Zastrzyki doudowe pozwalają na wszczepienie niewielkiej liczby hematopoetycznych komórek macierzystych i progenitorowych (HSPC), poprzez umieszczenie komórek bezpośrednio w jamie szpiku kostnego. Tutaj opisujemy eksperymentalny protokół wstrzykiwania do kości udowej ludzkich HSPC myszom z niedoborem odporności.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Wstrzyknięcie doudowe ludzkich hematopoetycznych komórek macierzystych i progenitorowych myszom z obniżoną odpornością
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Hematopoetyczne komórki macierzyste (HSC) są definiowane przez ich zdolność do wytwarzania wszystkich typów komórek krwi przez całe życie. Jest to testowane operacyjnie poprzez przeszczepianie populacji komórek zawierających HSC myszom syngenicznym lub z obniżoną odpornością. Wielkość i skład wieloliniowy przeszczepu jest następnie mierzony w czasie, zwykle za pomocą cytometrii przepływowej. Klasycznie, populacja zawierająca HSC jest wstrzykiwana do krążenia zwierzęcia, po czym HSC są domem dla szpiku kostnego, gdzie się osadzają i rozpoczynają produkcję krwi. Alternatywnie, HSC i/lub komórki progenitorowe (HSPC) można umieścić bezpośrednio w jamie szpiku kostnego.
Ten artykuł opisuje protokół doudowego wstrzykiwania ludzkich HSPC myszom z niedoborem odporności. Krótko mówiąc, wstępnie kondycjonowane myszy są znieczulane, a mały otwór jest wiercony przez kolano do kości udowej za pomocą igły. Za pomocą mniejszej igły do insuliny komórki są następnie wstrzykiwane bezpośrednio do tego samego przewodu utworzonego przez pierwszą igłę. Ta metoda przeszczepu może być stosowana w różnych projektach eksperymentalnych, przy użyciu komórek mysich lub ludzkich jako komórek dawcy. Jest najczęściej stosowany w ksenotransplantacji, ponieważ w tym kontekście uważa się, że zapewnia lepsze wszczepienie w porównaniu z zastrzykami dożylnymi, poprawiając w ten sposób moc statystyczną i zmniejszając liczbę myszy, które mają być użyte.
Wprowadzenie
Krew ma jeden z najwyższych wskaźników regeneracji w ludzkim ciele, produkując 1 × 1012 komórek dziennie w dorosłym ludzkim szpiku kostnym1. Hematopoetyczne komórki macierzyste (HSC) gwarantują produkcję krwi przez całe życie w procesie hematopoezy i są definiowane przez ich zdolność do wytwarzania wszystkich typów komórek krwi (multipotencjalność) przy jednoczesnym utrzymaniu się (samoodnowa). Historycznie rzecz biorąc, złoty standard testowania funkcji HSC zawsze opierał się na transplantacji, testowaniu zdolności populacji dawcy do odtworzenia wszystkich linii krwi myszy w długim okresie (powszechnie definiowanym jako minimum 20 tygodni)2. Duża liczba prac funkcjonalnych obejmujących kilka dziesięcioleci wykazała, że przedział HSC jest niejednorodny zarówno pod względem wyjściowym linii, jak i długotrwałej rekonstytucji. Zestaw narzędzi do badania hematopoezy znacznie się rozszerzył na przestrzeni lat, wprowadzając wiele nowych technik, w tym testy funkcjonalne pojedynczych komórek in vitro, podejścia -omiczne pojedyncze komórki i śledzenie linii3. Te ostatnie jednoznacznie wykazały, że wkład HSC i multipotencjalnych komórek progenitorowych znacznie różni się w natywnej hematopoezie i pod wpływem stresu narzuconego przez przeszczep. Wszystkie te techniki uzupełniają testy transplantacyjne, które pozostają ważne dla oceny długoterminowej zdolności HSC do ponownego zasiedlenia. W kontekście badań nad ludzką hematopoezą, ksenotransplantacja stanowi jedyną metodę eksperymentalnej oceny samoodnowy w warunkach całego organizmu.
