Artykuł metodologiczny

Indukcja ostrego udaru niedokrwiennego u myszy przy użyciu techniki niedrożności dystalnej tętnicy środkowej

DOI:

10.3791/66134

⸱

15 grudnia 2023

 ,  ,  , 
1Wuhan Institute of Biomedical Sciences, School of Medicine, Jianghan University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj prezentujemy protokół do ustalenia modelu dystalnej niedrożności tętnicy środkowej mózgu (dMCAO) poprzez przezczaszkową elektrokoagulację u myszy C57BL/6J i oceny późniejszego zachowania neurologicznego i cech histopatologicznych.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Udar niedokrwienny pozostaje główną przyczyną śmiertelności i upośledzenia funkcjonalnego wśród dorosłych populacji na całym świecie. Tylko niewielka liczba pacjentów z udarem niedokrwiennym kwalifikuje się do trombolizy wewnątrznaczyniowej lub trombektomii mechanicznej w optymalnym oknie czasowym. Wśród osób, które przeżyły udar, około dwie trzecie cierpi na dysfunkcje neurologiczne przez dłuższy czas. Ustalenie stabilnego i powtarzalnego eksperymentalnego modelu udaru niedokrwiennego jest niezwykle istotne dla dalszego badania mechanizmów patofizjologicznych i opracowywania skutecznych strategii terapeutycznych udaru niedokrwiennego. Tętnica środkowa mózgu (MCA) stanowi dominującą lokalizację udaru niedokrwiennego u ludzi, przy czym okluzja MCA służy jako często stosowany model ogniskowego niedokrwienia mózgu. W tym protokole opisujemy metodologię ustalania modelu dystalnej okluzji MCA (dMCAO) poprzez przezczaszkową elektrokoagulację u myszy C57BL / 6. Ponieważ miejsce okluzji znajduje się w gałęzi korowej MCA, model ten generuje umiarkowaną zmianę zawałową ograniczoną do kory. Charakterystyka neurologiczna, behawioralna i histopatologiczna wykazała widoczną dysfunkcję motoryczną, zwyrodnienie neuronów oraz wyraźną aktywację mikrogleju i astrocytów w tym modelu. W ten sposób ten model myszy dMCAO stanowi cenne narzędzie do badania udaru niedokrwiennego i jest warte popularyzacji.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Udar mózgu to powszechna ostra choroba naczyniowo-mózgowa charakteryzująca się wysoką częstością niepełnosprawności i śmiertelnością1. Spośród wszystkich przypadków udaru mózgu prawie 80% należy do udaru niedokrwiennego2. Do tej pory tromboliza dożylna pozostaje jednym z niewielu skutecznych podejść w leczeniu ostrego udaru niedokrwiennego. Skuteczność leczenia trombolitycznego jest jednak ograniczona przez wąskie okno czasowe skuteczności oraz występowanie transformacji krwotocznej3. W długotrwałej fazie rehabilitacji po udarze niedokrwiennym znaczna liczba pacjentów może doświadczyć trwałych dysfunkcji neurologicznych4. Pilnie potrzebne są dalsze badania, aby odkryć mechanizmy patofizjologiczne leżące u podstaw udaru niedokrwiennego, a także ułatwić opracowanie nowych strategii terapeutycznych ukierunkowanych na udar niedokrwienny. Stworzenie wiarygodnego i powtarzalnego modelu udaru niedokrwiennego ma kluczowe znaczenie dla badań podstawowych, a także późniejszych badań translacyjnych w dziedzinie udaru niedokrwiennego.

