Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Izolacja, hodowla i indukcja adipogenna preadipocytów pochodzących z frakcji zrębu naczyniowego z mysiej tkanki tłuszczowej okołooortalnej

3.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/65703

⸱

21 lipca 2023

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cardiology, Shanghai Chest Hospital, Shanghai Jiao Tong University School of Medicine

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj opisujemy izolację, hodowlę i indukcję adipogenną preadipocytów pochodzących z frakcji naczyniowej zrębu z mysiej tkanki tłuszczowej okołoaortalnej, co pozwala na badanie funkcji okołonaczyniowej tkanki tłuszczowej i jej związku z komórkami naczyniowymi.

Streszczenie

Okołonaczyniowa tkanka tłuszczowa (PVAT) to magazyn tkanki tłuszczowej, który otacza naczynia krwionośne i wykazuje fenotypy białych, beżowych i brązowych adipocytów. Ostatnie odkrycia rzuciły światło na kluczową rolę PVAT w regulacji homeostazy naczyń krwionośnych i udziale w patogenezie chorób sercowo-naczyniowych. Kompleksowe zrozumienie właściwości i regulacji PVAT ma ogromne znaczenie dla rozwoju przyszłych terapii. Pierwotne hodowle adipocytów okołoaortalnych są cenne dla badania funkcji PVAT i wzajemnych oddziaływań między adipocytami okołoaortalnymi a komórkami naczyniowymi. W pracy przedstawiono ekonomiczny i wykonalny protokół izolacji, hodowli i indukcji adipogennej preadipocytów pochodzących z frakcji naczyniowej zrębu z mysiej okołoaortalnej tkanki tłuszczowej, który może być przydatny do modelowania adipogenezy lub lipogenezy in vitro. Protokół przedstawia przetwarzanie tkanek i różnicowanie komórek w celu hodowli adipocytów okołoaortalnych od młodych myszy. Protokół ten będzie stanowił technologiczny kamień węgielny po stronie stanowiska do badania funkcji PVAT.

Wprowadzenie

Okołonaczyniowa tkanka tłuszczowa (PVAT), struktura okołonaczyniowa złożona z mieszaniny dojrzałych adipocytów i zrębowej frakcji naczyniowej (SVF), prawdopodobnie oddziałuje z sąsiednią ścianą naczynia za pośrednictwem swojego sekretomu parakrynealnie1. Jako krytyczny regulator homeostazy naczyń krwionośnych, dysfunkcja PVAT jest zaangażowana w patogenezę chorób sercowo-naczyniowych2,3,4. SVF tkanki adipocytów składa się z kilku oczekiwanych populacji komórek, w tym komórek śródbłonka, komórek odpornościowych, komórek międzybłonia, komórek neuronalnych oraz komórek macierzystych i progenitorowych tkanki tłuszczowej (ASPC)5,6. Powszechnie wiadomo, że ASPC znajdujące się w SVF tkanki tłuszczowej mogą powodować powstawanie dojrzałych adipocytów5. Uważa się, że SVF jest krytycznym źródłem dojrzałych adipocytów w PVAT. Kilka badań wykazało, że PVAT-SVF może różnicować się w dojrzałe adipocyty w określonych warunkach indukcji6,7,8.

Obecnie istnieją dwa systemy izolacji SVF z tkanki tłuszczowej, jeden to trawienie enzymatyczne, a drugi to trawienie nieenzymatyczne9. Metody enzymatyczne zazwyczaj skutkują wyższą wydajnością jądrzastych komórek progenitorowych10. Do tej pory szeroko wykazano korzyści płynące z SVF w promowaniu regeneracji naczyń krwionośnych i neowaskularyzacji w gojeniu się ran, chorobach układu moczowo-płciowego i sercowo-naczyniowego11, zwłaszcza w dermatologii i chirurgii plastycznej12,13. Jednak perspektywy klinicznego zastosowania SVF pochodzącego z PVAT nie zostały dobrze zbadane, co można przypisać brakowi znormalizowanej metody izolacji SVF od PVAT. Celem tego protokołu jest ustanowienie ustandaryzowanego podejścia do izolacji, hodowli i indukcji adipogennej preadipocytów pochodzących z SVF z mysiego PVAT otaczającego aortę piersiową, umożliwiając dalsze badania funkcji PVAT. Protokół ten optymalizuje przetwarzanie tkanek i techniki różnicowania komórek do hodowli adipocytów okołoaortalnych uzyskanych od młodych myszy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Protokoły dla zwierząt zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt w Szpitalu Klatki Piersiowej w Szanghaju, afiliowany przy Shanghai Jiao Tong University School of Medicine (numer zatwierdzenia: KS23010) i były zgodne z odpowiednimi przepisami etycznymi. W tym eksperymencie preferowane są samce i samice myszy C57BL/6 w wieku 4-8 tygodni.

