Ten artykuł przedstawia unikalną technikę wywoływania uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego mięśnia sercowego (IRI) u myszy. Przedstawiona metoda pozwala myszom na spontaniczne oddychanie, jednocześnie zdalnie wywołując niedokrwienie mięśnia sercowego. Zapewnia to dostęp do zwierzęcia w celu badania dynamicznych procesów niedokrwienia i reperfuzji in situ oraz w czasie rzeczywistym za pomocą nieinwazyjnego obrazowania.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Zdalnie wyzwalana okluzja LAD za pomocą cewnika balonowego u spontanicznie oddychających myszy
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Ostra choroba mięśnia sercowego (AMI) jest powszechną i wysoce śmiertelną chorobą sercowo-naczyniową. Pomimo postępów w strategiach rewaskularyzacji zawału mięśnia sercowego, często prowadzi on do uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego mięśnia sercowego (IRI), wzmacniając uszkodzenie serca. Modele mysie służą jako niezbędne narzędzia do badania zarówno ostrych urazów, jak i przewlekłej przebudowy mięśnia sercowego in vivo. Badanie to przedstawia unikalną technikę zamkniętej klatki piersiowej do zdalnej indukcji IRI mięśnia sercowego u myszy, umożliwiając badanie bardzo wczesnej fazy okluzji i reperfuzji za pomocą obrazowania in vivo, takiego jak MRI lub PET. Protokół wykorzystuje metodę zdalnej okluzji, umożliwiając precyzyjną kontrolę nad inicjacją niedokrwienia po zamknięciu klatki piersiowej. Zmniejsza uraz chirurgiczny, umożliwia spontaniczne oddychanie i poprawia spójność eksperymentu. To, co wyróżnia tę technikę, to jej potencjał do jednoczesnego nieinwazyjnego obrazowania, w tym obrazowania ultrasonograficznego i rezonansu magnetycznego (MRI), podczas zdarzeń okluzji i reperfuzji. Oferuje wyjątkową możliwość analizowania reakcji tkanek w czasie niemal rzeczywistym, dostarczając krytycznych informacji na temat procesów zachodzących podczas niedokrwienia i reperfuzji. Przeprowadzono szeroko zakrojone, systematyczne testy tego innowacyjnego podejścia, mierząc markery martwicy serca dla zawału, oceniając obszar ryzyka za pomocą rezonansu magnetycznego ze wzmocnieniem kontrastowym oraz barwiąc zawały na etapie dojrzewania blizny. W ramach tych badań położono nacisk na wartość proponowanego narzędzia w rozwijaniu podejść badawczych do uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego mięśnia sercowego i przyspieszeniu rozwoju ukierunkowanych interwencji. W artykule przedstawiono wstępne wyniki badań wskazujące na możliwość połączenia proponowanego innowacyjnego protokołu eksperymentalnego z nieinwazyjnymi technikami obrazowania. Te wstępne wyniki podkreślają korzyści płynące z wykorzystania specjalnie zaprojektowanej kołyski dla zwierząt do zdalnego wywoływania niedokrwienia mięśnia sercowego przy jednoczesnym przeprowadzaniu skanów MRI.
Wprowadzenie
Ostry zawał mięśnia sercowego (AMI), powszechna globalna choroba sercowo-naczyniowa, wiąże się z wysoką śmiertelnością i zachorowalnością1. Pomimo postępu technologicznego, który umożliwił wczesne i skuteczne strategie rewaskularyzacji u pacjentów z zawałem mięśnia sercowego, pacjenci nadal doświadczają uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego mięśnia sercowego (IRI) po tych interwencjach2. Dlatego kluczowe znaczenie ma zrozumienie podstawowych mechanizmów i sformułowanie podejść w celu złagodzenia IRI. IRI reprezentuje złożony stan patofizjologiczny obejmujący wiele skomplikowanych procesów biologicznych. Obejmują one regulowaną śmierć komórki, reakcje na stres oksydacyjny, stany zapalne, gojenie się ran, zwłóknienie i przebudowę komór. Modele zwierzęce, takie jak myszy, mają ogromne znaczenie dla badań IRI i są szeroko stosowane ze względu na ich opłacalność, szybką hodowlę i bogactwo mechanistycznych informacji z modeli transgenicznych3.
