Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Indukowanie długoterminowej plastyczności wewnętrznej pobudliwości neuronalnej w neuronach grzbietowego bocznego jądra kolębiastego

1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/65950

⸱

20 września 2024

 ,  ,  ,  ,  , 
1Unité de Neurobiologie des canaux Ioniques et de la Synapse (UNIS), UMR1072, INSERM, Aix-Marseille University

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj opisujemy protokół indukowania długoterminowej plastyczności wewnętrznej pobudliwości neuronów w neuronach przekaźnikowych z grzbietowego bocznego jądra kolankowatego utrzymywanego w wycinkach mózgu ex vivo.

Streszczenie

Grzbietowe jądro kolankowate boczne (dLGN) od dawna uważane jest za podstawowy przekaźnik informacji wizualnej przemieszczającej się z siatkówki do obszarów korowych, ale ostatnie odkrycia sugerują w dużej mierze niedocenianą funkcjonalną plastyczność głównych komórek dLGN. Jednak mechanizmy komórkowe wspierające te zmiany nie zostały w pełni zbadane. W tym miejscu przedstawiamy protokół indukowania długotrwałego nasilenia wewnętrznej pobudliwości neuronalnej (LTP-IE) w grzbietowych komórkach przekaźnikowych dLGN z ostrych wycinków mózgu młodych szczurów. Plastyczność wewnętrzna jest na ogół indukowana równolegle z plastycznością synaptyczną. Jednak w neuronach dLGN LTP-IE jest niezawodnie indukowany przez aktywność impulsową z częstotliwością 40 Hz przez 10 minut. LTP-IE w neuronach przekaźnikowych dLGN jest długotrwały, ponieważ może być obserwowany do 40 minut po protokole indukcji. Podsumowując, wyniki tego badania dostarczają pierwszych dowodów na indukcję wewnętrznej plastyczności w komórkach przekaźnikowych dLGN, wskazując tym samym na rolę neuronów wzgórzowych w plastyczności wzrokowej zależnej od aktywności.

Wprowadzenie

Ogólnym celem tego artykułu metodycznego jest dostarczenie prostego sposobu na wywołanie długotrwałej plastyczności pobudliwości neuronalnej w wzrokowych neuronach wzgórzowych szczura in vitro, przy użyciu standardowego trybu zacisku prądowego techniki zacisku krosowego1,2. Uzasadnieniem rozwoju tej techniki jest jej prostota i powtarzalność. Przewagą nad technikami alternatywnymi, takimi jak stymulacja wejść synaptycznych w połączeniu lub nie z postsynaptycznym potencjałem czynnościowym dostarczanym w danym czasie, jest jego niezawodność.

Tradycyjnie uważa się, że plastyczność układu wzrokowego wyraża się wyłącznie na poziomie korowym, podczas gdy jądro kolankowate grzbietowo-boczne (dLGN), podstawowa struktura odbiorcy danych siatkówkowych na poziomie wzgórza, jest tradycyjnie uważane za przekaźnik informacji wizualnej3. Jednak ten początkowy wniosek został zakwestionowany przez ostatnie prace wskazujące, że ten uproszczony pogląd nie jest już aktualny4,5,6. Na przykład funkcjonalne deficyty w odpowiedzi wzrokowej są już obserwowane u pacjentów z niedowidzeniem na etapie LGN7. Ponadto duża część neuronów przekaźnikowych dLGN na danym terytorium monokularowym otrzymuje dane wejściowe z każdego oka, co wskazuje na potencjalną obuoczność dla dużej części neuronów dLGN8,9,10. Co więcej, deprywacja jednooczna powoduje znaczącą zmianę dominacji oka w neuronach dLGN5,11,12.

