Aparatura do ćwiczeń przeznaczona dla ryb, które mają mniej szczęścia, ułatwia realizację różnych protokołów ćwiczeń o różnej intensywności poprzez manipulowanie prędkością przepływu wody, osiągalną poprzez reotaksję.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Indukowany pływaniem przyrząd do ćwiczeń danio pręgowanego do wszechstronnego podejścia do treningu
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Aby kompleksowo zbadać wpływ ćwiczeń na zdrowie i choroby, kluczową rolę odgrywają modele zwierzęce. Danio pręgowany, szeroko stosowany organizm modelowy kręgowców, stanowi unikalną platformę do takich badań. Badania te doprowadziły do opracowania opłacalnej aparatury dostosowanej do badań nad ćwiczeniami danio pręgowanego z wykorzystaniem łatwo dostępnych materiałów. Urządzenie opiera się na zasadach tunelu pływackiego i obejmuje sieć rur i zaworów połączonych z pompą głębinową. Przepływ wody jest skrupulatnie monitorowany przez czujnik i regulowany za pomocą zaworów. Aby ocenić skuteczność aparatu, wdrożono dwa protokoły treningowe: trening ciągły o umiarkowanej intensywności (MICT) oraz trening interwałowy o wysokiej intensywności (HIIT). Ryby były trenowane zbiorowo, a ich sprawność pływacka była oceniana za pomocą testu wytrzymałościowego. Oba protokoły treningowe doprowadziły do poprawy wyników pływania po 30 dniach treningu i wywołały zmiany w odpowiedzi molekularnej na ćwiczenia w porównaniu z grupą kontrolną prowadzącą siedzący tryb życia. Warto zauważyć, że HIIT wykazał wyższą skuteczność niż MICT. System szkolenia danio pręgowanego okazał się cennym narzędziem do badań nad fizjologią wysiłku fizycznego i przyczynia się do dalszego rozwoju użyteczności modelu danio pręgowanego w tej dziedzinie.
Wprowadzenie
Ćwiczenia fizyczne obejmują wszelkie ruchy ciała wykonywane przez mięśnie szkieletowe, które powodują zwiększony wydatek energetyczny, przy czym ćwiczenia są ustrukturyzowanym i powtarzalnym podzbiorem aktywności fizycznej1. Ćwiczenia, wieloczynnikowa i opłacalna aktywność angażująca całe ciało, przynoszą liczne korzyści zdrowotne, takie jak zapobieganie zespołowi metabolicznemu i sarkopenii2. W związku z tym dziedzina fizjologii wysiłku fizycznego cieszy się dużym zainteresowaniem, ponieważ stara się wyjaśnić, w jaki sposób organizm przystosowuje się do ostrego stresu związanego z ćwiczeniami, przewlekłego stresu związanego z treningiem fizycznym oraz ogólnego wpływu ćwiczeń na zdrowie1.
Prowadzenie badań nad fizjologią ćwiczeń u ludzi może być zarówno kosztowne, jak i czasochłonne ze względu na wyzwania związane z projektowaniem eksperymentów i monitorowaniem uczestników3. Dlatego stosowanie modeli zwierzęcych w warunkach laboratoryjnych jest wysoce zalecane ze względu na ich jednorodność genetyczną i fizjologiczną. Co więcej, w kontrolowanych warunkach laboratoryjnych zwierzęta zazwyczaj prowadzą siedzący tryb życia i regulują spożycie pokarmu4. Wśród modeli zwierzęcych gryzonie były najczęściej wykorzystywane w badaniach obejmujących ćwiczenia fizyczne1. Jednak danio pręgowany (Danio rerio; Hamilton, 1822) jest modelem uzupełniającym mysi i inne gatunki do badań nad ćwiczeniami5,6,7,8.