W 1981 roku Tamura i wsp. opracowali model ogniskowego niedokrwienia mózgu, stosując przezczaszkową elektrokoagulację w miejscu bliższym tętnicy środkowej mózgu (MCA)5. Od tego czasu wielu badaczy wykorzystało różne metodologie, takie jak podwiązanie, kompresja lub klipsowanie, w celu wywołania dystalnej okluzji MCA (dMCAO) w celu ustalenia przejściowych lub trwałych modeli udaru niedokrwiennego 6,7,8. W porównaniu z modelem filamentowym, model dMCAO wykazuje znaczące zalety, takie jak mniejszy rozmiar zawału i wyższy wskaźnik przeżycia, co czyni go bardziej odpowiednim do badania długotrwałej poprawy funkcjonalnej po udarze niedokrwiennym9. Ponadto model dMCAO wykazuje wyższy wskaźnik przeżywalności u starszych gryzoni w porównaniu z modelem filamentowym, co czyni go korzystnym narzędziem do badania udaru niedokrwiennego u osób starszych i współistniejących modeli zwierzęcych10. Wykazano, że model udaru fotozakrzepowego (PT) charakteryzuje się mniejszą inwazyjnością chirurgiczną i znacznie niską śmiertelnością. Jednak model PT wykazuje większy stopień martwicy komórkowej i obrzęku tkanek w porównaniu z modelem dMCAO, co prowadzi do braku krążenia obocznego11. Ponadto warto zauważyć, że zmiany niedokrwienne obserwowane w modelu PT wynikają głównie z niedrożności mikronaczyniowej, która różni się znacznie od niedokrwienia mózgu wywołanego zatorowością dużego naczynia w modelu dMCAO12.

W tym artykule prezentujemy metodologię indukowania mysiego modelu dMCAO poprzez koagulację dystalnego MCA za pomocą małego okienka kostnego. Dodatkowo przeprowadziliśmy badania histologiczne i oceny behawioralne, aby kompleksowo scharakteryzować uszkodzenia niedokrwienne i wyniki udaru w tym modelu eksperymentalnym. Naszym celem jest zapoznanie badaczy z tym modelem i ułatwienie dalszych badań nad patologicznymi mechanizmami udaru niedokrwiennego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół eksperymentalny został zatwierdzony przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Jianghan i został przeprowadzony zgodnie z Wytycznymi Etycznymi Zwierząt Doświadczalnych wydanymi przez Centrum Kontroli Chorób w Chinach. W protokole wykorzystano dorosłe samce myszy C57BL/6J w wieku 10 tygodni, o wadze 24-26 g. Wszystkie myszy trzymano w 12-godzinnym środowisku kontrolowanym przez światło/ciemność z jedzeniem i wodą ad libitum.

1. Przygotowanie przedoperacyjne

UWAGA: Kluczowe instrumenty i sprzęt wymagane dla tego protokołu są pokazane w Rysunek 1.

  1. Przed zabiegiem należy wysterylizować narzędzia chirurgiczne metodą autoklawowania.
  2. Meloksykam należy podawać podskórnie w dawce 5 mg/kg mc. w celu znieczulenia na 60 minut przed zabiegiem.
  3. Znieczulić mysz 5% izofluranem w komorze indukcyjnej.
  4. Przetrzyj płytę chirurgiczną ogrzewania 75% etanolem i włącz przełącznik ogrzewania przy temperaturze ustawionej na 37 °C. Następnie ustaw mysz w lewej pozycji bocznej na tablicy, z głową odsuniętą od chirurga i ogonem skierowanym w stronę chirurga.
  5. Przymocuj maskę do twarzy myszy, która zapewnia stały dopływ 2% izofluranu i 0,3 l/min tlenu do znieczulenia podtrzymującego. Nałóż maść do oczu na rogówkę, aby zabezpieczyć ją przed wysuszeniem podczas zabiegu.
  6. Ogol sierść od lewej orbity do lewego kanału słuchowego za pomocą golarki. Użyj kremów do depilacji, aby usunąć pozostałą sierść do sterylizacji.
  7. Przygotować obszar operacyjny, trzykrotnie nakładając powidon-jod dezynfekujący i 75% etanol.