Wśród mechanizmów funkcjonalnej plastyczności, które mogą wystąpić w przypadku zmiany dominacji oka, potencjalnym kandydatem jest plastyczność wewnętrznej pobudliwości neuronalnej. Rzeczywiście, wiele obszarów mózgu, w tym obszary wzrokowe, wyraża wewnętrzną plastyczność po wykonaniu różnych zadań behawioralnych13,14. Długoterminowa wewnętrzna plastyczność została zgłoszona w neuronach ośrodkowych po stymulacji doprowadzającego glutaminianu Inputs15,16,17,18, aktywność skokowa19,20, stymulacja sensoryczna21 lub następujące działanie lub deprywacja sensoryczna20,22,23. W tym miejscu opisujemy protokół pozwalający na indukcję długotrwałego wzmocnienia wewnętrznej pobudliwości (LTP-IE) w neuronach przekaźnikowych dLGN po aktywności impulsowej z częstotliwością 40 Hz. Częstotliwość wyzwalania 40 Hz odpowiada częstotliwości obserwowanej w większości neuronów dLGN in vivo po stymulacji wzrokowej24,25.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie eksperymenty zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi europejskimi i instytucjonalnymi (Dyrektywa Rady 86/609/EWG i Francuska Krajowa Rada ds. Badań Naukowych oraz zatwierdzone przez lokalny organ ds. zdrowia (Służby Weterynaryjne, Préfecture des Bouches-du-Rhône, Marsylia)).

1. Zwierzęta

  1. Przeprowadzaj eksperymenty na 19-25-dniowych szczurach Long Evans obojga płci (o wadze od 50 do 90 g).
  2. Trzymaj zwierzęta w konwencjonalnych plastikowych klatkach razem z matką i rodzeństwem z miotu. Utrzymuj stałą temperaturę w 12-godzinnym cyklu światło/ciemność i dostęp ad libitum do wody i pożywienia.

2. Ostre kawałki szczura dLGN

  1. Przygotuj roztwory do cięcia/odzyskiwania i nagrywania zewnątrzkomórkowego.
    1. Aby przygotować roztwór do cięcia/odzyskiwania, zmieszaj 92 mM n-metylo-D-glutaminy, 30 mM NaHCO3, 25 mM D-glukozy, 10 mM MgCl2, 2,5 mM KCl, 0,5 mM CaCl2, 1,2 mM NaH2PO4, 20 mM Hepes, 5 mM askorbinianu sodu i 3 mM pirogronianu sodu i bąbelkuj z 95% O2-5% CO2 (pH 7,4). Utrzymuj roztwór do krojenia w niskiej temperaturze podczas procedury krojenia.
    2. Przygotować roztwór rejestrujący (sztuczny płyn mózgowo-rdzeniowy, ACSF) mieszając 125 mM NaCl, 26 mM NaHCO3, 2 mM CaCl2, 2,5 mM KCl, 2 mM MgCl2, 0,8 mM NaH2PO4 i 10 mM D-glukozy i trwale zrównoważyć go z 95% O2-5% CO2 .
  2. Przygotuj narzędzia do preparowania i dwie platformy lodowe (Rysunek 1A).
  3. Umieść lód w zewnętrznym zbiorniku i napełnij komorę krojenia wibratomu roztworem do cięcia na zimno (Rysunek 1B).
  4. Głęboko znieczulić młodego szczura Long Evans (wiek: P19-P25) izofluranem (5%). Po potwierdzeniu, że zwierzę jest głęboko znieczulone (poprzez mocne uszczypnięcie stopy bez reakcji), należy poddać zwierzę eutanazji poprzez ścięcie głowy nożyczkami lub gilotyną (w zależności od wieku/wielkości zwierzęcia) na poziomie rdzenia. Umieść głowę na pierwszej lodowatej platformie i podlewaj izolowaną tkankę co 10 s utlenionym, lodowatym roztworem do krojenia.
    UWAGA: Zabiegi znieczulenia i eutanazji muszą być wykonywane w oddzielnym pomieszczeniu w pomieszczeniu dla zwierząt.
  5. Przetnij skórę głowy w kierunku ogonowym i za pomocą małych nożyczek przetnij czaszkę obustronnie. Za pomocą kleszczy otwórz czaszkę i szybko wyjmij mózg z czaszki za pomocą szpatułki i połóż go na drugiej platformie lodowej.
    UWAGA: Czas od ścięcia głowy do ekstrakcji mózgu nie powinien przekraczać 2 minut.
  6. Wykonaj 2 nacięcia w przedniej płaszczyźnie mózgu na całej powierzchni mózgu; pierwsze, aby usunąć przednią część kory i opuszki węchowe (patrz Rysunek 1C), a drugie na poziomie wzgórka dolnego, aby usunąć tylną część kory i móżdżku.
  7. Przyklej blok mózgu do płytki wibratomu stroną rostralną do góry (patrz Rysunek 1D,E). Podlewaj mózg regularnie (co 10 s) podczas całej procedury, aż zostanie zanurzony w komorze krojenia wibratomu.
  8. Wykonaj cienkie plastry o grubości 350 μm zawierające dLGN za pomocą wibratomu (Rysunek 1G). Usuń korę i hipokamp ze śródmózgowia za pomocą ołówka, delikatnie pociągając za te struktury.
  9. Odsysanie plastrów za pomocą złamanej pipety Pasteura podłączonej do elastycznej gumowej przyssawki (Rysunek 1H).
  10. Pozwól plastrom zregenerować się przez 20-30 minut w roztworze regeneracyjnym (Rysunek 1I).

