Tutaj prezentujemy protokół do ustalenia modelu dystalnej niedrożności tętnicy środkowej mózgu (dMCAO) poprzez przezczaszkową elektrokoagulację u myszy C57BL/6J i oceny późniejszego zachowania neurologicznego i cech histopatologicznych.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Indukcja ostrego udaru niedokrwiennego u myszy przy użyciu techniki niedrożności dystalnej tętnicy środkowej
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Udar niedokrwienny pozostaje główną przyczyną śmiertelności i upośledzenia funkcjonalnego wśród dorosłych populacji na całym świecie. Tylko niewielka liczba pacjentów z udarem niedokrwiennym kwalifikuje się do trombolizy wewnątrznaczyniowej lub trombektomii mechanicznej w optymalnym oknie czasowym. Wśród osób, które przeżyły udar, około dwie trzecie cierpi na dysfunkcje neurologiczne przez dłuższy czas. Ustalenie stabilnego i powtarzalnego eksperymentalnego modelu udaru niedokrwiennego jest niezwykle istotne dla dalszego badania mechanizmów patofizjologicznych i opracowywania skutecznych strategii terapeutycznych udaru niedokrwiennego. Tętnica środkowa mózgu (MCA) stanowi dominującą lokalizację udaru niedokrwiennego u ludzi, przy czym okluzja MCA służy jako często stosowany model ogniskowego niedokrwienia mózgu. W tym protokole opisujemy metodologię ustalania modelu dystalnej okluzji MCA (dMCAO) poprzez przezczaszkową elektrokoagulację u myszy C57BL / 6. Ponieważ miejsce okluzji znajduje się w gałęzi korowej MCA, model ten generuje umiarkowaną zmianę zawałową ograniczoną do kory. Charakterystyka neurologiczna, behawioralna i histopatologiczna wykazała widoczną dysfunkcję motoryczną, zwyrodnienie neuronów oraz wyraźną aktywację mikrogleju i astrocytów w tym modelu. W ten sposób ten model myszy dMCAO stanowi cenne narzędzie do badania udaru niedokrwiennego i jest warte popularyzacji.
Wprowadzenie
Udar mózgu to powszechna ostra choroba naczyniowo-mózgowa charakteryzująca się wysoką częstością niepełnosprawności i śmiertelnością1. Spośród wszystkich przypadków udaru mózgu prawie 80% należy do udaru niedokrwiennego2. Do tej pory tromboliza dożylna pozostaje jednym z niewielu skutecznych podejść w leczeniu ostrego udaru niedokrwiennego. Skuteczność leczenia trombolitycznego jest jednak ograniczona przez wąskie okno czasowe skuteczności oraz występowanie transformacji krwotocznej3. W długotrwałej fazie rehabilitacji po udarze niedokrwiennym znaczna liczba pacjentów może doświadczyć trwałych dysfunkcji neurologicznych4. Pilnie potrzebne są dalsze badania, aby odkryć mechanizmy patofizjologiczne leżące u podstaw udaru niedokrwiennego, a także ułatwić opracowanie nowych strategii terapeutycznych ukierunkowanych na udar niedokrwienny. Stworzenie wiarygodnego i powtarzalnego modelu udaru niedokrwiennego ma kluczowe znaczenie dla badań podstawowych, a także późniejszych badań translacyjnych w dziedzinie udaru niedokrwiennego.
