Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Zastosowanie badawcze fali uderzeniowej indukowanej laserem do badania uszkodzeń ślimaka wywołanych wybuchem

1.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/66396

⸱

1 marca 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Otolaryngology, Head and Neck Surgery, National Defense Medical College, 2Division of Bioinformation and Therapeutic Systems, National Defense Medical College, 3Department of Biochemistry, National Defense Medical College

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj opisujemy eksperymentalne protokoły tworzenia zwierzęcego modelu uszkodzenia ślimaka wywołanego wybuchem za pomocą fali uderzeniowej indukowanej laserem (LISW). Narażenie kości skroniowej na LISW pozwala na odtworzenie patofizjologii ślimaka wywołanej przez blasty. Ten model zwierzęcy może stać się platformą do wyjaśnienia patologii ślimaka i zbadania potencjalnych metod leczenia urazów spowodowanych wybuchem.

Streszczenie

Ucho jest organem najbardziej podatnym na nadciśnienie eksplozji, a urazy ślimaka często występują po ekspozycji na wybuch. Narażenie na wybuch może prowadzić do odbiorczego ubytku słuchu (SNHL), który jest nieodwracalnym ubytkiem słuchu, który negatywnie wpływa na jakość życia. Szczegółowe patologie ślimaka wywołane wybuchem, takie jak utrata komórek rzęsatych, neurony spiralnego zwoju, synapsy ślimaka i zakłócenie stereocilii, zostały już wcześniej udokumentowane. Jednak określenie pogorszenia stanu czuciowo-nerwowego ślimaka po urazie spowodowanym wybuchem jest trudne, ponieważ zwierzęta narażone na nadciśnienie zwykle doświadczają perforacji błony bębenkowej (TMP), która powoduje jednoczesny przewodzeniowy ubytek słuchu. Aby ocenić czystą odbiorczą dysfunkcję ślimaka, opracowaliśmy eksperymentalny model zwierzęcy uszkodzenia ślimaka wywołanego wybuchem za pomocą fali uderzeniowej indukowanej laserem. Metoda ta pozwala uniknąć TMP i współistniejących urazów ogólnoustrojowych oraz odtwarza funkcjonalny spadek składowej SNHL w sposób zależny od energii po ekspozycji na LISW. Ten model zwierzęcy może stać się platformą do wyjaśnienia mechanizmów patologicznych i zbadania potencjalnych metod leczenia dysfunkcji ślimaka wywołanej przez blasty.

Wprowadzenie

Ubytek słuchu i szumy uszne należą do najczęstszych niepełnosprawności, zgłaszanych aż u 62% weteranów1. U osób narażonych na nadciśnieni> Co więcej, badania przeprowadzone na osobach narażonych na wybuchy sugerują, że narażenie na wybuch często powoduje zaburzenia w słuchowej rozdzielczości czasowej, nawet jeśli progi słyszenia mieszczą się w normalnym zakresie, co jest znane jako "ukryty ubytek słuchu (HHL)"3. Powszechnie wiadomo, że w pat> Zwyrodnienie synaptyczne powoduje upośledzenie przetwarzania słuchowego i jest głównym czynnikiem przyczyniającym się do rozwoju HHL5. Tak więc narządy słuchu są delikatnymi elementami zawierającymi złożone i wysoce zorganizowane struktury. Jednak dokładny mechanizm, za pomocą którego fale uderzeniowe wpływają na ucho wewnętrzne na poziomie komórkowym, pozostaje niejasny. Wynika to z wyzwań związanych z odtworzeniem precyzyjnych klinicznych i mechanicznych zawiłości urazów spowodowanych wybuchem w warunkach laboratoryjnych oraz złożoności patologii ślimaka wywołanych wybuchem.

