Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Zielona synteza, charakterystyka, enkapsulacja i pomiar potencjału uwalniania nowych mikro-/submikronowych cząstek alkaliów ligniny

1.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/66216

⸱

1 marca 2024

 ,  , 
1Department of Pharmacology, Animal Physiology, Biochemistry and Chemistry, Faculty of Veterinary Medicine, Trakia University

W tym artykule

Podsumowanie

Opisujemy nowatorskie, proste metodologie syntezy i charakterystyki biokompatybilnych mikro- i submikronowych cząsteczek ligniny. Preparaty te zapewniają łatwe podejście do wykorzystania heteropolimeru, a także alternatywę dla racjonalnego projektowania wielofunkcyjnych matryc nośnikowych z potencjalnymi zastosowaniami w biomedycynie, technologii farmaceutycznej i przemyśle spożywczym.

Streszczenie

Możliwość zastosowania mikro-/nanotechnologii biopolimerów w medycynie weterynaryjnej, farmacji i technologii żywności szybko rośnie ze względu na duży potencjał cząsteczek na bazie biopolimerów jako skutecznych systemów nośnikowych. Zastosowanie ligniny jako podstawowej biomatrycy heteropolimerowej do projektowania innowacyjnych preparatów mikro-/submikronowych pozwala na osiągnięcie zwiększonej biokompatybilności i oferuje różne aktywne grupy funkcyjne, stwarzając możliwości dostosowania właściwości fizykochemicznych i bioaktywności preparatów do różnych zastosowań. Celem niniejszej pracy było opracowanie prostej i ekologicznej metodyki syntezy cząstek ligniny o rozmiarach mikro- i submikronowych; ocena ich cech fizykochemicznych, spektralnych i strukturalnych; oraz zbadanie ich zdolności do kapsułkowania biologicznie aktywnych cząsteczek oraz potencjału uwalniania bioflawonoidów in vitro w symulowanych pożywkach żołądkowo-jelitowych. W prezentowanych metodykach stosowane są tanie i ekologiczne rozpuszczalniki; Łatwe, proste, szybkie i czułe procesy wymagające niewielkiej ilości sprzętu, nietoksycznych substancji i prostych metod ich charakteryzacji, określenia zdolności kapsułkowania w kierunku słabo rozpuszczalnych w wodzie związków bioaktywnych morinu i kwercetyny oraz potencjału uwalniania in vitro matryc ligniny.

Wprowadzenie

Obecnie skłonność do biopolimerów, takich jak celuloza, chitozan, kolagen, dekstran, żelatyna i lignina jako prekursorów do projektowania nośników mikro-/submikronowych o dostosowywalnym rozmiarze, właściwościach fizykochemicznych i biofunkcjonalnościach, wzrosła w przemyśle biomedycznym, farmaceutycznym i technologii żywności ze względu na ich zastosowanie w inżynierii tkankowej, biodruku 3D, in vitro Między innymi platformy do modelowania chorób, przemysł opakowaniowy, przygotowanie emulsji i dostarczanie składników odżywczych1,2,3.

Nowatorskie badania podkreślają aspekty hydrożeli na bazie ligniny, jak również mikro- i nanopreparatów4 jako korzystne nośniki stosowane do materiałów do pakowania żywności5, magazynowanie energii6, cosmetics7, stabilizatory termiczne/świetlne, materiały wzmocnione i matryce nośników leków8 do dostarczania cząsteczek hydrofobowych, poprawa barier UV9, jako środki wzmacniające w nanokompozytach oraz jako alternatywa dla nieorganicznych nanocząstek ze względu na niedawne problemy z bezpieczeństwem10,11,12. Powodem tej tendencji jest biokompatybilność, biodegradowalność i nietoksyczność naturalnego biopolimeru hetero, a także jego udowodniona bioaktywność potencjału przeciwutleniającego ligniny oraz działania wymiatające rodniki, antyproliferacyjne i przeciwdrobnoustrojowe13,14,15,16,17.