W 1981 roku Tamura i wsp. opracowali model ogniskowego niedokrwienia mózgu, stosując przezczaszkową elektrokoagulację w miejscu bliższym tętnicy środkowej mózgu (MCA)5. Od tego czasu wielu badaczy wykorzystało różne metodologie, takie jak podwiązanie, kompresja lub klipsowanie, w celu wywołania dystalnej okluzji MCA (dMCAO) w celu ustalenia przejściowych lub trwałych modeli udaru niedokrwiennego 6,7,8. W porównaniu z modelem filamentowym, model dMCAO wykazuje znaczące zalety, takie jak mniejszy rozmiar zawału i wyższy wskaźnik przeżycia, co czyni go bardziej odpowiednim do badania długotrwałej poprawy funkcjonalnej po udarze niedokrwiennym9. Ponadto model dMCAO wykazuje wyższy wskaźnik przeżywalności u starszych gryzoni w porównaniu z modelem filamentowym, co czyni go korzystnym narzędziem do badania udaru niedokrwiennego u osób starszych i współistniejących modeli zwierzęcych10. Wykazano, że model udaru fotozakrzepowego (PT) charakteryzuje się mniejszą inwazyjnością chirurgiczną i znacznie niską śmiertelnością. Jednak model PT wykazuje większy stopień martwicy komórkowej i obrzęku tkanek w porównaniu z modelem dMCAO, co prowadzi do braku krążenia obocznego11. Ponadto warto zauważyć, że zmiany niedokrwienne obserwowane w modelu PT wynikają głównie z niedrożności mikronaczyniowej, która różni się znacznie od niedokrwienia mózgu wywołanego zatorowością dużego naczynia w modelu dMCAO12.
W tym artykule prezentujemy metodologię indukowania mysiego modelu dMCAO poprzez koagulację dystalnego MCA za pomocą małego okienka kostnego. Dodatkowo przeprowadziliśmy badania histologiczne i oceny behawioralne, aby kompleksowo scharakteryzować uszkodzenia niedokrwienne i wyniki udaru w tym modelu eksperymentalnym. Naszym celem jest zapoznanie badaczy z tym modelem i ułatwienie dalszych badań nad patologicznymi mechanizmami udaru niedokrwiennego.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Protokół eksperymentalny został zatwierdzony przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Jianghan i został przeprowadzony zgodnie z Wytycznymi Etycznymi Zwierząt Doświadczalnych wydanymi przez Centrum Kontroli Chorób w Chinach. W protokole wykorzystano dorosłe samce myszy C57BL/6J w wieku 10 tygodni, o wadze 24-26 g. Wszystkie myszy trzymano w 12-godzinnym środowisku kontrolowanym przez światło/ciemność z jedzeniem i wodą ad libitum.
1. Przygotowanie przedoperacyjne
UWAGA: Kluczowe instrumenty i sprzęt wymagane dla tego protokołu są pokazane w Rysunek 1.
- Przed zabiegiem należy wysterylizować narzędzia chirurgiczne metodą autoklawowania.
- Meloksykam należy podawać podskórnie w dawce 5 mg/kg mc. w celu znieczulenia na 60 minut przed zabiegiem.
- Znieczulić mysz 5% izofluranem w komorze indukcyjnej.
- Przetrzyj płytę chirurgiczną ogrzewania 75% etanolem i włącz przełącznik ogrzewania przy temperaturze ustawionej na 37 °C. Następnie ustaw mysz w lewej pozycji bocznej na tablicy, z głową odsuniętą od chirurga i ogonem skierowanym w stronę chirurga.
- Przymocuj maskę do twarzy myszy, która zapewnia stały dopływ 2% izofluranu i 0,3 l/min tlenu do znieczulenia podtrzymującego. Nałóż maść do oczu na rogówkę, aby zabezpieczyć ją przed wysuszeniem podczas zabiegu.
- Ogol sierść od lewej orbity do lewego kanału słuchowego za pomocą golarki. Użyj kremów do depilacji, aby usunąć pozostałą sierść do sterylizacji.
- Przygotować obszar operacyjny, trzykrotnie nakładając powidon-jod dezynfekujący i 75% etanol.
2. Dystalny model MCAO
- Sprawdź, czy mysz jest głęboko znieczulona, oceniając odruchy szczypania palca u nogi.
- Wykonaj pionowe nacięcie między lewym oczodołem a lewym kanałem słuchowym za pomocą sterylnego ostrza skalpela.
- Cofnij tkankę miękką skóry za pomocą retraktorów i odsłoń mięsień skroniowy.