Podstawowym składnikiem obrażeń spowodowanych wybuchem jest fala uderzeniowa (SW), charakteryzująca się szybkim i wysokim wzrostem ciśnienia szczytowego6. Złożoność obrażeń spowodowanych wybuchem została szeroko zbadana w licznych badaniach retrospektywnych7,8,9. Istnieją różne urządzenia do generowania wybuchów, takie jak sprężony gaz10, rury uderzeniowe11 i materiały wybuchowe o małej sile 12, przy różnych poziomach ciśnienia. Przebieg ciśnienia SW generowany przez niedawno opracowane urządzenia bardzo przypominał przebieg rzeczywistej eksplozji. Ważną koncepcją w tworzeniu zwierzęcego modelu odbiorczego ubytku słuchu wywołanego wybuchem jest zminimalizowanie współistniejących urazów, innych niż uszkodzenia słuchu, w celu zmniejszenia śmiertelności zwierząt. W związku z tym opracowano badania nad obrażeniami spowodowanymi wybuchem, w których rurki uderzeniowe zostały zminiaturyzowane, a moc wyjściowa może być precyzyjnie kontrolowana, dzięki czemu narażone zwierzęta rzadko umierają. Jednakże, mimo że w tych modelach zwierzęcych zwykle rozwijają się powikłania, takie jak TMP, ocena funkcji ślimaka jest trudna ze względu na współistniejący przewodzeniowy ubytek słuchu2. Wcześniej przeprowadziliśmy badanie na zwierzętach chronionych przed uszami na obrażeniach spowodowanych wybuchem przy użyciu zatyczek do uszu i nie znaleźliśmy częstości występowania TMP13. Zatyczki do uszu mogą częściowo łagodzić poważne uszkodzenia ślimaka, ale nie neurodegenerację centralnego słuchu ani rozwój szumów usznych. W ten sposób zatyczki do uszu chronią ślimak, a także błonę bębenkową. Jednak do zbadania patofizjologii ślimaka spowodowanej przez blast wymagany jest zwierzęcy model czystego uszkodzenia ślimaka wywołanego wybuchem bez TMP.

Wcześniej opracowaliśmy model miejscowego uszkodzenia ucha wewnętrznego u szczurów i myszy za pomocą laserowo indukowanej fali uderzeniowej (LISW)14,15. Metoda ta może być bezpiecznie i łatwo wykonana na standardowym poziomie laboratoryjnym i została wykorzystana do generowania modeli urazów płuc i uderzeń głowy16,17. Energię LISW można regulować, zmieniając typ i moc lasera, co pozwala na kontrolę nad stopniem uszkodzenia ślimaka. Model uszkodzenia ślimaka wywołany przez LISW jest cenny dla badania mechanizmów SNHL spowodowanych urazami spowodowanymi wybuchem i badania potencjalnych metod leczenia. W tym badaniu opisujemy szczegółowe protokoły eksperymentalne tworzenia mysiego modelu uszkodzenia ślimaka wywołanego blastem za pomocą LISW i pokazujemy zwyrodnienie ślimaka, w tym utratę komórek rzęsatych (HC), synaps ślimakowych i neuronów spiralnych (SGN), w sposób zależny od energii u myszy po ekspozycji na LISW.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury eksperymentalne zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Narodowego Kolegium Medycznego Obrony (zatwierdzenie #18050) i przeprowadzone zgodnie z wytycznymi Narodowych Instytutów Zdrowia oraz Ministerstwa Edukacji, Kultury, Sportu, Nauki i Technologii Japonii. Dołożono wszelkich starań, aby zminimalizować liczbę zwierząt i ich cierpienie.

1. Zwierzęta

  1. Użyj 8-tygodniowych samców myszy CBA/J, aby postępować zgodnie z tym protokołem. Przed eksperymentem poddaj myszy testowi funkcji słuchu i endoskopowej obserwacji błony bębenkowej, aby zapewnić normalność.
  2. Podziel 27 myszy CBA/J na trzy grupy: (1) grupa narażona na 2,0 J/cm2 (n = 9 myszy); (2) grupa narażona 2,25 J/cm2 (n = 9 myszy); i (3) grupa narażona na 2,5 J/cm2 (n = 9 myszy). Usuń wszystkie uszy do oceny 1 miesiąc po ekspozycji na LISW.

