Ten manuskrypt opisuje szczegółowy protokół izolowania komórek Müllera glejowych siatkówki od oczu myszy. Protokół rozpoczyna się od enukleacji i sekcji oczu myszy, po której następuje izolacja, wysiew i hodowla komórek Müllera.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Izolacja pierwotnych komórek glejowych Müllera siatkówki myszy
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Główną komórką podtrzymującą siatkówkę jest komórka Müllera glejowa siatkówki. Pokrywają one całą powierzchnię siatkówki i znajdują się w bliskiej odległości zarówno od naczyń krwionośnych siatkówki, jak i neuronów siatkówki. Ze względu na swój wzrost, komórki Müllera wykonują kilka kluczowych zadań w zdrowej siatkówce, w tym wychwyt i recykling neuroprzekaźników, związków kwasu retinowego i jonów (takich jak potas K+). Oprócz regulowania przepływu krwi i utrzymywania bariery krew-siatkówka, regulują również metabolizm i dostarczanie składników odżywczych do siatkówki. W niniejszym manuskrypcie przedstawiono ustaloną procedurę izolowania pierwotnych mysich komórek Müllera. Aby lepiej zrozumieć podstawowe procesy molekularne związane z różnymi mysimi modelami zaburzeń oczu, doskonałym podejściem jest izolacja komórek Müllera. Niniejszy manuskrypt przedstawia szczegółową procedurę izolacji komórek Müllera od myszy. Od enukleacji do wysiewu cały proces trwa około kilku godzin. Przez 5-7 dni po wysiewie nie należy zmieniać podłoża, aby umożliwić wyizolowanym komórkom niezakłócony wzrost. Kolejnym krokiem jest charakterystyka komórek przy użyciu morfologii i odrębnych markerów immunofluorescencyjnych. Maksymalne przejścia dla komórek to 3-4 razy.
Wprowadzenie
Komórki Müllera (MCs) są głównymi i najliczniejszymi komórkami glejowymi występującymi w tkance siatkówki. Są kluczowymi graczami w zapewnianiu integralności strukturalnej i funkcji metabolicznych w siatkówce1. Strategiczna struktura MC jest rozłożona na całej grubości siatkówki, zapewniając w ten sposób wsparcie siatkówki. Oprócz właściwości podobnych do rusztowań, pełnią funkcje metaboliczne dla neuronów siatkówki, dostarczając im substratów energetycznych, w tym glukozy i mleczanu. Funkcje te są kluczowe dla utrzymania zdrowych funkcji neuronalnych. Doniesiono, że upośledzone MC przyczyniają się do różnych chorób siatkówki, w tym zwyrodnienia plamki żółtej związanego z wiekiem, retinopatii cukrzycowej i jaskry2,3. MC mogą być endogennymi źródłami komórkowymi terapii regeneracyjnej w klasie retina1. Stanowią one również znaczną część siatkówki, a mocne dowody sugerują, że u kilku gatunków komórki te mogą być stymulowane do zastępowania brakujących neuronów2. Korzystnie współpracują z neuronami, a stożkowato rozgałęzione końcówki komórek Müllera gęsto odsłaniają naczynia krwionośne i łączą składniki nerwowe siatkówki. W celu utrzymania rozwoju neuronów i plastyczności neuronalnej, komórki Müllera działają jak miękki substrat dla neuronów, chroniąc je przed urazami mechanicznymi3. Dodatkowo, w warunkach patologicznych, komórki Müllera mogą różnicować się w progenitory neuronalne lub komórki macierzyste, które replikują lub regenerują utracone fotoreceptory i neurony2,3,4. Komórki Müllera zachowują cechy komórek macierzystych siatkówki, w tym różne poziomy potencjału do samoodnawiania i różnicowania5,6. Komórka glejowa Müllera ma znaczącą linię siatkówki, która wytwarza czynniki neurotroficzne, wychwytuje i przetwarza neuroprzekaźniki, przestrzennie buforuje jony i utrzymuje barierę krew-siatkówka, aby utrzymać siatkówkę w homeostazie7,8,9. Podkreśla to potencjał komórek Müllera jako obiecującego narzędzia w terapiach komórkowych w leczeniu chorób związanych ze zwyrodnieniem siatkówki. Komórki Müllera są pierwotnymi komórkami glejowymi rozmieszczonymi w siatkówce, łączącymi się zarówno z neuronami, jak i naczyniami krwionośnymi. Odgrywają kluczową rolę ochronną, zapewniając niezbędne wsparcie strukturalne i metaboliczne w celu utrzymania żywotności i stabilności komórek siatkówki. Niestety, w literaturze można znaleźć bardzo niewiele protokołów pierwotnej izolacji komórek Müllera z siatkówki < sup class="xref">10,11.
