Opisano procedurę chirurgiczną polegającą na wykonaniu zastrzyków do spłuczki lędźwiowej młodego szczura. Podejście to zostało wykorzystane do dokanałowego dostarczania wektorów terapii genowej, ale przewiduje się, że podejście to może być stosowane w różnych terapiach, w tym komórkach i lekach.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Podanie wektorowe dokanałowo u młodych szczurów przez wstrzyknięcie do spłuczki lędźwiowej
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Terapia genowa to potężna technologia dostarczania pacjentowi nowych genów do leczenia choroby, czy to w celu wprowadzenia funkcjonalnego genu, dezaktywacji toksycznego genu, czy też dostarczenia genu, którego produkt może modulować biologię choroby. Metoda podawania wektora terapeutycznego może przybierać różne formy, od infuzji dożylnej do podania ogólnoustrojowego po bezpośrednie wstrzyknięcie do tkanki docelowej. W przypadku zaburzeń neurodegeneracyjnych często pożądane jest pochylenie transdukcji w kierunku mózgu i/lub rdzenia kręgowego. Najmniej inwazyjne podejście ukierunkowane na cały ośrodkowy układ nerwowy polega na wstrzyknięciu do płynu mózgowo-rdzeniowego (CSF), dzięki czemu terapia dociera do dużej części ośrodkowego układu nerwowego. Najbezpieczniejszym podejściem do dostarczenia wektora do płynu mózgowo-rdzeniowego jest śródkanałowe wstrzyknięcie lędźwiowe, w którym igła jest wprowadzana do spłuczki lędźwiowej rdzenia kręgowego. Ta technika, znana również jako nakłucie lędźwiowe, jest szeroko stosowana u noworodków i dorosłych gryzoni oraz w dużych modelach zwierzęcych. Chociaż technika ta jest podobna u różnych gatunków i etapów rozwoju, subtelne różnice w rozmiarze, strukturze i elastyczności tkanek otaczających przestrzeń śródoponową wymagają dostosowania w podejściu. W artykule opisano metodę wykonywania nakłucia lędźwiowego u młodych szczurów w celu dostarczenia wektora serotypu 9 związanego z adeno. W tym przypadku do spłuczki lędźwiowej wstrzyknięto 25-35 μl wektora, a do oceny profilu transdukcji wynikającego z każdego wstrzyknięcia użyto reportera z zielonym białkiem fluorescencyjnym (GFP). Omówiono korzyści i wyzwania związane z tym podejściem.
Wprowadzenie
Obietnica terapii genowych za pośrednictwem wirusa została w końcu zrealizowana w ostatnich latach dzięki zatwierdzeniu przez FDA metod leczenia rdzeniowego zaniku mięśni, dystrofii siatkówki, hemofilii czynnika IX, raka i innych1,2,3,4. Obecnie opracowywane są niezliczone inne terapie. Terapia genowa ma na celu dostarczenie genu terapeutycznego do komórek pacjenta. Produkty tego nowego genu mogą zastąpić brakującą aktywność z niedoboru genu endogennego, hamować toksyczny gen, zabijać komórki rakowe lub zapewniać inne korzystne funkcje.
W przypadku chorób wpływających na ośrodkowy układ nerwowy (OUN), często pożądane jest dostarczenie wektora terapii genowej bezpośrednio do tkanki docelowej. Podejścia niesystemowe zapewniają dwie korzyści: minimalizują skutki uboczne poza celem, które mogą być spowodowane transdukcją obwodową, oraz znacznie zmniejszają ilość wektora potrzebną do osiągnięcia odpowiedniego poziomu transdukcji w tkance docelowej5.
