Artykuł metodologiczny

Elektrodeformacja z modulacją amplitudy do oceny zmęczenia mechanicznego komórek biologicznych

DOI:

10.3791/65897

⸱

13 października 2023

 ,  ,  , 
1Department of Ocean and Mechanical Engineering, Florida Atlantic University, 2Center for SMART Health, Florida Atlantic University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Prezentowany tutaj jest protokół do badania zmęczenia mechanicznego w przypadku ludzkich czerwonych krwinek przy użyciu metody elektrodeformacji modulowanej amplitudą. To ogólne podejście można wykorzystać do pomiaru systematycznych zmian w cechach morfologicznych i biomechanicznych komórek biologicznych w zawiesinie od cyklicznej deformacji.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Czerwone krwinki (RBC) są znane ze swojej niezwykłej odkształcalności. Wielokrotnie ulegają one znacznemu odkształceniu podczas przechodzenia przez mikrokrążenie. Zmniejszona odkształcalność jest obserwowana w fizjologicznie starzejących się erytrocytach. Istniejące techniki pomiaru odkształcalności komórek nie mogą być łatwo wykorzystane do pomiaru zmęczenia, stopniowej degradacji błon komórkowych spowodowanej cyklicznymi obciążeniami. Przedstawiamy protokół oceny degradacji mechanicznej w krwinkach czerwonych od cyklicznych naprężeń ścinających przy użyciu elektrodeformacji opartej na modulacji przesunięcia amplitudy (ASK) w kanale mikroprzepływowym. Krótko mówiąc, elektrody międzypalcowe w kanale mikroprzepływowym są wzbudzane prądem przemiennym o niskim napięciu o częstotliwościach radiowych za pomocą generatora sygnału. Erytrocyty w zawiesinie reagują na pole elektryczne i wykazują dodatnią dielektroforezę (DEP), która przesuwa ogniwa do krawędzi elektrod. Ogniwa są następnie rozciągane pod wpływem sił elektrycznych wywieranych na dwie połówki ogniw, co powoduje rozciąganie jednoosiowe, znane jako elektrodeformacja. Poziom naprężenia ścinającego i wynikające z niego odkształcenie można łatwo regulować, zmieniając amplitudę fali wzbudzenia. Umożliwia to ilościowe określenie nieliniowej odkształcalności erytrocytów w odpowiedzi na małe i duże odkształcenia przy dużej przepustowości. Modyfikacja fali wzbudzenia za pomocą strategii ASK indukuje cykliczne odkształcanie elektromagnesu z programowalnymi szybkościami obciążenia i częstotliwościami. Zapewnia to wygodny sposób charakterystyki zmęczenia RBC. Nasze podejście do elektrodeformacji z modulacją ASK umożliwia po raz pierwszy bezpośredni pomiar zmęczenia RBC spowodowanego obciążeniami cyklicznymi. Może być używany jako narzędzie do ogólnych badań biomechanicznych, do analiz odkształcalności i zmęczenia komórek w innych typach komórek i stanach chorobowych, a także może być łączony ze strategiami kontrolowania mikrośrodowiska komórek, takimi jak napięcie tlenu oraz sygnały biologiczne i chemiczne.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Czerwone krwinki (RBC) są najbardziej odkształcalnymi komórkami w ludzkim ciele1. Ich odkształcalność jest bezpośrednio związana z ich funkcją przenoszenia tlenu. Stwierdzono, że zmniejszona odkształcalność w krwinkach czerwonych koreluje z patogenezą kilku zaburzeń krwinek czerwonych2. Pomiary odkształcalności doprowadziły nas do lepszego zrozumienia chorób związanych z RBC3. Normalna długość życia RBC może wahać się od 70 do 140 dni4. Dlatego ważne jest, aby zmierzyć, w jaki sposób ich odkształcalność zmniejsza się wraz z procesem starzenia, np. ich zachowanie zmęczeniowe spowodowane cyklicznymi naprężeniami ścinającymi3.