Ksenotransplantacja HSC jest powszechnie wykonywana za pomocą dożylnego wstrzykiwania komórek myszom z obniżoną odpornością. Jednak HSC są rzadkie4 i dostęp do próbek ludzkich zawierających HSC jest ograniczony. W 2003 roku grupa Johna Dicka zaadaptowała protokół aspiracji szpiku kostnego i wstrzyknięto doudowo nieotyłym myszom z cukrzycą/ciężkim złożonym niedoborem odporności (NOD-SCID) z komórkami krwi pępowinowej (CB) Lin−CD34 +5. Zgodnie z naszą wiedzą, nie zgłoszono żadnego formalnego porównania wstrzyknięć dożylnych i doudowych w wynikach przeszczepów długoterminowych i seryjnych. Jednak w porównaniu bezpośrednio z iniekcjami dożylnymi, wstrzyknięcia doudowe zapewniają większe rozmiary przeszczepów przy tej samej liczbie przeszczepionych komórek6, przynajmniej w krótkim okresie. Ponadto wszczepienie można wykryć przy znacznie mniejszej liczbie przeszczepionych hematopoetycznych komórek macierzystych i progenitorowych (HSPC). Uważa się, że dzieje się tak dlatego, że dostarczanie do kości udowej omija potrzebę domowego dostarczania HSC do szpiku kostnego, co w kontekście ksenoprzeszczepu jest ograniczające ze względu na brak międzygatunkowej reaktywności dla wielu receptorów i cytokin. Poprzez zastosowanie zastrzyków doudowych, Notta i współpracownicy byli pierwszymi, którzy przeszczepili pojedyncze ludzkie HSCs7, chociaż należy wziąć pod uwagę dodatkowe kwestie, zgodnie z opisem w ich metodach. Doudowe dostarczanie HSPC do kości udowej ma również ograniczenia. Samo wstrzyknięcie zakłóca i niszczy część szpiku kostnego, dlatego nie jest wskazane w badaniach przesłuchów między HSC a ich mikrośrodowiskiem szpiku kostnego. Ponadto maksymalna liczba komórek jest ograniczona objętością tej jamy kostnej, a to może być zbyt mało dla niektórych zastosowań. Jak w przypadku każdej techniki, jej zastosowanie w konkretnym eksperymencie należy rozważyć w oparciu o korzyści/wady i zadane pytanie. W kontekście ksenotransplantacji, jeśli celem eksperymentu jest przetestowanie wszczepienia niewielkiej liczby ludzkich HSPC bez oceny mikrośrodowiska, podanie do kości udowej jest zwykle preferowane zamiast wstrzyknięcia dożylnego.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie badania na zwierzętach prezentowane tutaj są zgodne z Ustawą o zwierzętach (procedury naukowe) z 1986 roku, Nowelizacja przepisów z 2012 roku i zostały przeprowadzone po przeglądzie etycznym i zatwierdzeniu przez University of Cambridge Animal Welfare and Ethical Review Body (AWERB). Żeńskie skinienie głową. Myszy Cg-PrkdcscidIl2rgtm1Wjl/SzJ (NSG), w wieku od 12 do 16 tygodni (~21-30 g), hodowane w domu i utrzymywane w obiekcie dla zwierząt wolnych od specyficznych patogenów, wykorzystano do wstrzyknięć doudowych. Zanonimizowane próbki CB pobrano od zdrowych dawców po uzyskaniu świadomej zgody przez Cambridge Blood and Stem Cell Biobank (CBSB) zgodnie z regulowanymi procedurami zatwierdzonymi przez Lokalną Komisję Etyki Badań Naukowych w Cambridgeshire (18/EE/0199).
1. Przygotowanie myszy
- Przed napromienianiem należy naciąć uszy myszy w celu identyfikacji i zważyć je pod kątem masy wyjściowej.
- Dwadzieścia cztery godziny przed przeszczepieniem komórek należy poddać myszy letalnemu napromieniowaniu 2,4 Gy.
2. Przygotowanie komórek
UWAGA: Do tych iniekcji można użyć komórek ze świeżych lub mrożonych próbek. Określone subpopulacje komórek można sortować za pomocą cytometrii przepływowej. Alternatywnie komórki mogą być hodowane w pożądanych warunkach przed przeszczepem. Do pokazanych eksperymentów używamy zamrożonych komórek CB CD34+.