3. Elektrofizjologia z klamrą krosową całej komórki

UWAGA: Do nagrań z całych komórek z neuronów przekaźnikowych dLGN, użyj specjalnego wzmacniacza patch-clamp.

  1. Włączyć pompy urządzenia, aby zewnątrzkomórkowy roztwór soli fizjologicznej (patrz skład w kroku 2.1) krążył w komorze rejestracyjnej.
  2. Przygotować roztwór wewnątrzkomórkowy, mieszając 120 mM K-glukonianu, 20 mM KCl, 10 mM Hepes, 0,5 mM EGTA, 2 mM MgCl2, 2 mM Na2ATP i 0,3 mM NaGTP (pH 7,4).
    UWAGA: Roztwór wewnątrzkomórkowy można przygotować wcześniej i przechowywać w stanie zamrożonym w temperaturze -80°C. Po rozmrożeniu roztwór utrzymuje się w temperaturze 4 °C.
  3. Dodać bloker kanału GABAA, pikrotoksynę (100 μM stężenie końcowe) i antagonistę jonotropowego receptora glutaminianu, kynurenian (2 mM, stężenie końcowe), do soli fizjologicznej.
  4. Przenieś plasterek do zanurzonej komory zamontowanej na pionowym mikroskopie. Komora jest kontrolowana pod względem temperatury 30 °C i stale perfuzjowana zrównoważonym aCSF.
  5. Umieść platynowy drut w kształcie litery U na plasterku i ustaw plasterek, aby wyświetlić dLGN (Rysunek 2A).
  6. Przygotować pipety do plastrów z probówek ze szkła borokrzemianowego ciągniętych za pomocą ściągacza. Upewnij się, że pipety z plastrem mają rezystancję 5-10 MΩ po napełnieniu roztworem wewnątrzkomórkowym.
  7. Wizualizuj dLGN w dużym powiększeniu (40x lub 60x) i wybierz neuron do rejestracji patch-clamp za pomocą mikroskopii wideo w podczerwieni z kontrastem interferencji różnicowej (Rysunek 2B). Wybierz neurony na podstawie ich zdrowego wyglądu (tj. lekko spuchnięte z ostrymi konturami błony).
  8. Umieść pipetę z plastrem na wybranym neuronie ze stałym dodatnim ciśnieniem za pomocą mikromanipulatora.
    1. Ustaw wzmacniacz w trybie VC i wstrzyknij krok napięcia 5 mV. Ustaw napięcie na -65 mV. Następnie zwolnij nadciśnienie, aby uzyskać uszczelnienie o wysokiej rezystancji (odpowiadającej zmniejszeniu prądu w odpowiedzi na kroki napięcia). Lekko przecisnąć pipetę, aby uzyskać wyraźne stany nieustalone.
    2. Ustaw wzmacniacz w trybie CC, zrównoważ mostek, aby skompensować opór dostępu i utrzymuj neuron na poziomie -65 mV.

4. Akwizycja danych

  1. Odbieraj sygnały o częstotliwości 20 kHz, aby lepiej wykrywać szybkie potencjały czynnościowe. Ustaw filtr dolnoprzepustowy na 10 kHz dla sygnałów napięciowych i prądowych.
  2. Monitoruj pobudliwość neuronów w okresie kontrolnym trwającym około 10 minut, wstrzykując dodatni impuls prądu (zwykle ~80-250 pA podczas 500 ms) wystarczający do wywołania 3-5 potencjałów czynnościowych w warunkach kontrolnych z częstotliwością 0,1 Hz.
  3. Monitoruj rezystancję wejściową neuronu przez cały czas trwania eksperymentu za pomocą krótkiego ujemnego impulsu prądu (zwykle -20 pA przez 100 ms). Utrzymuj stałą amplitudę impulsu prądowego przed i po indukcji LTP-IE.