Literatura naukowa donosi o różnych metodach syntezy (samoorganizacja, wytrącanie antyrozpuszczalnikowe, wytrącanie kwasów i zmiana rozpuszczalnika)18 oraz charakterystykę preparatów mikro- i nano-skalowych na bazie ligniny, w tym stosowanie drogich lub szkodliwych rozpuszczalników, takich jak tetrahydrofuran (THF), dimetylosulfotlenek (DMSO), N,N-dimetyloformamid (DMF) i aceton oraz skomplikowane, pośrednie i żmudne procesy, które zużywają dużo sprzętu i substancji toksycznych12,19,20.

Aby przezwyciężyć te ostatnie wady, następujące protokoły prezentują nowatorskie metodologie syntezy mikro-/submikronowych cząstek na bazie ligniny przy użyciu tanich i zielonych rozpuszczalników; łatwe, nieskomplikowane, szybkie i wrażliwe procesy wymagające niewielkiego sprzętu, nietoksycznych substancji i prostych metod ich charakterystyki oraz określania zdolności kapsułkowania w kierunku słabo rozpuszczalnych w wodzie związków bioaktywnych i in vitro potencjał uwalniania matryc ligniny. Przedstawione metody produkcji w skali laboratoryjnej są korzystne dla wytwarzania funkcjonalnych nośników ligniny o regulowanych rozmiarach, wysokiej zdolności kapsułkowania i zrównoważonym uwalnianiu in vitro przy użyciu prostych procedur charakteryzacji i przyjaznych dla środowiska chemikaliów, które mogą znaleźć zastosowanie w różnych dziedzinach nauk biomedycznych i technologii żywności. Jako cząsteczki docelowe zamknięte w cząsteczkach ligniny zastosowano dwie flawonoidy: morinę – do mikrocząstek i kwercetynę – do cząstek submikronowych. Różnica w budowie obu flawonoidów polega tylko na położeniu drugiej grupy -OH w pierścieniu B-aromatycznym: grupa -OH znajduje się na pozycji 2' w morinie i na pozycji 3' w kwercetynie, a więc oba związki organiczne są izomerami pozycyjnymi. Ten ostatni fakt zakłada podobne zachowanie się obu bioaktywnych związków naturalnych w procesach enkapsulacji i/lub uwalniania.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Synteza mikrocząstek ligniny

  1. Przygotować wodny roztwór ligniny alkalicznej o stężeniu 50 mg/ml, rozpuszczając 2,5 g ligniny alkalicznej w 50 ml wody ultrapurej przy użyciu mieszadła magnetycznego.
  2. Przygotuj 1% roztwór Tween 80, rozpuszczając 1 ml Tween 80 w 100 ml wody ultraczystej.
  3. Przygotować 2 M roztwór HNO33 poprzez rozcieńczenie 6,65 ml 67% HNO33 (gęstość = 1,413 g/ml) wodą ultraczystą do końcowej objętości 50 ml.
  4. Powoli dodaj 15 ml 1% roztworu Tween 80 do 50 ml roztworu ligniny alkalicznej o stężeniu 50 mg/ml.
  5. Mieszaninę należy mieszać za pomocą mieszadła magnetycznego przy 500 obr./min przez 10 min, aby surfaktant został dobrze rozproszony.
  6. Dodać 20 mL 2 M HNO33 kroplami za pomocą strzykawki z szybkością przepływu wynoszącą około 150 µL/s do mieszaniny.
  7. Kontynuuj mieszanie zawiesiny przez 30 min, aż ciemnobrązowy roztwór przekształci się w jasnobrązową zawiesinę mikrocząsteczek.
  8. Przenieś zawiesinę do probówek o pojemności 1,5–2 ml i wiruj przez 30 min przy 15 000 × g w ultrawirówce przy 10 °C.
  9. Należy zebrać nadsącz do dalszych analiz, a mikrocząstki wypłukać wodą ultrapurystyczną.
  10. Powtórzyć procedury płukania/ultrawirowania 3 razy.
  11. Przed homogenizacją ultradźwiękową zanurzyć pojemnik z mikrocząstkami w kąpieli lodowej.
  12. Homogenizować mikrocząstki przez 4 min przy intensywności 93% za pomocą homogenizatora ultradźwiękowego.
  13. Liofilizować mikrocząstki w temperaturze -64 °C w liofilizatorze, a następnie przechowywać w eksykatorze do późniejszego użycia.

