Artykuł metodologiczny

Kwantyfikacja tempa kolonizacji arbuskularnych grzybów mikoryzowych w badaniu inwazyjnych roślin obcych

DOI:

10.3791/65971

⸱

1 grudnia 2023

 ,  , 
1State Key Laboratory for Biology of Plant Diseases and Insect Pests, Institute of Plant Protection, Chinese Academy of Agricultural Sciences

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół zapewnia proste i łatwe w użyciu podejście do określania tempa kolonizacji grzybów mikoryzowych Arbuskularnych (AMF) w korzeniach roślin inwazyjnych.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Arbuskularne grzyby mikoryzowe (AMF) są szeroko rozpowszechnionymi grzybami glebowymi w ekosystemach i mogą tworzyć symbiotyczne związki (mikoryzy) z korzeniami większości roślin lądowych. Rośliny dostarczają źródła węgla do AMF poprzez asocjacje mikoryzowe, podczas gdy strzępki AMF mogą rozszerzać zakres wchłaniania składników odżywczych przez korzenie i promować pobieranie składników odżywczych przez rośliny. Istnieje wiele różnych gatunków AMF, a symbiotyczne relacje między różnymi gatunkami AMF i różnymi roślinami są różne. Rośliny inwazyjne mogą wzbogacać gatunki AMF o lepsze zdolności symbiotyczne poprzez wysięki korzeniowe, promując ich wzrost, a tym samym zwiększając ich kolonizację w korzeniach roślin inwazyjnych. Jednocześnie rośliny inwazyjne mogą również zakłócać symbiotyczny związek między AMF a roślinami rodzimymi, wpływając na lokalne zbiorowisko roślinne, co jest jednym z mechanizmów udanej inwazji roślin. Tempo kolonizacji AMF w korzeniach roślin inwazyjnych i rodzimych pośrednio odzwierciedla rolę AMF w procesie inwazji roślin inwazyjnych. W tej metodzie zebrane korzenie roślin można przetworzyć bezpośrednio lub zapisać w utrwalaczu do późniejszej obróbki wsadowej. Poprzez odbarwianie, zakwaszanie, barwienie i odbarwianie korzeni, strzępki, zarodniki i struktury arbuskularne AMF w systemie korzeniowym można wyraźnie zaobserwować. Metodę tę można wykonać w podstawowym laboratorium w celu obserwacji i obliczenia szybkości kolonizacji AMF w systemach korzeniowych roślin inwazyjnych.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Grzyby mikoryzowe są powszechne w naturalnych ekosystemach i tworzą symbiotyczne relacje z korzeniami większości roślin, tworząc mikoryzy1. Powiązania te są korzystne dla obu stron, ponieważ rośliny dostarczają fotosyntetycznie wiązane związki węgla, takie jak kwasy tłuszczowe i cukry, aby wspierać wzrost grzybów mikoryzowych, podczas gdy grzyby odwzajemniają się, dostarczając roślinom żywicielskim mineralne składniki odżywcze, takie jak fosfor i azot, promując w ten sposób wzrost roślin2. Na podstawie ich typów mikoryzowych utworzonych z korzeni roślin, grzyby mikoryzowe można podzielić na cztery główne typy: grzyby ektomikoryzowe (ECM), grzyby mikoryzowe ericoidalne (ERM), grzyby mikoryzowe orchidei (ORM) i grzyby mikoryzowe arbuskularne (AM)1. Wśród nich najszersze rozmieszczenie mają arbuskularne grzyby mikoryzowe (AMF), które mogą tworzyć związki mikoryzowe z ponad 80% gatunków roślin3,4.

AMF odgrywają kluczową rolę w zwiększaniu obiegu składników odżywczych w glebie5, poprawie pobierania składników odżywczych przez rośliny6, oraz regulowaniu konkurencji i sukcesji roślin. Odgrywają ważną rolę w procesie inwazji inwazyjnych gatunków roślin7,8. AMF, sklasyfikowany jako typ Mucoromycota9, obejmuje ponad 250 gatunków10. Specyficzne symbiotyczne relacje między różnymi gatunkami AMF i różnymi roślinami mogą się różnić. Inwazyjne gatunki roślin mają potencjał, aby zmienić różnorodność AMF i promować wzbogacanie gatunków AMF o lepsze zdolności symbiotyczne, które przyczyniają się do ich przewagi konkurencyjnej podczas wzrostu i kolonizacji8,11,12,13. Zrozumienie dynamiki AMF i ich interakcji z inwazyjnymi gatunkami roślin ma zasadnicze znaczenie dla zrozumienia mechanizmów leżących u podstaw inwazji roślin i ich wpływu na środowisko.