2. Dystalny model MCAO

  1. Sprawdź, czy mysz jest głęboko znieczulona, oceniając odruchy szczypania palca u nogi.
  2. Wykonaj pionowe nacięcie między lewym oczodołem a lewym kanałem słuchowym za pomocą sterylnego ostrza skalpela.
  3. Cofnij tkankę miękką skóry za pomocą retraktorów i odsłoń mięsień skroniowy.
  4. Użyj prostych mikrokleszczy, aby oddzielić segmenty wierzchołkowe i grzbietowe mięśnia skroniowego od czaszki.
  5. Zidentyfikuj rozwidlenie MCA, które przyjmuje kształt litery "Y" poniżej kości skroniowej z odchyleniem w kierunku podstawy czaszki (Rysunek 2A).
    UWAGA: Jeśli rozwidlenie MCA nie jest wizualnie dostrzegalne (ze względu na anatomicznie normalną zmianę), upewnij się, że naczynie jest najbardziej rostralne.
  6. Użyj elektrycznego wiertła czaszkowego, aby przerzedzić czaszkę, aby utworzyć okienko kostne (o średnicy 4 mm), aż opona twarda o półprzezroczystej fakturze stanie się widoczna.
    UWAGA: Z przerwami dodawaj krople normalnej soli fizjologicznej do czaszki, aby zapobiec przegrzaniu podczas tego procesu.
  7. Usuń oponę twardą powyżej tętnicy za pomocą zakrzywionych mikrokleszczyków, aby odsłonić gałąź MCA.
  8. Ustaw elektrokoagulację na 7 W. Koaguluj tętnicę za pomocą elektrycznych kleszczy do krzepnięcia w miejscach bliższych i dalszych do rozwidlenia MCA (Rysunek 2A). Gdy rozwidlenie nie jest widoczne z powodu różnicy anatomicznej, przeprowadź koagulację na dokładnie zidentyfikowanej gałęzi MCA (jak wspomniano powyżej) w dwóch oddzielnych miejscach oddalonych od siebie o około 1 mm13.
  9. Monitoruj przepływ krwi w lewej gałęzi korowej MCA za pomocą laserowego miernika przepływu krwi plamkowego.
    UWAGA: Myszy wykazujące zmniejszenie przepływu krwi o mniej niż 40% wartości wyjściowej po elektrokoagulacji zostały wykluczone z badania.
  10. Zszyj mięsień i skórę osobno za pomocą szwów z kwasem poliglikolowym 5-0. Nałóż diklofenak żel sodowy i maść mupirocyny na nacięcie skóry za pomocą sterylnego bawełnianego wacika.
  11. Umieść mysz w komorze odzyskiwania. Monitoruj wszystkie myszy, aż w pełni się obudzą. Meloksykam (5 mg/kg mc., SC) należy podawać w celu znieczulenia co 24 godziny do 72 godzin.

3. Fikcyjna operacja

  1. Powtórz tę samą procedurę, jak te wymienione powyżej, z wyłączeniem procesu krzepnięcia tętniczego.

4. Testy behawioralne

UWAGA: Przed wprowadzeniem dMCAO, myszy przechodziły trening behawioralny dwa razy dziennie przez 3 dni. W 3 dniu po dMCAO przenieś myszy do pokoju testów behawioralnych na 2-godzinną adaptację do środowiska przed testem.