2. Synteza submikronowych cząstek ligniny

  1. Przygotować wodny roztwór ligniny alkalicznej o stężeniu 5 mg/mL, rozpuszczając 125 mg ligniny alkalicznej w 25 mL wody ultrapurej za pomocą mieszadła magnetycznego.
  2. Do roztworu ligniny alkalicznej powoli dodać 1 mL 96% EtOH.
  3. Mieszaninę mieszać na mieszadle magnetycznym przy 500 rpm przez 3 min.
  4. Przygotować 50 mL 1% roztworu kwasu cytrynowego, rozpuszczając 0,5 g kwasu cytrynowego w wodzie ultrapurej do uzyskania objętości końcowej 50 mL.
  5. Do mieszaniny dodać kroplowo za pomocą strzykawki 7 mL 1% kwasu cytrynowego z prędkością przepływu około 4 mL/min.
  6. Kontynuować mieszanie przez 10 min, aż brązowy przejrzysty roztwór przekształci się w mętną, jasnobrązową zawiesinę cząstek submikronowych.
  7. Przenieść zawiesinę do probówek i wirować przez 30 min przy 15,000 × g w ultrawirowarce w temperaturze 10 °C.
  8. Zebrać nadsącz do dalszych analiz i wypłukać mikrocząstki wodą ultrapurej.
  9. Powtórzyć procedurę płukania i ultrawirowania 3x.
  10. Przed homogenizacją ultradźwiękową umieścić pojemnik z mikrocząstkami w kąpieli lodowej.
  11. Homogenizować mikrocząstki ultradźwiękowo przez dwa cykle po 4 min każdy, przy intensywności 96% w homogenizatorze ultradźwiękowym.
  12. Po pierwszym cyklu schłodzić pojemniki przez 1 min.
  13. Liofilizować mikrocząstki w temperaturze -64 °C w liofilizatorze, a następnie przechowywać je w eksyكاته do dalszego użytku.

3. Synteza mikro- i submikronowych cząstek ligniny z enkapsulowanymi naturalnymi flawonoidami

  1. Powtórzyć kroki 1.1-1.5 dla mikrocząsteczek.
  2. Odważyć 0,08 g moryny, rozpuścić ją w 1 mL EtOH i dodać ten roztwór etanolowy do mieszaniny.
  3. Mieszać mieszaninę na mieszadle magnetycznym z prędkością 500 rpm przez 20 min.
  4. Do mieszaniny dodać kroplami za pomocą strzykawki 20 mL 2 N HNO3 z prędkością przepływu około 150 µL/s.
  5. Kontynuować mieszanie mieszaniny przez 60 min.
  6. Powtórzyć kroki 1.8-1.13.
  7. Powtórzyć krok 2.1 dla cząsteczek submikronowych.
  8. Odważyć 0,04 g kwercetyny, rozpuścić ją w 1 mL EtOH i dodać ten roztwór etanolowy do wodnego roztworu ligniny alkalicznej.
  9. Mieszać mieszaninę na mieszadle magnetycznym z prędkością 500 rpm przez 10 min.
  10. Powtórzyć kroki 2.4-2.13.

4. Wyznaczanie wydajności enkapsulacji mikro- i submikrocząstek ligniny

  1. Oblicz zawartość dodanej substancji bioaktywnej podczas procedury syntezy obu typów cząstek ligniny kapsułkujących flawonoidy.
    1. Wyznacz spektrofotometrycznie absorbancję flawonoidu w supernatancie otrzymanym w krokach 1.9 i 2.8 po jego rozcieńczeniu 96% EtOH.
    2. Oblicz stężenie nieuwięzionego morinu/kwercetyny, korzystając z krzywych kalibracyjnych flawonoidów.
    3. Oblicz wydajność enkapsulacji (EE, %) mikrocząstek ligniny w odniesieniu do naturalnych flawonoidów, korzystając z równania (1):
      Wzór na wydajność enkapsulacji; narzędzie badawcze i edukacyjne, metoda obliczania EE     (1)
      Gdzie wo to całkowita ilość dodanej substancji bioaktywnej (mg), a wf to ilość wolnego, nieuwięzionego flawonoidu (mg).
    4. Oblicz pojemność załadunkową leku (DLC, %) – istotny parametr reprezentujący ilość leku w cząstkach na jednostkę masy systemu nośnika – korzystając z rów. (2):
      Wzór na pojemność załadunkową leku, równanie obliczania DLC dla analizy farmaceutycznej.     (2)
      Gdzie wp to całkowita ilość (wydajność) otrzymanych po liofilizacji mikro- lub submikrocząstek ligniny (mg).