Ten protokół przedstawia innowacyjną technikę zdalnego wywoływania IRI u spontanicznie oddychających myszy z zamkniętą klatką piersiową, bardziej naśladując ludzką patologię. Zdalna okluzja została osiągnięta poprzez wykorzystanie cewnika balonowego umieszczonego w pewnej odległości od mięśnia sercowego w celu zamknięcia lewej przedniej tętnicy zstępującej (LAD). Takie podejście zapewnia ciągły dostęp do bijącego serca dokładnie w momentach okluzji i reperfuzji, ułatwiając jednoczesne metody obrazowania, w tym obrazowanie ultrasonograficzne lub rezonans magnetyczny (MRI). Te nieinwazyjne metody mogą dostarczyć kluczowych informacji na temat reakcji tkanek przed, w trakcie i po zdarzeniach okluzji i reperfuzji.
Istnieją różne techniki chirurgiczne do wywoływania IRI w modelach mysich. Uraz chirurgiczny wynikający z torakotomii w modelach podwiązania naczyń wieńcowych z otwartą klatką piersiową wyzwala odpowiedź immunologiczną wpływającą na różne mechanizmy związane z niedokrwieniem i reperfuzją. Aktywacja wrodzonego układu odpornościowego może potencjalnie wpływać na zakres zawału mięśnia sercowego4. Zaproponowana zaadaptowana technika zapewnia potencjalne podejście do badania kondycjonowania wstępnego i końcowego mięśnia sercowego oraz możliwego zmniejszenia wpływu wrodzonej odpowiedzi immunologicznej na uraz chirurgiczny w badaniach IRI u myszy poprzez zminimalizowanie ram czasowych otwartej klatki piersiowej do maksymalnie 5 minut. Co więcej, nowo opracowana technika może również przyczynić się do zmniejszenia następstw prozapalnych spowodowanych uszkodzeniem płuc wywołanym przez respirator5. Jednak połączone efekty tej nowej metody zamkniętej klatki piersiowej wymagałyby dalszych dogłębnych badań.
Dokładna walidacja proponowanej techniki została przeprowadzona poprzez porównanie jej z tradycyjną metodą, która polega na eksponowaniu LAD poprzez chirurgiczne rozwarstwienie klatki piersiowej i okluzję wywołaną podwiązaniem przez 30 minut. Wyniki obu technik zostały porównane, które obejmowały pomiary troponiny odzwierciedlające rozmiar zawału serca, oceny obszaru ryzyka za pomocą MRI z dodatkiem kontrastu gadolinu, barwienie histologiczne chlorkiem trifenylotetrazolu (TTC) oraz określenie ostatecznych rozmiarów blizn za pomocą barwienia Sirius Red (SR). Wyniki wskazują na solidność i skuteczność proponowanego podejścia do badania uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego w modelach mysich.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Ten protokół dla zwierząt został zatwierdzony i jest zgodny z wytycznymi i przepisami określonymi przez Komitet Etyczny ds. Eksperymentów na Zwierzętach (ECD) na Katolickim Uniwersytecie w Leuven. Wszystkie zasady opracowane przez lokalne ECD są zgodne z przepisami Unii Europejskiej dotyczącymi dobrostanu zwierząt laboratoryjnych, zgodnie z deklaracją zawartą w dyrektywie 2010/63/UE. Wszystkie opisane poniżej testy zostały przeprowadzone na 8-12 tygodniowych (masa ciała = 20-23 g) samcach myszy C57BL/6. Ostre eksperymenty reprezentują zwierzęta, które zostały uśmiercone natychmiast po operacji. Eksperymenty dotyczące przeżycia obejmowały czterotygodniową obserwację, w tym pomiar troponiny, rezonans magnetyczny i barwienie SR.