  1. Test siły chwytu14
    UWAGA: Miernik siły chwytu składa się z tensometru push-pull i metalowego pręta poziomego.
    1. Chwyć podstawę ogona myszy. Stopniowo opuszczaj mysz w kierunku metalowego uchwytu, aż chwyci poziomą belkę obiema przednimi łapami (Rysunek 2B).
    2. Pociągnij mysz do tyłu ze stałą prędkością około 2 cm/s i trzymaj jej korpus poziomo.
    3. Zapisz szczytową siłę w gramach (g), gdy mysz zwalnia przednie łapy z drążka.
  2. Pole test15
    1. Umieść mysz na szczycie pionowego drewnianego słupa (50 cm wysokości, 1 cm średnicy) z głową skierowaną do góry i pozwól jej zejść z tyczki (Rysunek 2B).
    2. Zapisz czas potrzebny myszy na odwrócenie się (T-turn) i całkowity czas zejścia ze słupa (T-total) z czasem granicznym 60 s.
  3. Test usuwania taśmy klejącej16
    1. Przytrzymaj mysz i przymocuj plaster taśmy klejącej (2 × 2 mm) do prawej przedniej łapy myszy (Rysunek 2B).
    2. Włóż mysz z powrotem do klatki hodowlanej i pozwól jej się swobodnie poruszać.
    3. Zapisz czas potrzebny myszy na usunięcie kleju z limitem 60 s.
  4. Test cylindra17
    1. Umieść mysz w otwartym, przezroczystym szklanym cylindrze (średnica: 14 cm; wysokość: 20 cm) i rejestruj jej spontaniczne zachowanie eksploracyjne w pozycji stojącej przez 3 minuty za pomocą kamery (Rysunek 2B).
      UWAGA: Podczas procedury eksperymentalnej dwa lustra zostały umieszczone wzdłuż cylindra, aby zapewnić optymalne rejestrowanie ruchów kończyn przednich.
    2. Przetrzyj cylinder 75% etanolem, aby wyeliminować resztki sygnałów węchowych przed przetestowaniem kolejnej myszy.
    3. Zmniejsz prędkość odtwarzania wideo do 1/5 rzeczywistej prędkości i policz liczbę dotknięć ścianą lewą (L) lub prawą przednią łapą (R) lub jednoczesnym użyciem obu przednich łap (B). Oblicz wskaźnik wykorzystania prawej przedniej łapy jako (L-R)/(L + R + B) × 100%.

5. Perfuzja i przygotowanie próbki

  1. Poddaj mysz eutanazji przez przedawkowanie pentobarbitalu (300 mg/kg) we wstrzyknięciu otrzewnowym. Ustaw mysz na wznak i unieruchom kończyny.
  2. Wykonaj nacięcie w linii środkowej skóry, zaczynając od środkowej części jamy brzusznej i rozciągając się w kierunku górnej części klatki piersiowej.
  3. Otwórz klatkę piersiową za pomocą nożyczek chirurgicznych i złóż mieczyk mieczykowaty do góry za pomocą hemostatu. Ostrożnie wyjmij płuco i przeponę, aby odsłonić serce.
  4. Włóż końcówkę igły perfuzyjnej do lewej komory i nakłuj prawy przedsionek nożyczkami. Ukrwić serce 20 ml soli fizjologicznej przez lewą komorę.
  5. Odetnij głowę myszy i rozetnij skórę głowy wzdłuż linii środkowej między oczami. Przetnij kość po obu stronach, zaczynając od podstawy czaszki i otwierając się do oczodołu.
  6. Podnieś kalwarię i delikatnie oderwij mózg od podstawy czaszki za pomocą kleszczy.
    UWAGA: Mózgi połowy myszy poddano barwieniu chlorkiem 2,3,5-trifenylotetrazolu (TTC), podczas gdy mózgi drugiej połowy poddano badaniu histologicznemu.
  7. Namocz mózgi w 4% roztworze paraformaldehydu przez noc w celu przeprowadzenia dalszej analizy histologicznej.

6. Identyfikacja objętości zawału

  1. Umieść mózg w zamrażarce lodówki o temperaturze -20 °C na 20 minut.
  2. Umieść mózg w macierzy mózgowej o średnicy 1 mm i pokrój mózg na sekcje wieńcowe o grubości 2 mm za pomocą ostrzy mikrotomu.
  3. Przenieś skrawki mózgu na 24-dołkową płytkę hodowlaną i dodaj 2% TTC, aby pokryć tkankę mózgową. Umieścić 24-dołkową płytkę do hodowli w piecu o stałej temperaturze na 30 minut w temperaturze ustawionej na 37 °C.
  4. Ostrożnie wyjmij sekcje mózgu i utrwal je w 4% roztworze paraformaldehydu na 15 minut.
  5. Wykonaj skanowanie optyczne tych wycinków mózgu z rozdzielczością 1200 x 1200 dpi za pomocą skanera.
  6. Zmierz objętość zawału mózgu, sumując obszar zawału każdej sekcji (obszar prawej półkuli minus nieuszkodzony obszar lewej półkuli) za pomocą oprogramowania Image J (https://imagej.net/software/imagej/index)18. Oblicz procent objętości zawału jako objętość/objętość zawału prawej półkuli × 100%.