Badania jakościowe gatunków AMF zazwyczaj obejmują dwie główne metody. Jednym z nich jest identyfikacja morfologiczna, taka jak zbieranie zarodników AMF z gleby za pomocą metod takich jak przesiewanie na mokro i wirowanie sacharozy, a następnie klasyfikacja i kwantyfikacja zarodników na podstawie ich morfologii14. Druga metoda obejmuje techniki molekularne, amplifikację konserwatywnych regionów genów AMF i sekwencjonowanie ich w celu identyfikacji15. Metody te wymagają jednak często dużego doświadczenia w identyfikacji morfologicznej lub większych środków finansowych. Z drugiej strony, badania ilościowe wskaźników kolonizacji AMF, choć nie są w stanie określić zmian w gatunkach i składzie AMF, nadal zapewniają kompleksową ocenę symbiotycznego związku między AMF a roślinami. Takie badania są niezbędne zarówno w badaniach podstawowych, jak i późniejszych pracach walidacyjnych w eksperymentach z inokulacją.

Kolonizacja AMF odgrywa kluczową rolę w określaniu dystrybucji zasobów wśród współistniejących gatunków roślin7. Odzwierciedla to ustanowienie i siłę symbiotycznego związku między AMF a korzeniami roślin żywicielskich. W tym samym środowisku inwazyjne gatunki roślin często wykazują wyższe wskaźniki kolonizacji w porównaniu z roślinami rodzimymi16,17. Ta zwiększona kolonizacja AMF przyczynia się do udanej inwazji gatunków inwazyjnych, takich jak Ambrosia artemisiifolia18, Solidago canadensis19, Sapium sebiferum20, Ageratina adenophora21, Sphagneticola trilobata22 i Flaveria bidentis7. Zrozumienie tempa kolonizacji AMF w korzeniach roślin inwazyjnych stanowi podstawę do rozwikłania mechanizmów mikrobiologicznych gleby leżących u podstaw udanej inwazji tych gatunków. Badanie tempa kolonizacji AMF w korzeniach roślin inwazyjnych rzuca światło na ekologiczne implikacje interakcji między roślinami a mikroorganizmami i przyczynia się do zrozumienia mechanizmów napędzających inwazje roślin.

Określenie szybkości kolonizacji AMF obejmuje technikę mikroskopii barwienia, która obejmuje kilka etapów: zachowanie korzeni, klarowanie, zakwaszanie, barwienie, odbarwienie i badanie mikroskopowe (Rysunek uzupełniający 1). W ciągu ostatnich dziesięcioleci naukowcy badali różne metody obserwacji AMF i opracowali różne techniki barwienia. We wczesnych stadiach barwienie niebieskim trypanem było szeroko stosowane23,24. Jednak ta metoda ma ograniczenia ze względu na toksyczność błękitu trypanowego. Z drugiej strony barwienie kwasową fuksyną jest powszechnie stosowaną metodą, która zapewnia jasne kolory i pokazuje wiarygodne i stabilne wyniki barwienia25. Dodatkowo roztwór barwiący może być ponownie użyty, co czyni go bardziej opłacalnym. Szybkość kolonizacji jest określana za pomocą metody przecięcia linii siatki, która zapewnia bardziej obiektywne wyniki statystyczne w porównaniu z innymi podejściami26. Metoda ta charakteryzuje się prostotą, niskim kosztem i minimalnymi wymaganiami sprzętowymi, dzięki czemu można ją wykonywać w podstawowych warunkach laboratoryjnych. Oferuje praktyczne i przystępne podejście do oceny wskaźnika kolonizacji AMF i przyczynia się do naszego zrozumienia symbiotycznych powiązań między AMF a korzeniami roślin.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przeprowadziliśmy eksperymenty z użyciem jednej rośliny inwazyjnej F. bidentis i jednej rodzimej rośliny Setaria viridis. Obie rośliny były uprawiane na poletkach doświadczalnych w Pilotażowej Bazie Badań Naukowych Langfang Chińskiej Akademii Nauk Rolniczych (CAAS) w Hebei w Chinach. Każdy gatunek roślin został posadzony indywidualnie na oddzielnych działkach, przy czym każda działka miała wymiary 2 m x 3 m i 1 metr odstępu między działkami. Rośliny pozostawiono do naturalnego wzrostu, a po około dwóch miesiącach pobrano próbki korzeni

.