Prezentujemy ulepszone podejście do niezawodnego izolowania i hodowli pierwotnych komórek Müllera myszy. Protokół ten został wykorzystany w naszej grupie do wyizolowania komórek Müllera od myszy C57BL/6 typu dzikiego i myszy transgenicznych12,13. Do tego protokołu wykorzystuje się myszy w wieku od 5 do 11 dni, bez preferencji płciowych. Komórki zostały pasażowane do 4 razy; jednak w P4 przestają przylegać do kolby i trudno jest wyhodować zdrową kulturę. Hodowla jest często zanieczyszczona komórkami nabłonka barwnikowego siatkówki (RPE), dlatego komórki powinny być pasażowane co najmniej raz przed wykonaniem jakichkolwiek dodatkowych eksperymentów na linii komórkowej. Pasażowanie pozwala na dalszą izolację od zanieczyszczeń. W związku z tym przedstawiony protokół oferuje szybki i skuteczny sposób izolowania mysich komórek Müllera, który może być następnie wykorzystany jako niezawodna platforma do badania celów terapeutycznych i oceny potencjalnych metod leczenia chorób siatkówki14.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie eksperymenty na zwierzętach były zgodne z oświadczeniem ARVO dotyczącym wykorzystania zwierząt w badaniach okulistycznych i wzrokowych i zostały przeprowadzone zgodnie z naszym protokołem zwierzęcym zatwierdzonym przez Komitet Instytutu Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) oraz zasady Uniwersytetu Oakland (numer protokołu 2022-1160)
1. Przygotowanie podłoża i roztworu
- Przygotować roztwór do badania oka z komórek Müllera, uzupełniając zmodyfikowane podłoże Dulbecco Eagle Medium (DMEM, szczegóły w tabeli materiałów) penicyliną/streptomycyną w rozcieńczeniu 1:1000. Na przykład na 10 ml DMEM dodaj 10 μl penicyliny/streptomycyny.
UWAGA: Jest to prosty przygotowany nośnik bez surowicy. Należy również podgrzać całe podłoże w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C przed użyciem go do hodowli komórkowych. - Przygotuj kompletną pierwotną pożywkę do wzrostu komórek Müllera, uzupełniając DMEM 10% płodową surowicą bydlęcą (FBS, inaktywowaną termicznie) i 1% penicyliną/streptomycyną. Na przykład (500 ml pożywki DMEM + 50 ml FBS + 5 ml penicyliny/streptomycyny).
- Przygotuj 0,05% roztwór trypsyny-EDTA z kolagenazą IV o stężeniu 200 U/ml (Trypsin-EDTA służy do rozpuszczenia obliczonej ilości proszku kolagenazy IV w celu osiągnięcia wymaganego stężenia).
2. Wyłuszczenie
- Etycznie poddaj mysz eutanazji za pomocą inhalacji CO2 zgodnie z wytycznymi IACUC.
- Krótko mówiąc, umieść zwierzę (zwierzęta) w komorze CO2 w celu wprowadzenia 100% CO2 przy szybkości napełniania 30-70% objętości / min komory CO2, aby osiągnąć cel, jakim jest szybka utrata przytomności w ciągu 2-3 minut przy minimalnym stresie myszy.
- Ponieważ myszy są w młodym wieku (~10 dni), należy wykonać zwichnięcie szyjki macicy jako drugorzędną metodę zapewnienia prawidłowej eutanazji.
- Po wysterylizowaniu obszaru roboczego 70% etanolem umieść mysz na sterylnym podkładce.
- Wyodrębnij oczy, umieszczając ramiona pęsety z tyłu oka, delikatnie pociągając za obszar oczodołu i wyłuszczając oczy, wywierając nacisk pęsetą w stylu 5/45 na obszar oczodołu, aby spowodować wytrzeszcz.
