Przekształcanie statycznych modeli tkanek barierowych w dynamiczne systemy mikrofizjologiczne

Bariery naczyniowe służą jako krytyczny interfejs, który oddziela przedział krwi od otaczającej tkanki. Odgrywają kluczową rolę w utrzymaniu homeostazy poprzez przyciąganie komórek odpornościowych, kontrolowanie przepuszczalności molekularnej i ochronę przed wtargnięciem patogenów do tkanki^1,2. Modele hodowli in vitro zostały opracowane w celu naśladowania mikrośrodowiska in vivo, umożliwiając systematyczne badania czynników i warunków, które wpływają na właściwości bariery zarówno w stanie zdrowym, jak i chorym^3,4.

Najbardziej rozpowszechnionym podejściem dla takich modeli hodowlanych jest konfiguracja "otwartej studni" podobna do Transwella⁵, gdzie porowata, wytrawiona ścieżka membrana hodowlana oddziela przedziały wypełnione pożywką (Rysunek 1A). W tym formacie komórki mogą być wysiewane po obu stronach błony i opracowano szeroki zakres protokołów eksperymentalnych. Jednak systemy te mają ograniczoną zdolność do dostarczania przepływów płynów niezbędnych do wspomagania dojrzewania bariery i naśladowania krążenia komórek odpornościowych obserwowanego in vivo^5,6. W związku z tym nie mogą być używane do badań wymagających przepływów dynamicznych, które wprowadzają dawki leków, stymulację mechaniczną lub naprężenia ścinające wywołane płynem^6,7,8.

Aby przezwyciężyć ograniczenia systemów z otwartymi studniami, opracowano platformy mikroprzepływowe, które łączą porowate membrany hodowlane z indywidualnie adresowalnymi kanałami fluidycznymi⁹. Platformy te oferują precyzyjną kontrolę nad kierowaniem płynów, perfuzją i wprowadzaniem związków chemicznych, kontrolowaną stymulację ścinającą oraz możliwości dynamicznego dodawania komórek^{7,10,11,12,13}. Pomimo zaawansowanych możliwości zapewnianych przez platformy mikroprzepływowe, nie spotkały się one z powszechnym zastosowaniem w laboratoriach biologicznych ze względu na złożone protokoły mikroprzepływowe i ich niekompatybilność z ustalonymi eksperymentalnymi przepływami pracy^4,10,14.

Aby wypełnić lukę między tymi technologiami, prezentujemy protokół, który wykorzystuje magnetycznie rekonfigurowalny, modułowy system. System ten można łatwo przełączać między trybem otwartym a mikroprzepływowym w zależności od konkretnych potrzeb eksperymentu. Platforma wyposażona jest w urządzenie z otwartą studnią, znane jako m-μSiM (modułowy system mikrofizjologiczny obsługiwany przez membranę krzemową), z membraną hodowlaną o grubości 100 nm (nanomembraną). Ta nanomembrana ma wysoką porowatość (15%) i przezroczystość podobną do szkła, jak pokazano na rysunku Rysunek 1B. Fizycznie oddziela górną komorę od dolnego kanału, umożliwiając transport molekularny przez fizjologiczne skale długości¹⁵. W przeciwieństwie do konwencjonalnych membran trawionych ścieżkowo, które mają znane wyzwania w obrazowaniu żywych komórek za pomocą obrazowania w jasnym polu, korzystne właściwości optyczne i fizyczne nanomembrany umożliwiają wyraźną wizualizację komórek po obu stronach powierzchni membrany^15,16,17.

Obecny protokół opisuje produkcję specjalistycznych modułów do wysiewu i przepływu oraz wyjaśnia magnetyczną rekonfigurację platformy. Pokazano, w jaki sposób platforma może być wykorzystana do ustanowienia barier śródbłonka zarówno w warunkach statycznych, jak i dynamicznych. Ta demonstracja pokazuje, że komórki śródbłonka wyrównują się wzdłuż kierunku przepływu, z regulacją w górę wrażliwych na ścinanie celów genowych pod wpływem stymulacji ścinania.