5. Indukcja LTP-IE

  1. Po okresie kontrolnym indukować LTP-IE poprzez wywoływanie ciągów 15 impulsów wywoływanych przez 15 krótkich kroków (2-5 ms) prądu depolaryzującego dostarczanego z częstotliwością 40 Hz przez 10 min.
  2. Wybierz amplitudę impulsu prądowego, aby za każdym razem wywołać pojedynczy potencjał czynnościowy (tj. 15 potencjałów czynnościowych na pociąg).
    UWAGA: Każdy ciąg 15 impulsów jest wywoływany z częstotliwością 0,1 Hz (tj. 60 pociągów i 900 skoków).

6. Analiza danych

UWAGA: Procedura analizy jest taka sama przed (warunki kontrolne) i po indukcji LTP-IE.

  1. Dla każdej zarejestrowanej ścieżki należy obliczyć rezystancję wejściową (Rin) od odpowiedzi napięciowej na mały impuls prądu ujemnego wstrzyknięty przed krokiem badania prądu (Rin =krok V/krok I). Jeśli w okresie kontrolnym nastąpi wzrost lub spadek rezystancji wejściowej (więcej niż 10%), należy odrzucić eksperyment.
  2. Wybierz zarejestrowane ścieżki na podstawie potencjału membrany przed jakimkolwiek wstrzyknięciem prądu. Należy przechowywać tylko ścieżki o spoczynkowym potencjale błonowym od -67 do -63 mV.
  3. Określ ilościowo LTP-IE w okresie 10 minut, 20 minut po rozpoczęciu okresu po indukcji, mierząc liczbę AP wywołanych przez każdy impuls prądowy i uśredniając każdą minutę za pomocą domowej rutyny w oprogramowaniu do analizy danych (patrz Plik uzupełniający 1 dla procedury Igor Pro). Wykrywanie skoków, gdy sygnał napięcia przekracza 0 mV.
    UWAGA: LTP-IE jest wyrażona jako liczba potencjałów czynnościowych wywołanych przez wstrzyknięcie impulsu prądowego po protokole indukcji w porównaniu do przed (%). Analizę wykonano w czasie -10-0 min dla linii bazowej i +20/+30 min dla testu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Neurony dLGN rejestrowano w konfiguracji whole-cell, a LTP-IE indukowano poprzez wywoływanie potencjałów czynnościowych z częstotliwością 40 Hz przez 10 min w obecności antagonistów jonotropowych receptorów glutaminianu i GABA (Ryc. 3A). Trzykrotny wzrost liczby potencjałów czynnościowych zaobserwowano 20-30 min po indukcji (Ryc. 3B) bez żadnych zmian w oporności wejściowej, Rin (Ryc. 3C). Protokół ten niezawodnie indukow...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Informujemy tutaj o indukcji LTP-IE w neuronach dLGN utrzymywanych przy życiu w ostrych wycinkach mózgu poprzez stymulację zarejestrowanego neuronu do wywołania potencjałów czynnościowych z częstotliwością 40 Hz przez 10 minut. Protokół ten jest prosty do wdrożenia w każdym laboratorium neurofizjologicznym, ponieważ wymaga minimalnej liczby sprzętu (slicer, mikroskop, 1 wzmacniacz, 1 płytka akwizycyjna i komputer). Jednak w celu zebrania cennych danych należy przestrzegać kilku krytycznych kroków. Pierwszym krytycznym kr...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Podziękowania

Wspierane przez INSERM, CNRS (do DD), AMU (do MR), FRM (DVS20131228768 do DD i DEQ20180839583 do DD), NeuroSchool (program "Francja 2030" za pośrednictwem A*Midex (Initiative d'Excellence d'Aix-Marseille Université, AMX-19-IET-004) i finansowanie ANR (ANR-17-EURE-0029 do AW) oraz ANR (LoGiK, ANR-17-CE16-0022 do DD, Plastinex, ANR-21-CE16-013 do DD). Dziękujemy firmie A Venture & K Milton za doskonałą opiekę nad zwierzętami.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Zautomatyzowany mikrotom z ostrzem wibracyjnymLeicaVT-1200Swibratom/krajalnica
Rurka ze szkła borokrzemianowegoPhymepB-15086-10
Kontroler Typ VLuigs& Regulator temperaturyTyp V
Oprogramowanie Igoroprogramowanie do analizyfalometrii
Wideomikroskopia na podczerwieńOlympusXM-10 Kamera
KynurenateMerk/SigmaK3375Bloker receptorów AMPA/NMDA
System akwizycji danych o niskim poziomie szumówAxon - Urządzenia molekularneDigidata 1440Ainterfejs analogowo-cyfrowy
MikromanipulatoryLuigs& NeumannLN Mini25
Multiclamp 200BAxon - Urządzenia molekularneN/AWzmacniacz patch-clamp
Multiclamp 700BAxon - Urządzenia molekularneN/AWzmacniacz patch-clamp
Ściągacz PC-100 ŚciągaczmikropipetNarishigePC-100
PClamp10Axon - Urządzenia molekularneOprogramowaniedo nagrywania lamlerów krosowych
PikrotoksynaAbCamab120315Bloker receptorów GABAA
Slice mini komora Luigs& NeumannLN Chambre Slice mini I-IIzanurzoną komorą
OlympusBX51 WI
Neumann do N/A Mikroskop pionowy z