5. Charakterystyka mikro- i submikronowych cząstek ligniny

  1. Wyznaczanie liczby, wielkości i rozkładu wielkości cząstek
    1. Ocenić wielkość i rozkład wielkości cząstek próbek za pomocą automatycznego licznika komórek z opcją liczenia kulek. Za pomocą mikropipety nanieść 1 µL zawiesiny mikro- i submikronowych cząstek ligniny/flawonoidów w wodzie ultraczystej do odpowiedniego dołka płytki licznikowej wymaganej do przeprowadzenia operacji.
    2. Odczekać, aż na wyświetlaczu automatycznego licznika komórek pojawi się liczba cząstek w 1 mL zawiesiny, a także ich liczba i rozkład według wielkości.
      UWAGA: Aparatura umożliwia zapis danych na pamięci USB. Specjalistyczne oprogramowanie automatycznego licznika komórek pozwala na dalszą obróbkę zapisanych plików cyfrowych i zdjęć.
  2. Wyznaczanie zawartości powierzchniowych grup kwasowych/zasadowych cząstek ligniny metodą miareczkowania potencjometrycznego
    1. Odważyć 0,04 g niezaładowanych lub enkapsulowanych flawonoidami cząstek ligniny.
    2. Przenieść je do kolby Erlenmeyera, dodać 10 mL 0,1 M HCl i umieścić kolbę na mieszadle magnetycznym przy 250 rpm.
    3. Napełnić biuret o pojemności 50 mL 0,1 M roztworem wzorcowym titrantu NaOH.
    4. Przed rozpoczęciem miareczkowania zmierzyć początkowe pH roztworu w kolbie Erlenmeyera za pomocą laboratoryjnego pH-metru.
    5. Rozpocząć miareczkowanie i mierzyć pH analizowanego roztworu po każdym dodaniu 0,5 mL titrantu.
    6. Zapisać dane eksperymentalne w tabeli zawierającej objętość dodanego titrantu i odpowiadającą jej wartość pH.
    7. Zakończyć miareczkowanie, gdy poprzez zwiększanie objętości roztworu titrantu osiągnięta zostanie w przybliżeniu stała wartość pH.
    8. Przedstawić dane eksperymentalne w formie krzywych miareczkowania różniczkowego zerowego, pierwszego i drugiego rzędu.
    9. Wyznaczyć punkty równoważności i odpowiadające im objętości równoważne użytych titrantów.
    10. Obliczyć zawartość grup kwasowych Aa i zasadowych Ab na powierzchni niezaładowanych oraz załadowanych flawonoidami cząstek ligniny, korzystając z równań (3) i (4):
      Wzór na równowagę statyczną Aa=Vequi×NT/m. Symbol równania do obliczeń fizycznych. mgeq/g     (3)
      Równanie miareczkowania, wzór obliczania A_b w analizie reakcji chemicznych. mgeq/g     (4)
      Gdzie Veqi to objętość równoważna (mL); NT normalność titrantu (mgeqv/mL); VT objętość titrantu użyta w procedurze wyznaczania (mL); m masa analizowanej próbki (g).
  3. Wyznaczanie punktu zerowego ładunku (pHPZC) cząstek na bazie ligniny metodą dodawania fazy stałej.
    1. Przygotować 60 mL 0,1 M wodnego roztworu NaCl.