1. Znieczulenie i intubacja dotchawicza
- Podawać leki przed znieczuleniem przy użyciu mieszanki ketaminy (7,5 mg/kg; Nimatek 100 mg/ml), ksylazyna (1 mg/kg; Rompun, 20 mg/ml) i acepromazyna (0,1 mg/kg; Placivet, 10 mg/ml) (KXA) (patrz tabela materiałów) z 0,9 % rozcieńczalnikiem soli fizjologicznej dootrzewnowo. Pozwala to na płynniejszą i mniej inwazyjną intubację.
- Umieść mysz w komorze indukcyjnej (patrz tabela materiałów) i wywołaj znieczulenie za pomocą 2,5% izofluranu w czystym tlenie o natężeniu przepływu 1 l/min, aż do utraty prostowania i odruchu szczypania palców.
- Przenieść zwierzę na rozgrzaną podkładkę (±38 °C) i ułożyć je na wznak z głową skierowaną w stronę chirurga. Przymocuj ogon i przednie łapy taśmą na podkładce. Upewnij się, że przednie kończyny nie są nadmiernie rozciągnięte, ponieważ może to zagrozić oddychaniu.
- Umieść jedwabny szew 2-0 (patrz Tabela materiałów) wokół górnych siekaczy i przyklej szew na granicy podkładki, aby naciągnąć mysz. W razie potrzeby przymocuj uchwyt na igłę, aby utrzymać napięcie szwu. Utrzymuj zwierzę w stanie znieczulenia za pomocą 2% izofluranu w 100% tlenu o przepływie 1 l/min za pomocą stożka.
- Umieść źródło światła tuż przy mostku, usuń stożek nosowy i umieść dopływ izofluranu na respiratorze. Zaintubuj mysz za pomocą kleszczy, unosząc język do góry i trzymając samodzielnie wykonany laryngoskop, aby jeszcze bardziej unieść podstawową część języka i uwidocznić struny głosowe.
- Umieść samodzielnie wykonaną rurkę dotchawiczą za pomocą cewnika 18 G na igle między strunami głosowymi. Przesuń cewnik w górę, wyjmij igłę i połącz rurkę z respiratorem myszy (patrz Tabela materiałów).
- Użyj zmodyfikowanego łącznika w kształcie litery Y (patrz Tabela materiałów), aby podłączyć rurkę intubacyjną do respiratora. Prawidłowe ułożenie rurki dotchawiczej można potwierdzić, oceniając symetryczne rozszerzenie klatki piersiowej.
- Ustaw objętość oddechową (ml) na masę ciała (m.c.) (g) x 7, a szybkość wentylacji na 53,5 x (m.c. (g)-0,26) uderzeń na minutę i w razie potrzeby dostosuj ją do masy ciała konkretnej myszy6 (np. dla myszy o wadze 25 g objętość oddechowa wynosi 175 ml przy 140 uderzeniach na minutę).
- Zmniejsz poziom izofluranu do 1% w 100% tlenu, ponieważ zwierzę pozostanie znieczulone z powodu premedykacji. Jednak regularnie oceniaj głębokość znieczulenia, wykonując szczypanie palca u nogi. Dostosuj stężenie izofluranu w zależności od głębokości znieczulenia.
- Nałóż kroplę maści okulistycznej, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia.
2. Instalacja narzędzia IRI
UWAGA: Usuń wszystkie taśmy i umieść zwierzę na płycie podstawy specjalnie zbudowanego narzędzia IRI. Szczegółowe informacje na temat właściwości narzędzia IRI znajdują się w pliku uzupełniającym 1.
- Zamocuj płytę podstawy specjalnie zaprojektowanego zdalnego narzędzia IRI w pozycji bocznej przed chirurgiem. Przymocuj ogon i łapy za pomocą taśmy. Zamocuj głowę za pomocą jedwabnego szwu 2-0 wokół górnych siekaczy, aby zapobiec przypadkowemu ruchowi (Rysunek 1).
