Tutaj opisujemy zaawansowane narzędzie przeznaczone do monitorowania biosyntezy chlorofilu podczas wczesnych etapów deetiolacji siewek rzodkiewnika. Nowatorska metodologia umożliwia nieinwazyjne obrazowanie fluorescencji chlorofilu w czasie rzeczywistym w wysokiej rozdzielczości przestrzennej i czasowej.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Nieinwazyjny test do oznaczania kinetyki biosyntezy chlorofilu we wczesnych stadiach deetiolacji rzodkiewnika
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Biosynteza chlorofilu jest cechą charakterystyczną deetiolacji, jednego z najbardziej dramatycznych etapów w cyklu życia rośliny. Ściśle kontrolowany i wysoce dynamiczny proces biosyntezy chlorofilu jest uruchamiany podczas przejścia z ciemności do światła u roślin kwitnących. W momencie, gdy etiolowane siewki są wystawione na pierwsze ślady światła słonecznego, w szybkim (rzędu sekund) przemianie protochlorofilu w chlorofil pośredniczą unikalne kompleksy białkowe akceptujące światło, prowadzące poprzez kolejne etapy metaboliczne do produkcji w pełni funkcjonalnego chlorofilu. Standardowe techniki analizy zawartości chlorofilu obejmują ekstrakcję pigmentu z oderwanych tkanek roślinnych, co nie ma zastosowania do badania tak szybkich procesów. Aby zbadać kinetykę chlorofilu in vivo z dużą dokładnością i rozdzielczością czasoprzestrzenną w pierwszych godzinach po deetiolacji wywołanej światłem, opracowano instrument i protokół. W tym miejscu przedstawiamy szczegółową procedurę przeznaczoną do statystycznie solidnej oceny ilościowej chlorofilu we wczesnych stadiach deetiolacji rzodkiewnika.
Wprowadzenie
Deetiolacja reprezentuje najbardziej dramatyczną fazę w cyklu życia rośliny, charakteryzującą się szeregiem zmian morfologicznych i całkowitym przegrupowaniem metabolizmu roślin (z hetero- na autotropikalny)1. Biosynteza chlorofilu jest cechą charakterystyczną deetiolacji roślin wywołanej światłem i bardzo dynamicznym procesem. Tworzenie chlorofilu z wytwarzanego w ciemności prekursora protochlorofildu musi być ściśle skoordynowane, aby uniknąć uszkodzeń spowodowanych reaktywnymi produktami ubocznymi2. Redukcja protochlorofilu do chlorofilu jest katalizowana przez zależne od światła oksydoreduktazy protochlorofilowe (POR), unikalne enzymy aktywowane bezpośrednio przez światło. Reakcja jest bardzo szybka, zachodzi w kolejności od ms do s3, prowadząc do rozpoznawalnej akumulacji chlorofilu w ciągu kilku minut po napromieniowaniu etiolowanej siewki4,5,6. Biogeneza chloroplastów potrzebuje więcej czasu (z godzin do dni), aby stworzyć w pełni funkcjonalny aparat fotosyntetyczny3.
Istnieją różne metody analizy zawartości chlorofilu, w tym wysokosprawna chromatografia cieczowa (HPLC) lub spektrofotometria. Zazwyczaj techniki te wymagają zniszczenia tkanki roślinnej4,5,6, ograniczając określanie zmian poziomu chlorofilu w czasie. Metody pozwalające na ustalenie nieinwazyjnej kinetyki chlorofilu mogą otworzyć zupełnie nową perspektywę badania roślin w różnych aspektach, począwszy od podstawowych pytań badawczych, takich jak analiza procesu syntezy chlorofilu w czasie i przestrzeni, po bardziej praktyczne zastosowania, takie jak ocena tolerancji stresu czy wpływu biostymulatorów na kinetykę chlorofilu. Biorąc to pod uwagę, wprowadziliśmy system monitorowania tworzenia się chlorofilu, iReenCAM7. Składa się z kamery CCD, filtrów emisyjnych, źródeł światła i rurociągu do automatycznej analizy fluorescencji (Rysunek 1). Główną cechą opracowanego urządzenia jest wysoka rozdzielczość przestrzenna i czasowa, przewyższająca parametry stosowane w obecnych podejściach, oraz wystarczająca czułość i swoistość w porównaniu ze standardowymi metodami analitycznymi7.