Ten projekt może być używany w różnych trybach, w zależności od wymagań eksperymentalnych i preferencji użytkownika końcowego. Przed każdym eksperymentem zapoznaj się ze schematem decyzyjnym przedstawionym w Rysunek 2, aby określić niezbędne kroki i moduły dla protokołu. Na przykład, jeśli użytkownik zamierza zachować format otwartej studni przez cały czas trwania eksperymentu, aby bezpośrednio porównać go z systemem typu Transwell, szablon wzoru nie jest wymagany do wysiewu komórek. Moduł główny jest dostępny na rynku (patrz Tabela materiałów), a ultracienka nanomembrana może być wybierana z biblioteki materiałów o różnej porowatości i wielkości porów, aby dopasować ją do potrzeb eksperymentalnych.

1. Wykonanie szablonu do tworzenia wzorów

UWAGA: Szablon do tworzenia wzorów służy do umieszczania komórek wyłącznie na porowatym obszarze chipa membranowego, zapobiegając osadzaniu się komórek na otaczającej warstwie krzemu, gdzie mogłyby potencjalnie ulec uszkodzeniu po dodaniu modułu przepływu¹⁶ (patrz Rysunek 3). Uszkodzenie monowarstwy może niekorzystnie wpłynąć na integralność bariery i zagrozić wynikom eksperymentów. Szablon nie jest potrzebny w otwartej, statycznej hodowli, ponieważ nie ma ryzyka uszkodzenia.

1. Kup, obrób maszynowo lub wydrukuj formę 3D, korzystając z projektu dostarczonego w Dodatkowym pliku kodowania 1 (Rysunek 4A).
   UWAGA: Ścianki szablonu są zwężane w celu zwiększenia pojemności nośnika i zminimalizowania pułapkowania pęcherzyków w porównaniu z elementami o prostych ściankach o wysokim współczynniku proporcji.
2. Przymocuj samoprzylepną folię samoprzylepną (PSA) o grubości 130 μm do arkusza akrylowego o grubości 3,2 mm za pomocą zimnego wałka (patrz Tabela materiałów).
3. Wytnij laserowo arkusz akrylowy zgodnie z projektem dostarczonym w dodatkowym pliku kodowania 2, aby utworzyć tablicę wnęk ( Rysunek 4B).
4. Zdejmij warstwę ochronną z folii PSA i przymocuj arkusz akrylowy do formy.
   UWAGA: Upewnij się, że arkusz wycinany laserowo jest wyrównany z formą tak, aby elementy formy były wyśrodkowane we wnęce (Rysunek 4C). Dokładność pozycjonowania komórek na membranie zależy od tego kroku.
5. Dokładnie wymieszaj prepolimer PDMS (stosując stosunek zasady do katalizatora 10:1) (patrz Tabela materiałów) i odgazuj go w komorze próżniowej, aż nie pozostaną żadne widoczne pęcherzyki (5-15 min).
6. Powoli wlej PDMS do wnęk formy, wyrównując ją płaską krawędzią.
   UWAGA: Aby zapobiec uwięzieniu pęcherzyków, powoli wlewaj PDMS do każdej wnęki. Jeśli po nalaniu pojawią się pęcherzyki, umieść formę w komorze próżniowej i ponownie ją odgazuj.
7. Utwardź PDMS na płycie grzejnej w temperaturze 70 °C przez 1 godzinę, a następnie pozwól mu ostygnąć do temperatury pokojowej.
8. Wyciągnij szablony z jam formy za pomocą pęsety z płaską końcówką.