Pomiar odkształcalności RBC przy dużej przepustowości jest trudny ze względu na siły skali piconewtona (~10-12 N), które są przykładane do poszczególnych komórek. W ciągu ostatniej dekady opracowano wiele technologii do pomiaru odkształcalności komórek5. Pomiary deformacji erytrocytów na poziomie pojedynczej komórki można wykonać za pomocą aspiracji pipet i pęsety optycznej, natomiast analizy masowe wykonuje się za pomocą ektacytometrii gradientu osmotycznego. Analizy ektacytometryczne dostarczają wielu danych, które dają możliwość diagnozowania chorób krwi6,7. Odkształcalność erytrocytów można również analizować przy użyciu teorii lepkosprężystości za pomocą mikroskopii sił atomowych z sondą koloidalną. W tej metodzie analiza obliczeniowa jest stosowana do oszacowania modułu sprężystości RBC, biorąc pod uwagę zarówno reakcje zależne od czasu, jak i w stanie ustalonym. Odkształcalność poszczególnych erytrocytów można zmierzyć za pomocą metody jednokomórkowej matrycy mikrokomorowej. Ta metoda analizuje każdą komórkę przez błonę i cytozolowe markery fluorescencyjne, aby dostarczyć informacji na temat odkształcalności RBC i rozkładu cech komórkowych w złożonych populacjach RBC w celu wykrycia zaburzeń hematologicznych8.

Zmęczenie jest kluczowym czynnikiem degradacji właściwości materiałów inżynieryjnych i biomateriałów. Badanie zmęczeniowe umożliwia ilościową analizę integralności i trwałości konstrukcji poddawanej cyklicznym obciążeniom. Analiza zmęczenia w komórkach biologicznych od dawna jest utrudniona ze względu na brak ogólnej, łatwej do zastosowania, wysokowydajnej i ilościowej metody realizacji cyklicznych deformacji w błonach komórkowych. Jest to możliwe dzięki wykorzystaniu technik modulacji sygnału elektrycznego i elektrodeformacji zastosowanych w warunkach mikroprzepływowych. Technika kluczowania z przesunięciem amplitudy (ASK) jako modulacja cyfrowa jest stosowana za pomocą modulacji kluczowania On-Off (OOK) w tym artykule. Pojęcie kluczowania odnosi się do transmisji sygnałów cyfrowych przez kanał, który do działania wymaga sygnału nośnego fali sinusoidalnej9. Czasy WŁĄCZANIA i WYŁĄCZANIA można ustawić na równe. Pod wpływem kluczowania ON, RBC wchodzą w stan zdeformowany, gdy są wystawione na działanie zewnętrznej siły elektroodkształcenia (Fdep)10 wytworzonej przez niejednorodne pole elektryczne. W trybie OFF-key RBC są w stanie zrelaksowanym. Obserwujemy zmęczenie erytrocytów, a mianowicie postępującą degradację ich zdolności do rozciągania wraz ze wzrostem cykli obciążenia. Spowodowana zmęczeniem utrata odkształcalności w krwinkach czerwonych może dostarczyć informacji na temat nagromadzonych uszkodzeń błony podczas krążenia krwi, umożliwiając nam dalsze badanie powiązań między zmęczeniem komórek a stanami chorobowymi.

Tutaj przedstawiamy procedury krok po kroku, jak testowanie zmęczeniowe RBC jest realizowane w urządzeniu mikroprzepływowym za pomocą modulowanej ASK elektrodeformacji oraz ustawień systemu, takich jak urządzenie mikroprzepływowe, obciążenie mechaniczne i obrazowanie mikroskopowe w celu scharakteryzowania stopniowej degradacji mechanicznej odkształcalności RBC.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Niezidentyfikowana ludzka krew pełna została uzyskana komercyjnie. Prace z próbkami krwi przeprowadzono w laboratorium o poziomie bezpieczeństwa biologicznego 2 z wykorzystaniem protokołów zatwierdzonych przez Instytucjonalny Komitet ds. Bezpieczeństwa Biologicznego na Uniwersytecie Atlantyckim Florydy.