- Użyj prostych mikrokleszczy, aby oddzielić segmenty wierzchołkowe i grzbietowe mięśnia skroniowego od czaszki.
- Zidentyfikuj rozwidlenie MCA, które przyjmuje kształt litery "Y" poniżej kości skroniowej z odchyleniem w kierunku podstawy czaszki (Rysunek 2A).
UWAGA: Jeśli rozwidlenie MCA nie jest wizualnie dostrzegalne (ze względu na anatomicznie normalną zmianę), upewnij się, że naczynie jest najbardziej rostralne. - Użyj elektrycznego wiertła czaszkowego, aby przerzedzić czaszkę, aby utworzyć okienko kostne (o średnicy 4 mm), aż opona twarda o półprzezroczystej fakturze stanie się widoczna.
UWAGA: Z przerwami dodawaj krople normalnej soli fizjologicznej do czaszki, aby zapobiec przegrzaniu podczas tego procesu. - Usuń oponę twardą powyżej tętnicy za pomocą zakrzywionych mikrokleszczyków, aby odsłonić gałąź MCA.
- Ustaw elektrokoagulację na 7 W. Koaguluj tętnicę za pomocą elektrycznych kleszczy do krzepnięcia w miejscach bliższych i dalszych do rozwidlenia MCA (Rysunek 2A). Gdy rozwidlenie nie jest widoczne z powodu różnicy anatomicznej, przeprowadź koagulację na dokładnie zidentyfikowanej gałęzi MCA (jak wspomniano powyżej) w dwóch oddzielnych miejscach oddalonych od siebie o około 1 mm13.
- Monitoruj przepływ krwi w lewej gałęzi korowej MCA za pomocą laserowego miernika przepływu krwi plamkowego.
UWAGA: Myszy wykazujące zmniejszenie przepływu krwi o mniej niż 40% wartości wyjściowej po elektrokoagulacji zostały wykluczone z badania. - Zszyj mięsień i skórę osobno za pomocą szwów z kwasem poliglikolowym 5-0. Nałóż diklofenak żel sodowy i maść mupirocyny na nacięcie skóry za pomocą sterylnego bawełnianego wacika.
- Umieść mysz w komorze odzyskiwania. Monitoruj wszystkie myszy, aż w pełni się obudzą. Meloksykam (5 mg/kg mc., SC) należy podawać w celu znieczulenia co 24 godziny do 72 godzin.
3. Fikcyjna operacja
- Powtórz tę samą procedurę, jak te wymienione powyżej, z wyłączeniem procesu krzepnięcia tętniczego.
4. Testy behawioralne
UWAGA: Przed wprowadzeniem dMCAO, myszy przechodziły trening behawioralny dwa razy dziennie przez 3 dni. W 3 dniu po dMCAO przenieś myszy do pokoju testów behawioralnych na 2-godzinną adaptację do środowiska przed testem.
- Test siły chwytu14
UWAGA: Miernik siły chwytu składa się z tensometru push-pull i metalowego pręta poziomego.- Chwyć podstawę ogona myszy. Stopniowo opuszczaj mysz w kierunku metalowego uchwytu, aż chwyci poziomą belkę obiema przednimi łapami (Rysunek 2B).
- Pociągnij mysz do tyłu ze stałą prędkością około 2 cm/s i trzymaj jej korpus poziomo.
- Zapisz szczytową siłę w gramach (g), gdy mysz zwalnia przednie łapy z drążka.
- Pole test15
- Umieść mysz na szczycie pionowego drewnianego słupa (50 cm wysokości, 1 cm średnicy) z głową skierowaną do góry i pozwól jej zejść z tyczki (Rysunek 2B).
- Zapisz czas potrzebny myszy na odwrócenie się (T-turn) i całkowity czas zejścia ze słupa (T-total) z czasem granicznym 60 s.
- Test usuwania taśmy klejącej16
- Przytrzymaj mysz i przymocuj plaster taśmy klejącej (2 × 2 mm) do prawej przedniej łapy myszy (Rysunek 2B).
