Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Połączenie mechanicznie izolowanej frakcji zrębu naczyniowego i hydrożelu fibrynowego: protokół przetwarzania

1.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/65860

⸱

17 listopada 2023

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Surgery, Triemli City Hospital Zurich, 2Department of Plastic Surgery and Hand Surgery, University Hospital Zurich, University of Zurich, 3Institute for Human Tissue Restoration, Department of Plastic and Reconstructive Surgery, Yonsei University College of Medicine

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Mechanicznie izolowana frakcja naczyniowa zrębu (SVF) w połączeniu z hydrożelem fibrynowym oferuje łatwy i skuteczny nośnik dla żywotnych komórek zrębowych pochodzących z tkanki tłuszczowej dla różnych wskazań, w tym inżynierii tkankowej i/lub gojenia się ran. W tym miejscu przedstawiamy przygotowanie mechanicznego konstruktu hydrożelowego SVF (mSVF)-fibryna do badań translacyjnych i zastosowań klinicznych.

Streszczenie

Potencjał regeneracyjny komórek zrębowych pochodzących z tkanki tłuszczowej (ASC) zyskał znaczną uwagę w badaniach regeneracyjnych i translacyjnych. W przeszłości ekstrakcja tych komórek z tkanki tłuszczowej wymagała wieloetapowego procesu opartego na enzymach, w wyniku którego powstała heterogeniczna mieszanka komórek składająca się z ACS i innych komórek, które są wspólnie nazywane frakcją naczyniową zrębu (SVF). Niedawno wprowadzone protokoły izolacji mechanicznej SVF (mSVF) są mniej czasochłonne i omijają problemy regulacyjne. Niedawno zaproponowaliśmy protokół, który generuje mSVF bogaty w komórki zrębu w oparciu o połączenie emulgacji i wirowania. Jednym z aktualnych problemów w zastosowaniu mSVF do leczenia ran jest brak rusztowania zapewniającego ochronę przed mechaniczną manipulacją i wysuszeniem. W przeszłości wykazano, że hydrożele fibrynowe są użytecznym dodatkiem w przenoszeniu komórek do celów gojenia się ran. W niniejszej pracy nakreślamy etapy przygotowania konstruktu hydrożelu mSVF-fibryna jako nowatorskie podejście do badań translacyjnych i zastosowań klinicznych.

Wprowadzenie

W ciągu ostatnich kilku lat, regeneracyjna chirurgia plastyczna pojawiła się jako dodatkowy filar chirurgii plastycznej1. Regeneracyjna chirurgia plastyczna ma na celu odbudowę uszkodzonej tkanki poprzez transfer rozpuszczalnych czynników, komórek i tkanek pobranych od pacjenta w celu wspomagania odbudowy tkanek w minimalnie inwazyjny sposób2. Komórki macierzyste pochodzące z tkanki tłuszczowej (ASC) zyskały uwagę ze względu na ich zdolność do różnicowania się w wiele linii mezenchymalnych, co czyni je obiecującym kandydatem do badań nad medycyną regeneracyjną3. Ich profil cytokin wykazuje działanie angiogenne, immunosupresyjne i antyoksydacyjne4.

Tradycyjnie, ASC zostały wyizolowane z tkanki tłuszczowej za pomocą podejścia enzymatycznego z kolagenazą, co dało frakcję naczyniową zrębu (SVF), która następnie została wyhodowana w celu uzyskania ASC. Te technologie laboratoryjne są kosztowne, czasochłonne i, co ważne, podlegają ścisłym ograniczeniom regulacyjnym, co komplikuje tłumaczenie kliniczne5,6,7. W przeciwieństwie do tego, protokoły mechanicznie izolowanej frakcji zrębowej (mSVF) oferują korzyści kliniczne nie tylko w postaci ominięcia problemów regulacyjnych, ale także zminimalizowania ryzyka zanieczyszczenia8,9.

Opisano liczne protokoły mechanicznego izolowania SVF10. Spośród nich najwięcej uwagi wśród chirurgów regeneracyjnych zyskał protokół zmiany opublikowany przez Tonnarda i wsp., 11. Tłuszcz zebrany za pomocą standardowych procedur liposukcji, znanych jako lipoaaspiraty, może być przenoszony między dwiema ręcznymi strzykawkami podłączonymi do urządzenia łączącego, w wyniku czego powstaje płynna postać określana jako nanotłuszcz. Oczywiste korzyści płynące z tych protokołów izolacji mSVF obejmują skrócony czas przetwarzania, minimalne ryzyko zanieczyszczenia, ponieważ cała procedura odbywa się w dobrze kontrolowanym środowisku, oraz możliwe natychmiastowe tłumaczenie kliniczne12.