    2. Do każdej z pięciu zamkniętych kolb stożkowych dodać 9 mL 0,1 M roztworu NaCl i dostosować pH do wartości pHi = 2, 4, 7, 10 i 12 (gdzie i = 1-5 oznacza numer odpowiedniego roztworu), odpowiednio poprzez dodanie 0,1 M HCl lub 0,1 M NaOH. Doprowadzić całkowitą objętość roztworu w każdej kolbie dokładnie do 10 mL, dodając roztwór NaCl o tym samym stężeniu.
    3. Do każdej kolby dodać 40 mg suchych cząstek ligniny (niezaładowanych, załadowanych flawonoidami, mikro-/submikronowych) i szczelnie zamknąć kolby.
    4. Umieścić kolby w pozycji pionowej na wytrząsarce orbitalnej i wytrząsać przez 24 h.
    5. Pozostawić na 30 min w celu osiągnięcia równowagi, a następnie zmierzyć końcowe pH (pHf) nadosadów w każdej kolbie.
    6. Wykreślić wartości pHf w funkcji odpowiadających im początkowych wartości pH (pHi).
    7. Punkt zerowego ładunku (pHPZC) definiuje się jako wartość pH, przy której krzywa ΔpH w funkcji pHi przecina linię prostą o współrzędnych (pHi; pHi).
  4. Wyznaczanie całkowitej zawartości związków fenolowych (TPC) cząstek ligniny
    UWAGA: Całkowita zawartość związków fenolowych (TPC) mikro- i submikronowych cząstek ligniny jest wyznaczana za pomocą zmodyfikowanej kolorymetrycznej metody Folina-Ciocalteu.
    1. Zmieszać 200 µL wodnej zawiesiny cząstek o stężeniu 500 µg/mL z 600 µL wody ultraczystej i 200 µL odczynnika Folina-Ciocalteu (1:1, v/v).
    2. Po 5 min dodać do mieszaniny 1,0 mL 8% Na2CO3 oraz 1,0 mL wody Milli-Q i inkubować w ciemności w temperaturze 40 °C przez 30 min w łaźni wodnej z okresowym mieszaniem.
    3. Odwirować zawiesinę przy 5 300 × g przez 2 min.
    4. Przygotować próbę ślepą bez zawartości cząstek.
    5. Przenieść 3,5 mL nadosadu do kwarcowej kuwety 10 mm i zmierzyć absorbancję spektrofotometrem UV/Vis w obszarze widzialnym przy 760 nm względem próby ślepej.
    6. Przygotować krzywą kalibracyjną dla wzorca kwasu galusowego zgodnie z krokami 5.3.1-5.3.5; jedynie zamiast 200 µL zawiesiny cząstek ligniny użyć etanolowego roztworu kwasu galusowego o stężeniach początkowych 10, 20, 30, 40, 50, 60, 70, 80, 90, 100, 150 i 200 µg/mL.
    7. Wyrazić dane eksperymentalne dla mikrocząstek jako mg ekwiwalentów kwasu galusowego w miligramach na gram suchej próbki (mg GAE/g).
    8. Obliczyć TPC korzystając z równania (5):
      Wzór na całkowitą zawartość związków fenolowych, TPC = CGA/CS×1000, równanie analizy chemicznej. mg GAE/g     (5)
      Gdzie CGA to stężenie próbki odpowiadające stężeniu wzorcowego kwasu galusowego uzyskane z wykresu kalibracyjnego kwasu (µg GA/mL); Cs to stężenie próbki, które jest równe masie suchej próbki podzielonej przez objętość rozpuszczalnika (µg/mL).