UWAGA: Przed preparacją wysterylizuj narzędzia do preparowania 70% etanolem, a następnie roztworem soli fizjologicznej z buforem fosforanowym. - Upewnij się, że nerw wzrokowy jest nadal połączony z okiem, powoli wyłuszczając oko. Upewnij się, że nerw wzrokowy (wizualnie identyfikowany jako biały sznur) znajduje się za okiem.
UWAGA: Ten krok nie musi być wykonywany pod mikroskopem i może być wykonany na wysterylizowanej stole.
3. Leczenie wyłuszczonych oczu
- Przykryj probówkę wirówkową o pojemności 15 ml folią aluminiową i napełnij probówkę 10 ml roztworu do pomiaru komórek Müllera.
- Wypreparowane oczy umieścić w 15 ml probówce zawierającej roztwór do oczu z komórek Müllera i pozostawić je na noc lub około 18 godzin w temperaturze pokojowej.
- Po 18 godzinach zdekantować roztwór do oczu i krótko przepłukać oczy 2-3 ml podgrzanego (37 °C) roztworu soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS).
- Zdekantować PBS i przesunąć oczy na 100-milimetrową szalkę Petriego zawierającą 10 ml roztworu trypsyny. (przygotowane w kroku 1.3).
UWAGA: Trypsyna jest stosowana na całe wyłuszczone oko, działając jako środek dysocjacyjny ułatwiający oddzielanie komórek od warstw siatkówki podczas sekcji. Wypreparowana siatkówka ma wiele komórek, w tym komórki RPE, które są lepkie i najprawdopodobniej zanieczyszczą hodowlę komórek Müllera14. Badania mikroskopowe jednoznacznie wykazały, że po 5 dniach izolacji (podczas pierwszej zmiany podłoża) komórki RPE oderwały się od płytki i obumarły13. Pożywką stosowaną do izolacji RPE jest DMEM/F-12, o innym składzie niż DMEM (stosowany w izolacji komórek Müllera), zawierająca pirogronian sodu i niską zawartość glukozy. - Umieścić naczynie w inkubatorze i inkubować przez 1,5 do 2 godzin w temperaturze 37 °C i 5% CO2 .
- Po inkubacji przenieść oczy na 60-milimetrową szalkę Petriego zawierającą około 5 ml kompletnej pierwotnej pożywki do wzrostu komórek Müllera.
4. Sekcja
UWAGA: Ta procedura musi być przeprowadzona w sterylnym środowisku okapu hodowlanego. Dlatego konieczne jest dokładne wysterylizowanie powierzchni okapu 70% alkoholem, wraz ze wszystkimi narzędziami i mikroskopem preparacyjnym. Warto zauważyć, że film został nagrany na zewnątrz maski dla lepszej widoczności i wyraźniejszych celów demonstracyjnych.
- Umieść mały kawałek wysterylizowanej tkanki laboratoryjnej w naczyniu, aby ustabilizować oczy podczas sekcji. Umieść oczy pod mikroskopem preparacyjnym, aby rozpocząć sekcję.
UWAGA: Zastosowanie tkanki laboratoryjnej ułatwia manewrowanie oczami w naczyniu wypełnionym płynem (kompletne podłoże), zapewniając precyzyjną sekcję. - Użyj nożyczek Vannas i pęsety w stylu M5S, aby usunąć tkankę łączną, mięśnie zewnątrzgałkowe i nerw wzrokowy.
- Chwyć oko pęsetą w stylu M5S i wykonaj nacięcie w sekcji ora serrata nożyczkami Vannas lub igłą lub igłą strzykawki.
UWAGA: Między przednią a tylną częścią oka znajduje się jasnoniebieska okrągła linia zwana ora serrata, która może być używana jako punkt orientacyjny dla dokładnego kierunku podczas sekcji. - Chwyć nacięcie pęsetą typu M5S i pociągnij lub oderwij rogówkę z tylnej części oka. Wprowadzaj małe przyrosty, aby upewnić się, że integralność siatkówki pozostaje nienaruszona.