1. Przygotowanie narzędzi chirurgicznych, i pożywek hodowlanych

  1. Autoklaw narzędzi chirurgicznych (np. nożyczek chirurgicznych i standardowych kleszczy) w temperaturze 121 °C przez 30 min. Zdezynfekować narzędzia mikrochirurgiczne 75% alkoholem.
  2. Przygotować sterylną sól fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS) uzupełnioną 1% v/v penicyliny-streptomycyny i kolejne 10 ml PBS uzupełnionej 10% v/v penicyliny-streptomycyny.
    UWAGA: W poniższych sekcjach, jeśli nie jest to wyraźnie wymienione, PBS odnosi się do zwykłego sterylnego PBS.
  3. Przygotować bufor Krebs Ringer HEPES BSA: 1% albumina surowicy bydlęcej (BSA), 20 mM HEPES rozpuszczona w roztworze Krebsa Ringera.
  4. Przygotować świeży roztwór do wytrawiania: kolagenazę typu 1 (1 mg/ml) i dypazę II (4 mg/ml) rozpuszczone w buforze BSA Krebs Ringer. Wysterylizuj roztwór za pomocą filtra 0,2 μm.
  5. Przygotuj 12-dołkową płytkę pokrytą kolagenem.
    1. Rozcieńczyć roztwór kolagenu (1 mg/ml) sterylną wodą dejonizowaną do stężenia 40 μg/ml. Dodać 1 ml rozcieńczonego roztworu kolagenu na powierzchnię każdej studzienki, aby osiągnąć stężenie 6-10 μg/cm2. Inkubować powłokę przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej.
    2. Usuń pozostały roztwór i przepłucz każdą studzienkę 2x 1 ml PBS. Płytkę należy zużyć natychmiast lub wysuszyć ją na powietrzu w okapie z przepływem laminarnym klasy II i przechowywać pokrytą płytkę w temperaturze 2-8 °C. Podczas przechowywania uszczelnij powlekane płyty parafilmem.
  6. Przygotować pożywkę: pożywka Dulbecco's Modified Eagles Medium o wysokiej zawartości glukozy (DMEM), 10% płodowa surowica bydlęca (FBS), 1% v/v penicylina-streptomycyna. Przechowywać w temperaturze 4 °C do 2 tygodni.
  7. Przygotuj pożywkę do indukcji lipogennej: DMEM o wysokiej zawartości glukozy, 10% FBS, 1% v/v penicylina-streptomycyna, 1 nM trójjodotyronina, 1 μM rozyglitazon, 1 μM insuliny, 0,5 mM 3-izobutylo-1-metyloksantyna (IBMX) i 1 μM deksametazon. Przechowywać w temperaturze 4 °C do 2 tygodni.
  8. Przygotuj pożywkę podtrzymującą: DMEM o wysokiej zawartości glukozy, 10% FBS, 1% v/v penicylina-streptomycyna, 1 nM trójjodotyronina, 1 μM rozyglitazon i 1 μM insuliny. Przechowywać w temperaturze 4 °C do 2 tygodni.

