 32170977 (do HSL) oraz Fundację Nauk Przyrodniczych prowincji Guangdong, nr 2022A1515010438 (do ZSJ) i 2022A1515012306 (do HSL). Badanie to było wspierane przez Program Klinicznej Technologii Pionierskiej Pierwszego Szpitala Stowarzyszonego Uniwersytetu Jinan w Chinach, nr JNU1AF- CFTP- 2022- a01206 (do HSL). Badanie to było wspierane przez Guangzhou Science and Technology Plan Project, nr 202201020018 (do HSL), 2023A04J1284 (do ZSJ) i 2023A03J1024 (do HSL).

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,01M PBS (proszek, pH 7,2-7,4)Solarbio Life SciencesP1010
2,2,2-tribromoetanolMacklin 75-80-9
4% paraformaldehyd utrwalacz tkankowyBiosharp life scienceBL539A
BiomikroskopLeicaLCC50 HD
Catwalk Noldus InformationTechnology CatWalk XT 9.1
Szkło osłonoweCITOTEST Scientific10212432C
Maszyna do zatapianiaChangzhou Zhongwei Przyrząd elektronicznyBMJ-A
Absolutny etanolDAMAO64-17-5
FootFaultScanClever Sys Inc.-
Szkiełkoszklane CITOTEST Scientific80302-2104
Zestaw do barwienia hematoksyliny i eozynyBeyotime BiotechnologyC0105S
wiertło do mikroszlifowania FEIYUBIO19-7010
Stabilizator kręgosłupa myszyRWD Life Science68094
Mikrotom parafinowyThermoshandon finezja 325
RotaRod dla myszyUgo Basile47600
Mikroskop stereoskopowyKUY NICESZM-7045
Alkohol tert-amylowyMacklin75-85-4
KsylenChina National Pharmaceutical#10023418

Bibliografia

  1. Venkatesh, K., Ghosh, S. K., Mullick, M., Manivasagam, G., Sen, D. Spinal cord injury: pathophysiology, treatment strategies, associated challenges, and future implications. Cell and Tissue Research. 377 (2), 125-151 (2019).
  2. Chiu, C. W., Cheng, H., Hsieh, S. L. Contusion Spinal Cord Injury Rat Model. Bio Protocol. 7 (12), e2337(2017).
  3. Thygesen, M. M., Guldbæk-Svensson, F., Rasmussen, M. M., Lauridsen, H. Contusion Spinal Cord Injury via a Microsurgical Laminectomy in the Regenerative Axolotl. Journal of Visualized Experiments. (152), 60337(2019).
  4. Anderson, T. E. A controlled pneumatic technique for experimental spinal cord contusion. Journal of Neuroscience Methods. 6 (4), 327-333 (1982).
  5. Allen, A. R. SURGERY OF EXPERIMENTAL LESION OF SPINAL CORD EQUIVALENT TO CRUSH INJURY OF FRACTURE DISLOCATION OF SPINAL COLUMN: A PRELIMINARY REPORT. Journal of the American Medical Association. LVII (11), 878-880 (1911).
  6. Cheriyan, T., et al. Spinal cord injury models: a review. Spinal Cord. 52 (8), 588-595 (2014).
  7. Yan, R., et al. A modified impactor for establishing a graded contusion spinal cord injury model in rats. Annals of Translational Medicine. 10 (8), 436(2022).
  8. Gruner, J. A. A monitored contusion model of spinal cord injury in the rat. Journal of Neurotrauma. 9 (2), 123-126 (1992).
  9. Ghnenis, A. B., et al. Evaluation of the Cardiometabolic Disorders after Spinal Cord Injury in Mice. Biology (Basel). 11 (4), 495(2022).
  10. Scheff, S. W., Rabchevsky, A. G., Fugaccia, I., Main, J. A., Lumpp, J. E. Jr Experimental modeling of spinal cord injury: characterization of a force-defined injury device. Journal of Neurotrauma. 20 (2), 179-193 (2003).
  11. Hong, Y. R., et al. Ultrasound stimulation improves inflammatory resolution, neuroprotection, and functional recovery after spinal cord injury. Scientific Reports. 12 (1), 3636(2022).
  12. Noyes, D. H. Electromechanical impactor for producing experimental spinal cord injury in animals. Medical & Biological Engineering & Computing. 25 (3), 335-340 (1987).
  13. Stokes, B. T., Noyes, D. H., Behrmann, D. L. An electromechanical spinal injury technique with dynamic sensitivity. Journal of Neurotrauma. 9 (3), 187-195 (1992).
  14. Pearse, D. D., et al. Histopathological and behavioral characterization of a novel cervical spinal cord displacement contusion injury in the rat. Journal of Neurotrauma. 22 (6), 680-702 (2005).
  15. Wu, X., et al. A Tissue Displacement-based Contusive Spinal Cord Injury Model in Mice. Journal of Visualized Experiments. (124), 54988(2017).
  16. Forgione, N., Chamankhah, M., Fehlings, M. G. A Mouse Model of Bilateral Cervical Contusion-Compression Spinal Cord Injury. Journal of Neurotrauma. 34 (6), 1227-1239 (2017).
  17. Ji, Z. S., et al. Highly bioactive iridium metal-complex alleviates spinal cord injury via ROS scavenging and inflammation reduction. Biomaterials. 284, 121481(2022).
  18. Chen, C., Qiao, X., Liu, W., Fekete, C., Reinhardt, J. D. Epidemiology of spinal cord injury in China: A systematic review of the chinese and english literature. Spinal Cord. 60 (12), 1050-1061 (2022).
  19. Flack, J. A., Sharma, K. D., Xie, J. Y. Delving into the recent advancements of spinal cord injury treatment: a review of recent progress. Neural Regeneration Research. 17 (2), 283-291 (2022).
  20. Khuyagbaatar, B., Kim, K., Kim, Y. H. Conversion Equation between the Drop Height in the New York University Impactor and the Impact Force in the Infinite Horizon Impactor in the Contusion Spinal Cord Injury Model. Journal of Neurotrauma. 32 (24), 1987-1993 (2015).
  21. Alizadeh, A., Dyck, S. M., Karimi-Abdolrezaee, S. Traumatic Spinal Cord Injury: An Overview of Pathophysiology, Models and Acute Injury Mechanisms. Frontiers in Neurology. 10, 282(2019).
  22. Bilgen, M. A new device for experimental modeling of central nervous system injuries. Neurorehabilitation and Neural Repair. 19 (3), 219-226 (2005).
  23. Khan, M., et al. GSNOR and ALDH2 alleviate traumatic spinal cord injury. Brain Research. 1758, 147335(2021).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Model urazu kontuzyjnegordzeń kręgowy myszyskala Basso dla myszytesty behawioralnebarwienie hematoksyliną i eozynąlaserowy czujnik odległościtest rotarodtest CatWalk
Zautomatyzowany impaktor do modelu kontuzyjnego uszkodzenia rdzenia kręgowego u myszy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.