- Włóż doodbytniczą sondę termiczną (patrz Tabela materiałów), aby monitorować temperaturę ciała i użyj lampy grzewczej na podczerwień nad zwierzęciem, aby utrzymać temperaturę około 37 °C. Zwróć uwagę na wystarczającą odległość między zwierzęciem a lampą, aby uniknąć przegrzania.
- Umieść elektrody igłowe EKG we wszystkich czterech łapach, aby obserwować i rejestrować tętno oraz przebieg EKG. Przymocuj sondę doodbytniczą i elektrody EKG do platformy za pomocą taśmy.
- Nałóż krem do depilacji po lewej stronie klatki piersiowej, aby usunąć włosy i stworzyć czyste pole chirurgiczne.
UWAGA: Ogranicz czas aplikacji i zwróć uwagę na całkowite usunięcie kremu, aby zapobiec poparzeniom chemicznym.
3. Torakotomia
- Wykonaj aseptyczne przygotowanie skóry za pomocą roztworu Betadine, a następnie umieść serwetę chirurgiczną na lewej klatce piersiowej, aby zapewnić sterylne środowisko. Do wykonania zabiegu użyj wysterylizowanego sprzętu. Wykonaj pionowe nacięcie skóry w środkowej części mięśnia piersiowego o długości około 1 cm i odległości 2 mm od lewej granicy mostka.
- Wypluj mięsień piersiowy, aby odsłonić żebra pod spodem. Unikaj przypadkowych obrażeń naczynia. Jeśli wystąpi krwawienie, użyj bawełnianych aplikatorów, aby zatamować krwawienie.
- Wizualizuj żebra i zidentyfikuj przestrzenie międzyżebrowe, obserwując napełniające się płuco przez cienką, półprzezroczystą ścianę klatki piersiowej. Otwórz jamę klatki piersiowej za pomocą nożyczek chirurgicznych, wykonując nacięcie 6-8 mm w trzeciej przestrzeni międzyżebrowej. Upewnij się, że nacięcie znajduje się co najmniej 2 mm od granicy mostka, gdzie znajduje się wewnętrzna tętnica piersiowa.
- Włóż mały wziernik w oko szczura (patrz Tabela materiałów) w przestrzeń międzyżebrową. Będzie on działał jako zwijacz żeber (Rysunek 1A).
- Delikatnie podnieś osierdzie zakrzywionymi kleszczami i rozsuń je.
- Połóż mały kawałek bawełny na płucach i delikatnie popchnij w dół.
4. Przygotowanie do LAD
- LAD wydaje się jaskrawoczerwony i biegnie od aorty pod lewą małżowiną uszną w kierunku wierzchołka. Idealne ułożenie ligatury znajduje się około 2 mm niżej niż końcówka lewej małżowiny usznej. Użyj tułowia płucnego jako markera, aby pomóc zidentyfikować lewą małżowinę uszną i zoptymalizować wizualizację LAD za pomocą dopływu światła (Rysunek 2).
- Użyj stożkowej igły, aby przełożyć szew polipropylenowy 7-0 wokół LAD. Nie należy umieszczać igły zbyt głęboko, ponieważ może wejść do lewej komory, ani zbyt płytko, ponieważ może to uszkodzić LAD.
- Usuń mały kawałek bawełny i sprawdź, czy lewe płuco jest nadal wentylowane.
- Wyjmij zwijacz żeber.
- Upewnij się, że szew ma minimalną długość 15 cm na obu końcach. Odetnij igłę.
- Umieść kawałek rurki PE-50 o średnicy 1 mm na kawałku rurki PE-10 o średnicy 15 mm (patrz Tabela materiałów). Przeprowadź oba końce szwu przez rurkę PE-10 i przesuń rurkę PE grubszym końcem do serca.
5. Zamykanie klatki piersiowej i ekstubacja
- Nałóż trochę żelu z kwasem fusydowym na otwartą przestrzeń międzyżebrową i delikatnie pozwól pozostałemu powietrzu z klatki piersiowej uciec, na krótko blokując odpływ wentylatora. Dodatkowy żel z kwasem fusydowym można dodać do zewnętrznej części rurki PE, aby zapobiec przedostawaniu się powietrza do klatki piersiowej.