Istnieje wiele różnych podejść do dostarczania wektorów terapii genowej do OUN. Wstrzyknięcie śródmiąższowe, czyli wstrzyknięcie wektora bezpośrednio do rdzenia kręgowego lub tkanki mózgowej, może być stosowane do dostarczania do określonego regionu. Jednak w przypadku wielu chorób pożądana jest szeroka transdukcja OUN. Można to osiągnąć, dostarczając wektor do płynu mózgowo-rdzeniowego (CSF)5, płynu, który przepływa w mózgu i rdzeniu kręgowym oraz wokół nich. Istnieją trzy podstawowe sposoby dostarczania wektorów do płynu mózgowo-rdzeniowego. Najbardziej inwazyjnym podejściem jest poród śródmózgowo-komorowy, który polega na wywierceniu otworu w czaszce i wprowadzeniu igły przez mózg do komór bocznych. W ten sposób dochodzi do transdukcji w całym mózgu. Jednak procedura może spowodować krwotok śródczaszkowy, a podejście to na ogół powoduje tylko ograniczoną transdukcję rdzenia kręgowego6. Wstrzyknięcie w cisterna magna u podstawy czaszki jest mniej inwazyjne, ale niesie ze sobą ryzyko uszkodzenia pnia mózgu. Chociaż często stosowany w badaniach na zwierzętach5, wstrzyknięcie do cisterna magna nie jest już rutynowo stosowane w klinice7. Nakłucie lędźwiowe jest najmniej inwazyjnym podejściem dostępu do płynu mózgowo-rdzeniowego. Polega to na umieszczeniu igły między dwoma kręgami lędźwiowymi i w spłuczce lędźwiowej.
Nakłucie lędźwiowe w celu dostarczenia wektora jest rutynowo wykonywane u dorosłych szczurów i myszy oraz u noworodków myszy8,9. Autorzy tego badania przeprowadzili niedawno nakłucia lędźwiowe u młodych szczurów (w wieku 28-30 dni) w celu dostarczenia wektorów serotypu 9 (AAV9) związanego z adenowirusem. U dorosłych szczurów igłę do nakłucia lędźwiowego noworodka umieszczono pionowo między kręgami L3 i L49. Prawidłowe umieszczenie powoduje ruch ogonem i przepływ płynu mózgowo-rdzeniowego do zbiornika igły. Jednak u młodych szczurów żaden z tych odczytów nie mógł zostać osiągnięty. Następnie autorzy podjęli próbę adaptacji procedury na dorosłej myszy przy użyciu strzykawki insulinowej 27 G umieszczonej pod kątem między L5 i L610. U dorosłych myszy, które są zazwyczaj mniejsze niż szczury P28, nie powoduje to machania ogonem, ale nieprawidłowe umieszczenie igły jest widoczne w przepływie wstecznym wstrzykniętego. Jednak u młodych szczurów takie podejście jednolicie prowadziło do wstrzykiwania zewnątrzoponowego, co prawdopodobnie wynikało z różnej elastyczności warstw tkanek otaczających rdzeń kręgowy między dorosłymi myszami a młodymi szczurami. Następnie oceniano podejścia cewnikowe. W szczególności cewnik został wprowadzony przez nacięcie w oponie twardej spłuczki lędźwiowej i do środkowej części klatki piersiowej rdzenia kręgowego; Jednak takie podejście doprowadziło do znacznego refluksu wstrzyknięcia z powrotem z miejsca nacięcia podczas porodu. Próby wprowadzenia cewnika do przestrzeni dooponowej przezskórnie za pomocą igły prowadzącej również zakończyły się niepowodzeniem. Ze względu na wąską szerokość międzywarstwową, cewnik prawdopodobnie uderzyłby w blaszkę rostralną i nie posunąłby się naprzód.
Tutaj opisana jest metoda pozwalająca na skuteczne i powtarzalne dostarczenie roztworu poprzez nakłucie lędźwiowe u młodego szczura. Podejście to może być stosowane w przypadku wektorów wirusowych, a prawdopodobnie także w przypadku komórek, farmaceutyków i innych środków terapeutycznych.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
To badanie zostało zatwierdzone przez Emory University Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC). W niniejszej pracy wykorzystano szczury Sprague-Dawley (wiek 28-30 dni, masa w zakresie około 90-135 g, samce i samice).
1. Przygotowanie wektora
- Na początku procedury rozmrozić wektor AAV9 (patrz Tabela materiałów) na lodzie.
- Odwiruj rurkę mikrowirówki zawierającą wektor na krótko w wirówce stołowej, aby upewnić się, że cała ciecz znajduje się na dnie probówki.
- Delikatnie przesuń probówkę mikrowirówki, aby upewnić się, że roztwór jest dobrze wymieszany.