- Rozmrozić komórki w probówce o pojemności 50 ml przez dodanie kroplami 10-krotności objętości komórki podgrzanego IMDM + 50% płodowej surowicy bydlęcej (FBS) + 0,1 mg / ml DNazy, jednocześnie mieszając probówkę ręcznie. Odwirować komórki w temperaturze 500 × g przez 5 minut.
- Ponownie zawiesić komórki w 20-40 μl (najlepiej 25 μl) PBS + penicylina-streptomycyna (10 U/ml lub 0,1%) na mysz. Jeśli to możliwe, należy pozostawić dodatkowe komórki na martwą objętość podczas pobierania komórek do strzykawki do wstrzykiwań. Przechowywać komórki na lodzie do czasu wstrzyknięcia. Maksymalna liczba komórek w jednym wstrzyknięciu wynosi 4 miliony komórek.
3. Przygotowanie do iniekcji doudowej w pomieszczeniu dla zwierząt
- Przygotuj następujące trzy igły wymagane do tej procedury:
- Przygotować strzykawkę o pojemności 3 ml z igłą 27 G 1/2".
- Przygotować strzykawkę insulinową o pojemności 0,5 ml z igłą o wymiarach 29 g x 12,7 mm zawierającą zawiesinę komórek.
- Przygotować strzykawkę insulinową o pojemności 1 ml z igłą 29 G x 0,5" z 0,1 mg/kg buprenorfiny (100 μL).
- Znieczulić myszy w pudełku znieczulającym (poprzez inhalację izofluranu 2% (v/v) i tlenu 2 l/min). Przenieś mysz do stożka nosowego i potwierdź jej gotowość do zabiegu poprzez uszczypnięcie palca. Nałóż maść okulistyczną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu.
UWAGA: Ta procedura jest przeprowadzana w kapturze bezpieczeństwa biologicznego poziomu bezpieczeństwa 2 i stosowane są warunki sterylne.
4. Wstrzyknięcie do kości udowej
- Połóż mysz na plecach i zegnij tylną nogę. Zabezpiecz tylną nogę ręką niedominującą, kładąc kciuk na stopie, środkowy palec na biodrze, a palec wskazujący na zewnętrznej stronie kości udowej.
- Delikatnie ogol lub wyrwij włosy z okolic rzepki i użyj wacika nasączonego alkoholem, aby wytrzeć ten obszar.
- Użyj strzykawki o pojemności 3 ml z igłą 27 G 1/2" i celuj w górny wewnętrzny róg rzepki, aby delikatnie wywiercić otwór przez skórę w kierunku kości udowej. Chociaż na początku igłę można obracać w przód i w tył, należy tylko raz wprowadzić igłę w kość zgodnie z ruchem wskazówek zegara, aż cała igła znajdzie się w kości.
UWAGA: Celem tego kroku jest wygenerowanie kanału do dostarczania komórek. (Opcjonalnie) Aby sprawdzić, czy igła jest prawidłowo wbita w kość, zwolnij nogę i obróć strzykawkę na boki; Jeśli jest prawidłowo w kości, cała noga powinna poruszać się wraz z rotacją. Zabezpiecz nogę ręką niedominującą, kładąc kciuk na stopie, środkowy palec na biodrze, a palec wskazujący na zewnętrznej stronie kości udowej, zanim przejdziesz dalej. W przypadku nieprawidłowego wkłucia igła prawdopodobnie znajdzie się w mięśniu lub ścięgnie, noga nie będzie się obracać wraz ze strzykawką i możesz wyczuć igłę pod skórą. - Wyjąć igłę, obracając ją w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara, aż znajdzie się do połowy. W tym momencie użyj wacika nasączonego alkoholem, aby wytrzeć igłę wokół igły (może pojawić się niewielka kropla krwi), a następnie kontynuuj obracanie igły w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara i wyjmij igłę.
- Wprowadzić strzykawkę insulinową o pojemności 0,5 ml zawierającą komórki w trzonie kości udowej przez ten sam przewód. Po wbiciu igły zanotuj, że wyczułeś zadrapanie wskazujące prawidłowe miejsce. W tym momencie zwolnij uchwyt na nodze, ale uważaj, aby nie wyjąć igły z nogi. Następnie delikatnie wstrzyknąć 25 μl zawiesiny komórkowej do kości udowej i usunąć igłę.