- Włóż mysz z powrotem do klatki hodowlanej i pozwól jej się swobodnie poruszać.
- Zapisz czas potrzebny myszy na usunięcie kleju z limitem 60 s.
- Test cylindra17
- Umieść mysz w otwartym, przezroczystym szklanym cylindrze (średnica: 14 cm; wysokość: 20 cm) i rejestruj jej spontaniczne zachowanie eksploracyjne w pozycji stojącej przez 3 minuty za pomocą kamery (Rysunek 2B).
UWAGA: Podczas procedury eksperymentalnej dwa lustra zostały umieszczone wzdłuż cylindra, aby zapewnić optymalne rejestrowanie ruchów kończyn przednich. - Przetrzyj cylinder 75% etanolem, aby wyeliminować resztki sygnałów węchowych przed przetestowaniem kolejnej myszy.
- Zmniejsz prędkość odtwarzania wideo do 1/5 rzeczywistej prędkości i policz liczbę dotknięć ścianą lewą (L) lub prawą przednią łapą (R) lub jednoczesnym użyciem obu przednich łap (B). Oblicz wskaźnik wykorzystania prawej przedniej łapy jako (L-R)/(L + R + B) × 100%.
- Umieść mysz w otwartym, przezroczystym szklanym cylindrze (średnica: 14 cm; wysokość: 20 cm) i rejestruj jej spontaniczne zachowanie eksploracyjne w pozycji stojącej przez 3 minuty za pomocą kamery (Rysunek 2B).
5. Perfuzja i przygotowanie próbki
- Poddaj mysz eutanazji przez przedawkowanie pentobarbitalu (300 mg/kg) we wstrzyknięciu otrzewnowym. Ustaw mysz na wznak i unieruchom kończyny.
- Wykonaj nacięcie w linii środkowej skóry, zaczynając od środkowej części jamy brzusznej i rozciągając się w kierunku górnej części klatki piersiowej.
- Otwórz klatkę piersiową za pomocą nożyczek chirurgicznych i złóż mieczyk mieczykowaty do góry za pomocą hemostatu. Ostrożnie wyjmij płuco i przeponę, aby odsłonić serce.
- Włóż końcówkę igły perfuzyjnej do lewej komory i nakłuj prawy przedsionek nożyczkami. Ukrwić serce 20 ml soli fizjologicznej przez lewą komorę.
- Odetnij głowę myszy i rozetnij skórę głowy wzdłuż linii środkowej między oczami. Przetnij kość po obu stronach, zaczynając od podstawy czaszki i otwierając się do oczodołu.
- Podnieś kalwarię i delikatnie oderwij mózg od podstawy czaszki za pomocą kleszczy.
UWAGA: Mózgi połowy myszy poddano barwieniu chlorkiem 2,3,5-trifenylotetrazolu (TTC), podczas gdy mózgi drugiej połowy poddano badaniu histologicznemu. - Namocz mózgi w 4% roztworze paraformaldehydu przez noc w celu przeprowadzenia dalszej analizy histologicznej.
6. Identyfikacja objętości zawału
- Umieść mózg w zamrażarce lodówki o temperaturze -20 °C na 20 minut.
- Umieść mózg w macierzy mózgowej o średnicy 1 mm i pokrój mózg na sekcje wieńcowe o grubości 2 mm za pomocą ostrzy mikrotomu.
- Przenieś skrawki mózgu na 24-dołkową płytkę hodowlaną i dodaj 2% TTC, aby pokryć tkankę mózgową. Umieścić 24-dołkową płytkę do hodowli w piecu o stałej temperaturze na 30 minut w temperaturze ustawionej na 37 °C.
- Ostrożnie wyjmij sekcje mózgu i utrwal je w 4% roztworze paraformaldehydu na 15 minut.
- Wykonaj skanowanie optyczne tych wycinków mózgu z rozdzielczością 1200 x 1200 dpi za pomocą skanera.