- Zamknij mięsień piersiowy za pomocą polipropylenowego ściegu X 5-0 powyżej i poniżej poziomu rurki PE i upewnij się, że pogrubiona część rurki PE znajduje się poniżej poziomu mięśnia.
- Zamknij skórę dwoma szwami polipropylenowymi 5-0 X powyżej i dwoma poniżej rurki PE (Rysunek 1B i Rysunek 3).
- Przy zamkniętej klatce piersiowej zwierzę może ponownie spontanicznie oddychać. Odzwyczaj zwierzęcia od respiratora, powoli zmniejszając objętość oddechową i częstość oddechów. Kiedy zwierzę zacznie oddychać, spontanicznie ostrożnie odłącz rurkę respiratora, ale trzymaj ją na miejscu, dopóki nie zostanie zaobserwowany stabilny wzorzec oddychania.
- Połączyć dopływ izofluranu z stożkiem umieszczonym nad nosem zwierzęcia i przymocowanym do płytki podstawy.
6. Montaż zdalnego narzędzia IR
- Umieść pionową część boczną w płycie podstawy, wkładając ją w szczeliny.
- Użyj cienkiego haczyka, aby wyciągnąć dwa końce szwu i przeciągnij je przez środkowy otwór w bocznej części za balonem (patrz Tabela materiałów).
- Poprowadź jeden z końców szwów nad i wokół balonu. Postępuj zgodnie z drugim końcem szwu pod balonem i wokół niego. Zastosuj żel z kwasem fusydowym, aby uzyskać płynniejsze prowadzenie szwu.
- Przeprowadź końce szwów przez szczeliny na górze części bocznej. Na dystalną część szwu nałóż ciężarek 2,1 g, aby utrzymać każdy koniec szwu na miejscu (Rysunek 1C i Rysunek 4).
UWAGA: Konfiguracja odpowiednich odważników może ulec zmianie i musi zostać wcześniej przetestowana. Szczegółowe informacje można znaleźć na rysunku uzupełniającym 1 i pliku uzupełniającym 1. Konstrukcja zdalnego narzędzia IRI jest przedstawiona na rysunku uzupełniającym 2.
7. Indukcja niedokrwienia i reperfuzji
- Wywołaj niedokrwienie poprzez natychmiastowe napompowanie balonu za pomocą naczyniowej pompy balonowej do 2 barów. Zablokuj pompę. Sprawdź wzrokowo, czy balon jest napompowany, a ciężarki są podniesione (Rysunek 4).
- Potwierdź niedokrwienie, obserwując zmianę w zapisie EKG.
- Pozostaw balon napompowany na ustalony czas zgodnie z określonym protokołem badania (30 minut w prezentowanych eksperymentach).
- Zatrzymaj okluzję, po prostu odblokowując pompę. Ostrożnie opróżnij balon. Sprawdź wzrokowo, czy balon jest opróżniony, a ciężary obniżone.
8. Demontaż zdalnego narzędzia IR
- Przetnij szew i rurkę między zwierzęciem a częścią boczną i ostrożnie usuń część boczną.
- Nałóż żel z kwasem fusydowym w miejscu wprowadzenia rurki do klatki piersiowej. Użyj zakrzywionych kleszczy, aby delikatnie docisnąć skórę do rurki i użyj innych kleszczy, aby wyjąć rurkę. Przetnij pozostały szew blisko skóry.
- Umieść dodatkowy szew z polipropylenu 5-0, aby zamknąć miejsce wyjścia rurki i zminimalizować ryzyko przedostania się powietrza do klatki piersiowej.
9. Koniec narkozy i powrót do
zdrowia- Zatrzymaj dopływ izofluranu i pozwól zwierzęciu obudzić się w cichym, ciepłym i bogatym w tlen środowisku.