UWAGA: Te kroki mają na celu usunięcie przedniej części oka (rogówki, tęczówki i soczewki) z tylnej części muszli oka (siatkówki nerwowej i pigmentowej). - Aby zachować integralność warstw siatkówki, delikatnie pociągnij i usuń nabłonek barwnikowy siatkówki z siatkówki nerwowej. Siatkówka nerwowa powinna być wolna od jakichkolwiek czarnych plamek, aby zapewnić jak największą czystość izolacji, ponieważ warstwa RPE jest zwykle lepka i przyczepiona do siatkówki neuronalnej.
- Pokrój wypreparowaną siatkówkę nerwową na małe kawałki przed zebraniem jej na płytkę, aby zapewnić jednorodne rozprowadzenie komórek na płytce.
- Chwyć oko pęsetą w stylu M5S i wykonaj nacięcie w sekcji ora serrata nożyczkami Vannas lub igłą lub igłą strzykawki.
- Umieść siatkówki nerwowe w kolbie T25 zawierającej 4 ml kompletnej pierwotnej pożywki do wzrostu komórek Müllera.
- Na koniec umieścić kolbę w inkubatorze i inkubować w temperaturze 37 °C i 5% CO2 .
5. Hodowla pierwotnych komórek glejowych Müllera
- Nie przesuwaj kolby przez 3-5 dni, aby pobudzić wzrost komórek.
- Zmieniaj pożywkę po piątym dniu, a następnie co drugi dzień, aż komórki zlewają się w 90%.
6. Pasażowanie pierwotnych komórek glejowych Müllera
- Odessać pożywkę do hodowli komórek Müllera, a następnie 2 ml przemywania do PBS i odessać PBS. Dodaj 2 ml 0,25% Trypsin-EDTA (1x) lub tyle, aby pokryć płytkę.
- Inkubować przez 5-10 minut w temperaturze pokojowej.
- Upewnij się, że komórki są odłączone od płytki pod mikroskopem. Następnie zebrać zawiesinę komórkową i dodać 4 ml wstępnie podgrzanej (37 °C) kompletnej pożywki do wzrostu komórek Müllera (przygotowanej w kroku 1.2) do probówki zbiorczej.
- Wirować przez 7 minut przy 300 x g. Po zaessaniu supernatantu ponownie zawiesić osad w 10 ml kompletnej pierwotnej pożywki do wzrostu komórek Müllera. Ponieważ liczba komórek może się różnić w zależności od liczby wypreparowanych oczu, dlatego lepiej jest policzyć komórki przed wysiewem i inkubacją. Zalecana gęstość wysiewu wynosi 3,0 x 106 komórek w kolbie T75.
UWAGA: Komórki mogą być pasażowane do 4-5 razy. Jednak najbardziej spójne wyniki eksperymentu uzyskuje się po 1-2 przejściach.
7. Immunofluorescencja
UWAGA: Użyj protokołu immunofluorescencji, aby wybarwić i zweryfikować specyficzność komórek Müllera. Oto krótki przegląd protokołu immunofluorescencyjnego. Ten krok jest wykonywany po pierwszym fragmencie12.
- Zasiej komórki w szkiełku do hodowli komórek (30 000 komórek na studzienkę dla szkiełka z 8 dołkami).
- Hodować wyizolowane komórki przez 24–48 godzin w kompletnej pożywce Müllera (przygotowanej w kroku 1.2) w temperaturze 37 °C i 5% CO2 .
- Odessać pożywkę i umyć szkiełko komory 250-300 μl 1x PBS na każdym dołku, gdy komórki są zlewające się w 80-90%.
- Umieść szkiełko na 10 do 15 minut w 250-300 μl 4% paraformaldehydu na każdym dołku, a następnie przemyj PBS/TX-100 (5 minut każdy/3 razy).
- Dodać bufor blokujący na 1 godzinę w temperaturze 37 °C (patrz tabela materiałów).
- Odessać roztwór blokujący, a następnie dodać pierwszorzędowe przeciwciała specyficzne dla komórek Müllera, aby potwierdzić czystość wyizolowanych komórek za pomocą syntetazy glutaminy i wimentyny5,12. Inkubować przez 3 godziny w temperaturze 37 °C (przy stężeniu przeciwciał 1:100-1:200 w buforze blokującym w objętości 150-200 μl/szkiełko). Umyj szkiełko praniami PBS/TX-100 (5 i 10 min każde).