UWAGA: Opisane "zadrapanie" jest jak uderzenie w szorstką powierzchnię i jeśli igła czuje, że weszła gładko bez uczucia szorstkości, nie jest we właściwym miejscu. Większość użytkowników rozumie to wyraźnie, gdy odnoszą sukcesy w swojej praktyce.
5. Pielęgnacja po wstrzyknięciu
- Wstrzyknąć myszu podskórnie buprenorfinę (0,1 mg/kg, 100 μl) przed powrotem do klatki i monitorowaniem powrotu do zdrowia po podaniu środka znieczulającego.
UWAGA: Mysz nie może być pozostawiona bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą mostka i nie wraca do towarzystwa innych zwierząt, dopóki w pełni nie wyzdrowieje. Jest mało prawdopodobne, aby myszy wykazywały jakiekolwiek niepożądane skutki wstrzyknięcia doudowego; Jednak wstrzyknięcie do kości udowej może skutkować zmniejszoną aktywnością i bólem w operowanym obszarze. - Oceń obrzęk stawu skokowego, ból i ruchomość po zabiegu.
UWAGA: Myszy powinny odzyskać normalną ruchomość kończyn w ciągu 24 godzin od wstrzyknięcia.
6. Analiza danych
- Eutanazja myszy przez zwichnięcie szyjki macicy lub dowolną zatwierdzoną metodę po wstrzyknięciu w dowolnym momencie, np. 24-48 godzin w przypadku eksperymentów naprowadzających, 4-12 tygodni w przypadku krótkoterminowej aktywności HSC, >18 tygodni w przypadku długoterminowego wszczepienia. Jeśli planowana jest analiza krwi obwodowej (PB), należy wykrwawić myszy przed uśmierceniem dowolną autoryzowaną metodą, uzyskując najlepiej 50-100 μl krwi (nie więcej niż 10% całkowitej objętości). Usuń kości tylnej nogi i śledzionę zgodnie ze standardowymi protokołami preparacji.
- Dla szpiku kostnego:
- Trzymać kość udową, w którą wykonano wstrzyknięcie (IF) i kości bez wstrzyknięć (piszczele tylnej nogi i kości udowe bez wstrzyknięć, określane jako BM) oddzielnie. Przepłukać kości za pomocą 1 ml IMDM + 5% FBS i igły 36 G x 3/4" i wirować przez 5 minut w temperaturze 500 × g.
- Ponownie zawiesić osad w 500 μl PBS + 3% FBS, a następnie przenieść 50 μl do studzienki z 96 płytkami okrągłodennymi w celu barwienia.
- Zamrozić pozostały szpik kostny i przechowywać go w ciekłym azocie do dalszych eksperymentów ex vivo lub wtórnych in vivo.
- Dla PB:
- Przepłukać probówkę zbiorczą 100 μl PBS + 3% FBS, przenieść krew do probówki FACS o pojemności 5 ml i uzupełnić objętość do 2,5 ml za pomocą PBS + 3% FBS.
- Ostrożnie odpipetować 1 ml Pancollu na dno probówek FACS i wirować przez 25 minut przy 500 × g przy wyłączonym hamulcu.
- Zbierz warstwę kożucha kożuchowego, przenieś ją do probówek o pojemności 1,5 ml i uzupełnij do 1,5 ml PBS + 3% FBS. Wirować przez 5 minut w temperaturze 500 × g.
- Zawiesić osad w 50 μl PBS + 3% FBS i przenieść do studzienki z 96 płytkami okrągłodennymi w celu barwienia.
- Na śledzionę:
- Umieścić śledzionę w sitku umieszczonym na probówce o pojemności 50 ml i rozdrobnić tłokiem ze strzykawki o pojemności 3 ml.
- Po jednym mililitrze na raz dodawaj 5 ml IMDM + 5% FBS, aby przepłukać komórki. Weź 50 μl do studzienki z okrągłym dnem 96 w celu barwienia.
- Przygotuj mastermix przeciwciał; oto przykład dla 10 próbek:
- Podaniec 550 μl PBS + 3% FBS (50 μl/próbkę + 10% ekstra) w probówce o pojemności 1,5 lub 2 ml.