2. Eksperymentalne ustawienia ekspozycji LISW

  1. Tarcza laserowa to dysk z kauczuku naturalnego o średnicy 10 mm i grubości 0,5 mm. Aby zwiększyć impuls LISW, użyj kleju spawalniczego na bazie żywicy akrylowej, aby przykleić przezroczysty arkusz politereftalanu etylenu (PET) o grubości 1,0 mm do górnej części obszaru docelowego. Naświetlić laser Nd:YAG o długości fali 532 nm, aby wygenerować LISW za celem (Rysunek 1A).
  2. Skoncentruj impuls laserowy za pomocą soczewki płasko-wypukłej na plamkę o średnicy 3,0 mm na tarczy laserowej.
  3. Użyj promieniowania LISW, aby wytworzyć plazmę na powierzchni łączącej dwa materiały i odparować gumę (ablacja za pośrednictwem plazmy), pozostawiając odparowaną gumę we wnęce.
  4. Użyj hydrofonu, aby zmierzyć falę ciśnienia LISW na głębokości 1.0 mm pod wodą, a nie w żywej tkance. Umieść hydrofon światłowodowy o średnicy 0,25 mm pod czarną gumą 1,0 mm pod powierzchnią wody, aby zarejestrować przebiegi ciśnienia LISW i zmierzyć je za pomocą oscyloskopu cyfrowego.
    UWAGA: Przebiegi ciśnienia wykazywały stabilną charakterystykę przy podobnym maksymalnym ciśnieniu i impulsie, jak pokazano na Rysunek 1B.
  5. Wszystkie zabiegi na zwierzętach należy wykonywać w znieczuleniu ogólnym, stosując iniekcje dootrzewnowe chlorowodorku medetomidyny 1 mg/kg i 75 mg/kg ketaminy. Nałóż maść okulistyczną na oba oczy myszy, aby zapobiec wysuszeniu i zapewnić wsparcie cieplne.
  6. Ostrożnie ogol okolice zauszne, aby uniknąć zatrzymywania powietrza uwięzionego w sierści. Zamocuj myszy na talerzu i umieść obszary zauszne w obszarze ogniskowym LISW w pionie w górę.
  7. Przymocuj czarną gumową tarczę przezskórnie do zausznej części ucha myszy. Aby zapewnić dopasowanie impedancji akustycznej, należy użyć żelu przewodzącego ultradźwięki między celem lasera a powierzchnią skóry.
  8. Zastosuj pojedynczy impuls LISW do ślimaka przez kość skroniową. Ustaw wyjścia impulsów laserowych na trzy gęstości energii: 2.0 J/cm2 , 2.25 J/cm2 i 2.5 J/cm2.

3. Test funkcjonalny ślimaka

UWAGA: Testy słuchowej odpowiedzi pnia mózgu (ABR) zostały przeprowadzone zgodnie z wcześniejszymi raportami14,15.

  1. Wykonaj pomiar ABR 1 dzień przed i 1 dzień oraz 1 miesiąc po ekspozycji na LISW.
  2. ABR jest słuchowym potencjałem wywołanym w odpowiedzi na bodźce słuchowe i jest powszechnie stosowany do oceny progów słyszenia przy czterech częstotliwościach (12,0 kHz, 16,0 kHz, 20,0 kHz i 24,0 kHz).
  3. Zaprezentuj dźwięk stymulacji przez małą słuchawkę i zmierz poziom ciśnienia akustycznego w pobliżu błony bębenkowej myszy za pomocą małego mikrofonu umieszczonego w pobliżu słuchawki. Wysyłaj bodźce impulsowe z generatora dźwięku z prędkością 37 cykli/s i wzmacniaj ciśnienie akustyczne z poziomu ciśnienia akustycznego (SPL) 20 dB do 80 dB SPL w krokach co 5 dB SPL.
  4. Umieść elektrodę igłową ze stali nierdzewnej do zapisu elektroencefalogramu pod kanałem słuchowym i przednią częścią ucha, a następnie włóż elektrodę masową pod ogonową okolicę ogona.
  5. Oceń funkcje ślimaka, mierząc amplitudę piku ABR I (P1). Automatycznie analizuj przebiegi ABR w odniesieniu do progów słyszenia i amplitudy ABR P1 za pomocą oprogramowania do analizy pików ABR, jak wcześniej raportowano18.
  6. Oblicz przesunięcia progowe ABR, odejmując progi uzyskane przed ekspozycją. Porównaj przesunięcia progowe ABR w trzech narażonych grupach z tymi w nieeksponowanych uszach przeciwległych (kontrola). Zmierz amplitudy ABR za pomocą kształtu fali ABR podczas stymulacji 80 dB SPL.