UWAGA: Przeciwciała te zostały wybrane, ponieważ są cechami charakterystycznymi do identyfikacji komórek Müllera i zapewniają sukces i czystość hodowli komórek Müllera. - Dodać przeciwciało drugorzędowe (o stężeniu przeciwciała w zakresie 1:1000 w buforze blokującym w 150–200 μl/szkiełko) i inkubować przez 1 godzinę w temperaturze 37 °C. Następnie umyj PBS/Triton X-100 trzy razy (po 5-10 minut).
- Nałóż kroplę podłoża montażowego DAPI, aby oznaczyć jądra przed przykryciem szkiełka nakrywkowego. Unikaj pęcherzyków powietrza podczas zakładania szkiełka nakrywkowego.
- Użyj mikroskopu fluorescencyjnego, aby sprawdzić szkiełko i zrobić zdjęcia (patrz Tabela materiałów).
UWAGA: Komórki są zlokalizowane z DAPI na ex/em 359/461 przy 10-krotnym powiększeniu, aby zlokalizować komórki; Większe powiększenie może uchwycić komórki. Inne długości fal zależałyby od wybranego koloru. Kolor zielony (GFP)- ex/em 488/510. Kolor czerwony (Cy3)- ex/em 555/569.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Walidacja swoistości, czystości i funkcji barierowej wyizolowanych komórek Müllera
W celu potwierdzenia żywotności, morfologii i charakterystycznych cech wyizolowanych komórek Müllera, poddano je badaniu pod mikroskopem świetlnym. Zarejestrowano obrazy z pasażów P0 i P1 (Rycina 1A). Aby sprawdzić stopień zanieczyszczenia wyizolowanych komórek Müllera komórkami RPE i potwierdzić ich czystość, przeprowadzono barwienie immunofluorescencyjne (IF) z użyciem przeciwciał specyf...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Izolacja pierwotnego nabłonka barwnikowego siatkówki (RPE) od myszy została wcześniej udokumentowana przez nasze laboratorium. Niniejszy manuskrypt opisuje szczegółowy protokół demonstracyjny do izolacji pierwotnych komórek Müllera. Procedura ta obejmuje enukleację, leczenie, preparację, pobranie, wysiew, hodowlę i charakterystykę komórek Müllera wyizolowanych z oczu myszy. Opiera się na wcześniej udanym protokole, który został znaleziony we wcześniejszych publikacjach i naszym zmodyfikowanym protokole, którego użyliśmy ...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają do dyspozycji oświadczeń o konflikcie interesów, które miałyby związek z treścią niniejszego artykułu.
Podziękowania
Ta praca była wspierana przez National Eye Institute (NEI), The National Eye Institute (NEI) fund R01 EY029751-04. Chcielibyśmy podziękować dr Sylvii B. Smith, ponieważ ten protokół został zmodyfikowaną wersją w oparciu o jej protokół izolacji komórek Müllera.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Zlewka : 100mL | KIMAX | 14000 | |
| Kolagenaza IV | Worthington | ||
| Jednorazowe pipety z podziałką: 3,2 ml sterylne | 13-711-20 | ||
| DMEM (1X) | Thermo Scientific | 11885084 | Media do uprawy Mü Komórki llera |
| Płodowa surowica bydlęca (FBS) | gibco | 26140079 | Do kompletnych pożywek do hodowli komórek Müllera |
| Syntaza glutaminy | Sygnalizacja komórkowa | 80636 | |
| Inkubator CO2 Heracell VISO 160i | Thermo Scientific | 50144906 | |
| Kimwipes | Kimberly-Clark | 34155 | |
| Luer-Lok Strzykawka z dołączoną igłą 21 G x 1 1/2 cala, sterylna, jednorazowego użytku, 3 ml | BD | ||
| Mikro probówka wirówkowa: 2 ml | Grainger | 11L819 | |
| Pen Strep | gibco | 15140-122 | Do kompletnego Mü Pożywka do hodowli komórkowych |
| Sól fizjologiczna w buforze fosforanowym (PBS) | Thermo Scientific | J62851. | |