Opisana tutaj nieinwazyjna procedura wymaga minimalnej ilości odczynników i składa się z prostych kroków, pozwalających na uzyskanie profilu kinetyki chlorofilu u żywych siewek Arabidopsis podczas bardzo wczesnych etapów deetiolacji. Protokół może być przydatny do badania wysoce dynamicznego procesu syntezy chlorofilu, na który wpływa szereg czynników, zarówno egzogennych (sól, susza, biostymulanty, metale ciężkie itp.), jak i endogennych (zwykle związanych ze zmianami w aktywności genu) pochodzenia bez konieczności odrywania jakiejkolwiek tkanki roślinnej, unikając w ten sposób dodatkowego stresu.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
1. Przygotowanie podłoża
- Przygotować podłoże uprawowe, mieszając 0,75 g środka żelującego z 50 ml sterylnej wody dejonizowanej w szklanej butelce, aby uzyskać stężenie 1,5% (w/v) dla jednej płytki Petriego (120 x 120 x 17 mm). Delikatnie wstrząśnij mieszaniną, a następnie podgrzej ją w kuchence mikrofalowej do wrzenia, aby rozpuścić środek żelujący (roztwór stanie się klarowny).
- Pozostawić podłoże do ostygnięcia do temperatury 58-60 °C przed przejściem do kolejnych kroków. Wszystkie kolejne kroki muszą być wykonywane w sterylnych warunkach w okapie z przepływem laminarnym, aby zapobiec zanieczyszczeniu.
- Używaj płytek Petriego z krawędziami szczelnymi dla światła, aby uniknąć nadmiernego odbicia światła aktynowego i wysokiej autofluorescencji tła podczas pomiarów. W tym celu nałóż czarną taśmę klejącą (lub inne dostępne środki), aby pokryć wszystkie boki pustej płytki Petriego (Rysunek 2).
- Przeprowadzić sterylizację płytki(ów) po nałożeniu taśmy poprzez naświetlanie bakteriobójczą lampą UV przez 20-30 min.
- Jeśli eksperyment obejmuje obróbkę chemiczną (tj. abiotyczne/biotyczne czynniki stresogenne, hormony roślinne i/lub regulatory wzrostu itp.), dodaj odpowiednią ilość odpowiedniej substancji chemicznej bezpośrednio do pożywki. Należy pamiętać o wybranej stabilności chemicznej dodawanej do podłoża (na przykład, jeśli substancja chemiczna nie jest termostabilna, dodaj do podłoża, gdy jest schłodzone tuż przed wlaniem go do płytki). Dokładnie wymieszaj podłoże, wstrząsając, aby zapewnić równomierne rozprowadzenie substancji chemicznej.
- Unikaj oświetlania płytek światłem UV po nalaniu pożywki (doprowadziłoby to do produkcji rodników tlenowych, które mogłyby zakłócić eksperyment).
- Wlać przygotowane podłoże do kwadratowej płytki Petriego (płytek) Petriego i pozostawić pożywkę do zestalenia się w temperaturze pokojowej.
2. Sterylizacja powierzchni nasion i warunki wzrostu roślin
- Pobrać wymaganą ilość nasion Arabidopsis thaliana Col-0 z bulionu (10-20 mg) i dodać ją do probówki do mikrowirówki o pojemności 2 ml.
UWAGA: Nie są konieczne żadne szczególne modyfikacje podczas pracy z różnymi liniami Arabidopsis (linie ekotypowe/zmutowane). Rewizja siatki piłowania i etapów pomiarowych powinna być przeprowadzana dla innych gatunków roślin, biorąc pod uwagę różnice w wielkości nasion, zdolności kiełkowania i wielkości siewek. - Nasiona rzodkiewnika należy sterylizować powierzchniowo, dodając 70% etanolu do probówki przez 2 minuty. Podczas sterylizacji delikatnie potrząśnij probówkami.
- Usunąć etanol, ostrożnie pipetując, uważając, aby nie stracić żadnych nasion. Umyj nasiona, dodając sterylną wodę do probówki przez 5 minut, aby usunąć resztki etanolu (delikatnie potrząśnij probówkami w okresie mycia).
- Pozwól nasionom opaść na dno rurki grawitacyjnie, usuń pozostałą wodę.