4. Ocena histologiczna

UWAGA: Ocena histologiczna została przeprowadzona zgodnie z wcześniejszym opisem14,15.

  1. HC i synapsa ślimakowa
    1. Wykonaj badanie patomorfologiczne ślimaka 1 miesiąc po ekspozycji na LISW.
    2. Potwierdź głębokość znieczulenia poprzez uszczypnięcie palca u nogi przed perfuzją. Po hemoperfuzji z mleczanowym roztworem Ringera należy przeprowadzić perfuzję przezsercową z 1 ml/g 4% paraformaldehydu (PFA). Po dekapitacji należy usunąć ślimak i wykonać perfuzję bezpośrednio z 4% PFA, a następnie utrwalić w temperaturze 4 °C przez noc.
    3. Po utrwaleniu odwapnić ślimak, wstrząsając roztworem kwasu etylenodiaminotetraoctowego (EDTA) o stężeniu 0,5 mol/l przez 2 dni.
    4. Podziel zdemineralizowany ślimak na cztery części. Po zamrożeniu każdego kawałka ślimaka na suchym lodzie przez 10 minut, wykonaj blokowanie w temperaturze pokojowej przez 1 godzinę w 5% normalnej surowicy końskiej po prostu sprzężonej z 0,3% Triton X w celu przepuszczalności.
    5. Użyj przeciwciał anty-miozyny 7a (Myo7A), białka wiążącego anty-C-end (CtBP2) i przeciwciał anty-neurofilamentowych (NF) jako przeciwciał pierwszorzędowych i inkubuj w temperaturze 37 °C przez noc. Użyj przeciwciał Myo7A, CtBP2 i NF do oceny odpowiednio HC, wstążek presynaptycznych i włókien nerwowych ślimaka.
    6. Niezwiązane przeciwciało pierwszorzędowe zmyć solą fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS) przez 5 x 3 min. Próbki należy inkubować z odpowiednimi przeciwciałami drugorzędowymi w temperaturze 37 °C przez 2 godziny. Po zabarwieniu myć próbki przez 3 x 5 minut PBS i zamknąć próbki na szkiełku szkiełkowym rozpuszczalnym w wodzie środkiem kapsułkującym za pomocą szkła nakrywkowego.
    7. W celu oceny należy uzyskać cały obraz ślimaka (podzielony na cztery części) w 10-krotnym powiększeniu i obliczyć mapę częstotliwości ślimaka za pomocą wspomnianej wtyczki oprogramowania ImageJ, aby precyzyjnie zlokalizować określone regiony ślimaka przy częstotliwości 12,0 kHz, 16,0 kHz, 20,0 kHz i 24,0 kHz.
    8. Oblicz wskaźniki przeżycia HC i liczbę synaps przy każdej częstotliwości.
      1. Aby obliczyć wskaźniki przeżycia HC, należy policzyć liczbę ocalałych i brakujących HC na 200 μm długości przy każdej częstotliwości i obliczyć wskaźnik przeżycia HC za pomocą równania (1) pokazanego poniżej:
        Wskaźnik przeżycia HC (%) = (liczba ocalałych HC / Liczba ocalałych i brakujących HC) × 100 (1)