2. Wykonanie modułu przepływu

UWAGA: Moduł przepływu ma podobną powierzchnię co studnia w kształcie koniczyny modułu głównego i zawiera formowany mikrokanał (szerokość = 1,5 mm, wysokość = 0,2 mm, długość = 5 mm). Kształt koniczyny pomaga w wyrównaniu kanału nad porowatym obszarem kultury (Rysunek 5).

1. Użyj standardowych technik miękkiej litografii¹⁸, aby stworzyć formę silikonową o cechach zdefiniowanych przez projekt dostarczony w Dodatkowym Pliku Kodowania 3 (Rysunek 4D).
2. Przymocuj folię PSA 130 μm do arkusza akrylowego o grubości 3,2 mm.
3. Wytnij laserowo arkusz akrylowy na podstawie projektu podanego w dodatkowym pliku kodowania 4, aby utworzyć tablicę wnęk w kształcie koniczyny ( Rysunek 4E).
   UWAGA: Wysokość wnęki określa wysokość modułu przepływowego, który musi być nieco wyższy (o 0-0,1 mm) niż wysokość modułu rdzeniowego, aby zapewnić prawidłowe uszczelnienie.
4. Usuń warstwę ochronną z folii PSA, a następnie przymocuj wycięty laserowo arkusz do formy silikonowej, wyrównując trójkątne znaki wyrównania na formie silikonowej z tymi na arkuszu wycinanym laserowo.
   UWAGA: Podobnie jak w kroku 1.4, upewnij się, że wycinany laserowo arkusz akrylowy jest wyrównany z formą silikonową, tak aby elementy formy były wyśrodkowane w każdej wnęce (Rysunek 4F). Ten krok określa położenie mikrokanału względem śladu.
5. Powoli wlej odgazowany PDMS do wnęk formy i wyrównaj go płaską krawędzią.
   UWAGA: Jeśli po wylaniu pojawią się bąbelki, odgazuj formę, aż bąbelki zostaną usunięte.
6. Umieść formę na płycie grzejnej i piecz PDMS w temperaturze 70 °C przez 1 godzinę, a następnie pozwól foremce ostygnąć do temperatury pokojowej.
7. Ostrożnie wyjmij moduły przepływowe z wnęk formy za pomocą pęsety z płaską końcówką.
8. Ustaw moduł przepływu tak, aby elementy mikrokanału były skierowane do góry, a porty wlotowe i wylotowe rdzenia umieścić na końcu kanału za pomocą stempla do biopsji (patrz Tabela materiałów).

3. Wykonanie dolnych i górnych obudów akrylowych

UWAGA: Główny moduł mieści się w dolnej obudowie. Przyciąganie między magnesami osadzonymi w obudowach ściska i uszczelnia moduł przepływu do modułu głównego (Rysunek 6).

1. Wytnij laserowo arkusz akrylowy o grubości 2 mm, korzystając z projektu dostarczonego w dodatkowym pliku kodowania 5, aby stworzyć górną obudowę z otworami do włożenia magnesu.
2. Przymocuj folię PSA 130 μm do arkusza akrylowego o grubości 3,5 mm.
3. Wytnij laserowo arkusz akrylowy na podstawie wzoru podanego w dodatkowym pliku kodowania 6, aby utworzyć dolną obudowę z otworami do włożenia magnesu.
   UWAGA: Grubość dolnej obudowy jest parametrem krytycznym i musi odpowiadać całkowitej grubości modułu głównego, aby zapobiec wyciekom podczas przepływu.
4. Usuń warstwę ochronną PSA i przymocuj dolną obudowę do szklanego szkiełka nakrywkowego.
5. Niklowane magnesy neodymowe o średnicy 4,75 mm wciskane na wcisk w laserowo wycięte otwory w obudowach.
   UWAGA: Upewnij się, że magnesy w dolnej i górnej obudowie są umieszczone z przeciwną biegunowością, aby zapewnić przyciąganie magnetyczne (Rysunek 6).