- Ponownie opłucz nasiona 2x sterylną wodą, jak opisano w kroku 2.3, aby upewnić się, że są wolne od jakichkolwiek cech etanolu. Pozwól nasionom opaść na dno rurki grawitacyjnie, usuń pozostałą wodę.
- Dodaj równą objętość sterylnej wody do probówki zawierającej nasiona, aby utworzyć zawiesinę wody z nasion.
- Użyj siatki wysiewającej, aby równomiernie rozprowadzić zawiesinę wodną nasion danego genotypu na wybranych obszarach płytki podłoża (Rysunek 2 i Rysunek uzupełniający 1). Rozprowadź nasiona (około 30-40) w rzędzie w każdym obszarze za pomocą szerokiej końcówki pipety.
- Pozostaw wodę do wyschnięcia w obszarach nasion na około 30 minut, trzymając płytkę (płytki) otwartą w okapie z przepływem laminarnym, aby zapobiec zanieczyszczeniu. Uszczelnij płytkę taśmą z mikroporami i owiń ją folią aluminiową.
- Rozwarstwiać nasiona przez 3 dni w temperaturze 4 °C w ciemności, aby (w zależności od użytego ekotypu) przezwyciężyć spoczynek nasion i/lub zapewnić równomierne kiełkowanie.
- Przenieść płytkę z warstwowymi nasionami do światła białego (150 μmol/m2/s) na 1 godzinę w celu wywołania kiełkowania (odwinąć folię tylko do obróbki światłem).
- Po zabiegu światłem owinąć płytkę folią aluminiową, aby chronić nasiona przed światłem i umieścić ją w pozycji pionowej w komorze wzrostowej i uprawiać przez 4 dni w ciemności w temperaturze 21 °C.
3. Pomiar i analiza fluorescencji chlorofilu
- Włącz system iReenCAM i upewnij się, że system jest gotowy i prawidłowo skonfigurowany w automatycznie inicjowanym oprogramowaniu serwera PS (np. czy jest wystarczająco dużo miejsca na dane z eksperymentu, czy kamera fluorescencyjna jest podłączona do komputera itp.).
- Aktywuj oprogramowanie Scheduler, aby utworzyć plan eksperymentu dla pomiaru, klikając opcję Eksperymenty > Nowy eksperyment. Podaj opisową nazwę eksperymentu i podaj szczegóły (opis).
- Ustaw wymagane działania dla eksperymentu, klikając Dodaj działanie, co spowoduje wyświetlenie harmonogramu działań eksperymentalnych.
UWAGA: Słowo działanie oznacza tutaj wykonanie pełnego eksperymentu (tj. obejmującego wszystkie kroki niezbędne do wykonania jednego pomiaru płytki). - Określ warunki dla pojedynczego pomiaru rundy (tj. długość okresu światła/ciemności).
- Klikając Generuj listę, zdefiniuj odstępy czasowe między rundami pomiarowymi. Wybierz czas, w którym runda się rozpocznie i zakończy (łącznie 4 godziny) oraz odstępy między rundami (w obecnym ustawieniu jedna runda co 2 minuty).
- Kliknij Generuj i upewnij się, że ramy czasowe i odstępy między impulsami świetlnymi są prawidłowe, sprawdzając listę wygenerowaną po lewej stronie ekranu.
- Wybierz protokół pomiarowy (rysunek uzupełniający 2). Zapisz wszystkie modyfikacje w bazie danych do wykorzystania w przyszłości.
- Tuż przed rozpoczęciem pomiaru należy użyć zielonego światła o niskim natężeniu (patrz Tabela Materiałów) wewnątrz ciemnego pomieszczenia i wyregulować poziom półki wewnątrz komory pomiarowej lub wykonać inne czynności przygotowawcze przed zdjęciem folii z płytki Petriego. Następnie wyłącz światło i przenieś płytki do komory pomiarowej w całkowitej ciemności.
- Ostrożnie usuń folię aluminiową pokrywającą płytkę Petriego zawierającą 4-dniowe sadzonki. Umieść płytkę Petriego poziomo w komorze pomiarowej urządzenia. Wewnątrz komory indukować impulsy światła aktynicznego i wykonywać obrazowanie zgodnie z planem eksperymentu (działaniami) ustalonym w krokach 3.1-3.7.