1. Przygotowanie i konserwacja korzeni

  1. Na każdą działkę wybierz losowo trzy rośliny o podobnych warunkach wzrostu. Poluzuj glebę wokół roślin łopatą i delikatnie wyciągnij rośliny. Po strząśnięciu gleby z korzeni odetnij cały system korzeniowy i przynieś go do laboratorium. Zebrane próbki korzeni należy dokładnie wypłukać pod bieżącą wodą i wymieszać korzenie trzech roślin na tej samej działce, aby utworzyć jedną kontrpróbę.
    UWAGA: Aby ułatwić opis procesu operacyjnego, niniejszy protokół zawiera instrukcje dla jednej kontrpróby biologicznej. W celu zapewnienia wiarygodności wyników doświadczalnych zaleca się pobieranie próbek z co najmniej trzech kontrprób biologicznych zgodnie z planem doświadczalnym podczas rzeczywistych operacji.
  2. Użyj bibuły filtracyjnej, aby usunąć nadmiar wilgoci z oczyszczonych korzeni i pozwól im wyschnąć na powietrzu.
  3. Użyj nożyczek, aby przyciąć uszkodzone korzenie, odetnij nienaruszone drobne korzenie i zachowaj je do przechowywania lub przejdź do następnego kroku. Jeśli w ciągu 2 dni przejdziesz do następnego kroku, przechowuj je w lodówce w temperaturze 4 °C. W celu zachowania próbek korzeni do późniejszego wykorzystania, przechowuj je w roztworze utrwalającym, takim jak roztwór formaliny-acetoalkoholu (FAA, 5 ml 38% formaliny + 5 ml kwasu octowego + 90 ml 70% alkoholu).
    UWAGA: Utrwalacz FAA NIE jest obowiązkowy. Jeśli jest tylko niewielka liczba próbek i można zabarwić i policzyć korzenie w krótkim czasie po pobraniu, pomiń etap utrwalania FAA i kontynuuj bezpośrednio po zmyciu gleby z korzeni. Używając utrwalacza FAA, upewnij się, że operacja jest przeprowadzana w dobrze wentylowanym pomieszczeniu ze względu na obecność formaldehydu.

2. Barwienie korzeni

  1. Usuń zakonserwowane korzenie z roztworu do przechowywania i spłucz korzenie do czysta. Umieść korzenie w zlewce o pojemności 100 ml i dodaj około 50 ml 10% roztworu KOH (10 g KOH + 100 ml wody), upewniając się, że wszystkie korzenie są całkowicie zanurzone w roztworze. Podgrzewać zlewkę w temperaturze 90 °C przez 30 min.
    UWAGA: Dostosuj czas nagrzewania w zależności od dojrzałości korzeni. Ten etap usuwa pigmenty z korzeni, czyniąc je przezroczystymi do obserwacji mikroskopowej.
  2. Wylej roztwór KOH ze zlewki i delikatnie spłucz próbkę korzenia wodą z kranu 3x-6x, aby usunąć resztki KOH. Odlej nadmiar wody.
    UWAGA: Upewnij się, że zlewka i wszystkie używane narzędzia są dokładnie oczyszczone z pozostałości KOH, ponieważ wszelkie pozostałości mogą spowodować niepełne zakwaszenie w następnym kroku, wpływając w ten sposób na skuteczność barwienia kwaśnej fuksyny.
  3. Dodaj 2% roztwór HCl do zlewki, upewniając się, że płyn całkowicie pokrywa korzenie. Pozwól korzeniom moczyć się w kwaśnym roztworze o temperaturze pokojowej przez 10 minut.
  4. Wylać roztwór HCl ze zlewki i dodać około 50 ml 0,01% kwaśnego roztworu fuksyny (874 ml kwasu mlekowego, 63 ml glicerolu, 63 ml wody destylowanej, 0,1 g kwaśnej fuksyny). Bejcować korzenie w temperaturze 90 °C przez 20-60 min. Po barwieniu kwaśny roztwór fuksyny można odzyskać i ponownie wykorzystać do przyszłego barwienia.
    nuta: Czas barwienia może się różnić w zależności od wieku i stanu korzeni, przy czym młodsze i delikatne korzenie mogą wymagać barwienia przez noc w temperaturze pokojowej.