- Zmierz objętość zawału mózgu, sumując obszar zawału każdej sekcji (obszar prawej półkuli minus nieuszkodzony obszar lewej półkuli) za pomocą oprogramowania Image J (https://imagej.net/software/imagej/index)18. Oblicz procent objętości zawału jako objętość/objętość zawału prawej półkuli × 100%.
7. Analiza barwienia histopatologicznego i immunofluorescencyjnego
- Pobrać próbki mózgu z roztworu paraformaldehydu i płukać je bieżącą wodą przez 1 godzinę.
- Przenieś próbki mózgu do automatycznej maszyny do odwadniania tkanek. Uruchom zaprogramowany program do odwadniania, witryfikacji i zanurzania w wosku. Zanurz odwodnione próbki mózgu w parafinie i pokrój je na skrawki o grubości 5 μm za pomocą mikrotomu.
- Barwienie hematoksyliną i eozyną (H&E)
- Odwoskować skrawki ksylenem 3 razy po 8 minut każda.
- Uwodnić sekcje, zanurzając kolejno w gradientowym etanolu (100%, 95%, 90%, 80%, 70%) i wodzie destylowanej na 5 minut za każdym razem.
- Skrawki barwić roztworem hematoksyliny przez 5 minut.
- Opłucz skrawki wodą destylowaną, aby zmyć pozostałości hematoksyliny, a następnie zanurz je w 5% alkoholu kwasu solnego w celu rozróżnicowania 5-sekundowego. Umyj sekcje wodą destylowaną przez 2 minuty.
- Zabarwić skrawki roztworem eozyny przez 30 s i spłukać nadmiar płynu barwiącego wodą destylowaną.
- Zanurz sekcje w 90% etanolu, 95% etanolu, 100% etanolu i ksylenie (2 razy) kolejno na 5 minut za każdym razem. Zamontuj sekcje za pomocą neutralnego balsamicznego medium montażowego.
- Barwienie immunofluorescencyjne
- Odparafinować skrawki ksylenem 3 razy przez 8 minut za każdym razem.
- Ponownie uwodnić sekcje, zanurzając kolejno w gradientowym etanolu (100%, 95%, 90%, 80%, 70%) i wodzie destylowanej na 5 minut za każdym razem.
- Podgrzej roztwór do pobierania antygenu cytrynianowego do wrzenia w kuchence mikrofalowej. Zanurz skrawki w roztworze do pobierania antygenu. Podgrzewać bufor do pobierania antygenu o małej mocy (20 W) przez 20 minut.
- Wyłącz kuchenkę mikrofalową i pozwól buforowi do pobrania antygenu ostygnąć do temperatury pokojowej (RT).
- Przemyj sekcje trzykrotnie solą fizjologiczną buforowaną fosforanem 0,1 mM (PBS) przez 5 minut za każdym razem.
- Skrawki inkubować z roztworem blokującym (5% albumina surowicy bydlęcej) w temperaturze pokojowej przez 1 godzinę w celu zablokowania nieswoistego wiązania immunoglobuliny.
- Inkubować skrawki z króliczym przeciwciałem anty-NeuN (1:300), króliczym przeciwciałem anty-Iba-1 (1:500) i mysim przeciwciałem anty-GFAP (1:500) w temperaturze 4°C przez noc.
- Umyj sekcje trzykrotnie 0,1 mM PBS przez 5 minut za każdym razem.
- Inkubuj skrawki z kozim przeciwciałami anty-króliczymi Alexa 594-sprzężonymi IgG (1:500) lub kozich anty-mysim Alexa 488-sprzężonymi IgG (1:500) przez 1 godzinę w RT.
- Umyj sekcje 0,1 mM PBS i zamontuj je za pomocą środka montażowego zapobiegającego blaknięciu zawierającego 4',6-diamidyno-2-fenyloindol (DAPI).
- Wykonaj zdjęcia trzech mikroskopijnych pól (300 μm × 300 μm) w niedokrwiennym półcieniu za pomocą mikroskopu fluorescencyjnego odpowiednio przy 594 nm i 488 nm.