      2. Aby obliczyć liczbę synaps, należy uzyskać obrazy stosu z o wysokiej rozdzielczości wewnętrznego obszaru HC za pomocą soczewki obiektywowej z olejkiem (63×) z 3,1-krotnym zoomem cyfrowym i krokiem 0,25 μm pod konfokalną mikroskopią fluorescencyjną. Zaimportuj stosy obrazów do ImageJ i automatycznie zlicz punkty CtBP2 na IHC w zakresie 50 μm w każdym stosie obrazów. Oblicz współczynnik przeżycia wstęg synaptycznych za pomocą równania (2):
        Wskaźnik przeżywalności wstążek synaptycznych (%) = (liczba wstążek synaptycznych w uszach odsłoniętych przez LISW / liczba wstążek synaptycznych w uszach kontrolnych) × 100 (2)
    9. W przypadku skaningowej mikroskopii elektronowej (SEM) należy usunąć ślimak, jak opisano wcześniej, a następnie połączyć go 2% PFA i 2,5% aldehydu glutarowego w temperaturze 4 °C przez noc. Po odwapnieniu ślimaka przez wytrząsanie w roztworze EDTA o stężeniu 0,5 mol/l w temperaturze 4 °C przez 7 dni, należy rozdzielić ślimak na cztery części w celu przygotowania go w całości.
    10. Utrwalić tkanki 1% tetratlenkiem osmu w temperaturze 4 °C przez 30 minut, odwodnić w 50% etanolu w temperaturze pokojowej przez 10 minut, powtórzyć z 70 %, 80 %, 95 %, a następnie 100 % etanolem, rozpylić osmem i zbadać pod mikroskopem elektronowym przy napięciu 5,0 kV, jak wcześniej podano14.
    11. Przeprowadź analizę ilościową rozerwania wiązki stereorzęskowej w zewnętrznych komórkach rzęsatych (OHC), obliczając stosunek zakłóconych stereocilii (liczba zakłóconych stereocilii OHC/całkowita liczba stereocilii OHC) w każdej grupie energetycznej przy użyciu obrazów SEM14. Policz liczbę stereocilii na 100 μm w środku obszarów 16,0 i 24,0 kHz. Oznacz jeden lub więcej rzędów wiązek OHC, które są wygięte w bok, splątane lub pozbawione podstawy, jako przerwane.
  2. Numery SGN
    1. Aby ilościowo ocenić liczbę SGN po 1 miesiącu od ekspozycji na LISW, należy przeprowadzić perfuzję przezsercową z 4% PBS, zdekapitować, usunąć ślimak i wykonać stabilizację tylną w tych samych warunkach, jak opisano powyżej. Odwapnić ślimak w 0,5 M EDTA przez 1 tydzień.
    2. Po odwapnieniu zanurz ślimaki w 30% sacharozie na noc, zanurz je w związku kriosekcji, zamroź w ciekłym azocie, aby przygotować skrawki w pobliżu kanału Rosenthala o grubości 15 μm, wybarwij hematoksyliną i eozyną i obejrzyj je pod mikroskopem świetlnym14.
    3. W celu pomiaru gęstości SGN należy policzyć liczbę SGN w środkowym zwrocie kanału Rosenthala i obliczyć przeżycie SGN na kontrolę.