4. Wykonanie obwodu przepływu

UWAGA: Obwód przepływu w pętli zamkniętej zawiera dwie fiolki do pobierania próbek jako zbiorniki (Rysunek 7). Zbiornik wlotowy jest wyposażony w filtr z polifluorku winylidenu (PVDF), który umożliwia zrównoważenie pożywki komórkowej ze stężeniem CO₂ w inkubatorze.

1. Użyj dziurkacza do biopsji o średnicy 1 mm, aby utworzyć dwa otwory w nakrętce fiolki do pobierania próbek.
2. Za pomocą stempli biopsyjnych wykonać dwa otwory (1 mm i 4 mm) w nasadce oddzielnej fiolki do pobierania próbek, a następnie utworzyć otwór o średnicy 1 mm w dolnej części tej fiolki.
3. Włóż końcówki dozujące 20 G do każdego z otworów o średnicy 1 mm i uszczelnij je gorącym klejem.
4. Umieść filtr PVDF 0.22 μm (patrz Tabela materiałów) w otworze 4 mm i uszczelnij go gorącym klejem.
5. Wytnij laserowo arkusz akrylowy o grubości 1,5 mm, korzystając z projektu dostarczonego w dodatkowym pliku kodowania 7, aby utworzyć stolik do przechowywania próbki.
6. Umieść zbiorniki na akrylowym stoliku.
7. Podłącz końcówki dozujące za pomocą rurek mikroprzepływowych (patrz Tabela materiałów).
8. Połącz rurki z wlotem i wylotem modułu przepływowego za pomocą końcówek dozujących 21 G.
9. Do cyrkulacji przepływu należy użyć pompy perystaltycznej (patrz tabela materiałów).
   UWAGA: W razie potrzeby można również użyć pomp strzykawkowych lub pneumatycznych do wprowadzenia przepływu. Natężenie przepływu należy określić na podstawie potrzeb doświadczalnych. Obszerna tabela, pochodząca z eksperymentalnie zweryfikowanego modelu COMSOL, znajduje się w Tabeli Uzupełniającej 1, aby pomóc użytkownikom w doborze niezbędnego natężenia przepływu do osiągnięcia pożądanego naprężenia ścinającego na monowarstwie komórki¹⁶.

5. Rozsiewanie komórek

UWAGA: Podobnie jak w przypadku konwencjonalnych wkładek membranowych, na nanomembranie można hodować różne typy komórek. Wtórny typ komórki może być również hodowany wspólnie po drugiej stronie błony w dolnym kanale¹⁵.

1. Pokryj membranę 5 μg/^cm2 fibronektyny (patrz tabela materiałów) w temperaturze pokojowej przez 1 godzinę, aby poprawić przyczepienie komórek.
   UWAGA: Wybrany typ ogniwa może mieć wpływ na wymaganą powłokę i gęstość komórek. Opisana tutaj procedura dotyczy ludzkich komórek śródbłonka żyły pępowinowej (HUVEC, patrz tabela materiałów).
2. Odessać roztwór powlekający za pomocą pipety P200 i umieścić szablon do tworzenia wzorów w studzience modułu rdzeniowego.
3. Dodaj nośnik komórkowy do studzienki i dolnego kanału urządzenia.
4. Wysiewać HUVEC o gęstości 40 000 komórek/^cm2 do dołka.
   UWAGA: HUVEC o tej gęstości zazwyczaj tworzą zlewającą się monowarstwę po 24 godzinach inkubacji^16,19.
5. Umieść urządzenie na szalce Petriego. Dodaj stożkową nakrętkę probówki o pojemności 15 ml z wodą DI do szalki Petriego, aby utrzymać lokalną wilgotność.
6. Przenieść szalkę Petriego do inkubatora.
   UWAGA: Media komórkowe w górnym i dolnym kanale urządzenia należy wymieniać co 24 godziny. Aby zmienić nośnik w dolnym kanale, delikatnie wstrzyknij nowy nośnik do jednego z portów, aby przemieścić stary nośnik z drugiego portu.