3. Odbarwienie i mikroskopia

  1. Umieść poplamione korzenie w około 50 ml roztworu kwasu mlekowego (85%), aby usunąć kwaśną fuksynę z komórek korzenia. Zabieg separacji spowoduje, że tkanki AMF zostaną zabarwione na czerwono, podczas gdy komórki korzeniowe pozostaną niezabarwione lub zabarwione na jasnoczerwono. Cylinder centralny może być czerwony.
  2. Obserwuj tkanki korzeni i tkanki grzybów pod mikroskopem 200x, aby zapewnić wyraźną rozróżnienie przed zatrzymaniem odbarwienia. Gdy struktura AMF i komórki korzeniowe mogły być wyraźnie rozróżnione, proces odbarwiania mógł zostać zakończony.
    UWAGA: Dostosuj czas odbarwiania w zależności od dojrzałości korzeni. Podczas tego procesu wybierz korzenie do przygotowania dyni, aby obserwować je pod mikroskopem.
  3. Usuń korzenie z roztworu kwasu mlekowego i przenieś je do około 50 ml roztworu glicerolu (99%). Kwaśna fuksyna w strukturze AMF i komórkach korzeniowych nie będzie się już oddzielać i może być wykorzystana do późniejszych badań mikroskopowych.
  4. Umieść kroplę glicerolu na szkiełku podstawowym. Dla każdej repliki wybierz losowo 30-50 korzeni, odetnij segmenty korzeni o długości 1 cm z każdego korzenia. Ułóż je na szkiełkach z glicerolem, równolegle do krótszego boku szkiełka i ułóż je równolegle do siebie (rysunek uzupełniający 1). Umieść 10 sekcji głównych na każdym slajdzie, co daje od 3 do 5 powtórzeń dla każdej repliki.
    UWAGA: W tym kroku opisano liczbę segmentów korzeniowych używanych do obserwacji, odnosząc się do liczby kontrprób technicznych dla każdej kontrpróby. Liczba segmentów korzeni obserwowanych dla każdej próbki powinna być rozsądnie ułożona w oparciu o gatunek rośliny i morfologię korzenia. W przypadku drobnych korzeni wystarczy obserwować 30-50 segmentów korzeni, każdy o długości 1 cm na próbkę. Jednak w przypadku większych korzeni, takich jak korzenie kukurydzy, konieczne jest odpowiednie zwiększenie liczby obserwacji. W celu zapewnienia wiarygodności wyników statystycznych, każde poddane działaniu substancji powinno obejmować co najmniej 3 kontrpróby biologiczne, a każda kontrpróba biologiczna powinna być przeprowadzana zgodnie z wyżej wymienioną metodą.
  5. Przykryj szkiełkiem nakrywkowym. Po umieszczeniu szkiełka nakrywkowego należy unikać poziomego przesuwania próbek, aby zapobiec otarciu lub deformacji korzeni. Gwarantuje to, że normalny stan morfologii strzępek można obserwować bez zakłóceń, zachowując w ten sposób dokładność obliczeń szybkości kolonizacji.
  6. Używając mikroskopu 200x, zastosuj metodę liczenia krzyżowego, aby określić szybkość kolonizacji w odniesieniu do schematu ideowego (rysunek uzupełniający 2).
    1. Zamontuj mikrometr z krzyżykiem w okularze mikroskopu. Przesuń pole widzenia na jeden koniec korzenia i wyrównaj jeden z krzyżyków nitkowych równolegle do nasady. Obserwuj, czy druga linia przecina się ze strzępkami, arbuskułami lub pęcherzykami.
    2. Przesuń pole widzenia wzdłuż kierunku korzenia na drugi koniec, przesuwając się za każdym razem na tę samą odległość w oparciu o współrzędne stolika mikroskopu. Rejestruj przecięcia w każdym polu widzenia przy użyciu podejścia binarnego (0 lub 1). Jeśli drugi celownik przecina się ze strzępkami AMF, arbuskułami lub pęcherzykami, jest zapisywany jako 1 w odpowiedniej komórce tabeli. W przeciwnym razie jest rejestrowany jako 0. Jeśli nie ma przecięć z żadną ze struktur AMF, jest ona rejestrowana jako 1 w obszarze ujemnym. Obserwuj 10 pól widzenia dla każdego segmentu korzeniowego, co daje łącznie 100 obserwacji na szkiełku, co daje od 300 do 500 obserwacji na próbkę rośliny.