- Dodać pojedyncze przeciwciała tak, aby ich końcowe stężenie było 2x w oparciu o ich miareczkowanie (np. dla przeciwciała miareczkowanego 1:100 dodać 11 μl).
UWAGA: Wybierz panel przeciwciał, który ocenia potencjalne zróżnicowanie we wszystkich interesujących nas liniach krwi, na przykład CD19 / FITC, GlyA / PE, CD45 / PECy5, CD14 / PECy7, CD33 / APC, CD19 / Alexa 700, CD45 / BV510 i CD3 / APCCy7.
- Barwienie: dodać 50 μl mieszanki głównej przeciwciał do każdego z dołków 96 płytek okrągłodennych zawierających próbki do barwienia. Barwieć przez 20 minut w temperaturze pokojowej, dodać 100 μl PBS + 3% FBS do przemycia komórek i wirować przez 5 minut w temperaturze 500 × g. Usunąć supernatant.
- Zawiesić osad w 200 μl PBS + 3% FBS i przepuścić każdą próbkę przez probówkę FACS z nasadką sitkową do komórek. Do próbek szpiku kostnego i śledziony dodać kolejne 200 μl PBS + 3% FBS.
- Kontrole cytometrii przepływowej: Wykonaj kontrole pojedynczego barwienia za pomocą kulek kompensacyjnych, dodając 100 μl PBS, 1 kroplę kulek dodatnich, 1 kroplę kulek ujemnych i 1 μl przeciwciała do probówki FACS. Pozostaw na 5 minut w temperaturze pokojowej, a następnie dodaj 300 μl PBS. Weź 50 μl niebarwionych komórek szpiku kostnego złożonych do 400 μl z PBS + 3% FBS jako niebarwioną kontrolę.
- Analizować próbki metodą cytometrii przepływowej.
- Uruchom kontrole pojedynczego barwienia i niebarwione w celu kompensacji, zgodnie z zaleceniami dla zastosowanego cytometru. Ustaw bramkowanie jak w Rysunek 3A.
- W przypadku PB należy uruchomić wszystkie komórki, a w przypadku szpiku kostnego i śledziony przeprowadzić co najmniej 50 000 zdarzeń na próbkę, w zależności od poziomu wszczepienia u człowieka.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Przeszczepienie komórek wstrzykniętych wewnątrzudowo można oceniać w dowolnym punkcie czasowym od 24 h wzwyż, w zależności od projektu eksperymentalnego. W punkcie końcowym można pobrać IF, BM, PB oraz śledziony. Próbki te mogą zostać poddane obróbce, a poziom przeszczepienia oceniony za pomocą cytometrii przepływowej. Aby wiarygodnie stwierdzić obecność ludzkich komórek nawet przy niskich poziomach, zastosowano barwienie dwoma różnymi przeciwciałami przeciwko ludzkiemu CD45 (klon HI30 i klon 2D1). Tylko komórki wykazują...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Zastrzyki doudowe są użytecznym narzędziem w ksenotransplantacji, gdy dostępna jest tylko niewielka liczba HSPC, zapewniając lepsze wszczepienie w porównaniu z iniekcjami dożylnymi. Technika ta wymaga jednak zręczności i treningu. Podczas ćwiczeń zalecamy użycie świeżych zwłok o odpowiedniej wadze (patrz poniżej) i wstrzyknięcie kolorowego barwnika (takiego jak błękit trypanowy), aby po rozbiorze było jasne, czy wstrzyknięcie trafiło do kości udowej i było do niej ograniczone (nie należy zaobserwować barwnika w mięśniach...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.
Podziękowania
Autorzy dziękują grupie dr Johna Dicka za wcześniejsze prace nad tą metodą oraz Monice Doedens za szkolenie. Jesteśmy wdzięczni Cambridge Blood and Stem Cell Biobank (CBSB), a w szczególności dr Joannie Baxter i zespołowi pielęgniarek CBSB, którzy wyrazili zgodę i pobrali próbki krwi pępowinowej; nasi przykładowi darczyńcy; Uniwersyteckiej Służbie Biomedycznej, w szczególności Nicolasowi Lumleyowi i personelowi budynku Anne McLaren za utrzymanie naszych szczepów myszy i wsparcie naszych eksperymentów in vivo; Shaaezmeen Basheer za redakcję rękopisu.