7. Analiza barwienia histopatologicznego i immunofluorescencyjnego

  1. Pobrać próbki mózgu z roztworu paraformaldehydu i płukać je bieżącą wodą przez 1 godzinę.
  2. Przenieś próbki mózgu do automatycznej maszyny do odwadniania tkanek. Uruchom zaprogramowany program do odwadniania, witryfikacji i zanurzania w wosku. Zanurz odwodnione próbki mózgu w parafinie i pokrój je na skrawki o grubości 5 μm za pomocą mikrotomu.
  3. Barwienie hematoksyliną i eozyną (H&E)
    1. Odwoskować skrawki ksylenem 3 razy po 8 minut każda.
    2. Uwodnić sekcje, zanurzając kolejno w gradientowym etanolu (100%, 95%, 90%, 80%, 70%) i wodzie destylowanej na 5 minut za każdym razem.
    3. Skrawki barwić roztworem hematoksyliny przez 5 minut.
    4. Opłucz skrawki wodą destylowaną, aby zmyć pozostałości hematoksyliny, a następnie zanurz je w 5% alkoholu kwasu solnego w celu rozróżnicowania 5-sekundowego. Umyj sekcje wodą destylowaną przez 2 minuty.
    5. Zabarwić skrawki roztworem eozyny przez 30 s i spłukać nadmiar płynu barwiącego wodą destylowaną.
    6. Zanurz sekcje w 90% etanolu, 95% etanolu, 100% etanolu i ksylenie (2 razy) kolejno na 5 minut za każdym razem. Zamontuj sekcje za pomocą neutralnego balsamicznego medium montażowego.
  4. Barwienie immunofluorescencyjne
    1. Odparafinować skrawki ksylenem 3 razy przez 8 minut za każdym razem.
    2. Ponownie uwodnić sekcje, zanurzając kolejno w gradientowym etanolu (100%, 95%, 90%, 80%, 70%) i wodzie destylowanej na 5 minut za każdym razem.
    3. Podgrzej roztwór do pobierania antygenu cytrynianowego do wrzenia w kuchence mikrofalowej. Zanurz skrawki w roztworze do pobierania antygenu. Podgrzewać bufor do pobierania antygenu o małej mocy (20 W) przez 20 minut.
    4. Wyłącz kuchenkę mikrofalową i pozwól buforowi do pobrania antygenu ostygnąć do temperatury pokojowej (RT).
    5. Przemyj sekcje trzykrotnie solą fizjologiczną buforowaną fosforanem 0,1 mM (PBS) przez 5 minut za każdym razem.
    6. Skrawki inkubować z roztworem blokującym (5% albumina surowicy bydlęcej) w temperaturze pokojowej przez 1 godzinę w celu zablokowania nieswoistego wiązania immunoglobuliny.
    7. Inkubować skrawki z króliczym przeciwciałem anty-NeuN (1:300), króliczym przeciwciałem anty-Iba-1 (1:500) i mysim przeciwciałem anty-GFAP (1:500) w temperaturze 4°C przez noc.
    8. Umyj sekcje trzykrotnie 0,1 mM PBS przez 5 minut za każdym razem.
    9. Inkubuj skrawki z kozim przeciwciałami anty-króliczymi Alexa 594-sprzężonymi IgG (1:500) lub kozich anty-mysim Alexa 488-sprzężonymi IgG (1:500) przez 1 godzinę w RT.