2. Przygotowanie klatki regeneracyjnej
- Umieść czystą klatkę na kocu elektrycznym (patrz Tabela materiałów) tak, aby tylko połowa klatki stykała się z kocem.
- Ustaw temperaturę koca na ~37 °C.
3. Przygotowanie platformy chirurgicznej
- Podgrzej podkładkę izotermiczną (patrz Tabela Materiałów) do 39 °C w kuchence mikrofalowej lub łaźni wodnej, aby zawartość stała się płynna.
- Umieść podkładkę izotermiczną na platformie operacyjnej i przykryj ją czystą, chłonną podkładką stołową.
4. Przygotowanie zwierząt
- Znieczulić szczury izofluranem w przezroczystym pudełku (zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami). Rozpocznij indukcję znieczulenia od 5% izofluranu i zmniejszaj o 1% na minutę, aż osiągniesz 2%. Trzymaj zwierzę na 2% przez dodatkowe 3 minuty.
- Przenieś pudełko ze zwierzęciem do dygestoria i otwórz pudełko.
UWAGA: Ogranicza to ekspozycję chirurga na środek znieczulający. - Usuń sierść z grzbietu zwierzęcia za pomocą elektrycznych maszynek do strzyżenia włosów.
UWAGA: Alternatywnie można użyć kremu do depilacji lub ręcznej maszynki do golenia i kremu do golenia. - Umieść zwierzę na platformie operacyjnej z pyskiem w stożku nosowym do znieczulenia.
UWAGA: Zwierzę może zacząć odzyskiwać przytomność podczas usuwania sierści z miejsca operacji. Jeśli tak się stanie, znieczul go ponownie, jak opisano powyżej. - Nałóż nawilżającą maść do oczu na każde oko, aby zapobiec wysuszeniu rogówki podczas zabiegu.
- Zdezynfekuj obszar operacyjny za pomocą trzech naprzemiennych aplikacji chusteczek z jodonem i izopropanolem.
- Wstrzyknąć środek przeciwbólowy (przeciwbólowe) podskórnie.
UWAGA: Buprenorfinę stosuje się zazwyczaj w dawce 0,01-0,05 mg/kg mc., podając co 12 godzin. Alternatywnie, forma tego leku o powolnym uwalnianiu może być podawana jednorazowo w dawce 1 mg/kg, aby zapewnić odpowiednią kontrolę bólu przez 72 godziny. Skonsultuj się z IACUC instytucji, aby uzyskać wytyczne dotyczące leczenia bólu. - Wstrzyknąć 100 μl 1% lidokainy podskórnie powyżej wyrostków kolczystych od L2 do L6, aby zapewnić znieczulenie miejscowe.
- Umieść rolkę ręcznika papierowego lub rurkę o średnicy 1,5 cm pod zwierzęciem, po prostu rostralnie do bioder. Pomaga to zgiąć kręgosłup, ułatwiając włożenie igły między dwie blaszki.
- Umieść zasłonę z okienkami (patrz Tabela materiałów) na zwierzęciu, wyśrodkowując okienko nad odcinkiem lędźwiowym kręgosłupa.
5. Odsłanianie odcinka lędźwiowego kręgosłupa
- Potwierdź głębokość znieczulenia, szczypiąc każdą z łap zwierzęcia i szukając braku reakcji odstawienia.
- Używając ostrza skalpela #11, wykonaj nacięcie o długości około 3 cm w skórze wzdłuż linii środkowej od L2 do L6.
- Poluzuj skórę od mięśnia, wkładając sterylną zakrzywioną parę nożyczek chirurgicznych między mięsień a skórę, a następnie otwierając końcówki.
- Usuń powięź pokrywającą wyrostki kolczyste L2-L5.
6. Ładowanie strzykawki
- Odpipetować 25-35 μl wektora (w celu uzyskania pożądanej dawki) do nakrętki sterylnej probówki do mikrowirówki.
- Pobrać całą objętość do strzykawki insulinowej.
UWAGA: Uważaj, aby podczas tego procesu nie zasysać powietrza.
7. Wykonywanie iniekcji
- Zidentyfikuj wyrostki kolczyste L5 i L4.