6. Rekonfiguracja do trybu mikroprzepływowego

1. Wysterylizuj górną obudowę, dolną obudowę, moduł przepływowy, zbiorniki, probówki i końcówki dozujące, umieszczając je w komorze sterylizacyjnej UV na 30 minut przed montażem. Cyrkulacja 70% etanolu, a następnie sterylny PBS w obiegu przepływowym.
2. Napełnij zbiorniki i probówki pożywką do wzrostu komórek śródbłonka (patrz tabela materiałów).
3. Umieść dolną obudowę na stoliku na próbkę. Włóż moduł z rdzeniem otwartej studzienki do dolnej obudowy.
4. Odessać pożywkę komórkową z dołka modułu. Umieść moduł przepływu w studni.
5. Umieść górną obudowę, aby uszczelnić moduł przepływowy w studzience modułu rdzeniowego. Podłącz końcówki dozujące wlotowe i wylotowe do portów modułu przepływu.
6. Uruchom pompę perystaltyczną, aby wprowadzić przepływ płynu do układu.

7. Przeprowadzanie dalszych analiz w formacie open-well po wprowadzeniu przepływu

UWAGA: Czas hodowli zależy tutaj od celów eksperymentu. Użytkownicy mogą przeprowadzać dalsze analizy (np. immunocytochemia, ekstrakcja RNA) w formacie otwartym lub mikroprzepływowym w zależności od swoich preferencji. Na przykład, jeśli preferowany jest format z otwartą studnią, system powinien zostać ponownie skonfigurowany do przeprowadzania testów w oparciu o standardowe protokoły^16,19.

1. Zatrzymaj pompę, gdy osiągniesz żądany czas ekspozycji na przepływ ścinający. Wyjmij końcówki dozujące wlotowe i wylotowe.
2. Zdejmij górną obudowę. Delikatnie wyjmij moduł przepływu ze studni za pomocą pęsety.
3. Dodaj 100 μl pożywki komórkowej do studzienki. Przeprowadzaj pożądane testy w oparciu o standardowe protokoły.

Moduł rdzenia z otwartą studnią jest początkowo umieszczony w specyficznej jamie utworzonej przez dolną obudowę i szkiełko nakrywkowe, jak pokazano w Rysunek 6A. Następnie moduł przepływowy, który zawiera mikrokanał i porty dostępowe, jest umieszczany w studzience modułu rdzeniowego. Moduł przepływu jest bezpiecznie uszczelniony względem silikonowej warstwy nośnej membrany dzięki sile przyciągania magnetycznego między magnesami osadzonymi w dolnej i górnej obudowie, jak pokazano na Rysunek 6B. Aby ocenić skuteczność tego magnetycznego mechanizmu blokującego, przeprowadzono test ciśnienia rozrywającego, który wykazał, że system może wytrzymać ślepe ciśnienie do 38,8 ± 2,4 kPa. Ta tolerancja ciśnienia znacznie przekracza typowe ciśnienia robocze spotykane w zastosowaniach związanych z hodowlami komórkowymi. Ponadto system pozostaje wolny od nieszczelności, gdy jest poddawany natężeniu przepływu do 4000 μl/min, co odpowiada naprężeniu ścinającemu wynoszącemu 74 dyn/cm2 w regionie hodowli16.