2. Wypreparowanie i izolacja okołonaczyniowej tkanki tłuszczowej (PVAT)

  1. Poddaj mysz eutanazji przez zwichnięcie szyjki macicy w znieczuleniu izofluranem 2% lub z przedawkowaniem dwutlenku węgla. Spryskaj 75% alkoholem do dezynfekcji skóry.
  2. Umieść mysz w pozycji leżącej (skierowaną do góry).
  3. Podnieś skórę, wykonaj małe nacięcie i tępo oddziel skórę i mięśnie brzucha nożyczkami chirurgicznymi wzdłuż brzusznej linii środkowej od miednicy do szyi. Odsłoń serce i płuca, przecinając przeponę i żebra po obu stronach linii środkowej.
  4. Ostrożnie usuń wątrobę, śledzionę, jelita i nerki. Unikaj przecinania ściany jelita.
  5. Usuń płuca i przełyk.
  6. Delikatnie unieś serce kleszczami w jednej ręce i oddziel aortę od kręgosłupa nożyczkami chirurgicznymi w drugiej ręce. Następnie umieść serce i aortę na szalce Petriego o średnicy 60 mm z PBS zawierającym 1% v/v penicyliny-streptomycyny.
  7. Usuń kleszczyki mikrochirurgiczne i nożyczki mikrochirurgiczne z alkoholu i spłucz 25 ml PBS, aby usunąć nadmiar alkoholu. Pod mikroskopem stereoskopowym usuń grasicę i inne tkanki z serca i aorty, a następnie usuń serce, pozostawiając aortę z PVAT.
  8. Przenieść aortę z PVAT na czystą szalkę Petriego o średnicy 60 mm z PBS zawierającym 1% v/v penicyliny-streptomycyny.
  9. Użyj kleszczy mikrochirurgicznych, aby usunąć PVAT, przy czym jedna para kleszczy mocuje aortę, a druga ściąga tkankę tłuszczową. Usuń tkankę naczyniową w jak największym stopniu, jednocześnie minimalizując uszkodzenia okołonaczyniowej tkanki tłuszczowej.
  10. Zebrać PVAT otaczający aortę piersiową do probówki mikrowirówkowej o pojemności 2 ml zawierającej DMEM o wysokiej zawartości glukozy uzupełnionej 1% v/v penicyliny-streptomycyny umieszczonej na lodzie.

3. Izolacja frakcji naczyniowej zrębu (SVF)

  1. Pobrane tkanki należy przepłukać kolejno PBS zawierającym 10% v/v penicyliny-streptomycyny i PBS zawierającym 1% v/v penicyliny-streptomycyny.
    UWAGA: Począwszy od tego etapu, wszystkie eksperymenty muszą być przeprowadzane w sterylnych warunkach w okapie z przepływem laminarnym klasy II.
  2. Przenieś tkanki na sterylną szalkę Petriego o średnicy 60 mm, dodaj 200 μl roztworu wytrawiającego i zmiel je na 1 mm3 kawałki za pomocą sterylnych nożyczek.
  3. Przenieść mieszaninę do probówki wirówkowej o pojemności 15 ml za pomocą plastikowej końcówki pipety, której koniec poszerzyć sterylnym cięciem nożycowym, i dodać 6 ml roztworu wytrawiającego, aby rozpocząć reakcję trawienia.
    UWAGA: Jedna reakcja trawienia (3 ml roztworu trawiącego) jest wystarczająca dla magazynów PVAT od sześciu myszy.
  4. Inkubować tkanki w temperaturze 37 °C w inkubatorze z wytrząsarką orbitalną (częstotliwość 150 obr./min dla skutecznego mieszania) przez 30-45 minut. Przywiązać probówki płasko na stojaku, aby probówki drżały poziomo. Energicznie wstrząsaj ręcznie w górę i w dół przez 10 s co 5-10 min.
    UWAGA: Trawienie można przerwać, gdy widoczny jest jednorodny, żółtawy płyn trawienny bez pozostałych fragmentów tkanki.
  5. Przecedzić strawione tkanki przez sitko o wielkości 70 μm do probówki wirówkowej o pojemności 50 ml. Przepłucz sitko komórkowe równą objętością pożywki hodowlanej, aby zmaksymalizować wydajność komórek i zatrzymać trawienie.
  6. Przenieść filtrat do nowej probówki wirówkowej o pojemności 15 ml i odwirować przy stężeniu 1 800 × g przez 10 minut. Odwrócić probówkę, aby odrzucić supernatant i ponownie zawiesić granulki w 5 ml PBS. Wirować przy 1 800 × g przez 5 min.
  7. Odrzucić supernatant przez odwrócenie probówki i ponownie zawiesić osadki w odpowiedniej objętości pożywki hodowlanej.
    UWAGA: Granulki komórek zebrane od każdych sześciu myszy są ponownie zawieszane w 1 ml pożywki hodowlanej i wysiewane do jednego dołka na 12-dołkowej płytce.
  8. Wysiewać komórki na pokrytej kolagenem 12-dołkowej płytce i inkubować w temperaturze 37 °C w wilgotnej atmosferze z 5% CO2 przez noc.
  9. Następnego dnia odessać pożywkę hodowlaną, przemyć komórki wstępnie podgrzanym (37 °C) PBS zawierającym 1% v/v penicyliny-streptomycyny w celu usunięcia resztek komórkowych i czerwonych krwinek, a następnie dodać z powrotem 1 ml świeżej pożywki do każdej studzienki.