    10. Umyj sekcje 0,1 mM PBS i zamontuj je za pomocą środka montażowego zapobiegającego blaknięciu zawierającego 4',6-diamidyno-2-fenyloindol (DAPI).
    11. Wykonaj zdjęcia trzech mikroskopijnych pól (300 μm × 300 μm) w niedokrwiennym półcieniu za pomocą mikroskopu fluorescencyjnego odpowiednio przy 594 nm i 488 nm.
    12. Korzystając z oprogramowania ImageJ (https://imagej.net/software/imagej/index), oszacuj dodatnio zabarwioną gęstość komórek, uśredniając liczby w niedokrwiennym półcieniu półcienia19.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Kluczowymi instrumentami używanymi do wykonania dMCAO są zestaw narzędzi mikrochirurgicznych, waporyzator izofluranu oraz monopolarny generator elektrokoagulacji mikrochirurgicznej pokazany w Rysunek 1. Eksperymentalna procedura tego badania jest zilustrowana w Rysunek 2. Krótko mówiąc, zastosowano kraniotomię z małym okienkiem kostnym w celu odsłonięcia dystalnego MCA, który następnie uległ koagulacji w celu wywołania trwałego ogniskowego niedokrwienia mózgu u myszy C57B...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W obecnym protokole elektrokoagulacji kraniotomii w modelu dMCAO zabiegi chirurgiczne są przeprowadzane z minimalną inwazyjnością, przy czym tylko część mięśnia skroniowego jest oddzielana w celu złagodzenia niekorzystnego wpływu na funkcję żucia. Wszystkie myszy dobrze wyzdrowiały po zabiegu, bez zaobserwowanych przypadków trudności z karmieniem. MCA można łatwo rozpoznać w kości skroniowej myszy, co ułatwia precyzyjną identyfikację odpowiednich miejsc kraniotomii. Ta wywołana modelem dMCAO zmiana niedokrwienna była zlo...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają sprzecznych interesów do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie było wspierane przez granty z Fundacji Nauk o Przyrodzie prowincji Hubei (2022CFC057).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
2,3,5-trifenylotetrazolium
Chlorek (TTC)		Sigma-Aldrich108380Barwnik do barwienia TTC
24-dołkowa płytka hodowlanaCorning (USA CLS3527Naczynie do barwienia TTC
4% paraformaldehyduWuhan Servicebio Technology
Co., Ltd.		G1101Utrwalanie tkanek
5% albuminy surowicy bydlęcejWuhan BOSTER Bio Co., Ltd.AR004Niespecyficzny antygen blokujący
5-0 Szew kwasu poliglikolowegoJinhuan Medical Co., LtdKCR531Materiał do operacji
Maszyna anestezjologicznaMidmark CorporationVMRZnieczulone
zwierzę Środek montażowy AntifadeBeyotime BiotechP0131Uszczelka do barwienia IF
Automatyzacja-odwadnianie tkanek  Maszyna
Leica Biosystems (Niemcy)TP1020tkanek odwadniających