1. Przygotowanie urządzenia mikroprzepływowego

  1. Przyklej taśmą główną płytkę krzemową SU-8 do projektowania kanału mikroprzepływowego po wewnętrznej stronie plastikowej szalki Petriego o średnicy 14 cm i wyczyść ją gazemN2.
  2. W papierowym kubku odważyć 60 g bazy polidimetylosiloksanu (PDMS) i 6 g utwardzacza PDMS. Wymieszaj dwie części za pomocą drewnianej szpatułki, aż mieszanina będzie mętna biała.
  3. Wlej mieszaninę PDMS do plastikowej szalki Petriego zawierającej płytkę krzemową. Umieścić szalkę Petriego w eksykatorze próżniowym z 3-kierunkowym kranem. Przekręć zawór kurka, aby podłączyć podciśnienie do komory eksykatora w celu usunięcia pęcherzyków powietrza z PDMS.
  4. Ponownie wprowadzić powietrze do komory eksykatora, regulując zawór odcinający w celu połączenia komory eksykatora z otoczeniem w cyklach około 5 minut. Powtarzaj, aż wszystkie pęcherzyki powietrza zostaną usunięte z elementów kanałów.
  5. Umieścić szalkę Petriego w piekarniku nagrzanym do temperatury 70 °C na 4 godziny. Po upływie tego czasu wyjmij szalkę Petriego, pozwól jej ostygnąć do temperatury pokojowej i umieść ją na macie do krojenia.
  6. Za pomocą skalpela wytnij część PDMS nad płytką krzemową. Umieść wycięty PDMS między dwoma arkuszami folii do pakowania w laboratorium. Szczelina utworzona między wgłębieniem mikrokanału a półprzezroczystą folią ułatwia identyfikację lokalizacji kanału mikroprzepływowego, a także jego odpowiedniego wlotu i wylotu.
  7. Za pomocą żyletki wytnij pojedynczy kanał z dużego PDMS. Przebić otwór wlotowy 3 mm i otwór wylotowy 1,5 mm za pomocą stempli biopsyjnych odpowiednich dla dwóch rozmiarów (Rysunek 1A).
  8. Umieść kanał z otworem, stroną kanału skierowaną do góry, na czystym szkiełku podstawowym. Umieść szklane podłoże o wymiarach 20 mm x 15 mm zawierające cienkowarstwowe elektrody międzypalcowe tlenku indu i cyny (ITO) na tym samym szkiełku podstawowym z elektrodami skierowanymi do góry.
  9. Delikatnie umieść szkiełko podstawowe z PDMS i podłożem w myjce plazmowej. Zamknij zawór gazowy, włącz przełącznik pompy i odczekaj 2 minuty, aby uzyskać odczyt czujnika 600 - 800 mTorr.
  10. Włącz wyłącznik zasilania i poczekaj 30 sekund. Przekręć pokrętło zasilania RF z niskiego na wysoki i odczekaj 1 minutę.
  11. Następnie odwróć sekwencję, przekręcając pokrętło RF do pozycji niskiej, przełącznik zasilania do pozycji OFF, przełącznik pompy do pozycji OFF i otwierając zawór gazowy.
  12. Natychmiast po otwarciu komory myjki plazmowej należy podnieść i obrócić PDMS tak, aby strona kanału była skierowana w dół (180°). Umieść kanał na wierzchu podłoża ITO. Proces klejenia już się rozpoczął.
  13. Za pomocą pęsety delikatnie dociśnij rogi PDMS przez około 3 sekundy. Unikaj naciskania na sam kanał.
    UWAGA: Proces klejenia zachodzi spontanicznie po fizycznym kontakcie między dwiema obrabianymi powierzchniami.
  14. Załadować podłoże gruntujące do strzykawki o pojemności 1 ml z igłą 23 G. Ostrożnie zwilż kanał, wkładając igłę prosto do studzienki wlotowej, a następnie uwalniając pożywkę. Działaj powoli. Nie wprowadzaj pęcherzyków powietrza. Inkubować przez co najmniej 3 minuty.
  15. Usunąć główne podłoże za pomocą końcówki do pipety o pojemności 10 μl. Umyj kanał pożywką DEP 3 razy, wkładając pożywkę DEP do kanału. Utrzymuj kanał mokry przez cały czas.

2. Urządzenie testowe

UWAGA: Urządzenie testowe zostało zaprojektowane przy użyciu oprogramowania CAD 3D i zawiera jednostkę obudowy podstawowej oraz jednostkę górną (Rysunek 1B). Następnie jest produkowany przy użyciu 3-osiowej frezarki CNC o standardowej granicy tolerancji około ± 0,005 cala wymiar uchwytu testowego jest sprawdzany za pomocą suwmiarki elektronicznej (nie pokazano). Sterylność oprawy nie jest wymagana do badań biomechanicznych in vitro.

  1. Wstępnie przewody do końców miseczki lutowniczej dwóch zestawów sprężynowych złączy tłokowych.
  2. Włóż sprężynowe łączniki tłokowe do jednostki górnej i stwórz trwałe połączenie, dodając kroplę kleju epoksydowego.