Dowody przedkliniczne i kliniczne wskazują, że właściwości mSVF, w tym żywotność komórek i właściwości gojenia się ran, są porównywalne ze standardowymi metodami izolacji enzymatycznej12. Potencjał mSVF w promowaniu gojenia się ran w modelach szczurzych i mysich został potwierdzony w badaniach in vivo przez Chen et al. i Sun et al.13,14. Brakuje jednak dostępnych danych dotyczących gojenia się ran w warunkach klinicznych. Obiecujące wyniki uzyskano, gdy grupa badawcza przeprowadziła autologiczny przeszczep tłuszczu u 83-letniego pacjenta, który miał ranę z odsłoniętym implantem w otwartym złamaniu kończyny dolnej15. Ponadto Lu i wsp. przeprowadzili porównanie między mSVF a terapią ran podciśnieniowych w kohorcie 20 pacjentów z ranami przewlekłymi16. Ich odkrycia wykazały, że leczenie mSVF skutkowało szybszym tempem gojenia się ran w porównaniu z terapią ran pod ujemnym ciśnieniem16. W obu wymienionych badaniach wstrzykiwano mSVF samodzielnie lub w połączeniu z żelem w docelowy obszar rany15,16.

W rzeczywistym scenariuszu, kliniczne zastosowanie mSVF jest ograniczone ze względu na nieprzewidywalne tempo wchłaniania w miejscach biorczych17,18. Rusztowania obiecują remedium na ten problem, ponieważ pomagają w utrzymaniu komórek, unaczynieniu i integracji z otaczającą tkanką19,20,21. Hydrożele fibrynowe są powszechnie stosowanym, zatwierdzonym przez FDA narzędziem stosowanym w dyscyplinach chirurgicznych i wykazano, że są skutecznym nośnikiem mSVF19. Żel fibrynowy jest materiałem biopolimerowym, który ma kilka zalet w funkcjonowaniu jako nośnik komórek: wykazuje doskonałą biokompatybilność, wspomaga przyłączanie komórek i jest zdolny do kontrolowanej degradacji22,24,25. Dodatkowo wykazuje minimalną reakcję zapalną i reakcję ciała obcego i jest łatwo wchłaniany podczas naturalnego przebiegu gojenia się ran22. Wierzymy, że wspomniane różnorodne zdolności regeneracyjne komórek mSVF oraz korzystne połączenie z hydrożelem fibrynowym może zapewnić innowacyjne podejście do usprawnienia procesów gojenia się ran. Ogólnie rzecz biorąc, podejście to pozwala na skuteczne miejscowe dostarczanie żywotnych komórek mSVF. Przedstawiamy protokół, który łączy mSVF z hydrożelem fibrynowym przeznaczonym do stosowania w celu gojenia ran.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

To badanie zostało przeprowadzone zgodnie z Deklaracją Helsińską. Wszyscy dorośli dawcy wyrazili pisemną świadomą zgodę na dalsze wykorzystanie pobranych próbek tkanek. Protokół jest zgodny z wytycznymi komisji etycznej ds. badań na ludziach naszej instytucji.

1. Pobieranie tkanki tłuszczowej

  1. Zbierz tkankę tłuszczową, wykonując standardową liposukcję w konwencjonalnej technice zbierania tłuszczu opisanej w poprzednich publikacjach26,27. Upewnij się, że używasz roztworu tumescencyjnego, który składa się ze zwykłego mleczanu Ringera i epinefryny w stosunku 1: 200 000.
  2. Wykonaj liposukcję za pomocą kaniuli aspiracyjnej 4 mm, pod wpływem podciśnienia i wibracji, do sterylnego worka. Zebrany tłuszcz należy natychmiast przenieść do laboratorium.