5. Analiza statystyczna

  1. Wykonuj analizy statystyczne za pomocą wybranego oprogramowania.
  2. Analizuj różnice statystyczne w przesunięciu progu ABR, HC, SGN i liczbie synaps za pomocą dwukierunkowych pomiarów powtarzanych ANOVA ["częstotliwość lub części ślimaka (wierzchołkowe/środkowe/zasadowe)" × "grupy zwierząt"], dwukierunkowej analizy wariancji (ANOVA), a następnie testu wielokrotnego porównania Tukeya post hoc.
  3. Przedstaw wszystkie dane jako średni ± błąd standardowy i ustaw poziom istotności statystycznej na p < 0,05.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Kształt fali LISW
Powtarzalność kształtu fali ciśnienia LISW mierzono 5 razy przy energii 2,0 J/cm2 w następujący sposób. Kształty fal były ogólnie podobne i stabilne, wykazując gwałtowny wzrost przy szerokości czasowej, ciśnieniu szczytowym i impulsie wynoszących odpowiednio 0,43±0,4 µs, 92,1 ± 6,8 MPa oraz 14,1 ± 1,9 Pa∙s (mediana ± SD), co odpowiada charakterystyce SW (Rycina 1B). LISW charakteryzują się krótkim czasem narastania, wysokim ciśnieniem szczyto...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Badanie to miało na celu walidację mysiego modelu uszkodzenia ślimaka wywołanego wybuchem za pomocą LISW. Nasze odkrycia wykazały, że po zastosowaniu LISW przez kość skroniową, odsłonięte ucho myszy wykazywało konsekwentny patologiczny i fizjologiczny spadek ślimaka, któremu towarzyszył wzrost nadciśnienia LISW. Wyniki te wskazują, że ten mysi model jest odpowiedni do replikacji różnych patologii ślimaka poprzez dostosowanie danych wyjściowych LISW. W szczególności ten mysi model dysfunkcji ślimaka wywołany przez LISW mo...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie pozostają w konflikcie interesów.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez dwa granty od JSPS KAKENHI (Granty o numerach 21K09573 (K.M.) i 23K15901 (T.K.)).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Laser Nd:YAG 532 nm z przełączaniem Q Oprogramowanie doBrilliant b
ABRMass Eye and EarN/AEPL Cochlear Function Test Suite
Klej do spawania żywicy akrylowej Acrysunday Co., LtdN/A
konfokalna mikroskopia fluorescencyjnaLeicaTCS SP8
Związek kriosekcyjnySakuraTissue-Tek OCT
CtBP2przeciwciało BD Transdukcja# 612044
Dielektryczne lustra wielowarstwoweSIGMAKOKI CO., LTDTFMHP-50C08-532M1-M3
OscyloskopcyfrowyTektronixDPO4104B
SłuchawkiCUICDMG15008-03A
HydrofonRP akustyka e.K.
Wtyczka oprogramowania FOPH2000 Image JLinia pomiarowaNIHhttps://myfiles.meei.harvard.edu/xythoswfs/webui/_xy-e693768_1-t_wC4oKeBD
Mikroskop świetlnyKeyence CorporationBZ-X700
Przeciwciało Myosin 7AProteus Biosciences#25– 6790 
Przeciwciało neurofilamentoweSigma#AB5539
Soczewka płasko-wypukłaSIGMAKOKI CO., LTDSLSQ-30-200PM
Oprogramowanie pryzmatyczneGraphPadN/Aver.8.2.1
Skaningowy mikroskop elektronowyJEOL LtdJSM-6340F
Mały endoskop cyfrowyAVS Co., LtdAE-C1
Galaretka ultradźwiękowaHitachi Aloka MedicalN/A
Zmienny tłumikShowa Optronics Co.Nie dotyczyObecnie dostępny następca: KYOCERA SOC Corporation, RWH-532HP II
Rozpuszczalny w wodzie enkapsulant Dako#S1964
analizy pików Quantel