- Korzystając z oprogramowania ImageJ (https://imagej.net/software/imagej/index), oszacuj dodatnio zabarwioną gęstość komórek, uśredniając liczby w niedokrwiennym półcieniu półcienia19.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Kluczowymi instrumentami wykorzystanymi do przeprowadzenia dMCAO są zestaw instrumentów mikrochirurgicznych, waporyzator izofluranu oraz monopolarne mikrochirurgiczne urządzenie do elektrokoagulacji, przedstawione na Rysunku 1. Procedura eksperymentalna niniejszego badania została zilustrowana na Rysunku 2. W skrócie, zastosowano kraniotomię z niewielkim oknem kostnym w celu odsłonięcia dystalnego odcinka MCA, który następnie poddano koagulacji, aby wywołać trwa...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
W obecnym protokole elektrokoagulacji kraniotomii w modelu dMCAO zabiegi chirurgiczne są przeprowadzane z minimalną inwazyjnością, przy czym tylko część mięśnia skroniowego jest oddzielana w celu złagodzenia niekorzystnego wpływu na funkcję żucia. Wszystkie myszy dobrze wyzdrowiały po zabiegu, bez zaobserwowanych przypadków trudności z karmieniem. MCA można łatwo rozpoznać w kości skroniowej myszy, co ułatwia precyzyjną identyfikację odpowiednich miejsc kraniotomii. Ta wywołana modelem dMCAO zmiana niedokrwienna była zlo...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają sprzecznych interesów do ujawnienia.
Podziękowania
To badanie było wspierane przez granty z Fundacji Nauk o Przyrodzie prowincji Hubei (2022CFC057).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| 2,3,5-trifenylotetrazolium Chlorek (TTC) | Sigma-Aldrich | 108380 | Barwnik do barwienia TTC |
| 24-dołkowa płytka hodowlana | Corning (USA CLS3527 | Naczynie do barwienia TTC | |
| 4% paraformaldehydu | Wuhan Servicebio Technology Co., Ltd. | G1101 | Utrwalanie tkanek |
| 5% albuminy surowicy bydlęcej | Wuhan BOSTER Bio Co., Ltd. | AR004 | Niespecyficzny antygen blokujący |
| 5-0 Szew kwasu poliglikolowego | Jinhuan Medical Co., Ltd | KCR531 | Materiał do operacji |
| Maszyna anestezjologiczna | Midmark Corporation | VMR | Znieczulone |
| zwierzę Środek montażowy Antifade | Beyotime Biotech | P0131 | Uszczelka do barwienia IF |
| Automatyzacja-odwadnianie tkanek Maszyna | Leica Biosystems (Niemcy) | TP1020 | tkanek odwadniających |
| Veet (Francja) | 20220328 | Materiał do operacji | |
| Diklofenak sód żel | Wuhan Ma Yinglong Pharmaceutical Co., Ltd. | H10950214 | Analgezja dla zwierząt |
| Końcówka wiertła (0,8 mm) | Rwd Life Science Co., Ltd. | Sprzęt do chirurgii | |
| Roztwór do barwienia Eosin | Wuhan Servicebio Technology Co., Ltd. | G1001 | Barwnik do H& Barwienie E |
| Maść do oczu | Guangzhou Pharmaceutical Co., Ltd | H44023098 | Materiał do operacji |
| Mikroskop fluorescencyjny | Olympus (Japonia) | BX51 | Akwizycja obrazu |
| GFAP Mysie przeciwciało monoklonalne | Cell Signaling Technology Inc. (Danvers, MA, USA) | 3670 | Podstawowe przeciwciało do barwienia IF |
| Kozioł anty-mysz Alexa 488-sprzężona IgG | Cell Signaling Technology Inc. (Danvers, MA, USA) | 4408 | Drugie przeciwciało do barwienia IF |