W badaniach nad danio pręgowanymi, ćwiczenia fizyczne mogą być prowadzone za pomocą dostępnych na rynku lub specjalnie zbudowanych tuneli pływackich. Wśród dostępnych na rynku opcji, najczęściej wykorzystywany jest tunel typu Blazka, opracowany przez System Loligo7,9,10. System ten indukuje wymuszone pływanie przez napędową sprzężoną z silnikiem elektrycznym, generując ciągły przepływ wody w tunelu. Ta zdolność do pływania jest zakorzeniona w zasadzie reotaksji, wrodzonego zachowania ryb, które zmusza je do pływania pod prąd wody i utrzymywania swojej pozycji11. Reotaxis umożliwia pomiar krytycznej prędkości pływania (Ucrit), reprezentującej maksymalną prędkość, jaką ryba może utrzymać przez określony czas. Warto jednak zauważyć, że ten sprzęt, choć cenny do oceny zachowania podczas pływania i zużycia tlenu, wiąże się ze znacznym kosztem12.
Badacze opracowali alternatywne urządzenie do ćwiczeń z danio pręgowanym, często oparte na mechanizmie typu Blazka10,13,14 lub prostsze mechanizmy8,15,16. Niemniej jednak metody te mogą być ograniczone przez wymagania techniczne protokołu, w tym wydłużony czas trwania, znaczne wydatki na sprzęt oraz ograniczenia przepustowości i precyzji. W związku z tym głównym celem badania było zaprojektowanie przystępnego cenowo i przyjaznego dla użytkownika systemu ćwiczeń zebry przy użyciu łatwo dostępnych materiałów, zapewniając nowe alternatywne urządzenie do ćwiczeń fizycznych u ryb. Drugorzędnym celem było wdrożenie zarówno aerobowych, jak i beztlenowych reżimów ćwiczeń u danio pręgowanego, co przyczyniło się do dalszego rozwoju wykorzystania modelu danio pręgowanego jako strategii interwencyjnej w badaniach nad ćwiczeniami.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Procedury otrzymały uprzednią zgodę Komisji ds. Etyki Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Federalnego w São Paulo (CEUA/UNIFESP nr 9206260521). W badaniach wykorzystano wyłącznie dorosłe samice Danio rerio typu dzikiego w wieku 6 miesięcy i wadze 2,5-3 g. Sprzęt i odczynniki potrzebne do badania są wymienione w Tabeli Materiałów.
1. Aparatura do ćwiczeń danio pręgowanego wykonana na zamówienie
UWAGA: Przyrząd do ćwiczeń został zbudowany na zamówienie. Aby uzyskać szczegółowe informacje, zobacz Rysunek 1, Tabela uzupełniająca 1, Plik uzupełniający 1 i Plik uzupełniający 2.
- Umieść pompę głębinową (N) w zbiorniku na wodę (O) (≥30 l). Upewnij się, że woda spełnia następujące warunki: pH 7,2 ± 0,5 i 400 ± 50 μS, 28 ± 1 °C.
- Płynąca Tabela Uzupełniająca 1 i Rysunek 1, połącz rurę (I) z trójnikiem (B) i przymocuj małą rurę (G) z boku B. Od G ustanów połączenia z zaworem kulowym (F), następnie z innym G, a następnie z kolankiem rurowym (A) i I, kończąc w ten sposób segment odpowiedzialny za regulację ciśnienia wody w systemie. Regulacja ta odbywa się poprzez przepływ powrotny do zbiornika wody (O).
- W alternatywnej sekcji B połącz go z rurą (J), a następnie połączeniami z A i G. Wykorzystaj złączkę rurową kielichową (D), aby podłączyć zawór zasuwy (E) do G.
- Zintegruj port wejściowy dla ryb z systemem, podłączając B do G na jednym końcu i podłączając drugi G na drugim końcu. Następnie podłącz złączkę rury kielichowej (C) do tego drugiego G, ustanawiając sekwencję, która łączy się z rurą akrylową (K), co ma kluczowe znaczenie dla wizualizacji zachowania podczas pływania.