2. Izolacja mSVF

  1. Wykonaj następujące czynności (sekcje 2 i 3) w okapie do hodowli komórkowych, aby zapewnić aseptyczne miejsce pracy. Noś zwykły fartuch laboratoryjny i rękawice, aby zapewnić poziom bezpieczeństwa biologicznego 2.
  2. Przygotuj pożywkę hodowlaną: Uzupełnij 500 ml zmodyfikowanego podłoża Dulbecco's Modified Eagles's Medium (DMEM) o wysokiej zawartości glukozy z 50 ml płodowej surowicy bydlęcej (FBS), 5 ml penicyliny-streptomycyny.
  3. Przenieść lipoaspirat do probówki wirówkowej o pojemności 50 ml.
  4. Przenieść lipoaspirat do sterylnej strzykawki Luer-lock o pojemności 20 ml i założyć łącznik 1,4 mm. Upewnić się, że wewnątrz strzykawki nie znajduje się powietrze.
  5. Podłącz drugą strzykawkę Luer-lock o pojemności 20 ml do przeciwległej strony złącza 1,4 mm.
  6. Przepchnij tkankę tłuszczową z jednej strzykawki do drugiej, w sumie 30 razy.
  7. Przenieść zemulgowany tłuszcz do świeżej probówki wirówkowej o pojemności 50 ml.
  8. Odwirować zemulgowany tłuszcz w stężeniu 500 x g przez 10 min.
  9. Po odwirowaniu wyrzuć tłustą warstwę wierzchnią. Następnie zbierz centralnie oczyszczoną warstwę mSV. Przenieś go do świeżej probówki wirówkowej o pojemności 50 ml i odrzuć fazę wodną.
  10. Napełnić probówkę wirówkową pożywką hodowlaną (od kroku 2.2) do oznaczenia 40 ml.
  11. Umieścić probówkę wirówkową w wirówce i ponownie wirować przy 500 x g przez 5 minut.
  12. Zebrać powstałą warstwę mSVF i przenieść ją do nowej probówki wirówkowej o pojemności 50 ml.

3. Produkcja hydrożelu mSVF-fibryna

  1. Połącz 100 μl mSVF z 10 μl trombiny (100 U/ml), 10 μl CaCl2 (80 mM) i 70 μl kwasu traneksamowego (100 mg/ml) w sterylnej probówce o pojemności 1,5 ml.
  2. Za pomocą świeżej końcówki pipety dodaj 10 μl fibrynogenu (100 mg/ml) jako ostatni składnik, na krótko przed aplikacją. Należy pamiętać, że polimeryzację hydrożelową obserwuje się w ciągu około 10-30 s.
  3. W przypadku stosowania klinicznego należy wykonać ten ostatni krok na krótko przed podaniem miejscowym, najlepiej przy łóżku pacjenta. Do celów analitycznych przenieść do płytki 12-dołkowej przez pipetowanie.