Bibliografia

  1. Hamill, O. P., Marty, A., Neher, E., Sakmann, B., Sigworth, F. J. Improved patch-clamp techniques for high-resolution current recording from cells and cell-free membrane patches. Pflugers Arch. 391 (2), 85-100 (1981).
  2. Sakmann, B., Neher, E. Patch clamp techniques for studying ionic channels in excitable membranes. Annu Rev Physiol. 46, 455-472 (1984).
  3. Wiesel, T. N., Hubel, D. H. Effect of visual deprivation on morphology and physiology of cells in the cat's lateral geniculate body. J Neurophysiol. 26, 978-993 (1963).
  4. Sherman, S. M. The thalamus is more than just a relay. Curr Opin Neurobiol. 17 (4), 417-422 (2007).
  5. Rose, T., Bonhoeffer, T. Experience-dependent plasticity in the lateral geniculate nucleus. Curr Opin Neurobiol. 53, 22-28 (2018).
  6. Duménieu, M., Marquèze-Pouey, B., Russier, M., Debanne, D. Mechanisms of plasticity in subcortical visual areas. Cells. 10 (11), 3162(2021).
  7. Hess, R. F., Thompson, B., Gole, G., Mullen, K. T. Deficient responses from the lateral geniculate nucleus in humans with amblyopia. Eur J Neurosci. 29 (5), 1064-1070 (2009).
  8. Hammer, S., Monavarfeshani, A., Lemon, T., Su, J., Fox, M. A. Multiple retinal axons converge onto relay cells in the adult mouse thalamus. Cell Rep. 12 (10), 1575-1583 (2015).
  9. Morgan, J. L., Berger, D. R., Wetzel, A. W., Lichtman, J. W. The fuzzy logic of network connectivity in mouse visual thalamus. Cell. 165 (1), 192-206 (2016).
  10. Rompani, S. B., et al. Different modes of visual integration in the lateral geniculate nucleus revealed by single-cell-initiated transsynaptic tracing. Neuron. 93 (4), 767-776 (2017).
  11. Sommeijer, J. -P., et al. Thalamic inhibition regulates critical-period plasticity in visual cortex and thalamus. Nat Neurosci. 20 (12), 1715-1721 (2017).
  12. Jaepel, J., Hübener, M., Bonhoeffer, T., Rose, T. Lateral geniculate neurons projecting to primary visual cortex show ocular dominance plasticity in adult mice. Nat Neurosci. 20 (12), 1708-1714 (2017).
  13. Mozzachiodi, R., Byrne, J. H. More than synaptic plasticity: role of nonsynaptic plasticity in learning and memory. Trends Neurosci. 33 (1), 17-26 (2010).
  14. Debanne, D., Inglebert, Y., Russier, M. Plasticity of intrinsic neuronal excitability. Curr Opin Neurobiol. 54, 73-82 (2019).
  15. Sourdet, V., Russier, M., Daoudal, G., Ankri, N., Debanne, D. Long-term enhancement of neuronal excitability and temporal fidelity mediated by metabotropic glutamate receptor subtype 5. J Neurosci. 23 (32), 10238-10248 (2003).
  16. Campanac, E., Gasselin, C., Baude, A., Rama, S., Ankri, N., Debanne, D. Enhanced intrinsic excitability in basket cells maintains excitatory-inhibitory balance in hippocampal circuits. Neuron. 77 (4), 712-722 (2013).
  17. Incontro, S., et al. Endocannabinoids tune intrinsic excitability in O-LM interneurons by direct modulation of postsynaptic Kv7 channels. J Neurosci. 41 (46), 9521-9538 (2021).
  18. Sammari, M., Inglebert, Y., Ankri, N., Russier, M., Incontro, S., Debanne, D. Theta patterns of stimulation induce synaptic and intrinsic potentiation in O-LM interneurons. Proc Natl Acad Sci U S A. 119 (44), e2205264119(2022).
  19. Cudmore, R. H., Turrigiano, G. G. Long-term potentiation of intrinsic excitability in LV visual cortical neurons. J Neurophysiol. 92 (1), 341-348 (2004).