- Aby połączyć K z czujnikiem przepływu wody (M), użyj rur C, G i D. Kontynuuj łączenie M do G za pomocą D, a następnie zintegruj A, G i H, aby ułatwić powrót wody do zbiornika.
UWAGA: Włóż moskitierę w krótkim segmencie rury między zasuwą a zaworem kulowym (F2), aby uniemożliwić rybom dostęp do innych sekcji urządzenia. Zawór kulowy (F) służy dwóm celom. Pierwszy zawór kulowy (F1) steruje przepływem wody powracającej do zbiornika przed wejściem do pozostałej części aparatu, działając jako zawór regulacji ciśnienia w układzie. Zawór kulowy (F2) jest punktem wejścia i wyjścia dla danio pręgowanego w systemie.
- Aby połączyć K z czujnikiem przepływu wody (M), użyj rur C, G i D. Kontynuuj łączenie M do G za pomocą D, a następnie zintegruj A, G i H, aby ułatwić powrót wody do zbiornika.
- Zamocuj czujnik przepływu wody za rurą akrylową.
UWAGA: Czujnik przepływu należy podłączyć do wyświetlacza LCD i zaprogramować za pomocą Arduino (Rysunek 1). Szczegóły konfiguracji Arduino znajdują się w pliku uzupełniającym 2.
2. Działanie aparatury
- Aby bezpiecznie wprowadzić rybę do systemu, konieczne jest przerwanie przepływu wody. Aby to osiągnąć, zamknij zasuwę (E), pozostawiając otwarty zawór kulowy (F1). Następnie otwórz zawór kulowy (F2), który służy jako wejście do systemu, delikatnie wprowadź rybę i natychmiast zamknij zawór F2. Na koniec otwórz zawór E, aby napełnić obszar ćwiczeń wodą.
- Użyj zaworu kulowego, aby kontrolować prędkość przepływu, kierując wodę z powrotem do zbiornika w razie potrzeby.
- Wykorzystaj zasuwę (F2) do precyzyjnej regulacji przepływu i zarządzania dostępem ryb.
- Aby usunąć rybę po zakończeniu badania, zamknąć zawór (E) po spełnieniu kryteriów wyczerpania. Następnie otwórz zawór F i obróć go o 180° względem osi rurki akrylowej; Ułatwi to odpływ wody, niosąc ze sobą wyczerpane ryby.
- Wykonaj monitorowanie przepływu.
UWAGA: Konieczne jest monitorowanie prędkości przepływu wody przez system, który zawiera Arduino Nano, ekran LCD 16 x 2, rezystor przewlekany 10 kΩ, 0,25 W i potencjometr 10 kΩ. Czujnik przepływu w sposób ciągły monitoruje prędkość przepływu wody w oparciu o technologię efektu Halla17. Każdy impuls prądu odpowiada jednemu obrotowi flopera czujnika, co daje częstotliwość (Hz) 6,6 x Q (natężenie przepływu w l/min).- Podłącz odpowiednie przewody czujnika przepływu do pinów 5 V, GND i D2 Arduino Nano (tabela uzupełniająca 1). Załaduj dostarczony szkic (plik uzupełniający 1) do Arduino za pomocą Arduino IDE. Zasilanie systemu przez port USB Arduino.
UWAGA: Pomiary przepływu są wyświetlane na ekranie LCD 16 x 2. Kalibracja czujnika przepływu wody jest przedstawiona na rysunku Rysunek 2. Schematy połączeń Arduino z wyświetlaczem LCD są zilustrowane na Rysunek 3.
- Podłącz odpowiednie przewody czujnika przepływu do pinów 5 V, GND i D2 Arduino Nano (tabela uzupełniająca 1). Załaduj dostarczony szkic (plik uzupełniający 1) do Arduino za pomocą Arduino IDE. Zasilanie systemu przez port USB Arduino.
3. Test wytrzymałościowy
UWAGA: Ten krok przedstawia procedurę testu wytrzymałościowego w celu określenia maksymalnej prędkości pływania (Umax) ryb pręgowanych.