4. Test żywotności i histologia

  1. Odpipetować 200 μl mieszaniny mSVF-hydrożel z kroku 3.3 do jednego dołka na płytce 12-dołkowej.
  2. Pobrać pipetą 100 μl próbki pobranej z kolekcji mSVF (krok 2.12) do jednego dołka jako kontrola pozytywna.
  3. Odpipetować 200 μl hydrożelu fibrynowego tylko do jednego dołka jako kontrola ujemna.
  4. Umieścić 12-dołkową płytkę w zwykłym inkubatorze w temperaturze 37 °C i 5% CO2 na 30 minut.
  5. Po tym czasie dodaj 1 ml rezazuryny (błękit alamarowy o stężeniu 10%, rozcieńczony w pożywce hodowlanej) do każdej studzienki.
  6. Po dodaniu inkubować 12-dołkową płytkę w temperaturze 37 °C i 5% CO2 przez 24 godziny.
  7. Po 24 godzinach zmierzyć pierwszą intensywność fluorescencji za pomocą wielomodowego czytnika mikropłytek do obrazowania komórek przy użyciu długości fali wzbudzenia 555 nm i długości fali emisji 596 nm.
  8. Wykonaj kolejne pomiary intensywności fluorescencji w dniach 3 i 7.
  9. Jeśli konieczna jest ocena histologiczna, należy przerwać eksperyment w dniach 1, 3 i 7 i utrwalić hydrożel fibrynowy w 4% paraformaldehydzie w temperaturze 4 °C przez 24 godziny. Po utrwaleniu dodać 1% soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS) i przechowywać w temperaturze 4 °C.
  10. Zanurz hydrożele w związku o optymalnej temperaturze cięcia (OCT) i pokrój zamrożone bloki o grubości 10 μm za pomocą kriostatu. Wybarwić skrawki roztworem hematoksyliny i eozyny (H&E) zgodnie ze standardowymi protokołami28.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Test rezazurynowy
W pierwszej kolejności zbadano żywotność komórek mSVF in vitro. W tym celu przeprowadzono test żywotności komórek z użyciem rezazuryny w dniach 0, 3 i 7. Żywotność komórek w dniach 0, 3 i 7 dla łącznie czterech próbek przedstawiono na Rysunku 1. Wartości z dnia 0 posłużyły jako punkt odniesienia i zostały przyjęte jako 100%. W dniu 3 w kontroli pozytywnej (mSVF) odnotowano niewielki spadek do 78,92% (± 5,33%), podczas gdy kombinacja mSVF-hydroż...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Mechaniczna izolacja SVF stanowi elegancką alternatywę dla tradycyjnego podejścia enzymatycznego i oferuje szeroki dostęp do zastosowań klinicznych29. W rzeczywistości mSVF, jak zaproponowano w niniejszym manuskrypcie, jest już w użyciu klinicznym w leczeniu blizn w tkankach miękkich lub jako środek wspomagający zabiegi kosmetyczne30. Przedstawiony tutaj protokół zapewnia prostą metodę skutecznego miejscowego dostarczania żywotnych komórek mSVF. Podczas gdy kontrola pozytyw...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Bong-Sung Kim jest wspierany przez Niemiecką Fundację Badawczą (KI 1973/2-1) oraz Fundację Novartis na rzecz Badań Medyczno-Biologicznych (#22A046).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
12-dołkowapłytka Sarstedt83.3921
4&,6-diamidino-2-fenyloindol (DAPI)BiochemicaA1001.0010
50 mL-Falcon352070
Ręczniki chłonne, dwupakFału89701
Alamar niebieski 25 mlAlbumina InvitrogenDAL1025
bydlęca (BSA)VWR0332-500G
Cytacja Biotek 5 Wielomodowy czytnik mikropłytek do obrazowania komórekAgilent
CaCl2 Sigma-AldrichC5670-500G
CryostatMicrotome
DMEM z 4,5 g / L glukozy, z L-glutaminą, z pirogronianem soduVWR392-0416
DPBSGibco14190-144
EpinephrinSigma-AldrichE4250
Płodowa surowica bydlęcaBiowestS181H-500
Fibrynogen Osocze ludzkie 100 mgSigma-Aldrich341576-100MG
FormalinaFisher ScientificSF100-4
Formalina 4%Formafix1308069
FSC 22-Einbettmedium, blauBiosystems3801481S
Hematoksylina & Roztwór eozynySigma-AldrichH3136 / HT110132
Dzwonek z mleczanami" s Roztwór 1000 mlB BraunR5410-01
Kaniula Mercedes 4mmMicroAirePAL-R404LL
NaCl 0,9%Bbraun570160
OCT Matryca do zatapiania 125 mlCellPathKMA-0100-00A
ParaformaldehydFisher Scientific10342243
PBS 1%Sigma-AldrichP4474
PenStrepSigma-AldrichP4333-100ML
Petridish 150mmSarstedt83.1803
Phalloidin-iFluor 488 OdczynnikAbcamab176753
Sterylna strzykawka 20 ml LuerHENKE-JECT5200-000V0
Sterylna strzykawka 30 ml Luer-LockBD10521
Trombina z ludzkiego osoczaSigma-AldrichT6884-100UN
Kwas traneksamowyOrpha Swiss6837093
Tulipfilter 1.2Lencion ChirurgicznyATLLLL
Tulipanowiec 1.4Lencion ChirurgicznyATLLLL
,  