Podczas tworzenia platformy, która może przełączać się między trybami otwartymi i mikroprzepływowymi, należy zwrócić szczególną uwagę na podejście do rozsiewania komórek, które zazwyczaj nie jest problemem dla konwencjonalnych statycznych platform z otwartymi studniami16. Uszkodzenie monowarstwy wokół granicy kanału może spowodować komplikacje w wynikach eksperymentalnych20. Aby rozwiązać ten problem, zaprojektowano wyjmowany szablon, który mieści się w otwartej studzience modułu głównego i zapewnia specjalne okno, w którym komórki mogą osiąść preferencyjnie na powierzchni membrany (Rysunek 3). Gdy monowarstwa komórki zostanie ukształtowana i osiągnie konfluencję, użytkownik ma możliwość kontynuowania eksperymentu w formacie otwartej studni lub rekonfiguracji platformy w tryb mikroprzepływowy, aby wystawić monowarstwę komórki na fizjologiczne naprężenia ścinające (Rysunek 3). Magnetyczny mechanizm blokujący zapewnia możliwość łatwego przełączania między formatami otwartymi i mikroprzepływowymi w zależności od potrzeb. Na przykład, urządzenie można przywrócić do formatu open-well po stymulacji przepływu, oferując użytkownikom elastyczność w przeprowadzaniu różnych testów (takich jak barwienie immunologiczne, ekstrakcja RNA i pomiary przepuszczalności molekularnej) przy użyciu standardowych protokołów eksperymentalnych15,16.

W fizjologicznym otoczeniu ludzkiego ciała, bariera naczyniowa jest narażona na naprężenia ścinające wywołane przepływem, co służy jako kluczowa wskazówka biofizyczna, która wpływa na strukturę i funkcję bariery5,21,22. W związku z tym kluczowym wymogiem jest dodanie przepływu płynów w układach mikrofizjologicznych. Aby zademonstrować wszechstronność platformy, stworzono monowarstwę HUVEC w formacie otwartej studni przy użyciu standardowych protokołów. Po 24 godzinach hodowli statycznej platforma została przekonfigurowana do trybu mikroprzepływowego, aby wystawić monowarstwę komórki na naprężenie ścinające 10,7 dyn/cm2 przez 24 godziny. Wyniki wykazały, że komórki hodowane pod przepływem były wyrównane wzdłuż kierunku przepływu, podczas gdy komórki hodowane bez przepływu pozostawały losowo zorientowane (Rysunek 8A,B). Po stymulacji ścinaniem platforma została ponownie skonfigurowana do formatu otwartej studni w celu ekstrakcji RNA przy użyciu standardowych protokołów. Wyniki wskazują, że narażenie komórek na naprężenia ścinające spowodowało regulację w górę czynnika podobnego do Kruppela 2 (KLF2) i śródbłonkowej syntazy tlenku azotu (eNOS), które pełnią kluczowe role, takie jak funkcje przeciwzakrzepowe i miażdżycowe w zdrowych naczyniach krwionośnych23,24(Rysunek 8C).