Veet (Francja)20220328Materiał do operacji
Diklofenak  sód  żelWuhan Ma Yinglong Pharmaceutical
 Co., Ltd.		H10950214Analgezja dla zwierząt
Końcówka wiertła (0,8 mm)Rwd Life Science Co., Ltd.Sprzęt do chirurgii
Roztwór do barwienia EosinWuhan Servicebio Technology
Co., Ltd.		G1001Barwnik do H& Barwienie E
Maść do oczuGuangzhou Pharmaceutical Co., LtdH44023098Materiał do operacji
Mikroskop fluorescencyjnyOlympus (Japonia)BX51Akwizycja obrazu
GFAP Mysie przeciwciało monoklonalneCell Signaling Technology Inc.
(Danvers, MA, USA)		3670Podstawowe przeciwciało do barwienia IF
Kozioł anty-mysz Alexa
488-sprzężona IgG		Cell Signaling Technology Inc.
(Danvers, MA, USA)		4408Drugie przeciwciało do barwienia IF
Kozioł anty-królik Alexa
594-sprzężony IgG		Cell Signaling Technology Inc.
(Danvers, MA, USA)		8889Drugie przeciwciało do barwienia IF
Miernik siły uchwytuShanghai Xinruan Information Technology Co., Ltd.XR501Sprzęt do testów behawioralnych
Roztwór do barwienia hematoksylinyWuhan Servicebio Technology
Co., Ltd.		G1004Barwnik do H& Barwienie E
Iba1 Przeciwciało monoklonalne królikaAbcamab178846Przeciwciało pierwszorzędowe do barwienia IF
IzofluranRwd Life Science Co., Ltd.R510-22-10Znieczulony zwierzęcy
Laserowy dopplerowski miernik przepływu krwiMoor Instruments (Wielka Brytania)moorVMSMonitorowanie przepływu krwi
MeloxicamBoehringer-IngelheimJ20160020Analgezja dla zwierząt
MicrodrillRwd Life Science Co., Ltd.78001Sprzęt do chirurgii
Zestaw narzędzi mikrochirurgicznychRwd Life Science Co., Ltd.SP0009-RSprzęt do chirurgii
MicrotomeThermo Fisher Scientific (USA)HM325Produkcja sekcji tkanek
Ostrze mikrotomuLeica Biosystems (Niemcy)819Produkcja przekrojów tkanek
Monopolarny generator elektrokoagulacjiWiosenna sceneria Instrument medyczny
Co., Ltd.		CZ0001Sprzęt do operacji
Maść mupirocynyTianjin Smith Kline & Laboratoria Francuskie
Sp. z o.o.		H10930064Ochrona przed infekcjami dla zwierząt
Przeciwciało monoklonalne królika NeuNCell Signaling Technology Inc.
(Danvers, MA, USA)		24307Przeciwciało pierwszorzędowe do barwienia IF
Neutralny balsamAbsin Bioscienceabs9177Pieczęć dla H& E barwienie
zatapiania parafinyThermo Fisher Scientific (USA)EC 350Wyprodukuj bloki parafinowe
Pentobarbital soduSigma-AldrichP3761Eutanizowane zwierzę
Sól fizjologiczna buforowana fosforanamiShanghai Beyotime Biotech Co., LtdC0221APłukanie sekcji tkanek
GolarkaShenzhen Codos Electrical Appliances
Co., Ltd.		CP-9200Sprzęt do chirurgii
Roztwór cytrynianu soduShanghai Beyotime Biotech Co., Ltd.P0083Pobieranie antygenu do barwienia IF
Krem do depilacji Centrum