UWAGA: Bardzo ważne jest, aby unikać oświetlenia płytek etiolowanymi siewkami przed umieszczeniem ich w komorze pomiarowej. Manipulacja za pomocą płytki z etiolowanymi sadzonkami musi być przeprowadzona w ciemnym pomieszczeniu/komorze (w celu zapoznania się z możliwą konfiguracją doświadczalną patrz rysunek uzupełniający 3).
4. Ekstrakcja i analiza danych
- Po zakończeniu pomiaru otwórz odpowiedni eksperyment w oprogramowaniu analizatora.
- Aby przeanalizować fluorescencję sadzonek, wygeneruj dwa rodzaje masek - maskę szorstką (tacową), która pokrywa obszar, w którym znajdują się sadzonki, oraz precyzyjną maskę (roślinną), która obejmuje tylko tkankę będącą przedmiotem zainteresowania (zwykle liścienie).
- Wygeneruj maskę zasobnika, klikając opcję Utwórz nowy typ zasobnika. Przypisz odpowiednie nazwy genotypów do odpowiednich obszarów na obrazie płytki.
- Aby przypisać genotyp, wybierz numer obrazu w Round, a następnie kliknij Załaduj obraz w górnej części ekranu. Obraz tabliczki zostanie wyświetlony na ekranie. Klikając dowolny z zestawu przycisków, które reprezentują różne narzędzia do rysowania kształtów (Rysunek uzupełniający 4), przejdź do trybu nowego kształtu, który pozwala narysować obszar zainteresowania na obrazie płyty. Wybierz niezbędne obszary (np. różne genotypy na talerzu) i nadaj im odpowiednie nazewnictwo.
- Kliknij Esc, aby wyjść z trybu kształtu. Zapisz wygenerowaną maskę zasobnika (po podaniu jej nazwy), klikając opcję Typ zasobnika sklepowego.
- Cofnij się o krok i zastosuj maskę, która została wygenerowana w poprzednich krokach, wybierając jej nazwę z opcji Zmień według typu zasobnika.
- Aby wygenerować maskę roślinną z dużą dokładnością, należy użyć obrazu uzyskanego po 180 minutach pomiaru (runda 91), aby ustawić minimalną wartość progową intensywności sygnału fluorescencji, umożliwiając odejmowanie szumu tła. W tym celu usuń zaznaczenie z opcji Auto Threshold (Próg automatyczny) i ustaw próg ręczny na wartość 0 (Rysunek uzupełniający 4).
- Kliknij przycisk Podgląd, aby upewnić się, że maska zasobnika obejmuje wszystkie niezbędne obszary (genotypy) na obrazie płytki. W tym celu wybierz rundę 91 i kliknij Odśwież podgląd.
- Wejdź do menu Uruchom, klikając przycisk Uruchom. Przeprowadź analizę wyłącznie dla rundy 91, zaznaczając tylko rundę 91. Następnie wybierz ścieżkę wyjściową i kliknij przycisk Rozpocznij analizę.
- Po zakończeniu analizy automatycznie otworzy się menu Zakończ. Wybierz wykonaną rundę (będzie to jedyna) z eksperymentów i kliknij Przełącz analizator na analizowane dane, aby wyeksportować dane dla tego konkretnego punktu czasowego (runda 91).
- Wyodrębnij plik .xsel z wyeksportowanego archiwum, ponieważ plik ten zawiera podstawowe informacje o masce rośliny, klikając ikonę Otwórz część eksportu.
- Ponownie otwórz eksperyment, klikając ikonę Otwórz część analizy lokalnej. Wejdź ponownie do menu Mask Builder, kliknij Załaduj obraz, wybierz rundę 1, a następnie Załaduj z pliku w prawym górnym rogu ekranu i załaduj wcześniej wyodrębniony plik .xsel. Obraz płyty zostanie wyświetlony z zastosowaną maską zasobnika.
- Zapisz maskę, klikając opcję Przechowuj typ zasobnika i zastosuj ją, wybierając jej nazwę w opcji Zmień według typu zasobnika.
- Wygeneruj maskę roślinną, dostosowując próg intensywności sygnału fluorescencji. Zwiększaj wartość Próg ręczny, aż maska wygenerowana w menu Podgląd będzie idealnie pasować do ROI (np. liścienie) w każdym z genotypów (Rysunek uzupełniający 4). Sprawdź, czy maska pasuje do wszystkich rund pomiarów, przewijając je w poprzek (sprawdzenie prawidłowego położenia maski w rundzie 1, 61 i 121 powinno wystarczyć) w menu Podgląd.