4. Adipogenna indukcja preadipocytów pochodzących z SVF z okołoaortalnej tkanki tłuszczowej

  1. Zmieniaj pożywkę hodowlaną co drugi dzień, aż komórki osiągną ~60-70% konfluencji.
    UWAGA: Zwykle potrzeba 3-4 dni, aby komórki osiągnęły 60-70% konfluencji.
  2. Gdy komórki osiągną 60-70% konfluencji, odessać pożywkę hodowlaną i zastąpić ją brązową adipogenną pożywką indukcyjną. Dzień indukcji różnicowania adipogennego należy uznać za dzień 0 różnicowania.
  3. Po 72 godzinach (3 dzień różnicowania) odświeżyć pożywkę pożywką podtrzymującą. Zmieniaj pożywkę podtrzymującą co 2 dni, aż komórki zostaną wykorzystane do eksperymentów.
  4. Przeanalizuj komórki adipogenne w odpowiedni sposób, np. Oil Red O staining14 i western blotting15.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Stosując opisany powyżej protokół, starannie wyizolowaliśmy PVAT otaczającą aortę piersiową myszy (Rycina 1A-D). Po przemyciu i posiekaniu PVAT na małe kawałki za pomocą sterylnych nożyczek (Rycina 1E,F), fragmenty tkanki poddano trawieniu w roztworze zawierającym kolagenazę typu 1 (1 mg/mL) oraz dyspazę II (4 mg/mL), a następnie inkubowano w temperaturze 37 °C na wytrząsarce przez 30-45 min (

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Proponujemy praktyczne i wykonalne podejście do izolacji i indukcji adipogennej preadipocytów pochodzących z SVF z mysiej okołoaortalnej tkanki tłuszczowej. Zaletą tego protokołu jest to, że jest prosty i ekonomiczny. Odpowiednia liczba myszy ma kluczowe znaczenie dla udanej izolacji, ponieważ niewystarczająca ilość tkanki może skutkować niską gęstością SVF i słabym stanem wzrostu, co ostatecznie wpływa na wydajność lipogenną. Ponadto wiek myszy jest ważnym czynnikiem, który należy wziąć pod uwagę, ponieważ potencjał adi...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają żadnych konfliktów interesów, finansowych lub innych, do zadeklarowania.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (82130012 i 81830010) oraz projekty Nurture dotyczące badań podstawowych w Szpitalu Klatki Piersiowej w Szanghaju (numer grantu: 2022YNJCQ03).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,2 μ m filtry strzykawkowePALL4612
płytka 12-dołkowa Labselect11210
15 ml probówka wirówkowaLabserv310109003
3,3',5-trijodo-L-tyronina (T3)Sigma-AldrichT-28771 nM
50 mL probówka wirówkowaLabselectCT-002-50A
antyadiponektynaAbcamab225541:1,000 stężenie robocze
anty-COX IVCST48501:1,000 stężenie robocze
anty-FABP4CST21201:1,000 stężenie robocze
anty-PGC1 i alfa;Abcamab1918381:1,000 stężenie robocze
anty-PPARγInvitrogenMA5-148891:1,000 stężenie robocze
anty-UCP1Abcamab109831:1,000 stężenie robocze
anty-&alfa;-aktyninaCST64871:1,000 stężenie robocze
BSABeyotimeST023-200g1%
C57BL/6 myszy w wieku 4-8 tygodni obu płciShanghai Model Organisms Center, Inc.
Sitko do komórek 70 i mikro; m, nylonFalcon352350
Kolagen ze skóry cielęcejSigma-AldrichC8919
Kolagenaza, typ 1WorthingtonLS0041961 mg / ml
DeksametazonSigma-AldrichD17561 μ M
Dispase IISigma-AldrichD4693-1G4 mg/ml
Surowica bydlęca płodu Gibco16000-04410%
HEPESSigma-AldrichH4034-25G20 mM
HyklonDMEM o wysokiej zawartości glukozySH30022.01
IBMX Sigma-AldrichI70180,5 mM
z wytrząsarką orbitalnąShanghai longyue Instrument Eruipment Co., Ltd.LYZ-103B
Insulina (bydlęca) Sigma-Aldrich11070-73-81 μ M
IzofluranRWDR510-22-10
Roztwór Krebsa-RingeraPricella PB180347chronić przed światłem 
Kleszcze mikrochirurgiczneBeyotimeFS233
Nożyczki mikrochirurgiczneBeyotimeFS217
Olej Czerwony O Sangon Biotech (Shanghai) Co., LtdA600395-0050
PBS (sól fizjologiczna buforowana fosforanami)Sangon Biotech (Shanghai) Co., LtdB548117-0500
Penicylina-StreptomycynaGibco15140122
Peroksydaza AffiniPure Goat Anti-Mouse IgG (H+L)Jackson ImmunoResearch 115-035-1461:5 000 stężenie robocze
Peroksydaza AffiniPure Goat Anti-Rabbit IgG (H+L)Jackson ImmunoResearch 111-035-1441:5 000 stężenie robocze
RosiglitazoneSigma-AldrichR24081 μ M
Standardowe kleszczeBeyotimeFS225
Nożyczki chirurgiczneBeyotimeFS001
Inkubator