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Patel, P., Yavagal, D., Khandelwal, P. Hyperacute management of ischemic strokes: JACC Focus Seminar. J Am Coll Cardiol. 75 (15), 1844-1856 (2020).
  2. GBD 2016 Stroke Collaborators. Global, regional, and national burden of stroke, 1990-2016: a systematic analysis for the Global Burden of Disease study 2016. Lancet Neurol. 18 (5), 439-458 (2019).
  3. Joo, H., Wang, G., George, M. G. A literature review of cost-effectiveness of intravenous recombinant tissue plasminogen activator for treating acute ischemic stroke. Stroke Vasc Neurol. 2 (2), 73-83 (2017).
  4. Jones, A. T., O'Connell, N. K., David, A. S. Epidemiology of functional stroke mimic patients: a systematic review and meta-analysis. Eur J Neurol. 27 (1), 18-26 (2020).
  5. Tamura, A., et al. Focal cerebral ischaemia in the rat: Description of technique and early neuropathological consequences following middle cerebral artery occlusion. J Cereb Blood Flow Metab. 1 (1), 53-60 (1981).
  6. Kuraoka, M., et al. Direct experimental occlusion of the distal middle cerebral artery induces high reproducibility of brain ischemia in mice. Exp Anim. 58 (1), 19-29 (2009).
  7. Orset, C., et al. Mouse model of in situ thromboembolic stroke and reperfusion. Stroke. 38 (10), 2771-2778 (2007).
  8. Fluri, F., Schuhmann, M. K., Kleinschnitz, C. Animal models of ischemic stroke and their application in clinical research. Drug Des Devel Ther. 9, 3445-3454 (2015).
  9. Candelario-Jalil, E., Paul, S. Impact of aging and comorbidities on ischemic stroke outcomes in preclinical animal models: A translational perspective. J Exp Neurol. 335, 113494(2021).
  10. Zuo, X., et al. Attenuation of secondary damage and Aβ deposits in the ipsilateral thalamus of dMCAO rats through reduction of cathepsin B by bis(propyl)-cognitin, a multifunctional dimer. Neuropharmacology. 162, 107786(2020).
  11. Shabani, Z., Farhoudi, M., Rahbarghazi, R., Karimipour, M., Mehrad, H. Cellular, histological, and behavioral pathological alterations associated with the mouse model of photothrombotic ischemic stroke. J Chem Neuroanat. 130, 102261(2023).
  12. Caleo, M. Rehabilitation and plasticity following stroke: Insights from rodent models. Neuroscience. 311, 180-194 (2015).
  13. Llovera, G., Roth, S., Plesnila, N., Veltkamp, R., Liesz, A. Modeling stroke in mice: permanent coagulation of the distal middle cerebral artery. J Vis Exp. (89), e51729(2014).
  14. Lavayen, B. P., et al. Neuroprotection by the cannabidiol aminoquinone VCE-004.8 in experimental ischemic stroke in mice. Neurochem Int. 165, 105508(2023).
  15. Hu, K., et al. Cathepsin B knockout confers significant brain protection in the mouse model of stroke. J Exp Neurol. 368, 114499(2023).
  16. Yu, S. P., et al. Optochemogenetic stimulation of transplanted iPS-NPCs enhances neuronal repair and functional recovery after ischemic stroke. J Neurosci. 39 (33), 6571-6594 (2019).
  17. Lin, Y. H., et al. Opening a new time window for treatment of stroke by targeting HDAC2. J Neurosci. 37 (28), 6712-6728 (2017).
  18. Shi, X. F., Ai, H., Lu, W., Cai, F. SAT: Free software for the semi-automated analysis of rodent brain sections with 2,3,5-triphenyltetrazolium chloride staining. Front Neurosci. 13, 102(2019).
  19. Jensen, E. C., et al. Quantitative analysis of histological staining and fluorescence using ImageJ. Anat Rec. 296 (3), 378-381 (2013).
  20. Donahue, J., Wintermark, M. Perfusion CT and acute stroke imaging: foundations, applications, and literature review. J Neuroradiol. 42 (1), 21-29 (2015).
  21. Sun, M., et al. Long-term L-3-n-butylphthalide pretreatment attenuates ischemic brain injury in mice with permanent distal middle cerebral artery occlusion through the Nrf2 pathway. Heliyon. 8 (7), e09909(2022).
  22. Balkaya, M. G., Trueman, R. C., Boltze, J., Corbett, D., Jolkkonen, J. Behavioral outcome measures to improve experimental stroke research. Behav Brain Res. 352, 161-171 (2018).
  23. Hao, T., et al. Inflammatory mechanism of cerebral ischemia-reperfusion injury with treatment of stepharine in rats. Phytomedicine. 79, 153353(2020).
  24. Pietrogrande, G., et al. Low oxygen post conditioning prevents thalamic secondary neuronal loss caused by excitotoxicity after cortical stroke. Sci Rep. 9 (1), 4841(2019).
  25. Shi, X., et al. Stroke subtype-dependent synapse elimination by reactive gliosis in mice. Nat Commun. 12 (1), 6943(2021).
  26. Chen, W. C., et al. Aryl hydrocarbon receptor modulates stroke-induced astrogliosis and neurogenesis in the adult mouse brain. JNeuroinflammation. 16 (1), 187(2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Model udaru niedokrwiennegot tnica m zgu rodkowazator t tnicy m zgu rodkowej w odcinku dystalnymogniskowe niedokrwienie m zguprzezczaszkowa elektrokoagulacjaocena zachowania neurologicznegoanaliza histopatologicznatest si y chwytusekcjonowanie m zgubarwienie TTC

Powiązane artykuły