- Upewnij się, że mysz nie ma żadnej niewydolności oddechowej, obserwując ją aż do pełnego wyzdrowienia. Podać 0,3 ml sterylnego roztworu soli fizjologicznej (o temperaturze ciała) we wstrzyknięciu dootrzewnowym, aby zapobiec odwodnieniu.
- W przypadku analgezji pooperacyjnej należy podać opioidowy lek przeciwbólowy (buprenorfina, 0,1 mg/kg) podskórnie, zanim zwierzę zacznie chodzić. Sprawdzaj myszy co 4-6 godzin przez następne 24-48 godzin, gdy podawana jest buprenorfina, aby upewnić się, że myszy reagują na leki przeciwbólowe i określić, czy potrzebne są dodatkowe leki przeciwbólowe. Dodatkowe wsparcie powinno obejmować standardowy, zalecany żel lub zacier do leczenia wspomagającego, umieszczany na podłodze klatki po operacji.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Walidację zdolności do indukowania niedokrwienia przeprowadzono za pomocą czterech testów: barwienia chlorkiem trifenylotetrazoliu (TTC) i Sirius Red (SR), pomiaru troponiny I w mięśniu sercowym oraz obrazowania MR z późnym wzmocnieniem gadolinowym (LGE). Ze względu na ograniczoną wielkość próby, istotność statystyczną oceniano za pomocą nieparametrycznego testu Manna-Whitneya. Istotność statystyczną przyjęto dla p < 0,05.
W eksperymentach ostrych (barwienie TTC, n = 15) nie wystąp...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Nowatorska technika zdalnej okluzji przedstawiona w tym badaniu stanowi unikalną platformę do postępu badań w dziedzinie modelowania uszkodzeń niedokrwienno-reperfuzyjnych poprzez uniknięcie konieczności bezpośredniej manipulacji naczyniami podczas początkowej operacji i umożliwienie jednoczesnego obrazowania multimodalnego mięśnia sercowego z wczesnym reperfuzją. Kompleksowa charakterystyka, w tym pomiary troponiny-I, rezonans magnetyczny z kontrastem LGE, TTC i barwienie SR, pokazuje, że proponowana technika jest równo...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają do ujawnienia konfliktu interesów.
Podziękowania
Eksperymenty zostały przeprowadzone w głównym ośrodku KU Leuven 'Molecular Small Animal Imaging Center' (MoSAIC). Autorzy serdecznie dziękują Pani Katarzynie Błażejczyk za pomoc techniczną. Badania były wspierane przez granty badawcze z KU Leuven (C14/20/095) oraz Fundacji Badawczej - Flandria (FWO G0A7722N). M. Algoet jest wspierany przez Fundację Badawczą - Flanders Fellowship Grant (FWO 11A2423N).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Szew jedwabny 2-0 | Sharpoint Products | DC-2515N | |
| 5-0 szew polipropylenowy | Ethicon | 8710H | |
| 7-0 szew polipropylenowy | Ethicon | 8206H | |
| ACCLARENT Urządzenie do napełniania balonów | Johnson& Johnson MedTech | BID30 | |
| Acepromazyna | Kela | ||
| BD Vialon 18 G | BD | 381347 | |
| BD Vialon 20 G | BD | 381334 | |
| Roztwór betadyny | Purdue Pharma | 25655-41-8 | |
| Buprenorfina (Buprenex do wstrzykiwań) | Reckitt Benkiser Healthcare | NDC 12496-0757-1 | |
| Carp Zoom Styl Knijplood 2,1 g (ołowiane ciężarki wędkarskie) | Visdeal.nl | ||
| Dumont #3 Kleszcze | Narzędzia do nauki | 11231-30 | |
| Dumont #5 Kleszcze | Narzędzia do nauki | 11251-30 | |
| Cienkie nożyczki | Fine Science Tools | 14040-10 | |
| Fucydyna | Leo Pharma | ||
| Isoflurane | Abbott | NDC 5260-04-05 | |