UWAGA: L6 znajduje się bezpośrednio między dwoma grzebieniami biodrowymi, a jego wyrostek kolczysty powinien być łatwy do zidentyfikowania przez sondowanie narzędziem. Instrument można następnie delikatnie przesunąć w górę tyłu, aby znaleźć granice procesów L5 i L4. - Połóż jedną rękę tak, aby kciuk delikatnie spoczywał na ogonie zwierzęcia i jednej nodze. Użyj palca, aby ustabilizować strzykawkę.
- Ustawić igłę strzykawki tak, aby znajdowała się na lewo od wyrostka kolczystego L5 i zbieżna z końcem ogonowym. Ustawić strzykawkę tak, aby znajdowała się około 30° poza linią środkową i 30° w górę od płaszczyzny stołu.
UWAGA: Pomocne może być użycie mikroskopu chirurgicznego w celu lepszej identyfikacji punktów orientacyjnych i ustawienia końcówki igły. - Przesunąć igłę strzykawki do przodu o około 8 mm, nad górną częścią blaszki L5, a następnie pod blaszką L4 do spłuczki lędźwiowej, aż do uderzenia w kość. Prawidłowe ułożenie spowoduje drgnięcie nogi i/lub ogona, które może być widoczne lub wyczuwalne przez kciuk spoczywający na nodze/ogonie. Jeśli nie ma drgań, wyjmij igłę i spróbuj wykonać procedurę z lewej strony. Jeśli nadal nie ma drgań, w razie potrzeby powtórz procedurę między L4/L3 i L3/L2.
- Powoli wciskać tłok przez około 5 s.
UWAGA: Podczas wstrzyknięcia może wystąpić drganie nogi lub ogona. - Trzymać strzykawkę w miejscu przez około 30 s po całkowitym wciśnięciu tłoka, aby umożliwić wyrównanie ciśnienia i zminimalizować refluks wstrzykniętego wstrzykiwacza po wyjęciu igły.
- Powoli wyjmować igłę.
8. Zamknięcie nacięcia
- Przybliż krawędzie nacięcia.
- Zaczynając od jednego końca rany, użyj szwu 4-0 (patrz tabela materiałów) lub zszywek chirurgicznych, aby zamknąć nacięcie.
9. Odzyskiwanie i monitorowanie
- Umieść zwierzę w rozgrzanej klatce.
- Sprawdzaj zwierzę co najmniej co 15 minut, aż do momentu, gdy będzie w pełni zdolne do chodzenia.
UWAGA: Powinno to zająć od 15 minut do 45 minut. - Przez następne trzy dni wykonuj kontrole stanu zdrowia co najmniej codziennie. Zapewnij leki przeciwbólowe przez pierwsze 2 dni po zabiegu chirurgicznym lub zgodnie z wymaganiami IACUC.
- Tydzień po zabiegu usuń szwy lub zszywki.
10. Procedura uzupełniająca
UWAGA: Aby określić dokładność techniki iniekcji, wstrzyknij niebieski barwnik trypanowy, jak opisano powyżej, a następnie natychmiast poddaj zwierzę eutanazji (zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami) i wykonaj laminektomię, aby zobaczyć wynik.
- Podczas gdy zwierzę pozostaje pod narkozą, należy je poddać eutanazji, podając śmiertelną dawkę pentobarbitalu we wstrzyknięciu dootrzewnowym w dawce 150 mg/kg.
- Gdy oddychanie i czynność serca ustaną, otwórz klatkę piersiową, aby zapewnić śmierć. Przedłuż nacięcie chirurgiczne w górę pleców do szyi.
- Wykonaj nacięcie o długości 4 cm w mięśniu równolegle do kręgosłupa po obu stronach wyrostków kolczystych, trzymając się jak najbliżej wyrostków.
- Za pomocą cienkich kleszczy lub nożyczek usuń mięsień spomiędzy wyrostków kolczystych.
- Usuń wyrostki kolczyste od L6 do dolnej części klatki piersiowej kręgosłupa za pomocą rongeur (patrz Tabela materiałów). Unikaj ruchów skrętnych, ponieważ może to uszkodzić rongeurs.