3. Przygotowanie bufora roboczego elektrodeformacji

  1. Aby przygotować pożywkę DEP, odważ 12,75 g sacharozy i 0,45 g dekstrozy za pomocą wagi.
  2. Rozpuść oba proszki w jednym pojemniku ze 150 ml wody dejonizowanej (DI) i 3,5 ml soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS).
  3. Za pomocą testera przewodności niskiego zakresu zmierz przewodność i upewnij się, że wynosi 0,04 S/m (Rysunek 2).
    UWAGA: Można użyć innej wartości przewodności, co może zmienić znak i wielkość wynikowej siły DEP11. Odkształcenie elektro wymaga jednak dodatniej siły DEP.
  4. Za pomocą osmometru upewnij się, że osmolarność mieści się w normalnym zakresie osocza krwi, od 275 do 295 mOsm/kg wody (Rysunek 3). Przechowywać w temperaturze 4 °C. Pożywka DEP jest teraz przygotowana.
  5. W probówce o pojemności 15 ml rozpuścić 0,5 g albuminy surowicy bydlęcej (BSA) w 10 ml pożywki DEP. Dokładnie wymieszaj. Główne podłoże urządzenia jest teraz przygotowane.

4. Przygotowanie zawiesiny komórek

  1. Przepłukać 20 μl krwi pełnej, odwirowując krew z 1 ml PBS o stężeniu 268 x g przez 3 minuty. Odrzucić supernatant.
  2. Zawiesić erytrocyty w 1 ml PBS. Delikatnie odpipetować do wymieszania. Myć erytrocyty przez 3 minuty w temperaturze 268 x g i wyrzucić supernatant.
  3. Wyekstrahować 5 μl osadu RBC za pomocą końcówki mikropipety o pojemności 10 μl i całkowicie rozlać do 1 ml pożywki DEP. Umyć komórki przez odwirowanie w temperaturze 268 x g przez 3 minuty.
  4. Odrzucić supernatant i ponownie zawiesić erytrocyty w 1 ml pożywki DEP. Delikatnie odpipetować do wymieszania.
  5. Myć erytrocyty przez 3 minuty w temperaturze 268 x g i wyrzucić supernatant. Odpipetować 2 μl osadu RBC do 500 μl pożywki DEP. Zawiesina komórek jest teraz przygotowywana ze stężeniem w zakresie 1 - 6,2 x 104 komórek/μL12, co można potwierdzić za pomocą standardowego szkiełka do liczenia komórek.

5. Konfiguracja elektrodeformacji i testy zmęczeniowe

  1. Umieść urządzenie mikroprzepływowe w dolnej części uchwytu testowego. Dopasuj górną część oprawy do urządzenia i zmontuj dwie części za pomocą dwóch zestawów nylonowych i nakrętek ( Rysunek 4).
  2. Umieść przyrząd testowy na stoliku mikroskopu. Zlokalizuj jeden żądany zestaw elektrod pod mikroskopem.
  3. Podłącz odpowiednią parę przewodów elektrod, które pasują do znajdującego się zestawu elektrod, do zacisku wyjściowego generatora funkcyjnego (Rysunek 4).
  4. Usunąć 5 μl pożywki DEP z 3 mm wlotu kanału mikroprzepływowego. Powoli załadować 5 μl zawiesiny komórek do wlotu za pomocą końcówki pipety o pojemności 10 μl.
  5. Pozwól komórkom osiąść przez 1 minutę. W razie potrzeby dodaj dodatkowe medium DEP do wlotu, aby wepchnąć komórki do kanału.
  6. Obserwuj kanał pod 20-krotnym powiększeniem. Użyj filtra pasmowoprzepustowego 414/46 nm, aby zwiększyć kontrast obrazowania.
  7. Naciśnij przycisk Sinus i zdefiniuj sinusoidę o amplitudzie2 V RMS przy częstotliwości 3 MHz. Naciśnij przycisk Mod, aby włączyć modulację. Zmień tryb fali na ASK, naciskając opcję Typ.
  8. Ustaw częstotliwość modulacji na 250 mHz, co odpowiada 4-sekundowemu okresowi ładowania-rozładowywania (Rysunek 5A). Włącz wyjście generatora funkcyjnego.
  9. Nagrywaj 1-minutowy film co 10 minut przy 30 klatkach na s (fps).