| Kozioł anty-królik Alexa 594-sprzężony IgG | Cell Signaling Technology Inc. (Danvers, MA, USA) | 8889 | Drugie przeciwciało do barwienia IF |
| Miernik siły uchwytu | Shanghai Xinruan Information Technology Co., Ltd. | XR501 | Sprzęt do testów behawioralnych |
| Roztwór do barwienia hematoksyliny | Wuhan Servicebio Technology Co., Ltd. | G1004 | Barwnik do H& Barwienie E |
| Iba1 Przeciwciało monoklonalne królika | Abcam | ab178846 | Przeciwciało pierwszorzędowe do barwienia IF |
| Izofluran | Rwd Life Science Co., Ltd. | R510-22-10 | Znieczulony zwierzęcy |
| Laserowy dopplerowski miernik przepływu krwi | Moor Instruments (Wielka Brytania) | moorVMS | Monitorowanie przepływu krwi |
| Meloxicam | Boehringer-Ingelheim | J20160020 | Analgezja dla zwierząt |
| Microdrill | Rwd Life Science Co., Ltd. | 78001 | Sprzęt do chirurgii |
| Zestaw narzędzi mikrochirurgicznych | Rwd Life Science Co., Ltd. | SP0009-R | Sprzęt do chirurgii |
| Microtome | Thermo Fisher Scientific (USA) | HM325 | Produkcja sekcji tkanek |
| Ostrze mikrotomu | Leica Biosystems (Niemcy) | 819 | Produkcja przekrojów tkanek |
| Monopolarny generator elektrokoagulacji | Wiosenna sceneria Instrument medyczny Co., Ltd. | CZ0001 | Sprzęt do operacji |
| Maść mupirocyny | Tianjin Smith Kline & Laboratoria Francuskie Sp. z o.o. | H10930064 | Ochrona przed infekcjami dla zwierząt |
| Przeciwciało monoklonalne królika NeuN | Cell Signaling Technology Inc. (Danvers, MA, USA) | 24307 | Przeciwciało pierwszorzędowe do barwienia IF |
| Neutralny balsam | Absin Bioscience | abs9177 | Pieczęć dla H& E barwienie |
| zatapiania parafiny | Thermo Fisher Scientific (USA) | EC 350 | Wyprodukuj bloki parafinowe |
| Pentobarbital sodu | Sigma-Aldrich | P3761 | Eutanizowane zwierzę |
| Sól fizjologiczna buforowana fosforanami | Shanghai Beyotime Biotech Co., Ltd | C0221A | Płukanie sekcji tkanek |
| Golarka | Shenzhen Codos Electrical Appliances Co., Ltd. | CP-9200 | Sprzęt do chirurgii |
| Roztwór cytrynianu sodu | Shanghai Beyotime Biotech Co., Ltd. | P0083 | Pobieranie antygenu do barwienia IF |
Bibliografia
- Patel, P., Yavagal, D., Khandelwal, P. Hyperacute management of ischemic strokes: JACC Focus Seminar. J Am Coll Cardiol. 75 (15), 1844-1856 (2020).
- GBD 2016 Stroke Collaborators. Global, regional, and national burden of stroke, 1990-2016: a systematic analysis for the Global Burden of Disease study 2016. Lancet Neurol. 18 (5), 439-458 (2019).
- Joo, H., Wang, G., George, M. G. A literature review of cost-effectiveness of intravenous recombinant tissue plasminogen activator for treating acute ischemic stroke. Stroke Vasc Neurol. 2 (2), 73-83 (2017).
- Jones, A. T., O'Connell, N. K., David, A. S. Epidemiology of functional stroke mimic patients: a systematic review and meta-analysis. Eur J Neurol. 27 (1), 18-26 (2020).
- Tamura, A., et al. Focal cerebral ischaemia in the rat: Description of technique and early neuropathological consequences following middle cerebral artery occlusion. J Cereb Blood Flow Metab. 1 (1), 53-60 (1981).
- Kuraoka, M., et al. Direct experimental occlusion of the distal middle cerebral artery induces high reproducibility of brain ischemia in mice. Exp Anim. 58 (1), 19-29 (2009).