Rysunek 1: Porównanie modeli bariery naczyniowej in vitro. Schematyczna ilustracja (A) konwencjonalnych wkładów podobnych do Transwella i (B) m-μSiM z otwartą studnią. Obrazy w jasnym polu zlewającej się monowarstwy HUVEC podkreślają różnicę w jakości obrazowania w jasnym polu między membraną trawioną ścieżkowo a ultracienką nanomembraną. Podziałka = 100 μm. Na podstawie Mansouri et al.16. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 2: Schemat podejmowania decyzji. Schemat blokowy oparty na potrzebach eksperymentalnych i preferencjach dotyczących dalszej analizy. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 3: Eksperymentalny przepływ pracy platformy. (A) Aby bezpośrednio umieścić komórki na porowatej membranie, do studzienki modułu głównego wkładany jest wyjmowany szablon do tworzenia wzorów (wstawka pokazuje wzorzyste komórki, żółte linie pokazują granice mikrokanałów). (B) Szablon może być przechowywany lub usuwany w urządzeniu do statycznej hodowli komórek. (C) Aby przekonfigurować platformę w tryb mikroprzepływowy, szablon jest zastępowany modułem przepływowym. Ze względu na magnetyczny mechanizm uszczelniający konfiguracja jest odwracalna; Obudowy i moduł przepływu można wyjąć, aby przełączyć się w tryb otwartej studni. Podziałka = 200 μm. Na podstawie Mansouri et al.16. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 4: Schematyczna ilustracja form. (A) Forma szablonu. (B) Wycinany laserowo arkusz akrylowy. (C) zmontowany widok formy szablonu. (D) Forma modułu przepływu. (E) Wycinany laserowo arkusz akrylowy. (F) Zmontowany widok formy modułu przepływowego. Elementy w kształcie trójkąta to znaki wyrównania ułatwiające mocowanie arkuszy akrylowych do form. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 5: Schemat modułu przepływu w kształcie koniczyny. (A) Interfejs kontaktowy między modułem przepływu a chipem membranowym. Porty wlotowe i wylotowe przepływu płynu są pokazane na różowo. (B) Obraz 3D modułu przepływu PDMS. Na podstawie Mansouri et al.16. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 6: Magnetyczny zestaw do rekonfiguracji urządzenia. (A) Schematyczna demonstracja komponentów do rekonfiguracji urządzenia do trybu mikroprzepływowego. Osadzone magnesy o przeciwległych biegunach wywołują przyciąganie do uszczelnienia. (B) Przekrój poprzeczny zrekonfigurowanego urządzenia pokazujący kanał naczyniowy w kolorze różowym i przedział tkankowy w kolorze zielonym. Na podstawie Mansouri et al.16. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 7: Widok zmontowany obwodu przepływu. Obwód składa się z pompy perystaltycznej, dwóch zbiorników do dostarczania mediów komórkowych i tłumienia wahań, rurki i akrylowego stopnia do utrzymywania komponentów na miejscu. Na podstawie Mansouri et al.16. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 8: Porównanie HUVEC hodowanych w trybie otwartym i mikroprzepływowym. Komórki wysiewano i hodowano w basenie otwartym przez 24 godziny w celu utworzenia zlewającej się monowarstwy. W ciągu kolejnych 24 godzin jeden zestaw urządzeń został przekonfigurowany do trybu mikroprzepływowego. (A) Komórki hodowane pod wpływem przepływu (naprężenie ścinające 10,7 dynes.cm-2) wyrównane wzdłuż kierunku przepływu (wstawka pokazuje aktynę i jądra komórek odpowiednio na zielono i niebiesko). (B) Komórki hodowane bez przepływu w formacie otwartej studzienki nie wykazywały wyrównania. Długość słupków na wykresach radarowych pokazuje liczbę komórek w odpowiednim kierunku. (C) Komórki hodowane w przepływie wykazywały wyższą regulację w górę genów KLF2 i eNOS w porównaniu z warunkami braku przepływu (**p < 0,01, n = 3, średnia ± SD). Podziałka = 100 μm. Na podstawie Mansouri et al.16. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Tabela uzupełniająca 1: Naprężenie ścinające na powierzchni nanomembrany przy różnych prędkościach przepływu. Poniższa tabela zawiera informacje o wartościach naprężeń ścinających na powierzchni nanomembrany przy różnych natężeniach przepływu. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

Dodatkowy plik kodowania 1: Model CAD formy szablonu. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

Dodatkowy plik kodowania 2: Model CAD laserowo wyciętych wgłębień dla formy szablonu. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

Dodatkowy plik kodowania 3: model CAD modułu przepływu. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

Dodatkowe kodowanie Plik 4: Model CAD laserowo wycinanych wnęk dla formy modułu przepływowego. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

Dodatkowy plik kodowania 5: model CAD górnej obudowy. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

Dodatkowy plik kodowania 6: Model CAD dolnej obudowy. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

Dodatkowy plik kodowania 7: Model CAD sceny akrylowej. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

J.L.M. jest współzałożycielem SiMPore, Inc. i posiada udziały w spółce. SiMPore komercjalizuje ultracienkie technologie oparte na krzemie, w tym membrany wykorzystane w tym badaniu.