- Wykonaj analizę dla wszystkich rund pomiarowych i wyeksportuj dane.
UWAGA: Plik wyjściowy zawiera wartości fluorescencji chlorofilu danego genotypu dla każdego punktu czasowego, co umożliwia konstruowanie wykresów wyboru i ułatwia dalszą ocenę statystyczną.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Typowy wynik uzyskany przy użyciu nowo opracowanej procedury w 4-dniowych deetiolowanych siewkach Arabidopsis typu dzikiego (WT), ekotypu Columbia-0 (Col-0), przedstawiono na Rysunku 3. W warunkach kontrolnych (podłoże MS z dodatkiem DMSO) krzywa biosyntezy chlorofilu rozpoczyna się od początkowego gwałtownego wzrostu syntezy chlorofilu, podczas którego pula protochlorofilidu zsyntetyzowana w fazie skotomorfogenezy wzrostu jest szybko przekształcana w chlorofil dzięki indukowanym św...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Krytyczne kroki protokołu i rozwiązywanie problemów - brak światła i dbanie o maskę
Jak podkreślono bezpośrednio w powyższym opisie protokołu, kluczowe znaczenie ma unikanie nawet śladowych ilości światła zarówno podczas uprawy sadzonek roślin etiolowanych, jak i tuż przed rozpoczęciem stosowania protokołu11. W naszej konfiguracji używamy dedykowanej ciemnej komory umieszczonej w fitotronie typu walk-in i oddzielonej od reszty fitotronu światłoszczelnymi drzwiami obrotowymi (...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Z.B. i K.P. są pracownikami PSI, a Martin Trtilek jest dyrektorem generalnym i właścicielem firmy PSI produkującej iReenCAM. Wszyscy ci autorzy byli zaangażowani w rozwój instrumentu, jak opisano wcześniej7.
Podziękowania
Ta praca była wspierana przez Europejski Fundusz Rozwoju Regionalnego-Projekt SINGING PLANT (No. CZ.02.1.01/0.0/0.0/16_026/0008446). Projekt ten otrzymał dofinansowanie w ramach projektu MSCA4Ukraine (ID 1233580), który jest finansowany przez Unię Europejską. Jesteśmy wdzięczni Lence Sochurkovej za projekt graficzny rysunku 1.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| 6-benzyloaminopuryna | Duchefa Biochemie | B0904.0001 | |
| Folia aluminiowa | Merck | Z691577 | |
| Arabidopsis thaliana Col-0 nasiona | kolekcja NASC | N1092 | |
| Komora uprawowa | PSI | na zamówienie | |
| Dimethilsulfoxid | Thermo Fisher Scientific | 042780.AK | |
| Eppendorf jednokanałowy, zmienny (100-1000 μ L) | Merck | EP3123000063 | |
| Gelrite | Duchefa Biochemie | G1101 | |
| iReenCAM urządzenie | PSI | wykonane na zamówienie/prototyp | |
| Butelki laboratoryjne, z nakrętkami (Duran), 100 ml | Merck | Z305170-10EA | |
| Pudełko z przepływem laminarnym | UniGreenScheme | ITEM-31156 | |
| Taśma do łączenia wstęg bez podkładu, szerokość 19 mm,, Szkocka | nauka 3M. Stosowany do Life | 7000006085 | |
| probówka do mikrowirówek, 2 ml z pokrywką, PPT, BRAND | Merck | BR780546-500EA | |
| Taśma mikroporowa | 3M Science. Stosowane do Life | 7100225115 | |
| Płytki Osram lumilux green l18w/66 | Ovalamp | 200008833 | |
| Petriego - szalki Greinera, kwadratowe, 120 x 120 x17mm, wentylowane | Merck | Z617679-240EA | |
| , 1000 μ L, Axygen | Merck | AXYT1000B | |
| oprogramowanie Plant Screen Data Analyzer | PSI | dostarczone w ramach iReenCAM |
Bibliografia
- Arsovski, A. A., Galstyan, A., Guseman, J. M., Nemhauser, J. L. Photomorphogenesis. Arabidopsis Book. 10, e0147(2012).