| KD Mouse/Rat Eye Speculum | World Precision Instruments | 501897 | |
| KD wziernik myszy/szczura | Światowe instrumenty precyzyjne | 501897 | |
| Ketamina | Dechra | ||
| Źródło światła | Zeiss | KL 1500 | |
| Bruker BioSpin, Ettlingen, Niemcy | BioSpec 70/30 | ||
| Chlorek sodu 0,9% | Baxter | ||
| Nocna lampa grzewcza na podczerwień | Zoo Med Laboratories, Inc. | RS-75 | |
| ParaVision | Bruker BioSpin | wersja 6.0.1 | |
| rurki polietylenowe PE-10 | SAI Technologie infuzyjne | PE-10 | |
| Rurki polietylenowe PE-50 | SAI Technologie infuzyjne | PE-50 | |
| PMMA) | domowej roboty | ||
| Monitor chirurgiczny dla gryzoni | Instrumenty | ||
| Segment v4.0 | Medviso, segment.heiberg.se | R12067 | |
| Samobramkowana sekwencja echa gradientowego | Bruker BioSpin, Ettlingen, Niemcy | IntraGate, ParaVision 6.0.1 | |
| Cienki wydłużony uchwyt na igłę | Fine Science Tools | 12005-15 | |
| Sure-Seal Komora indukcyjna dla myszy / szczura | Świat Precyzyjne instrumenty | EZ-178 | |
| Złącza rurowe, Poly, kształt Y | Westlab | 072025-0001 | |
| Cewnik dylatacyjny Ultraverse 035 PTA: 5mm x 40mm, balon RBP 17 ATM na cewniku o długości 130 cm | Bard Peripheral Vascular, Inc. | ||
| Veet (krem do depilacji) | Reckitt Benkiser | ||
| , MiniVent Model 845 | Hugo Sachs | 73-0043 | |
| Vidisic | BAUSCH & LOMB PHARMA | 685313 | |
| Xylazine | Bayer |
Bibliografia
- Bryda, E. C. The mighty mouse: The impact of rodents on advances in biomedical research. Mo Med. 110 (3), 207-211 (2013).
- Fishbein, M. C., et al. Early phase acute myocardial infarct size quantification: Validation of the triphenyl tetrazolium chloride tissue enzyme staining technique. Am Heart J. 101 (5), 593-600 (1981).
- Ibáñez, B., et al. Evolving therapies for myocardial ischemia/reperfusion injury. J Am Coll Cardiol. 65 (14), 1454-1471 (2015).
- Dąbrowska, A. M., et al. The immune response to surgery and infection. Cent Eur J Immunol. 39 (4), 532-537 (2014).
- Muthuramu, I., et al. Permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice: a model of post-myocardial infarction remodelling and heart failure. J Vis Exp. (94), e52206(2014).
- Nickles, H. T., et al. Mechanical ventilation causes airway distension with proinflammatory sequelae in mice. Am J Physiol-Lung C. 307 (1), L27-L37 (2014).
- Reed, G. W., et al. Acute myocardial infarction. Lancet. 389 (10065), 197-210 (2017).
- Rittié, L. Method for picrosirius red-polarization detection of collagen fibers in tissue sections. Methods Mol Biol. 1627, 395-407 (2017).
- Schwarte, L. A., et al. Mechanical ventilation of mice. Basic Res Cardiol. 95 (6), 510-520 (2000).
- Vaneker, M., et al. Mechanical ventilation induces a Toll/Interleukin-1 receptor domain-containing adapter-inducing interferon β-dependent inflammatory response in healthy mice. Anesthesiology. 111, 836-843 (2009).
- Van Allen, N. R., et al. The role of volatile anesthetics in cardioprotection: A systematic review. Med Gas Res. 2, 22(2012).
- Kumar, D., et al. Distinct mouse coronary anatomy and myocardial infarction consequent to ligation. Coron Artery Dis. 16 (1), 41-44 (2005).
- Bayat, H., et al. Progressive heart failure after myocardial infarction in mice. Basic Res Cardiol. 97 (3), 206-213 (2002).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