E.L. jest finansowany przez Sir Henry Dale Fellowship wspólnie finansowany przez Wellcome Trust i Royal Society (107630/Z/15/A). L.M. jest wspierany przez Sofinter - HR Welfare Program. Badania te zostały sfinansowane w całości lub w części przez Wellcome Trust (203151/Z/16/Z, 203151/A/16/Z, 215116/Z/18/Z) oraz Radę Badań Medycznych UKRI (MC_PC_17230). Dla celów otwartego dostępu autor zastosował publiczną licencję CC BY na podstawie praw autorskich do każdej wersji Manuskryptu zaakceptowanej przez Autora powstałej w wyniku tego zgłoszenia.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Strzykawka insulinowa 0,5 ml z igłą 29 G x 12,7 mm | BD | 324892 | |
| 1 ml Strzykawka insulinowa z igłą 29 G x 0,5" | BD | 324827 | |
| probówką 1,5 ml | Fisherbrand | 509-GRD-PFB | |
| mL | HENKE SASS WOLF GMBH | 4020.000V0 | |
| 5 mL Probówka z polistyrenu z okrągłym dnem i nasadką sitka komórkowego 12 x 75 mm | Falcon | 352235 | Probówka FACS |
| 5 ml Probówka z polistyrenu z okrągłym dnem i zatrzaskiem 12 x 75 mm | Falcon | 352058 | Probówka FACS |
| 27 G Igła 1/2" | BD | ||
| 40 & mikro; m sitko do komórek do probówki 50 ml | Greiner Bio-one | 542040 | |
| 50 ml probówka | Sarstedt Ltd | 62.547.254 | |
| 96-dołkowa płytka okrągłodenna | Wacik | ||
| VITREX MEDICAL A/S | |||
| Analizator komórek BD LSR Fortessa X-20 | Cytometr przepływowy | ||
| Buphrenorphine | Animalcare | XVD190 | |
| CD14/PECy7 (Clone M5E2) | biolegend | 301814 | Używany przy 1 na 1000 |
| CD19/Alexa 700 (Clone HIB19) | biolegend | 302226 | Używany przy 1 na 300 |
| CD19/FITC (Clone HIB19) | biolegend | 302206 | Używany przy 1 na 200 |
| CD3/APCCy7 ( Klon HIT3a) | biolegend | 300318 | Używany przy 1 na 100 |
| CD33/APC (Klon P67.6) | BD | 345800 | Używany przy 1 na 200 |
| CD45/BV510 (klon HI30) | biolegend | 304036 | Używany przy 1 na 500 |
| CD45/PECy5 (Klon 2D1) | Biolegend | 368526 | Używany przy 1 na 300 |
| CompBeads Anti-Mouse Ig, κ/Cząstki kompensacji kontroli negatywnej Zestaw | BD | ||
| Dnaza 1 | Worthington Biochemiczna | LS002139 | |
| Płodowa surowica bydlęca (FBS) | PAN-Biotech | P40-37500 | |
| Glikoforyna A (GlyA)/PE (Klon GA-R2) | BD | 340947 | Stosowany w 1 na 1000 |
| Iscove Zmodyfikowane podłoże Dulbecco (IMDM) | PAN-Biotech | P04-20250 | |
| Izofluran (IsoFlo 100% w/w Para inhalacyjna, płyn) | 115095 | Zoetis | |
| 300 Heparyna litowa LH, 300 i mikro; L | Sarstedt Ltd | 20.1309 | Probówka do pobierania krwi myszy |
| NOD. Myszy Cg-PrkdcscidIl2rgtm1Wjl/SzJ (NSG) | Rzeka Charles | ||
| Pancoll human, Gęstość: 1,077 g/ml | PAN-Biotech | P04-60500 | |
| Penicylina-Streptomycyna | Gibco | 15140122 | |
| sól fizjologiczna buforowana fosforanem (PBS) | Gibco | 14190169 |
Bibliografia
- Dancey, J. T., Deubelbeiss, K. A., Harker, L. A., Finch, C. A. Neutrophil kinetics in man. J Clin Invest. 58 (3), 705-715 (1976).