- Reinbothe, S., Reinbothe, C., Apel, K., Lebedev, N. Evolution of chlorophyll biosynthesis--the challenge to survive photooxidation. Cell. 86 (5), 703-705 (1996).
- Heyes, D. J., et al. Photocatalysis as the 'master switch' of photomorphogenesis in early plant development. Nat Plants. 7 (3), 268-276 (2021).
- Hu, X. Y., Tanaka, A., Tanaka, R. Simple extraction methods that prevent the artifactual conversion of chlorophyll to chlorophyllide during pigment isolation from leaf samples. Plant Methods. 9 (1), 19(2013).
- Chazaux, M., Schiphorst, C., Lazzari, G., Caffarri, S. Precise estimation of chlorophyll a, b and carotenoid content by deconvolution of the absorption spectrum and new simultaneous equations for chl determination. Plant J. 109 (6), 1630-1648 (2022).
- Marr, I. L., Suryana, N., Lukulay, P., Marr, M. I. Determination of chlorophyll-a and chlorophyll-b by simultaneous multicomponent spectrophotometry. Fresenius J Anal Chem. 352 (5), 456-460 (1995).
- Balakhonova, V., et al. Ireencam: Automated imaging system for kinetic analysis of photosynthetic pigment biosynthesis at high spatiotemporal resolution during early deetiolation. Front Plant Sci. 14, 1093292(2023).
- Virgin, H. I., Kahn, A., Vonwettstein, D. The physiology of chlorophyll formation in relation to structural changes in chloroplasts. Photochem Photobiol. 2 (2), 83-91 (1963).
- Reinbothe, C., et al. Chlorophyll biosynthesis: Spotlight on protochlorophyllide reduction. Trends Plant Sci. 15 (11), 614-624 (2010).
- Kobayashi, K., Masuda, T. Transcriptional regulation of tetrapyrrole biosynthesis in arabidopsis thaliana. Front Plant Sci. 7, 1811(2016).
- Wang, Y., Folta, K. M. Contributions of green light to plant growth and development. Am J Bot. 100 (1), 70-78 (2013).
- Brzezowski, P., Richter, A. S., Grimm, B. Regulation and function of tetrapyrrole biosynthesis in plants and algae. Biochim Biophys Acta. 1847 (9), 968-985 (2015).
- Pipitone, R., et al. A multifaceted analysis reveals two distinct phases of chloroplast biogenesis during de-etiolation in arabidopsis. eLife. 10, e62709(2021).
- Stirbet, A. G. On the relation between the kautsky effect (chlorophyll a fluorescence induction) and photosystem ii: Basics and applications of the ojip fluorescence transient. J Photochem Photobiol B-Biol. 104 (1-2), 236-257 (2011).
- Kupper, H., et al. Analysis of ojip chlorophyll fluorescence kinetics and q(a) reoxidation kinetics by direct fast imaging. Plant Physiol. 179 (2), 369-381 (2019).
- Avin-Wittenberg, T., et al. Global analysis of the role of autophagy in cellular metabolism and energy homeostasis in arabidopsis seedlings under carbon starvation. Plant Cell. 27 (2), 306-322 (2015).
- Kósa, A., Preininger, É, Böddi, B. Nitrogen deficiency hinders etioplast development in stems of dark-grown pea (pisum sativum) shoot cultures. Physiol Plant. 155 (3), 330-337 (2015).
- Liang, Y., et al. A nondestructive method to estimate the chlorophyll content of arabidopsis seedlings. Plant Met. 13 (1), 26(2017).
- Pérez-Patricio, M., et al. Optical method for estimating the chlorophyll contents in plant leaves. Sensors. 18 (2), 650(2018).
- Spyroglou, I., et al. Mixed models as a tool for comparing groups of time series in plant sciences. Plants (Basel). 10 (2), (2021).
- Tanaka, R., Kobayashi, K., Masuda, T. Tetrapyrrole metabolism in arabidopsis thaliana. The Arabidopsis book / Am Soc Plant Biol. 9. 9, e0145(2011).
- De Wit, M., Galvao, V. C., Fankhauser, C. Light-mediated hormonal regulation of plant growth and development. Annu Rev Plant Biol. 67, 513-537 (2016).
- Liu, X., Li, Y., Zhong, S. Interplay between light and plant hormones in the control of arabidopsis seedling chlorophyll biosynthesis. Front Plant Sci. 8, 1433(2017).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