6. Oznaczenie zdolności do uwalniania cząsteczek ligniny in vitro

  1. Przygotuj 250 mL symulowanego ośrodka żołądkowego pozbawionego enzymów, dostosowując pH standardowego roztworu PBS za pomocą 0,1 M HCl do pH = 1,2.
  2. Przygotuj po 250 mL każdego z dwóch symulowanych roztworów płynu jelitowego, dostosowując pH standardowego roztworu PBS za pomocą 0,1 M NaOH/0,1 M HCl do pH = 6,8 i 7,4 odpowiednio.
  3. Dodaj 25 mg mikro-/submikronowych cząstek z enkapsulowanymi flawonoidami do 50 mL symulowanego ośrodka żołądkowego pozbawionego enzymów w szklanym reaktorze okresowym wyposażonym w mieszadło mechaniczne i umieść go w termostatycznej kąpieli wodnej w stałej temperaturze T = 37 ± 0,2 oC.
  4. Zanurz mieszadło na głębokość 2/3 objętości cieczy, aby zapewnić pełne wymieszanie fazy stałej i ciekłej oraz maksymalny transport masy bez tworzenia stref zastoju.
  5. Pobieraj 1 mL próbki z reaktora co 10 min aż do 90th minuty i natychmiast pipetuj 1 mL świeżego roztworu symulowanego płynu do reaktora, aby zapobiec zmianie całkowitej objętości i zapewnić warunki ujścia (sink conditions).
  6. Powtórz tę samą procedurę, w tym kroki 6.3-6.6, z obydwoma symulowanymi roztworami płynu jelitowego o pH = 6,8 i 7,4 odpowiednio, przez 200 min.
  7. Przeprowadź analogiczne doświadczenia z niezaładowanymi cząstkami ligniny w trzech symulowanych ośrodkach i wykorzystaj te próbki jako wzorce do zerowania spektrofotometru.
  8. Wyznacz spektrofotometrycznie absorbancję próbek po ich przefiltrowaniu i rozcieńczeniu 96% EtOH względem próbek ślepych z kroku 6.7, a następnie oblicz odpowiednie stężenie flawonoidów, korzystając z odpowiadających im krzywych kalibracyjnych moryny uzyskanych odpowiednio dla pH = 1,2, 6,8 i 7,4.
  9. Oblicz skumulowane uwalnianie (CR) bioflawonoidów w µg/mL za pomocą równania (6) oraz procent skumulowanego uwalniania (CRP) za pomocą równania (7):
    Równanie dla stosunku stężeń chemicznych, formuła CR=Ci+1+(Vs/V)·Ci, istotna w chromatografii.    (6)
    Gdzie Ci i Ci+1 to stężenia moryny/kwercetyny w ith i (i+1)th próbce (µg/mL); Vs to objętość próbki pobranej z reaktora okresowego (mL); V to całkowita objętość symulowanych ośrodków (mL).
    Formuła obliczania CRP w kontekście naukowym; procent, stężenie, równanie.    (7)
    Gdzie Cmax to maksymalne stężenie związku biologicznie czynnego w nośniku (µg/mL).

7. Analizy statystyczne

  1. Przedstaw dane eksperymentalne jako średnie ± odchylenia standardowe (SD) z trzech niezależnych pomiarów.
  2. Określ istotność statystyczną wyników eksperymentalnych, przeprowadzając test ANOVA jako test post hoc. Wartość p < 0,05 uznaj za statystycznie istotną.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W celu otrzymania mikro- i submikronowych cząstek lignin alkalicznej zastosowano technikę wytrącania antyrozpuszczalnikiem. Wodny roztwór rozcieńczonego kwasu nieorganicznego – kwasu azotowego oraz kwasu organicznego – kwasu cytrynowego – rozproszono w wodnym roztworze lignin alkalicznej, wzbogaconym ekologicznym surfaktantem/etanolem, co doprowadziło do stopniowego wytrącania się biopolimeru, a po sonikacji otrzymano zawiesinę zwartych cząstek mikro- i submikronowych (Rycina 1).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Jednym z głównych krytycznych zagadnień nowoczesnych metodologii syntezy przy projektowaniu formulacji lekowo-nośnikowych na bazie biopolimerów jest stosowanie niebezpiecznych odczynników organicznych - lotnych i łatwopalnych rozpuszczalników, takich jak tetrahydrofuran, aceton, metanol, a nawet DMSO w wysokich stężeniach - co ogranicza ich zastosowanie w biomedycynie, przemyśle farmaceutycznym i technologii żywności ze względu na przejawianie się możliwych skutków toksycznych20,

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

To badanie było wspierane przez Bułgarski Fundusz Naukowy w ramach umowy nr KΠ-06 H59/3 oraz przez projekt naukowy nr 07/2023 FVM, Uniwersytet Trakia.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
automatyczny licznik komórekEVE, NanoEnTek
Citric acidSigma251275  odczynnik ACS, ≥ 99,5%
cyfrowa kąpiel wodnaProbówki Memmert
Eppendorf, 1,5-2 ml
EtanolSigma34852-Mabsolutny, odpowiedni do HPLC, ≥ 99.8%
Folin– Ciocalteu' s odczynnik fenolowySigmaF9252
  liofilizatorBiobase
kwas galusowySigma-BCBW7577monohydrat
HClSigma258148odczynnik ACS, 37%
HNO3Sigma438073  Odczynnik ACS, 70%
lignina, alkalicznySigma370959
morinSigmaPHL82601
NaClSigmaS9888Odczynnik ACS, ≥ 99,0%
Proszek Na2CO3Sigma223530proszek, ≥ 99,5%, odczynnik ACS
NaOHSigma655104klasa odczynnika, 97%,
wytrząsarka orbitalnaIKAKS 130 podstawowy
pH-metrConsort
fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS)SigmaRNBH7571
Hydrat kwercetynySigmaSTBG3815V
oprogramowanie statystyczne dla programu ExcelMicrosoft CorporationXLSTAT  Wersja 2022.4.5.
Tween 80SigmaP8074lepkiej cieczy
HermleZ 326 K
System wody ultraczystejAdronaINTEGRITY+
homogenizator ultradźwiękowyBandelin SonopulsHD 2070
Spektrofotometr UV/VisHach-LangeDR 5000
do proszku sól BioXtra, ultrawirówka do