- Włóż dolną końcówkę rongeur pod blaszkę L5 i usuń kość pokrywającą rdzeń kręgowy, wyjmując z niej kilka "kęsów".
UWAGA: Odciągnięcie wyrostka kolczystego L6 może ułatwić włożenie końcówki rongeur. Należy zachować ostrożność, aby zapobiec uszkodzeniu rdzenia kręgowego. - Kontynuuj rozszerzanie laminektomii o co najmniej cztery blaszki rostralne. Sprawdzić wewnętrzną powierzchnię blaszek pod kątem śladów barwnika, które mogą wskazywać na nieudane wstrzyknięcie.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Aby ocenić dokładność techniki wstrzykiwania, jako substytut preparatu terapeutycznego zastosowano barwnik, błękit trypanu. Barwnik ten łatwo wiąże się z białkami, dzięki czemu zazwyczaj pozostaje w obrębie struktury, do której został wstrzyknięty. Oznacza to, że barwnik może nie odzwierciedlać dokładnie rozmieszczenia preparatu terapeutycznego po wstrzyknięciu; służy on jedynie do weryfikacji precyzji samego wkłucia. Po pomyślnym wprowadzeniu do cysterny lędźwiowej błękit trypanu wiąże się z oponą twardą, barwiąc obwód ...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Na OUN wpływa wiele różnych chorób. Zapewnienie funkcjonalnej kopii odpowiedniego genu za pośrednictwem wektora wirusowego jest atrakcyjną strategią leczenia w przypadku tych, które mają charakter recesywny i monogenowy, takich jak rdzeniowy zanik mięśni. Jednak bariera krew-mózg (BBB) wyklucza większość wektorów terapii genowej podawanych dożylnie11. Te, które mogą przekroczyć barierę krew-mózg, takie jak AAV9, muszą być podawane w dużych dawkach, aby przezwyciężyć utratę wektora spowodowaną tran...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Dr Donsante jest wynalazcą w oczekującym patencie dotyczącym podawania wektorów AAV9 przez płyn mózgowo-rdzeniowy.
Podziękowania
Autorzy chcieliby podziękować Stevenowi Grayowi, Matthew Rioux, Nandzie Regmi i Lacey Stearman z UT Southwestern za owocną dyskusję na temat wyzwania, jakie stanowią młode szczury do wstrzykiwania dooponowego. Prace te były częściowo wspierane przez fundusze z Jaguar Gene Therapy (dla JLFK).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| 200 i mikro; L końcówki do pipet z filtrem | MidSci | PR-200RK-FL | Wirus do pipetowania |
| AAV9-GFP | Vector Builder | P200624-1005ynr | AAV9 wektor wyrażający wchłanialny szew GFP |
| z pokrytą igłą Vicryl Polyglactin 910 FS-2 3/8 Okrągła igła do odwróconego cięcia Rozmiar 4 - 0 Plecionka | McKesson | J422H | |
| Podkładka do | VWR | 56616-031 | Chirurgia |
| Podkładki izotermiczne Braintree Scientific, 8'' x 8'' | Fisher Scientific | 50-195-4664 | Utrzymuje temperaturę ciała |
| Buprenorfina | McKesson | 1013922 | Przeciwbólowy |
| Buprenorfina-ER (1 mg / ml) | Zoopharma | Waciki przeciwbólowe o przedłużonym uwalnianiu | |
| Fisher Scientific | 19-365-409 | Usuwanie krwi | |
| Serwetka, mysz, przezroczysty plastik, 12" x 12", z klejem Stolarka | Steris | 1212CPSTF | Serweta chirurgiczna |
| Dumont #5 Kleszcze | Fine Science Tools | 11251-20 | Kleszcze |
| Koc elektryczny | CVS Health | CVS Health Series 500 Extra długa podkładka grzewcza | |
| Eppendorf Research plus, pipeta 1-kanałowa, zmienna, 20– 200 i mikro; L | Eppendorf | 3123000055 | Wirus do pipetowania |
| Cienkie nożyczki | Fine Science Tools | 14059-11 | Zakrzywione nożyczki chirurgiczne |