Bibliografia

  1. Akoumianakis, I., Antoniades, C. The interplay between adipose tissue and the cardiovascular system: is fat always bad. Cardiovascular Research. 113 (9), 999-1008 (2017).
  2. Huang, C. L., et al. Thoracic perivascular adipose tissue inhibits VSMC apoptosis and aortic aneurysm formation in mice via the secretome of browning adipocytes. Acta Pharmacologica Sinica. 44 (2), 345-355 (2023).
  3. Xia, N., Li, H. The role of perivascular adipose tissue in obesity-induced vascular dysfunction. British Journal of Pharmacology. 174 (20), 3425-3442 (2017).
  4. Brown, N. K., et al. Perivascular adipose tissue in vascular function and disease: a review of current research and animal models. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 34 (8), 1621-1630 (2014).
  5. Ferrero, R., Rainer, P., Deplancke, B. Toward a consensus view of mammalian adipocyte stem and progenitor cell heterogeneity. Trends in Cell Biology. 30 (12), 937-950 (2020).
  6. Angueira, A. R., et al. Defining the lineage of thermogenic perivascular adipose tissue. Nature Metabolism. 3 (4), 469-484 (2021).
  7. Boucher, J. M., et al. Rab27a regulates human perivascular adipose progenitor cell differentiation. Cardiovascular Drugs and Therapy. 32 (5), 519-530 (2018).
  8. Saxton, S. N., Withers, S. B., Heagerty, A. M. Emerging roles of sympathetic nerves and inflammation in perivascular adipose tissue. Cardiovascular Drugs and Therapy. 33 (2), 245-259 (2019).
  9. Ferroni, L., De Francesco, F., Pinton, P., Gardin, C., Zavan, B. Methods to isolate adipose tissue-derived stem cells. Methods in Cell Biology. 171, 215-228 (2022).
  10. Senesi, L., et al. Mechanical and enzymatic procedures to isolate the stromal vascular fraction from adipose tissue: preliminary results. Frontiers in Cell and Developmental Biology. 7, 88(2019).
  11. Andia, I., Maffulli, N., Burgos-Alonso, N. Stromal vascular fraction technologies and clinical applications. Expert Opinion on Biological Therapy. 19 (12), 1289-1305 (2019).
  12. Suh, A., et al. Adipose-derived cellular and cell-derived regenerative therapies in dermatology and aesthetic rejuvenation. Ageing Research Reviews. 54, 100933(2019).
  13. Bellei, B., Migliano, E., Picardo, M. Therapeutic potential of adipose tissue-derivatives in modern dermatology. Experimental Dermatology. 31 (12), 1837-1852 (2022).
  14. Kraus, N. A., et al. Quantitative assessment of adipocyte differentiation in cell culture. Adipocyte. 5 (4), 351-358 (2016).
  15. Figueroa, A. M., Stolzenbach, F., Tapia, P., Cortés, V. Differentiation and imaging of brown adipocytes from the stromal vascular fraction of interscapular adipose tissue from newborn mice. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (192), (2023).
  16. Ma, Y., et al. Methotrexate improves perivascular adipose tissue/endothelial dysfunction via activation of AMPK/eNOS pathway. Molecular Medicine Reports. 15 (4), 2353-2359 (2017).
  17. Li, X., Ballantyne, L. L., Yu, Y., Funk, C. D. Perivascular adipose tissue-derived extracellular vesicle miR-221-3p mediates vascular remodeling. FASEB Journal. 33 (11), 12704-12722 (2019).