Bibliografia

  1. Daar, A. S., Greenwood, H. L. A proposed definition of regenerative medicine. J Tissue Eng Regen Med. 1 (3), 179-184 (2007).
  2. Machens, H. G., Mailänder, P. Regenerative medicine and plastic surgery. Chirurg. 76 (5), 474-480 (2005).
  3. Zuk, P. A., et al. Multilineage cells from human adipose tissue: implications for cell-based therapies. Tissue Eng. 7 (2), 211-228 (2001).
  4. Hassan, W. U., Greiser, U., Wang, W. Role of adipose-derived stem cells in wound healing. Wound Repair Regen. 22 (3), 313-325 (2014).
  5. Gir, P., Oni, G., Brown, S. A., Mojallal, A., Rohrich, R. J. Human adipose stem cells: current clinical applications. Plast Reconstr Surg. 129 (6), 1277-1290 (2012).
  6. Dominici, M., et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy. 8 (4), 315-317 (2006).
  7. Raposio, E., Ciliberti, R. Clinical use of adipose-derived stem cells: European legislative issues. Ann Med Surg (Lond). 24, 61-64 (2017).
  8. Condé-Green, A., et al. Shift toward mechanical isolation of adipose-derived stromal vascular fraction: Review of upcoming techniques. Plast Reconstr Surg Glob Open. 4 (9), e1017(2016).
  9. Dykstra, J. A., et al. Concise review: Fat and furious: Harnessing the full potential of adipose-derived stromal vascular fraction. Stem Cells Transl Med. 6 (4), 1096-1108 (2017).
  10. Aronowitz, J. A., Lockhart, R. A., Hakakian, C. S. Mechanical versus enzymatic isolation of stromal vascular fraction cells from adipose tissue. Springerplus. 4, 713(2015).
  11. Tonnard, P., et al. Nanofat grafting: basic research and clinical applications. Plast Reconstr Surg. 132 (4), 1017-1026 (2013).
  12. Tiryaki, K. T., Cohen, S., Kocak, P., Canikyan Turkay, S., Hewett, S. In-vitro comparative examination of the effect of stromal vascular fraction isolated by mechanical and enzymatic methods on wound healing. Aesthet Surg J. 40 (11), 1232-1240 (2020).
  13. Sun, M., et al. Adipose extracellular matrix/stromal vascular fraction gel secretes angiogenic factors and enhances skin wound healing in a murine model. Biomed Res Int. 2017, 3105780(2017).
  14. Chen, L., et al. Autologous nanofat transplantation accelerates foot wound healing in diabetic rats. Regen Med. 14 (3), 231-241 (2019).
  15. Lin, Y. N., et al. Fat grafting for resurfacing an exposed implant in lower extremity: A case report. Medicine (Baltimore). 96 (48), e8901(2017).
  16. Deng, C., Wang, L., Feng, J., Lu, F. Treatment of human chronic wounds with autologous extracellular matrix/stromal vascular fraction gel: A STROBE-compliant study. Medicine (Baltimore). 97 (32), e11667(2018).
  17. Chung, M. T., et al. Micro-computed tomography evaluation of human fat grafts in nude mice. Tissue Eng Part C Methods. 19 (3), 227-232 (2013).
  18. Gonzalez, A. M., Lobocki, C., Kelly, C. P., Jackson, I. T. An alternative method for harvest and processing fat grafts: an in vitro study of cell viability and survival. Plast Reconstr Surg. 120 (1), 285-294 (2007).
  19. Kim, B. S., et al. In vivo evaluation of mechanically processed stromal vascular fraction in a chamber vascularized by an arteriovenous shunt. Pharmaceutics. 14 (2), 417(2022).
  20. Dryden, G. W., Boland, E., Yajnik, V., Williams, S. Comparison of stromal vascular fraction with or without a novel bioscaffold to fibrin glue in a porcine model of mechanically induced anorectal fistula. Inflamm Bowel Dis. 23 (11), 1962-1971 (2017).
  21. Mahoney, C. M., Imbarlina, C., Yates, C. C., Marra, K. G. Current therapeutic strategies for adipose tissue defects/repair using engineered biomaterials and biomolecule formulations. Front Pharmacol. 9, 507(2018).
  22. Li, Y., Meng, H., Liu, Y., Lee, B. P. Fibrin gel as an injectable biodegradable scaffold and cell carrier for tissue engineering. ScientificWorldJournal. 2015, 685690(2015).
  23. Malafaya, P. B., Silva, G. A., Reis, R. L. Natural-origin polymers as carriers and scaffolds for biomolecules and cell delivery in tissue engineering applications. Adv Drug Deliv Rev. 59 (4-5), 207-233 (2007).
  24. Jackson, M. R. Fibrin sealants in surgical practice: An overview. Am J Surg. 182 (2 Suppl), 1s-7s (2001).
  25. Swartz, D. D., Russell, J. A., Andreadis, S. T. Engineering of fibrin-based functional and implantable small-diameter blood vessels. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 288 (3), H1451-H1460 (2005).