6. Charakterystyka deformacji RBC

  1. Korzystając z aplikacji do edycji wideo, otwórz .avi pliki nagrane w poprzednim kroku, naciskając Ctrl+O. Użyj osi czasu, aby wybrać interesującą klatkę i ustawić identyczną klatkę początkową i końcową zaznaczenia, naciskając Home, a następnie End na klawiaturze.
  2. Wyeksportuj ramkę obrazu. Wybierz format wyjściowy JPEG i naciśnij OK.
  3. Otwórz aplikację ImageJ i załaduj obrazy zapisane w poprzednim kroku. Zacznij od ustawienia wymaganych pomiarów, naciskając przycisk Analizuj > Ustaw pomiary i upewniając się, że pola wyboru Powierzchnia, Obwód i Elipsa dopasowania są zaznaczone. Naciśnij przycisk OK.
  4. Następnie przekonwertuj obraz na skalę szarości, wybierając opcję Obraz > Wpisz > 8-bitowy.
  5. Następnie przekonwertuj obraz na plik binarny za pomocą opcji Image > Dostosuj > progowanie. W oknie dialogowym Próg dostosuj dwa suwaki zgodnie z potrzebami. Naciśnij przycisk Zastosuj, a następnie zamknij okno dialogowe Próg.
  6. Wybierz Analizuj narzędzia > > Menedżer zwrotu z inwestycji. W Menedżerze ROI naciśnij pole wyboru Pokaż wszystko. Nie zamykaj tego pudełka.
  7. Wybierz narzędzie Różdżka (obrysowywanie), zaznacz odpowiednią komórkę na obrazie i naciśnij T na klawiaturze. Wybrana komórka zostanie ponumerowana. Można ponownie zaznaczyć nową komórkę. Zaznacz wszystkie odpowiednie komórki, które mają być mierzone. Odpowiednie komórki są identyfikowane jako te, które są odizolowane od innych komórek. Liczba tych komórek może wynosić od 50 do 200 w jednym polu widzenia.
  8. Wróć do pola Menedżer zwrotu z inwestycji i naciśnij przycisk Zmierz. Spowoduje to otwarcie okna Wyniki. Kolumny oznaczone jako Główna i Pomocnicza to długości dopasowanej osi głównej i pomocniczej elipsy (w pikselach). Wybierz opcję Plik > Zapisz jako, aby wyeksportować pomiary jako plik w formacie CSV.
  9. Korzystając z dowolnego odpowiedniego oprogramowania do analizy obliczeniowej, oblicz iloraz głównych i drugorzędnych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Gdy zawiesina komórkowa została załadowana do kanału mikroprzepływowego, zaobserwowano względnie równomierny rozkład komórek. Po wyprowadzeniu sygnału (np. prostej fali sinusoidalnej lub fazy On-Keying ASK) z generatora funkcyjnego, cienkowarstwowe elektrody międzypalcowe wytworzyły niejednorodne pole elektryczne prądu przemiennego. Zawieszone ogniwa spontanicznie reagowały na to wzbudzenie elektryczne i wykazywały pozytywne zachowanie DEP, a mianowicie poruszały się w kierunku krawędzi elektrod o większym natężeniu pola...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Modulacja fali sinusoidalnej indukującej siłę DEP metodą ASK OOK może być wykorzystana do badania zmęczenia mechanicznego krwinek czerwonych w długim okresie czasu. W tym protokole ograniczyliśmy testy zmęczeniowe in vitro do 1 godziny, aby zapobiec potencjalnym niekorzystnym skutkom metabolicznym dla odkształcalności komórek. Kompleksowe warunki badań zmęczeniowych można zaprogramować za pomocą techniki elektrodeformacji modulowanej ASK. Można zaprogramować takie parametry, jak częstotliwość ładowania, amplituda i szybk...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie zostało sfinansowane przez NSF/CMMI Mechanobiologia Sztucznych Nośników Tlenu Opartych na Hemoglobinie (#1941655) oraz NSF/CMMI Dynamiczna i Zmęczeniowa Analiza Zdrowych i Chorych Czerwonych Krwinek (#1635312).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Waga wagowaViBRAHT-224R
Filtr pasmowo-przepustowyBRIGHTLINE414/46 BrightLine HC
BD  Jednorazowe strzykawki z Luer-Lok™ Końcówki, 1 mlStemple14-823-30
z systemem tłoka, 1,5 mmFisher Scientific12-460-403
Stemple do biopsji z systemem tłokowym, 3 mmFisher Scientific12-460-407średnicy 1,5 mm i 3 mm
, BSTEAN X001308N97
Albumina surowicy BovinRMBIOBSA-BSH
WirówkaSCILOGEX911015119999
probówka stożkowa, 50 mlFisher Scientific05-539-13
DekstrozaFisher ScientificMDX01455MilliporeSigma™
Miernik niskiej przewodności ECecoTestr358/03
Eppendorf    Probówki do mikrowirówek zatrzaskowychwww.eppendorf.com05-402-25
ExcelMicrosoft Generator funkcji kreślenia wykresów
SIGLENTSDG830
Podłoże elektrody szklanej/ITOOSSILAS161
ImageJNIHhttps://imagej.nih.gov/ij/
Mikroskop odwróconyOLYMPUSIX81 -
Piec laboratoryjnyQUINCY LAB (QL)MODEL30GCEModel cyfrowy
MatlabMathWorksWykres
wykresu mikroosmometru - Model 3300Advanced Instruments Inc.S / N: 03050397P
Laboratoryjna folia do owijania ParafilmFisher Scientific13-374-12
Szalka PetriegoFALCONSKU=351006ICSI/Biopsydish 50*9 mm
Sól fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS)LONZA04-479Q
Środek do czyszczenia plazmyHarrick plazma PDCOOLNC0301989
SolidworksDassault SystemesOprogramowanie CAD
SacharozaFisher Scientific50-188-2419
Eksykator próżniowySPBEL-ARTF42400-2121
Drewniana szpatułkaFisher ScientificNC0304136Depresory do języka Drewno NS 6"
do biopsji Fisher Scientific igła o rozmiarze 23 SN9E07015