  18. Ruan, C. C., et al. Perivascular adipose tissue-derived complement 3 is required for adventitial fibroblast functions and adventitial remodeling in deoxycorticosterone acetate-salt hypertensive rats. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 30 (12), 2568-2574 (2010).
  19. Adachi, Y., et al. Beiging of perivascular adipose tissue regulates its inflammation and vascular remodeling. Nature Communications. 13 (1), 5117(2022).
  20. Ye, M., et al. Developmental and functional characteristics of the thoracic aorta perivascular adipocyte. Cellular and Molecular Life Sciences. 76 (4), 777-789 (2019).
  21. Stanek, A., Brożyna-Tkaczyk, K., Myśliński, W. The role of obesity-induced perivascular adipose tissue (PVAT) dysfunction in vascular homeostasis. Nutrients. 13 (11), 3843(2021).
  22. Queiroz, M., Sena, C. M. Perivascular adipose tissue in age-related vascular disease. Ageing Research Reviews. 59, 101040(2020).
  23. Fitzgibbons, T. P., et al. Similarity of mouse perivascular and brown adipose tissues and their resistance to diet-induced inflammation. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 301 (4), H1425-H1437 (2011).
  24. Chang, L., et al. Loss of perivascular adipose tissue on peroxisome proliferator-activated receptor-γ deletion in smooth muscle cells impairs intravascular thermoregulation and enhances atherosclerosis. Circulation. 126 (9), 1067-1078 (2012).
  25. Piacentini, L., et al. Genome-wide expression profiling unveils autoimmune response signatures in the perivascular adipose tissue of abdominal aortic aneurysm. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 39 (2), 237-249 (2019).
  26. Wang, Z., et al. RNA sequencing reveals perivascular adipose tissue plasticity in response to angiotensin II. Pharmacological Research. 178, 106183(2022).
  27. Shi, K., et al. Ascending aortic perivascular adipose tissue inflammation associates with aortic valve disease. Journal of Cardiology. 80 (3), 240-248 (2022).
  28. Fu, M., et al. Neural crest cells differentiate into brown adipocytes and contribute to periaortic arch adipose tissue formation. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 39 (8), 1629-1644 (2019).
  29. Gil-Ortega, M., Somoza, B., Huang, Y., Gollasch, M., Fernández-Alfonso, M. S. Regional differences in perivascular adipose tissue impacting vascular homeostasis. Trends in Endocrinology & Metabolism. 26 (7), 367-375 (2015).
  30. Bar, A., et al. In vivo magnetic resonance imaging-based detection of heterogeneous endothelial response in thoracic and abdominal aorta to short-term high-fat diet ascribed to differences in perivascular adipose tissue in mice. Journal of the American Heart Association. 9 (21), e016929(2020).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Tkanka tłuszczowa okołonaczyniowaizolacja preadipocytówPVAT myszytrawienie tkanekhodowla komórkowapłytka pokryta kolagenemróżnicowanie komórekhomeostaza naczyniowa
Izolacja, hodowla i indukcja adipogenna preadipocytów pochodzących z frakcji zrębu naczyniowego z mysiej tkanki tłuszczowej okołooortalnej
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.