Bibliografia

  1. Arun, P., et al. Blast exposure causes long-term degeneration of neuronal cytoskeletal elements in the cochlear nucleus: A potential mechanism for chronic auditory dysfunctions. Front Neurol. 12, 652190(2021).
  2. Kurioka, T., Mizutari, K., Satoh, Y., Shiotani, A. Correlation of blast-induced tympanic membrane perforation with peripheral cochlear synaptopathy. J Neurotrauma. 39 (13-14), 999-1009 (2022).
  3. Liberman, M. C., Epstein, M. J., Cleveland, S. S., Wang, H., Maison, S. F. Toward a differential diagnosis of hidden hearing loss in humans. PLoS One. 11 (9), e0162726(2016).
  4. Koizumi, Y., et al. Y-27632, a rock inhibitor, improved laser-induced shock wave (lisw)-induced cochlear synaptopathy in mice. Mol Brain. 14 (1), 105(2021).
  5. Parthasarathy, A., Kujawa, S. G. Synaptopathy in the aging cochlea: Characterizing early-neural deficits in auditory temporal envelope processing. J Neurosci. 38 (32), 7108-7119 (2018).
  6. Kurioka, T., et al. Characteristics of laser-induced shock wave injury to the inner ear of rats. J Biomed Opt. 19 (12), 125001(2014).
  7. Paik, C. B., Pei, M., Oghalai, J. S. Review of blast noise and the auditory system. Hear Res. 425, 108459(2022).
  8. Bryden, D. W., Tilghman, J. I., Hinds, S. R. Blast-related traumatic brain injury: Current concepts and research considerations. J Exp Neurosci. 13, 1179069519872213(2019).
  9. Ma, X., Aravind, A., Pfister, B. J., Chandra, N., Haorah, J. Animal models of traumatic brain injury and assessment of injury severity. Mol Neurobiol. 56 (8), 5332-5345 (2019).
  10. Shao, N., et al. Central and peripheral auditory abnormalities in chinchilla animal model of blast-injury. Hear Res. 407, 108273(2021).
  11. Ou, Y., et al. Traumatic brain injury induced by exposure to blast overpressure via ear canal. Neural Regen Res. 17 (1), 115-121 (2022).
  12. Cho, S. I., et al. Mechanisms of hearing loss after blast injury to the ear. PLoS One. 8 (7), e67618(2013).
  13. Kurioka, T., Mizutari, K., Satoh, Y., Kobayashi, Y., Shiotani, A. Blast-induced central auditory neurodegeneration affects tinnitus development regardless of peripheral cochlear damage. J Neurotrauma. , (2023).
  14. Niwa, K., et al. Pathophysiology of the inner ear after blast injury caused by laser-induced shock wave. Sci Rep. 6, 31754(2016).
  15. Kimura, E., et al. Effect of shock wave power spectrum on the inner ear pathophysiology in blast-induced hearing loss. Sci Rep. 11 (1), 14704(2021).
  16. Satoh, Y., et al. Pulmonary blast injury in mice: A novel model for studying blast injury in the laboratory using laser-induced stress waves. Lasers Surg Med. 42 (4), 313-318 (2010).
  17. Kawauchi, S., et al. Effects of isolated and combined exposure of the brain and lungs to a laser-induced shock wave(s) on physiological and neurological responses in rats. J Neurotrauma. 39 (21-22), 1533-1546 (2022).
  18. Cassinotti, L. R., et al. Cochlear neurotrophin-3 overexpression at mid-life prevents age-related inner hair cell synaptopathy and slows age-related hearing loss. Aging Cell. 21 (10), e13708(2022).
  19. Kujawa, S. G., Liberman, M. C. Adding insult to injury: Cochlear nerve degeneration after "temporary" noise-induced hearing loss. J Neurosci. 29 (45), 14077-14085 (2009).
  20. Hickman, T. T., Smalt, C., Bobrow, J., Quatieri, T., Liberman, M. C. Blast-induced cochlear synaptopathy in chinchillas. Sci Rep. 8 (1), 10740(2018).
  21. Jiang, S., Sanders, S., Gan, R. Z. Hearing protection and damage mitigation in chinchillas exposed to repeated low-intensity blasts. Hear Res. 429, 108703(2023).
  22. Nakagawa, A., et al. Mechanisms of primary blast-induced traumatic brain injury: Insights from shock-wave research. J Neurotrauma. 28 (6), 1101-1119 (2011).
  23. Wu, P. Z., Liberman, M. C. Age-related stereocilia pathology in the human cochlea. Hear Res. 422, 108551(2022).
  24. Kurabi, A., Keithley, E. M., Housley, G. D., Ryan, A. F., Wong, A. C. Cellular mechanisms of noise-induced hearing loss. Hear Res. 349, 129-137 (2017).
  25. Kim, J., Xia, A., Grillet, N., Applegate, B. E., Oghalai, J. S. Osmotic stabilization prevents cochlear synaptopathy after blast trauma. Proc Natl Acad Sci U S A. 115 (21), E4853-E4860 (2018).
  26. Hu, N., Rutherford, M. A., Green, S. H. Protection of cochlear synapses from noise-induced excitotoxic trauma by blockade of ca(2+)-permeable ampa receptors. Proc Natl Acad Sci U S A. 117 (7), 3828-3838 (2020).
  27. Wan, G., Gomez-Casati, M. E., Gigliello, A. R., Liberman, M. C., Corfas, G. Neurotrophin-3 regulates ribbon synapse density in the cochlea and induces synapse regeneration after acoustic trauma. Elife. 3, e03564(2014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

zmysłowa niedosłuchowośćodpowiedź pnia mózgu na bodźce słuchowekomórki rzęsate ślimakaneurony zwoju spiralnegoperforacja błony bębenkowejmodel zwierzęcy ślimakaliczba wstążek synaptycznychmapa częstotliwości ślimaka
Zastosowanie badawcze fali uderzeniowej indukowanej laserem do badania uszkodzeń ślimaka wywołanych wybuchem
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.