  26. Alharbi, Z., et al. Conventional vs. micro-fat harvesting: how fat harvesting technique affects tissue-engineering approaches using adipose tissue-derived stem/stromal cells. J Plast Reconstr Aesthet Surg. 66 (9), 1271-1278 (2013).
  27. Coleman, S. R. Structural fat grafts: the ideal filler. Clin Plast Surg. 28 (1), 111-119 (2001).
  28. Feldman, A. T., Wolfe, D. Tissue processing and hematoxylin and eosin staining. Methods Mol Biol. 1180, 31-43 (2014).
  29. Raposio, E., Bertozzi, N. How to isolate a ready-to-use adipose-derived stem cells pellet for clinical application. Eur Rev Med Pharmacol Sci. 21 (18), 4252-4260 (2017).
  30. Pallua, N., Kim, B. S. Microfat and lipoconcentrate for the treatment of facial scars. Clin Plast Surg. 47 (1), 139-145 (2020).
  31. Pallua, N., Grasys, J., Kim, B. S. Enhancement of progenitor cells by two-step centrifugation of emulsified lipoaspirates. Plast Reconstr Surg. 142 (1), 99-109 (2018).
  32. Lehnhardt, M., et al. Major and lethal complications of liposuction: a review of 72 cases in Germany between 1998 and 2002. Plast Reconstr Surg. 121 (6), 396e-403e (2008).
  33. Shoshani, O., et al. The effect of lidocaine and adrenaline on the viability of injected adipose tissue--an experimental study in nude mice. J Drugs Dermatol. 4 (3), 311-316 (2005).
  34. Girard, A. C., et al. New insights into lidocaine and adrenaline effects on human adipose stem cells. Aesthetic Plast Surg. 37 (1), 144-152 (2013).
  35. Grambow, F., et al. The impact of lidocaine on adipose-derived stem cells in human adipose tissue harvested by liposuction and used for lipotransfer. Int J Mol Sci. 21 (8), 2869(2020).
  36. Xiao, S., et al. Mechanical micronization of lipoaspirates combined with fractional CO2 laser for the treatment of hypertrophic scars. Plast Reconstr Surg. 151 (3), 549-559 (2023).
  37. Zhang, J., et al. Adipose tissue-derived pericytes for cartilage tissue engineering. Curr Stem Cell Res Ther. 12 (6), 513-521 (2017).
  38. Yao, Y., et al. Adipose extracellular matrix/stromal vascular fraction gel: A novel adipose tissue-derived injectable for stem cell therapy. Plast Reconstr Surg. 139 (4), 867-879 (2017).
  39. Williams, S. K., Touroo, J. S., Church, K. H., Hoying, J. B. Encapsulation of adipose stromal vascular fraction cells in alginate hydrogel spheroids using a direct-write three-dimensional printing system. Biores Open Access. 2 (6), 448-454 (2013).
  40. Denost, Q., et al. Colorectal wall regeneration resulting from the association of chitosan hydrogel and stromal vascular fraction from adipose tissue. J Biomed Mater Res A. 106 (2), 460-467 (2018).
  41. Nilforoushzadeh, M. A., et al. Engineered skin graft with stromal vascular fraction cells encapsulated in fibrin-collagen hydrogel: A clinical study for diabetic wound healing. J Tissue Eng Regen Med. 14 (3), 424-440 (2020).
  42. Lin, S. D., et al. Injected implant of uncultured stromal vascular fraction loaded onto a collagen gel: In vivo study of adipogenesis and long-term outcomes. Ann Plast Surg. 76 (Suppl 1), S108-S116 (2016).
  43. Lv, X., et al. Comparative efficacy of autologous stromal vascular fraction and autologous adipose-derived mesenchymal stem cells combined with hyaluronic acid for the treatment of sheep osteoarthritis. Cell Transplant. 27 (7), 1111-1125 (2018).
  44. de Boer, M. T., Boonstra, E. A., Lisman, T., Porte, R. J. Role of fibrin sealants in liver surgery. Dig Surg. 29 (1), 54-61 (2012).
  45. Fuller, C. Reduction of intraoperative air leaks with Progel in pulmonary resection: a comprehensive review. J Cardiothorac Surg. 8, 90(2013).
  46. Ratnalingam, V., Eu, A. L., Ng, G. L., Taharin, R., John, E. Fibrin adhesive is better than sutures in pterygium surgery. Cornea. 29 (5), 485-489 (2010).
  47. Sierra, D. H. Fibrin sealant adhesive systems: a review of their chemistry, material properties and clinical applications. J Biomater Appl. 7 (4), 309-352 (1993).
  48. Rampersad, S. N. Multiple applications of Alamar Blue as an indicator of metabolic function and cellular health in cell viability bioassays. Sensors (Basel). 12 (9), 12347-12360 (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Izolacja mechanicznatkanka t uszczowagojenie ranprotok emulgacjimetoda wirowaniatest rezazurynowyywotno kom rekanaliza histologiczna
Połączenie mechanicznie izolowanej frakcji zrębu naczyniowego i hydrożelu fibrynowego: protokół przetwarzania
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.