- Orset, C., et al. Mouse model of in situ thromboembolic stroke and reperfusion. Stroke. 38 (10), 2771-2778 (2007).
- Fluri, F., Schuhmann, M. K., Kleinschnitz, C. Animal models of ischemic stroke and their application in clinical research. Drug Des Devel Ther. 9, 3445-3454 (2015).
- Candelario-Jalil, E., Paul, S. Impact of aging and comorbidities on ischemic stroke outcomes in preclinical animal models: A translational perspective. J Exp Neurol. 335, 113494(2021).
- Zuo, X., et al. Attenuation of secondary damage and Aβ deposits in the ipsilateral thalamus of dMCAO rats through reduction of cathepsin B by bis(propyl)-cognitin, a multifunctional dimer. Neuropharmacology. 162, 107786(2020).
- Shabani, Z., Farhoudi, M., Rahbarghazi, R., Karimipour, M., Mehrad, H. Cellular, histological, and behavioral pathological alterations associated with the mouse model of photothrombotic ischemic stroke. J Chem Neuroanat. 130, 102261(2023).
- Caleo, M. Rehabilitation and plasticity following stroke: Insights from rodent models. Neuroscience. 311, 180-194 (2015).
- Llovera, G., Roth, S., Plesnila, N., Veltkamp, R., Liesz, A. Modeling stroke in mice: permanent coagulation of the distal middle cerebral artery. J Vis Exp. (89), e51729(2014).
- Lavayen, B. P., et al. Neuroprotection by the cannabidiol aminoquinone VCE-004.8 in experimental ischemic stroke in mice. Neurochem Int. 165, 105508(2023).
- Hu, K., et al. Cathepsin B knockout confers significant brain protection in the mouse model of stroke. J Exp Neurol. 368, 114499(2023).
- Yu, S. P., et al. Optochemogenetic stimulation of transplanted iPS-NPCs enhances neuronal repair and functional recovery after ischemic stroke. J Neurosci. 39 (33), 6571-6594 (2019).
- Lin, Y. H., et al. Opening a new time window for treatment of stroke by targeting HDAC2. J Neurosci. 37 (28), 6712-6728 (2017).
- Shi, X. F., Ai, H., Lu, W., Cai, F. SAT: Free software for the semi-automated analysis of rodent brain sections with 2,3,5-triphenyltetrazolium chloride staining. Front Neurosci. 13, 102(2019).
- Jensen, E. C., et al. Quantitative analysis of histological staining and fluorescence using ImageJ. Anat Rec. 296 (3), 378-381 (2013).
- Donahue, J., Wintermark, M. Perfusion CT and acute stroke imaging: foundations, applications, and literature review. J Neuroradiol. 42 (1), 21-29 (2015).
- Sun, M., et al. Long-term L-3-n-butylphthalide pretreatment attenuates ischemic brain injury in mice with permanent distal middle cerebral artery occlusion through the Nrf2 pathway. Heliyon. 8 (7), e09909(2022).
- Balkaya, M. G., Trueman, R. C., Boltze, J., Corbett, D., Jolkkonen, J. Behavioral outcome measures to improve experimental stroke research. Behav Brain Res. 352, 161-171 (2018).
- Hao, T., et al. Inflammatory mechanism of cerebral ischemia-reperfusion injury with treatment of stepharine in rats. Phytomedicine. 79, 153353(2020).
- Pietrogrande, G., et al. Low oxygen post conditioning prevents thalamic secondary neuronal loss caused by excitotoxicity after cortical stroke. Sci Rep. 9 (1), 4841(2019).
- Shi, X., et al. Stroke subtype-dependent synapse elimination by reactive gliosis in mice. Nat Commun. 12 (1), 6943(2021).
- Chen, W. C., et al. Aryl hydrocarbon receptor modulates stroke-induced astrogliosis and neurogenesis in the adult mouse brain. JNeuroinflammation. 16 (1), 187(2019).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