4. Obliczanie współczynnika kolonizacji

  1. Na podstawie zarejestrowanej liczby przecięć ze strzępkami (H), arbuskułami (A) i pęcherzykami (V) oraz niemikoryzowymi (N) w 10 korzeniach każdego szkiełka (jak pokazano w tabeli 1), oblicz wskaźniki kolonizacji w następujący sposób:

    Wskaźnik kolonizacji strzępek = (AH / A T) × 100%
    Wskaźnik kolonizacji arbuskularnej = (AA / A T) × 100%
    Szybkość kolonizacji pęcherzyków = (AV / AT) × 100%
    Całkowity wskaźnik kolonizacji = [(AT - A N) / AT] × 100%

    gdzie:
    AH: Liczba skrzyżowań ze strzępkami
    AA: Liczba skrzyżowań z arbuscules
    AV: Liczba skrzyżowań z pęcherzykami
    AT: Łączna liczba skrzyżowań
    AN: Liczba skrzyżowań z korzeniami niemikoryzowymi

    Obliczenia te zapewniają wskaźniki kolonizacji dla każdej struktury (strzępki, arbuskuły i pęcherzyki) oraz ogólny wskaźnik kolonizacji, który jest sumą wskaźników kolonizacji dla wszystkich struktur.
LeczenieSlajdLiczba skrzyżowań
MinusStrzępki strzępekArbuscules (Arbuscules)Pęcherzykiłączny
Próbka 1Slajd 1AN1AH1AA1AV1AT1
Slajd 2AN2AH2AA2AV2AT2
Slajd 3AN3AH3AA3AV3AT3
RazemANAHAAAVAT

Tabela 1: Tabela statystyczna wskaźników kolonizacji arbuskularnych grzybów mikoryzowych. Skróty: AH = liczba przecięć ze strzępkami; AA = liczba skrzyżowań z arbuskułami; AV = liczba skrzyżowań z pęcherzykami; AT = całkowita liczba skrzyżowań; AN = liczba skrzyżowań z korzeniami niemikoryzowymi.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wyniki barwienia korzeni roślin inwazyjnych za pomocą tej metody są pokazane w Rysunek 1. Struktury (strzępki, arbuskule, zarodniki i pęcherzyki) AMF są zabarwione na czerwono, komórki kory korzenia są zabarwione na jasnoczerwono po odbarwieniu, a centralny cylinder jest zabarwiony na czerwono. Ten wynik barwienia jest wystarczający do rozróżnienia struktur grzybów, ponieważ AMF występuje głównie w korze rośliny. Na podstawie wyniku barwienia można zaobserwować wyraźne struktury, takie jak a...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Interakcje między roślinami inwazyjnymi a AMF są złożone i różnorodne. Badanie tych interakcji ma kluczowe znaczenie dla zrozumienia sukcesu roślin inwazyjnych i ich skutków ekologicznych. Mogą wpływać na zdolność inwazyjną roślin, strukturę i funkcję ekosystemów glebowych oraz konkurencyjność roślin rodzimych. Wskaźnik kolonizacji służy jako ważny wskaźnik do badania związku między roślinami inwazyjnymi a AMF. Stanowi ilościową miarę do ustanawiania relacji symbiotycznych, oceny zdolności inwazyjnych, analizowania efekt...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca została sfinansowana przez Narodowy Kluczowy Program Badawczo-Rozwojowy Chin (2021YFD1400100, 2021YFC2600400 i 2022YFC2601100) oraz przez Narodową Fundację Nauki Chin (42207162).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
70% AlkoholShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdR433197
Roztwór kwasu octowegoShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdA116166
Kwaśna fukssynaShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdA104917
Roztwór formaldehydu, FormalinShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdF111941
GlycerolShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdG116203
Kwas solny, HClShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdH399657
Kwas mlekowyShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdL432769
Ręczny mikroskop systemowy BX43Olympus (China) co., Ltd
Potas wodorotlenek, KOHShanghai Aladdin Biochemical Technology Co., LtdP112284