- Po pierwsze, pozwól rybom przystosować się przez 60 minut dziennie do niskiej prędkości przepływu wody (0,06 m/s) w tunelu pływackim przez dwa tygodnie.
UWAGA: Po 24-godzinnym okresie kondycjonowania wstępnego poszczególne danio pręgowane zostaną poddane długotrwałemu testowi sprawności pływania. Celem tego testu jest ustalenie Umax każdej ryby. - Umieść danio pręgowanego pojedynczo w aparacie.
- Warunki badania: Ustawić rybę pod prąd wody z prędkością początkową 0,06 m/s przez 10 minut.
- Przyrosty prędkości: Zwiększaj przepływ wody w dyskretnych etapach, przy czym przyrosty prędkości wynoszą 0,02 m/s co minutę przez 40-50 minut.
- Oznaczanie Umax: Oblicza maksymalną prędkość pływania (Umax), gdy ryby spełniają kryteria wyczerpania.
UWAGA: Wyczerpanie definiuje się, gdy zaobserwowana zostanie pierwsza z następujących sytuacji: (1) Niezdolność do utrzymania pozycji w stosunku do przepływu wody przez więcej niż trzy przypadki lub (2) Niezdolność do utrzymania pozycji dłużej niż 5 s. - Zamknąć zawór (E) po spełnieniu kryteriów wyczerpania. Następnie otwórz zawór F i obróć go o 180° względem osi rurki akrylowej. Ułatwi to odpływ wody, przenosząc wyczerpane ryby.
4. Grupy ćwiczeń i procedura
UWAGA: Aby ustalić odrębne protokoły ćwiczeń, konieczne jest włączenie grupy prowadzącej siedzący tryb życia wystawionej na identyczne warunki eksperymentalne, aby porównać efekty protokołów ćwiczeń, aczkolwiek bez wykonywania ćwiczeń o wysokiej intensywności. Konieczne jest również ustalenie Umax, ponieważ frakcje wartości Umax są niezbędne do określenia intensywności protokołów ćwiczeń.
- Grupa prowadząca siedzący tryb życia (SED): Poddaj ryby przymusowemu pływaniu pod prąd wody z prędkością 0,06 m/s przez 60 min.
UWAGA: Aparat generuje ciągły przepływ wody, zmuszając ryby do pływania pod prąd w oparciu o zasadę reotaksji11. - Grupa Treningu Ciągłego o Umiarkowanej Intensywności (MICT): Poddaj ryby wymuszonemu pływaniu pod prąd wody przy 60% Umax, jak określono w teście maksymalnej wydajności, przez 35 min.
UWAGA: Ten protokół został zaadaptowany z Húngaro et al.18. W ciągu pierwszych 10 minut ryby aklimatyzowały się do tej samej prędkości, co grupa prowadząca siedzący tryb życia (0,05 m/s). - Grupa treningu interwałowego o wysokiej intensywności (HIIT): Poddaj ryby wymuszonemu pływaniu naprzemiennie z prędkością pływania: 2 minuty przy 90% Umax, a następnie 2 minuty przy 30% Umax, powtarzane przez 18 minut (9 cykli). Ten protokół został zaadaptowany z Marcinko et al.19.
UWAGA: W ciągu pierwszych 10 minut okresu ćwiczeń konieczne jest przyzwyczajenie ryb do tej samej prędkości, co grupa prowadząca siedzący tryb życia (0,06 m/s). - Wdrażaj wszystkie protokoły ćwiczeń przez 5 dni w tygodniu przez okres czterech tygodni.
UWAGA: Ryby powinny być trzymane w akwariach, które zapewniają odpowiednie warunki i powinny być wprowadzane do aparatury do ćwiczeń tylko w wyznaczonych okresach ćwiczeń. Ryby powinny być zaopatrywane w pokarm z płatkami ryb tropikalnych trzy razy dziennie, a woda w akwariach pielęgnacyjnych powinna być częściowo zmieniana co 2 dni. - Powtórz test wytrzymałości pod koniec każdego tygodnia, z danymi dotyczącymi opóźnienia i prędkości w punkcie zmęczenia jako wskaźnikami parametrów kondycji fizycznej.