| Pęseta AP o pozytywnym działaniu, styl 5/45 | Dumont | 72703-DZ | |
| Nożyczki Iris Standard Prosta 11,5 cm | GARANA INDUSTRIES | 2595 | |
| Wirówka Sorvall St8 | ThermoScientific | 75007200 | |
| Stemi 305 | Mikroskop Zeiss | n/A | |
| Ostrze chirurgiczne, #11, stal nierdzewna | Bard-Parker | 371211 | |
| Naczynie do hodowli w zawieszeniu 60mm x 15mm Styl | Corning | 430589 | |
| Naczynie do hodowli tkankowych: 100x20mm styl | Corning | 353003 | |
| Tornado Probówki: 15mL | Midsci | C15B | |
| Probówki Tornado: 50mL | Midsci | C50R | |
| Pęseta 5MS, 8.2cm, prosta, 0.09x0.05mm Końcówki | Dumont | 501764 | |
| Pęseta Positive Action Style 5, Biologiczna, Dumostar, Polerowane wykończenie, 110 mm Mikroskopia elektronowa OAL | Sciences Dumont | 50-241-57 | |
| Podkładki, umiarkowane : 23" x 36" | McKesson | 4033 | |
| Nożyczki sprężynowe Vannas - krawędź tnąca 2,5 mm | FST | 15000-08 | |
| Vimentin | invitrogen | MA5-11883 | |
| Zeiss AxioImager Z2 | Zeiss | n/a | |
| Zeiss Zen Blue 2.6 | Zeiss | n/a |
Bibliografia
- Liu, Y., Wang, C., Su, G. Cellular signaling in müller glia: Progenitor cells for regenerative and neuroprotective responses in pharmacological models of retinal degeneration. J Ophth. 2019, 5743109(2019).
- Goldman, D. Müller glial cell reprogramming and retina regeneration. Nat Rev Neurosci. 15 (7), 431-442 (2014).
- Hamon, A., Roger, J. E., Yang, X. -J., Perron, M. Müller glial cell-dependent regeneration of the neural retina: An overview across vertebrate model systems. Dev Dyn. 245 (7), 727-738 (2016).
- Kobat, S. G., Turgut, B. Importance of Müller cells. Beyoglu Eye J. 5 (2), 59-63 (2020).
- Liu, X., Tang, L., Liu, Y. Mouse Müller cell isolation and culture. Bio Protoc. 7 (15), e2429(2017).
- Bringmann, A., et al. Müller cells in the healthy and diseased retina. Prog Ret Eye Res. 25 (4), 397-424 (2006).
- de Melo Reis, R. A., Ventura, A. L. M., Schitine, C. S., de Mello, M. C. F., de Mello, F. G. Müller glia as an active compartment modulating nervous activity in the vertebrate retina: neurotransmitters and trophic factors. Neurochem Res. 33 (8), 1466-1474 (2008).
- Fischer, A. J., Reh, T. A. Müller glia are a potential source of neural regeneration in the postnatal chicken retina. Nat Neurosci. 4 (3), 247-252 (2001).
- Vihtelic, T. S., Hyde, D. R. Light-induced rod and cone cell death and regeneration in the adult albino zebrafish (Danio rerio) retina. J of Neurobiol. 44 (3), 289-307 (2000).
- Shang, P., Stepicheva, N. A., Hose, S., Zigler, J. S., Sinha, D. Primary cell cultures from the mouse retinal pigment epithelium. J of Vis Exp. (133), 56997(2018).
- Sarthy, P. V., Bunt, A. H. The ultrastructure of isolated glial (Müller) cells from the turtle retina. Anat Rec. 202 (2), 275-283 (1982).
- Shanmugam, A. K., et al. Progesterone receptor membrane component 1 (PGRMC1) expression in murine retina. Curr Eye Res. 41 (8), 1105-1112 (2016).
- Moustafa, M., et al. 12-HETE activates Müller glial cells: The potential role of GPR31 and miR-29. Prostag Oth Lipid M. 171, 106805(2024).
- Pereiro, X., Ruzafa, N., Acera, A., Urcola, A., Vecino, E. Optimization of a method to isolate and culture adult porcine, rats and mice müller glia in order to study retinal diseases. Front Cell Neurosci. 14, 7(2020).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