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kim, Y., Kim, K., Park, Y. Measurement techniques for red blood cell deformability: recent advances. Blood Cell—An Overview of Studies in Hematology. 10, 167-194 (2012).
  2. Safeukui, I., et al. Quantitative assessment of sensing and sequestration of spherocytic erythrocytes by the human spleen. Blood, The Journal of the American Society of Hematology. 120 (2), 424-430 (2012).
  3. Naghedi-Baghdar, H., et al. Effect of diet on blood viscosity in healthy humans: a systematic review. Electronic physician. 10 (3), 6563(2018).
  4. Franco, R. S. Measurement of red cell lifespan and aging. Transfusion Medicine and Hemotherapy. 39 (5), 302-307 (2012).
  5. Matthews, K., Lamoureux, E. S., Myrand-Lapierre, M. -E., Duffy, S. P., Ma, H. Technologies for measuring red blood cell deformability. Lab on a Chip. 22, 1254-1274 (2022).
  6. Kim, J., Lee, H., Shin, S. Advances in the measurement of red blood cell deformability: A brief review. Journal of Cellular Biotechnology. 1 (1), 63-79 (2015).
  7. Varga, A., Matrai, A. A., Barath, B., Deak, A., Horvath, L., Nemeth, N. Interspecies diversity of osmotic gradient deformability of red blood cells in human and seven vertebrate animal species. Cells. 11 (8), 1351(2022).
  8. Doh, I., Lee, W. C., Cho, Y. -H., Pisano, A. P., Kuypers, F. A. Deformation measurement of individual cells in large populations using a single-cell microchamber array chip. Applied Physics Letters. 100 (17), 173702(2012).
  9. Toward digital transmitters with amplitude shift keying and quadrature amplitude modulators implementation examples. Al Safi, A., Bazuin, B. 2017 IEEE 7th Annual Computing and Communication Workshop and Conference (CCWC), , 1-7 (2017).
  10. Zhang, J., Chen, K., Fan, Z. H. Circulating tumor cell isolation and analysis. Advances in Clinical Chemistry. 75, 1-31 (2016).
  11. Cottet, J., Fabregue, O., Berger, C., Buret, F., Renaud, P., Frénéa-Robin, M. MyDEP: a new computational tool for dielectric modeling of particles and cells. Biophysical Journal. 116 (1), 12-18 (2019).
  12. Haywood, M. Interpreting the full blood count. InnovAiT. 15 (3), 131-137 (2022).
  13. Qiang, Y., Liu, J., Dao, M., Suresh, S., Du, E. Mechanical fatigue of human red blood cells. Proceedings of the National Academy of Sciences. 116 (40), 19828-19834 (2019).
  14. Gharaibeh, B., et al. Isolation of a slowly adhering cell fraction containing stem cells from murine skeletal muscle by the preplate technique. Nature Protocols. 3 (9), 1501-1509 (2008).
  15. Qiang, Y., Liu, J., Dao, M., Du, E. In vitro assay for single-cell characterization of impaired deformability in red blood cells under recurrent episodes of hypoxia. Lab on a Chip. 21 (18), 3458-3470 (2021).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Erytrocytymodulacja amplitudydielektroforezakana mikroprzep ywowycykliczne napr enie cinaj ceodkszta calno kom rekelektrody przestawnewi zanie plazmowe

Powiązane artykuły