- Purton, L. E., Scadden, D. T. Limiting factors in murine hematopoietic stem cell assays. Cell Stem Cell. 1 (3), 263-270 (2007).
- Laurenti, E., Göttgens, B. From haematopoietic stem cells to complex differentiation landscapes. Nature. 553 (7689), 418-426 (2018).
- Cosgrove, J., Hustin, L. S. P., de Boer, R. J., Perié, L. Hematopoiesis in numbers. Trends Immunol. 42 (12), 1100-1112 (2021).
- Mazurier, F., Doedens, M., Gan, O. I., Dick, J. E. Rapid myeloerythroid repopulation after intrafemoral transplantation of NOD-SCID mice reveals a new class of human stem cells. Nat Med. 9 (7), 959-963 (2003).
- McKenzie, J. L., Gan, O. I., Doedens, M., Dick, J. E. Human short-term repopulating stem cells are efficiently detected following intrafemoral transplantation into NOD/SCID recipients depleted of CD122+ cells. Blood. 106 (4), 1259-1261 (2005).
- Notta, F., et al. Isolation of single human hematopoietic stem cells capable of long-term multilineage engraftment. Science. 333 (6039), 218-221 (2011).
- Belluschi, S., et al. Myelo-lymphoid lineage restriction occurs in the human haematopoietic stem cell compartment before lymphoid-primed multipotent progenitors. Nat Commun. 9 (1), 4100(2018).
- McDermott, S. P., Eppert, K., Lechman, E. R., Doedens, M., Dick, J. E. Comparison of human cord blood engraftment between immunocompromised mouse strains. Blood. 116 (2), 193-200 (2010).
- Billerbeck, E., et al. Development of human CD4+FoxP3+ regulatory T cells in human stem cell factor-, granulocyte-macrophage colony-stimulating factor-, and interleukin-3-expressing NOD-SCID IL2Rγ(null) humanized mice. Blood. 117 (11), 3076-3086 (2011).
- Rongvaux, A., et al. Development and function of human innate immune cells in a humanized mouse model. Nat Biotechnol. 32 (4), 364-372 (2014).
- McIntosh, B. E., et al. Nonirradiated NOD,B6.SCID Il2rγ−/− KitW41/W41 (NBSGW) Mice support multilineage engraftment of human hematopoietic cells. Stem Cell Reports. 4 (2), 171-180 (2015).
- Notta, F., Doulatov, S., Dick, J. E. Engraftment of human hematopoietic stem cells is more efficient in female NOD/SCID/IL-2Rgc-null recipients. Blood. 115 (18), 3704-3707 (2010).
- Futrega, K., Lott, W. B., Doran, M. R. Direct bone marrow HSC transplantation enhances local engraftment at the expense of systemic engraftment in NSG mice. Sci Rep. 6, 23886(2016).
- Mende, N., et al. Unique molecular and functional features of extramedullary hematopoietic stem and progenitor cell reservoirs in humans. Blood. 139 (23), 3387-3401 (2022).
- Medyouf, H., et al. Myelodysplastic cells in patients reprogram mesenchymal stromal cells to establish a transplantable stem cell niche disease unit. Cell Stem Cell. 14 (6), 824-837 (2014).
- Eppert, K., et al. Stem cell gene expression programs influence clinical outcome in human leukemia. Nat Med. 17 (9), 1086-1093 (2011).
- Sanchez, P. V., et al. A robust xenotransplantation model for acute myeloid leukemia. Leukemia. 23 (11), 2109-2117 (2009).
- Li, J., Chen, H., Zhao, S., Wen, D., Bi, L. Patient-derived intrafemoral orthotopic xenografts of peripheral blood or bone marrow from acute myeloid and acute lymphoblastic leukemia patients: clinical characterization, methodology, and validation. Clin Exp Med. 23 (4), 1293-1306 (2023).
- Dobson, S. M., et al. Relapse-fated latent diagnosis subclones in acute B lineage leukemia are drug tolerant and possess distinct metabolic programs. Cancer Discov. 10 (4), 568-587 (2020).
- Marktel, S., et al. Intrabone hematopoietic stem cell gene therapy for adult and pediatric patients affected by transfusion-dependent ß-thalassemia. Nat Med. 25 (2), 234-241 (2019).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