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Genre, A., Lanfranco, L., Perotto, S. Unique and common traits in mycorrhizal symbioses. Nat Rev Microbiol. 18 (11), 649-660 (2020).
  2. Shi, J., Wang, X., Wang, E. Mycorrhizal symbiosis in plant growth and stress adaptation: from genes to ecosystems. Annu Rev Plant Biol. 74, 569-607 (2023).
  3. Evelin, H., Devi, T. S., Gupta, S., Kapoor, R. Mitigation of salinity stress in plants by arbuscular mycorrhizal symbiosis: current understanding and new challenges. Front Plant Sci. 10, 470(2019).
  4. Smith, S. E., Read, D. J. Mycorrhizal symbiosis. , Academic press. (2010).
  5. Bender, S. F., Conen, F., Heijden, M. vd Mycorrhizal effects on nutrient cycling, nutrient leaching and N2O production in experimental grassland. Soil Biol Biochem. 80, 283-292 (2015).
  6. Shen, K., et al. AM fungi alleviate phosphorus limitation and enhance nutrient competitiveness of invasive plants via mycorrhizal networks in Karst Areas. Front Ecol Evol. 8, 125(2020).
  7. Zhang, F. J., et al. Arbuscular mycorrhizal fungi facilitate growth and competitive ability of an exotic species Flaveria bidentis. Soil Biol Biochem. 115, 275-284 (2017).
  8. Zhang, F., et al. AM fungi facilitate the competitive growth of two invasive plant species, Ambrosia artemisiifolia and Bidens pilosa. Mycorrhiza. 28 (8), 703-715 (2018).
  9. Spatafora, J. W., et al. A phylum-level phylogenetic classification of zygomycete fungi based on genome-scale data. Mycologia. 108 (5), 1028-1046 (2016).
  10. Tedersoo, L., et al. High-level classification of the fungi and a tool for evolutionary ecological analyses. Fungal Diversity. 90 (1), 135-159 (2018).
  11. Meinhardt, K. A., Gehring, C. A. Disrupting mycorrhizal mutualisms: a potential mechanism by which exotic tamarisk outcompetes native cottonwoods. Ecol Appl. 22 (2), 532-549 (2012).
  12. Dong, L. J., Ma, L. N., He, W. M. Arbuscular mycorrhizal fungi help explain invasion success of Solidago canadensis. Appl Soil Ecol. 157, 103763(2021).
  13. Ramana, J. V., Tylianakis, J. M., Ridgway, H. J., Dickie, I. A. Root diameter, host specificity and arbuscular mycorrhizal fungal community composition among native and exotic plant species. New Phytol. 239 (1), 301-310 (2023).
  14. Mertz, S. M., Heithaus, J. J., Bush, R. L. Mass production of axenic spores of the endomycorrhizal fungus Gigaspora margarita. Trans British Mycol Soc. 72 (1), 167-169 (1979).
  15. Renker, C., Heinrichs, J., Kaldorf, M., Buscot, F. Combining nested PCR and restriction digest of the internal transcribed spacer region to characterize arbuscular mycorrhizal fungi on roots from the field. Mycorrhiza. 13 (4), 191-198 (2003).
  16. Bunn, R. A., Ramsey, P. W., Lekberg, Y. Do native and invasive plants differ in their interactions with arbuscular mycorrhizal fungi? A meta-analysis. J Ecol. 103 (6), 1547-1556 (2015).
  17. Majewska, M. L., Rola, K., Zubek, S. The growth and phosphorus acquisition of invasive plants Rudbeckia laciniata and Solidago gigantea are enhanced by arbuscular mycorrhizal fungi. Mycorrhiza. 27 (2), 83-94 (2017).
  18. Huang, D., Sang, W. G., Zhu, L., Song, Y. Y., Wang, J. P. Effects of nitrogen and carbon addition and arbuscular mycorrhiza on alien invasive plant Ambrosia artemisiifolia. Chinese J Appl Ecol. 21 (12), 3056-3062 (2010).
  19. Zhang, Q., et al. Positive feedback between mycorrhizal fungi and plants influences plant invasion success and resistance to invasion. PLoS ONE. 5 (8), e12380(2010).
  20. Yang, Q., Li, B., Siemann, E. Positive and negative biotic interactions and invasive Triadica sebifera tolerance to salinity: a cross-continent comparative study. Oikos. 124 (2), 216-224 (2015).