- Aby wywołać efekty przetrenowania, zwiększaj prędkość przepływu wody co tydzień w oparciu o wyniki testu wytrzymałościowego przeprowadzanego po każdym 4-dniowym cyklu treningowym. Czas trwania treningu musi być dostosowany do przebytego dystansu (prędkości × czasu), a czas ten powinien być spójny między ćwiczonymi grupami.
- Dostosuj czas pływania w odpowiedzi na zwiększony przepływ wody, standaryzując w ten sposób obciążenie treningowe we wszystkich ćwiczonych grupach.
5. Wymiary ciała
- Znieczulij rybę 0,0075% trikainą (w/v) przez zanurzenie w celu przeprowadzenia pomiarów ciała (waga i rozmiar)20.
- Sfotografuj i zważ rybę, aby określić wymiary ciała za pomocą oprogramowania ImageJ.
- Wyraź dane za pomocą wskaźników kondycji ciała (waga [g]/standardowa długość [mm]2; BMI) i ocena kondycji ciała (BCS)20.
- Aby wyeliminować różnice w wielkości i wadze spowodowane tworzeniem się jaj, poddaj ryby standardowemu badaniu breeding20, a następnie pomiarom i ważeniu.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Aparat do ćwiczeń wykazał wysoką skuteczność w regulacji prędkości przepływu. Aby stopniowo zwiększać prędkość pływania, przepływ wody był zwiększany co tydzień dla wszystkich grup, z wyjątkiem grupy SED, w której utrzymano stałą prędkość przepływu 0,06 m/s. Co istotne, aparat zapewniał bardzo wysoki poziom precyzji, umożliwiając regulację prędkości przepływu z dokładnością do 0,001 m/s. Jednak przy niskich prędkościach, takich jak 0,06 m/s, wskaźnik błędu wynosił 30%. Przy wysokich prędkościach, takich jak 0,3 m/s i 0,5...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
W ramach tego badania opracowano innowacyjny, ekonomiczny system ćwiczeń, zainspirowany respirometrem tunelu pływackiego firmy Loligo Systems21 oraz systemem koryt22 do kompleksowego badania wydajności pływania danio pręgowanego. Umax wyznaczano poprzez systematyczne zwiększanie przepływu wody w dyskretnych etapach, przy czym przyrosty prędkości następowały w krótkich odstępach czasu (20-30 min), aż do osiągnięcia przez rybę wyczerpania, które charakteryzowało się trzema ko...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Konieczne jest wyjaśnienie, że nie ma żadnych konkurencyjnych interesów finansowych związanych z badaniami przedstawionymi w tym manuskrypcie. Nie nawiązano żadnych partnerstw finansowych ani powiązań z organizacjami lub podmiotami, które mogłyby potencjalnie wpłynąć na wyniki tych prac lub je zniekształcić. To stwierdzenie służy jako zapewnienie, że proces badawczy był prosty i uczciwy, bez konfliktów finansowych wpływających na wyniki. Prezentacja tej pracy jest motywowana prawdziwą pasją do tematu, napędzaną wyłącznie miłością do środowiska akademickiego i dążeniem do zdobycia wiedzy naukowej.