  20. Nataraj, K., Le Roux, N., Nahmani, M., Lefort, S., Turrigiano, G. Visual deprivation suppresses L5 pyramidal neuron excitability by preventing the induction of intrinsic plasticity. Neuron. 68 (4), 750-762 (2010).
  21. Aizenman, C. D., Akerman, C. J., Jensen, K. R., Cline, H. T. Visually driven regulation of intrinsic neuronal excitability improves stimulus detection in vivo. Neuron. 39 (5), 831-842 (2003).
  22. Desai, N. S., Rutherford, L. C., Turrigiano, G. G. Plasticity in the intrinsic excitability of cortical pyramidal neurons. Nat Neurosci. 2 (6), 515-520 (1999).
  23. Brown, A. P. Y., Cossell, L., Margrie, T. W. Visual experience regulates the intrinsic excitability of visual cortical neurons to maintain sensory function. Cell Rep. 27 (3), 685-689 (2019).
  24. Denman, D. J., Contreras, D. On parallel streams through the mouse dorsal lateral geniculate nucleus. Front Neural Circuits. 10, 20(2016).
  25. Sriram, B., Meier, P. M., Reinagel, P. Temporal and spatial tuning of dorsal lateral geniculate nucleus neurons in unanesthetized rats. J Neurophysiol. 115 (5), 2658-2671 (2016).
  26. Duménieu, M., et al. Visual activity enhances neuronal excitability in thalamic relay neurons. bioRxiv. , (2023).
  27. Chen, C., Regehr, W. G. Developmental remodeling of the retinogeniculate synapse. Neuron. 28 (3), 955-966 (2000).
  28. Sherman, S. M. Thalamus plays a central role in ongoing cortical functioning. Nat Neurosci. 19 (4), 533-541 (2016).
  29. Cudmore, R. H., Fronzaroli-Molinieres, L., Giraud, P., Debanne, D. Spike-time precision and network synchrony are controlled by the homeostatic regulation of the D-type potassium current. J Neurosci. 30 (38), 12885-12895 (2010).
  30. Zbili, M., et al. Homeostatic regulation of axonal Kv1.1 channels accounts for both synaptic and intrinsic modifications in the hippocampal CA3 circuit. Proc Natl Acad Sci U S A. 118 (47), e2110601118(2021).
  31. Gray, C. M., Singer, W. Stimulus-specific neuronal oscillations in orientation columns of cat visual cortex. Proc Natl Acad Sci U S A. 86 (5), 1698-1702 (1989).
  32. Galuske, R. A. W., Munk, M. H. J., Singer, W. Relation between gamma oscillations and neuronal plasticity in the visual cortex. Proc Natl Acad Sci U S A. 116 (46), 23317-23325 (2019).
  33. Inglebert, Y., Aljadeff, J., Brunel, N., Debanne, D. Synaptic plasticity rules with physiological calcium levels. Proc Natl Acad Sci U S A. 117 (52), 33639-33648 (2020).
  34. Blitz, D. M., Regehr, W. G. Timing and specificity of feed-forward inhibition within the LGN. Neuron. 45 (6), 917-928 (2005).
  35. Chrobok, L., Palus-Chramiec, K., Chrzanowska, A., Kepczynski, M., Lewandowski, M. H. Multiple excitatory actions of orexins upon thalamo-cortical neurons in dorsal lateral geniculate nucleus - implications for vision modulation by arousal. Sci Rep. 7 (1), 7713(2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Wizualne neurony wzgórzarejestracja patch-clampprzygotowanie przekroju mózgukonfiguracja whole-cellgenerowanie potencjałów czynnościowychplastyczność kanałów jonowychplastyczność wzrokowa
Indukowanie długoterminowej plastyczności wewnętrznej pobudliwości neuronalnej w neuronach grzbietowego bocznego jądra kolębiastego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.