  21. Li, L. Q., et al. Arbuscular mycorrhizal fungi enhance invasive plant, Ageratina adenophora growth and competition with native plants. Chinese J Ecol. 35 (1), 79-86 (2016).
  22. QI, S. S., et al. Effects of arbuscular mycorrhizal fungi on the growth and the competition of an invasive plant Wedelia trilobata. Microbiol China. 47 (11), 3801-3810 (2020).
  23. Phillips, J. M., Hayman, D. S. Improved procedures for clearing roots and staining parasitic and vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi for rapid assessment of infection. Trans British Mycol Soc. 55 (1), 158-161 (1970).
  24. Koske, R. E., Gemma, J. N. A modified procedure for staining roots to detect VA mycorrhizas. Mycol Res. 92 (4), 486-488 (1989).
  25. Kormanik, P. P., Bryan, W. C., Schultz, R. C. Procedures and equipment for staining large numbers of plant root samples for endomycorrhizal assay. Can J Microbiol. 26 (4), 536-538 (1980).
  26. McGonigle, T. P., Miller, M. H., Evans, D. G., Fairchild, G. L., Swan, J. A. A new method which gives an objective measure of colonization of roots by vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi. New Phytol. 115 (3), 495-501 (1990).
  27. Souza, T. Handbook of Arbuscular Mycorrhizal Fungi. , Springer International Publishing. Switzerland. (2015).
  28. Chandwani, S., Maiti, S., Amaresan, N. Microbial Symbionts. , Academic Press. (2023).
  29. Piercey, M. M., Graham, S. W., Currah, R. S. Patterns of genetic variation in Phialocephala fortinii across a broad latitudinal transect in Canada. Mycol Res. 108 (Pt 8), 955-964 (2004).
  30. Jumpponen, A. R. I., Trappe, J. M. Dark septate endophytes: a review of facultative biotrophic root-colonizing fungi. New Phytol. 140 (2), 295-310 (1998).
  31. Du, E., et al. Rhizoglomus intraradices and associated Brevibacterium frigoritolerans enhance the competitive growth of Flaveria bidentis. Plant Soil. 453, 281-295 (2020).
  32. Wang, S. Y., et al. Practical methods for arbuscular mycorrhizal fungal spore density, hyphal density and colonization rate of AMF. Bio-protocol. 101, e2104253(2022).
  33. Sheng, P., Liu, R., Li, M. Methodological comparison of observation and colonization measurement of arbuscular mycorrhizal fungi. MYCOSYSTEMA. 30 (4), 519-525 (2011).
  34. Grace, C., Stribley, D. P. A safer procedure for routine staining of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi. Mycol Res. 95 (10), 1160-1162 (1991).
  35. Vierheilig, H., Coughlan, A. P., Wyss, U., Piche, Y. Ink and vinegar, a simple staining technique for arbuscular-mycorrhizal fungi. Appl Environ Microbiol. 64 (12), 5004-5007 (1998).
  36. Vierheilig, H., Schweiger, P., Brundrett, M. An overview of methods for the detection and observation of arbuscular mycorrhizal fungi in roots. Physiol Plant. 125 (4), 393-404 (2005).
  37. Dalpé, Y., Séguin, S. M. Microwave-assisted technology for the clearing and staining of arbuscular mycorrhizal fungi in roots. Mycorrhiza. 23, 333-340 (2013).
  38. Biermann, B., Linderman, R. G. Quantifying vesicular-arbuscular mycorrhizae: a proposed method towards standardization. New Phytol. 87 (1), 63-67 (1981).
  39. Bethlenfalvay, G. J., Pacovsky, R. S., Brown, M. S. Measurement of mycorrhizal infection in soybeans. Soil Sci Soc Am J. 45 (5), 871-875 (1981).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Kolonizacja mikoryzowastopie kolonizacji korzenisymbioza korzeni ro linbarwienie AMFpobieranie sk adnik w od ywczych przez ro linyodbarwianie korzenigrzyby glebowepowi zania symbiotyczne
Film wkrótce dostępny

Powiązane artykuły