Podziękowania
Wdzięczność kierujemy do dr Omara Mertinsa za hojne udostępnienie laboratorium w celu utrzymania ryb i przeprowadzenia testów. Ponadto podziękowania otrzymują FAPESP (numery procesów 2020/12084-8 i 2021/14313-7), CNPq (numer procesu 151756/2022-8) i CAPES za przyznanie stypendiów na wsparcie tych badań.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| CPVC Kolano żeńskie 90 stopni do hydrauliki | Tigre | 22150260 | 3/4 cala |
| Drut 24AWG Sky | Cablo Store | Połączenie między komponentami w perforowanej płytce drukowanej (1m) | |
| Rura akrylowa | The Clear Plastic Shop | 41138408 | 3/4 cala |
| Akwarium Zatapialne akwarium | Aqua Tank | 300w | |
| CPVC Pipe | Tigre 10121787 | 3/4 cala | |
| Zasuwa z gwintem wewnętrznym | Tigre | 27950310 | 3/4 cala |
| Zawór wodny kulowy z gwintem wewnętrznym | Tigre | 27940510 | 3/4 cala |
| Rezystor otworowy | BXV | 10 kΩ, 0,25W | |
| t Statyw laboratoryjny z zaciskiem z prętem 30 cali | Masiye Labs | RSC0001 | Obsługuje poziomy ekran LCD rur |
| Eichip | 16 x 2, model JHD162A | ||
| Męski x męski Zworki Dupont | Chyan | Połączenie między arduino a czujnikiem przepływu (30 cm) | |
| Perforowana płytka drukowana jednostronna | KY WIN ROBOT | 5 x 10 cm | |
| Potencjometr | LUSYA | DL-ALPSA01 | 10kΩ |
| Rolka taśmy blokującej wodę | One World | 5603131000 | Aby uniknąć wycieków |
| Wąż silikonowy | Tigre | 14211250 | 2 cm wewnętrzna |
| stacja lutownicza | QHTITEC | EU/US PLUG | System spawania Arduine |
| Szpula drutu lutowniczego | BEEYIHF | I001-A001-Set | Arduine system spawania |
| Gwintowane gniazdo męskie i niegwintowane gniazdo żeńskie Złączka rurowa CPVC | 35447849 | 3/4 cala | |
| Tricaine (MS-222) | Sigma-Aldrich | E10521 | Płyta anestezjologiczna |
| UNO-R3 UNO R3 CH340G+MEGA328P Chip 16Mhz | FSXSEMI | do płytki rozwojowej Arduino UNO R3 | |
| Niegwintowana złączka trójnikowa CPVC, żeńska | 22200267 | 3/4 cala | |
| Niegwintowana żeńska złączka rurowa z gniazdem CPVC | Tigre | 22170260 | 3/4 cala |
| Czujnik przepływu wody model YF-B5 | Siqma Robotics | SQ8659 | 1-25 l/min |
| Sunsun | Model HJ-2041, 3000L/h, 65W | ||
| Zbiornik na wodę | Custom | 30 L |
Bibliografia
- Seo, D. Y., et al. Humanized animal exercise model for clinical implication. Pflugers Arch Eur. J Physiol. 466 (9), 1673-1687 (2014).
- Nylén, E. S., Gandhi, S. M., Lakshman, R. Cardiorespiratory fitness, physical activity, and metabolic syndrome. Cardiorespiratory Fitness in Cardiometabolic Diseases: Prev. & Manag. in Clin. Pract. , Springer. 207-215 (2019).
- Cholewa, J., et al. Basic models modeling resistance training: an update for basic scientists interested in study skeletal muscle hypertrophy. J Cell Physiol. 229 (9), 1148-1156 (2014).
- Martin, B., Ji, S., Maudsley, S., Mattson, M. P. 34;Control" laboratory rodents are metabolically morbid: Why it matters. Proc Natl Acad Sci USA. 107 (14), 6127-6133 (2010).
- Palstra, A. P., et al. Swimming-induced exercise promotes hypertrophy and vascularization of fast skeletal muscle fibres and activation of myogenic and angiogenic transcriptional programs in adult zebrafish. BMC Genomics. 15 (1), 1-20 (2014).
- Blazina, A. R., Vianna, M. R., Lara, D. R. The spinning task: A new protocol to easily assess motor coordination and resistance in zebrafish. Zebrafish. 10 (4), 480-485 (2013).
- Gilbert, M. J. H., Zerulla, T. C., Tierney, K. B. Zebrafish (Danio rerio) as a model for the study of aging and exercise: Physical ability and trainability decrease with age. Exp Gerontol. 50, 106-113 (2014).