Bibliografia

  1. Yu, X., et al. Lignin nanoparticles with high phenolic content as efficient antioxidant and sun-blocker for food and cosmetics. ACS Sustainable Chem. Eng. 11 (10), 4082-4092 (2023).
  2. Boarino, A., Klok, H. -A. Opportunities and challenges for lignin valorization in food packaging, antimicrobial, and agricultural applications. Biomacromolecules. 24 (3), 1065-1077 (2023).
  3. Aadil, K., Barapatre, A., Jha, H. Synthesis and characterization of Acacia lignin-gelatin film for its possible application in food packaging. Bioresour. Bioprocess. 3 (27), 1-11 (2016).
  4. Sharma, S., et al. Valorization of lignin into nanoparticles and nanogel: characterization and application. Bioresour. Technol. Reports. 18, 101041(2022).
  5. Zadeh, E. M., O'Keefe, S. F., Kim, Y. -T. Utilization of lignin in biopolymeric packaging films. ACS Omega. 3 (7), 7388-7398 (2018).
  6. Beaucamp, A., et al. Lignin for energy applications - state of the art, life cycle, technoeconomic analysis and future trends (Critical Review). Green Chem. 24, 8193-8226 (2022).
  7. Antunes, F., et al. From sugarcane to skin: Lignin as a multifunctional ingredient for cosmetic application. Int J Biol Macromol. 234, 123592(2023).
  8. Garg, J., et al. Applications of lignin nanoparticles for cancer drug delivery: An update. Materials Letters. 311, 131573(2022).
  9. Anushikha, K. K. Lignin as a UV blocking, antioxidant, and antimicrobial agent for food packaging applications. Biomass Conv. Bioref. , 1-14 (2023).
  10. Freitas, F. M. C., et al. synthesis of lignin nano- and micro-particles: Physicochemical characterization, bioactive properties and cytotoxicity assessment. Int J Biol Macromol. 163, 1798-1809 (2020).
  11. Rismawati, R., Nurdin, I. A., Pradiptha, M. N., Maulidiyah, A., Mubarakati, N. J. Preparation and characterization of lignin nanoparticles from rice straw after biosynthesis using Lactobacillus bulgaricus. Journal of Physics: Conference Series. 9th International Seminar on New Paradigm and Innovation of Natural Sciences and its Application. 1524, 012070(2020).
  12. Worku, L. A., et al. Synthesis of lignin nanoparticles from Oxytenanthera abyssinica by nanoprecipitation method followed by ultrasonication for the nanocomposite application. Journal of King Saud University - Science. 35 (7), 102793(2023).
  13. Gala Morena, A., Tzanov, T. z Antibacterial lignin-based nanoparticles and their use in composite materials. Nanoscale Adv. 4, 4447-4469 (2022).
  14. Ivanova, D., Nikolova, G., Karamalakova, Y., Marutsova, V., Yaneva, Z. Water-soluble alkali lignin as a natural radical scavenger and anticancer alternative. Int J Mol Sci. 24 (16), 12705(2023).
  15. Ivanova, D., Toneva, M., Simeonov, E., Antov, G., Yaneva, Z. Newly synthesized lignin microparticles as bioinspired oral drug-delivery vehicles: Flavonoid-carrier potential and in vitro radical-scavenging activity. Pharmaceutics. 15 (4), 1067(2023).
  16. Yaneva, Z., et al. Antimicrobial potential of conjugated lignin/morin/chitosan combinations as a function of system complexity. Antibiotics. 11, 650(2022).
  17. Handral, H. K., Wyrobnik, T. A., Lam, A. T. -L. Emerging trends in biodegradable microcarriers for therapeutic applications. Polymers. 15 (6), 1487(2023).
  18. Figueiredo, P., Lintinen, K., Hirvonen, J. T., Kostiainen, M. A., Santos, H. A. Properties and chemical modifications of lignin: Towards lignin-based nanomaterials for biomedical applications. Prog. Mater. Sci. 93, 233-269 (2018).
  19. Tang, Q., et al. Lignin-based nanoparticles: a review on their preparations and applications. Polymers. 12 (11), Basel. 2471(2020).
  20. Zhao, W., Simmons, B., Singh, S., Ragauskas, A., Cheng, G. From lignin association to nano-/micro-particle preparation: extracting higher value of lignin. Green Chemistry. 18 (21), 5693-5700 (2016).
  21. Stewart, H., Golding, M., Matia-Merino, L., Archer, R., Davies, C. Manufacture of lignin microparticles by anti-solvent precipitation: Effect of preparation temperature and presence of sodium dodecyl sulfate. Food Res Int. 66, 93-99 (2014).
  22. Beisl, S., Friedl, A., Miltner, A. Lignin from micro- to nanosize: Applications. Int. J. Mol. Sci. 18, 2367(2017).
  23. Mishra, P. K., Ekielski, A. A simple method to synthesize lignin nanoparticles. Colloids Interfaces. 3, 52(2019).
  24. Qian, Y., Deng, Y., Qiu, X., Li, H., Yang, D. Formation of uniform colloidal spheres from lignin, a renewable resource recovered from pulping spent liquor. Green Chem. 16, 2156-2163 (2014).
  25. Tardy, B. L., et al. Lignin nano- and microparticles as template for nanostructured materials: formation of hollow metal-phenolic capsules. Green Chem. 20, 1335-1344 (2018).
  26. Silva, M., et al. Paraquat-loaded alginate/chitosan nanoparticles: preparation, characterization and soil sorption studies. J Haz Mat. 190 (1-3), 366-374 (2011).
  27. Georgieva, N., Yaneva, Z. Comparative evaluation of natural and acid-modified layered mineral materials as rimifon-carriers using UV/VIS, FTIR, and equilibrium sorption study. Cogent Chem. 1 (1), 1-16 (2015).
  28. Zhang, P., Chen, D., Li, L., Sun, K. Charge reversal nano-systems for tumor therapy. J Nanobiotechnol. 20, 31(2022).
  29. Yaneva, Z. L., Georgieva, N. V. Removal of diazo dye from the aqueous phase by biosorption onto ball-milled maize cob (BMMC) biomass of Zea mays. Maced. J. Chem. Chem. Eng. 32 (1), 133-149 (2013).
  30. Zatorska, M., et al. Drug-loading capacity of polylactide-based micro- and nanoparticles - Experimental and molecular modeling study. Int J Pharmaceutics. 591, 120031(2020).
  31. Yaneva, Z., Georgieva, N. Chapter 5 - Physicochemical and morphological characterization of pharmaceutical nanocarriers and mathematical modeling of drug encapsulation/release mass transfer processes. Nanoscale Fabrication, Optimization, Scale-Up and Biological Aspects of Pharmaceutical Nanotechnology. Grumezescu, A. M. , William Andrew Publishing. 173-218 (2018).
  32. Yaneva, Z., Georgieva, N., Staleva, M. Development of d,l-α-tocopherol acetate/zeolite carrier system: equilibrium study. Monatshefte fur Chemie Chemical Monthly. 147 (7), 1167-1175 (2016).
  33. Yaneva, Z., Georgieva, N. Study on the physical chemistry, equilibrium, and kinetic mechanism of Azure A biosorption by Zea mays biomass. Journal of Dispersion Science and Technology. 35 (2), 193-204 (2014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Cząsteczki ligninyenkapsulacja cząsteczkowauwalnianie in vitrodostarczanie bioflawonoidówsymulowane media żołądkowo-jelitowecharakterystyka cząsteczekliofilizacjahomogenizacja ultradźwiękowa
Zielona synteza, charakterystyka, enkapsulacja i pomiar potencjału uwalniania nowych mikro-/submikronowych cząstek alkaliów ligniny
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.