- Usui, T., et al. The French press: A repeatable and high-throughput approach to exercising zebrafish (Danio rerio). Peer J. 2018 (1), 1-12 (2018).
- Tierney, K. B. Swimming performance assessment in fishes. J. Vis. Exp. (51), e2572(2011).
- Palstra, A. P., et al. Establishing zebrafish as a novel exercise model: Swimming economy, swimming-enhanced growth and muscle growth marker gene expression. PLoS One. 5 (12), e0014483(2010).
- Arnold, G. P. Rheotropism in fishes. Biol Rev Camb Philos Soc. 49 (4), 515-576 (1974).
- Messerli, M., et al. Adaptation mechanism of the adult zebrafish respiratory organ to endurance training. PLoS One. 15 (2), 1-20 (2020).
- Bek, J. W., De Clercq, A., Coucke, P. J., Willaert, A. The ZE-tunnel: An affordable, easy-to-assemble, and user-friendly benchtop zebrafish swim tunnel. Zebrafish. 18 (1), 29-41 (2021).
- Lucon-Xiccato, T., et al. An automated low-cost swim tunnel for measuring swimming performance in fish. Zebrafish. 18 (3), 231-234 (2021).
- Blazina, A. R., Vianna, M. R., Lara, D. R. The spinning task: A new protocol to easily assess motor coordination and resistance in zebrafish. Zebrafish. 10 (4), 480-485 (2013).
- Depasquale, C., Leri, J. The influence of exercise on anxiety-like behavior in zebrafish (Danio rerio). Behav Processes. 157, 638-644 (2018).
- Karsenty, A. A comprehensive review of integrated hall effects in macro-, micro-, nanoscales, and quantum devices. Sensors. 20 (15), Basel, Switzerland. 4163(2020).
- Húngaro, T. G. R., et al. Physical exercise exacerbates acute kidney injury induced by LPS via toll-like receptor 4. Front Physiol. 11, 1-13 (2020).
- Marcinko, K., et al. High intensity interval training improves liver and adipose tissue insulin sensitivity. Mol Metab. 4 (12), 903-915 (2015).
- Chen, W., Ge, W. Gonad differentiation and puberty onset in the zebrafish: Evidence for the dependence of puberty onset on body growth but not age in females. Mol Reprod Develop. 80 (5), 384-392 (2013).
- Conradsen, C., Walker, J. A., Perna, C., McGuigan, K. Repeatability of locomotor performance and morphology-locomotor performance relationships. J Exp Biol. 219 (18), 2888-2897 (2016).
- Widrick, J. J., et al. An open source microcontroller based flume for evaluating swimming performance of larval, juvenile, and adult zebrafish. PLoS ONE. 13 (6), 1-14 (2018).
- Gilbert, M. J. H., Zerulla, T. C., Tierney, K. B. Zebrafish (Danio rerio) as a model for the study of aging and exercise: Physical ability and trainability decrease with age. Exp Gerontol. 50 (1), 106-113 (2013).
- Hammer, C. Fatigue and exercise tests with fish. Exp Gerontol. 112 (1), 1-20 (1995).
- Takahiro Hasumura, S. M. Exercise quantity-dependent muscle hypertrophy in adult zebrafish (Danio rerio). J Comp Physiol B. 186, 603-614 (2016).
- Wang, L., et al. Effect of aerobic exercise as a treatment on type 2 diabetes mellitus with depression-like behavior zebrafish. Life Sciences. 300, 120578(2022).
- Conradsen, C., McGuigan, K. Sexually dimorphic morphology and swimming performance relationships in wild-type zebrafish Danio rerio. J Fish Bio. 87 (5), 1219-1233 (2015).
- Hughes, D. C., Ellefsen, S., Baar, K. Adaptations to endurance and strength training. Cold Spring Harb Perspect Med. 8 (6), 1-18 (2018).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