| Friedman-Pearson Rongeurs | Fine Science Tools | 16121-14 | Laminektomia |
| Uchwyty do igieł Halseya | Fine Science Tools | 12001-13 | Sterownik igłowy |
| Strzykawki insulinowe z ultracienką igłą 12,7 mm x 30 G 3/10 ml / cc | Strzykawka | 328431 | |
| Isoflurane | McKesson | 803250 | Znieczulające |
| chusteczki izopropanolowe | Fisher Scientific | 22-031-350 | Dezynfekcja skóry |
| Lidokaina, 1% | McKesson | 239935 | Znieczulenie miejscowe |
| Probówki wirówkowe: 1,5 ml | Fisher Scientific | 05-408-137 | Ładowanie strzykawki |
| Powidon-jod | Fisher Scientific | 50-118-0481 | |
| Rękojeść skalpela | Fine Science Tools | 10004-13 | Uchwyt ostrza skalpela |
| Komora indukcyjna Sure-Seal | Braintree | Scientific EZ-17 | Pudełko anestezjologiczne |
| Ostrze chirurgiczne Miltex Stal węglowa nr 11 Sterylne jednorazowe pakowane pojedynczo | McKesson | 4-111 | #11 Ostrze skalpela |
| SYSTANE NA NOC Maść do oczu | Alcon | Maść do oczu | |
| Trypan Blue | VWR | 97063-702 | Iniekcja |
Bibliografia
- Wurster, C., Petri, S. Progress in spinal muscular atrophy research. Curr Opin Neurol. 35 (5), 693-698 (2022).
- Wu, K. Y., et al. Retinitis pigmentosa: Novel therapeutic targets and drug development. Pharmaceutics. 15 (2), 685(2023).
- Larkin, H. First FDA-approved gene therapy for hemophilia. JAMA. 329 (1), 14(2023).
- Lee, A. Nadofaragene firadenovec: First approval. Drugs. 83 (4), 353-357 (2023).
- Taghian, T., et al. A safe and reliable technique for CNS delivery of AAV vectors in the cisterna magna. Mol Ther. 28 (2), 411-421 (2020).
- Donsante, A., et al. Intracerebroventricular delivery of self-complementary adeno-associated virus serotype 9 to the adult rat brain. Gene Ther. 23 (5), 401-407 (2016).
- Pellot, J. E., Jesus, O. D. Suboccipital puncture. [Updated 2022 Jul 25]. StatPearls [Internet]. , StatPearls Publishing. Treasure Island (FL). (2022).
- Elliger, S. S., Elliger, C. A., Aguilar, C. P., Raju, N. R., Watson, G. L. Elimination of lysosomal storage in brains of MPS vii mice treated by intrathecal administration of an adeno-associated virus vector. Gene Ther. 6 (6), 1175-1178 (1999).
- De La Calle, J. L., Paino, C. L. A procedure for direct lumbar puncture in rats. Brain Res Bull. 59 (3), 245-250 (2002).
- O'connor, D. M., Lutomski, C., Jarrold, M. F., Boulis, N. M., Donsante, A. Lot-to-lot variation in adeno-associated virus serotype 9 (AAV9) preparations. Hum Gene Ther Methods. 30 (6), 214-225 (2019).
- Manfredsson, F. P., Rising, A. C., Mandel, R. J. AAV9: A potential blood-brain barrier buster. Mol Ther. 17 (3), 403-405 (2009).
- Hudry, E., Vandenberghe, L. H. Therapeutic AAV gene transfer to the nervous system: A clinical reality. Neuron. 101 (5), 839-862 (2019).
- Georg-Fries, B., Biederlack, S., Wolf, J., Zur Hausen, H. Analysis of proteins, helper dependence, and seroepidemiology of a new human parvovirus. Virology. 134 (1), 64-71 (1984).
- Schulz, M., et al. Binding and neutralizing anti-aav antibodies: Detection and implications for rAAV-mediated gene therapy. Mol Ther. 31 (3), 616-630 (2023).
- Gray, S. J., Nagabhushan Kalburgi, S., Mccown, T. J., Samulski, J. R. Global CNS gene delivery and evasion of anti-aav-neutralizing antibodies by intrathecal aav administration in non-human primates. Gene Ther. 20 (4), 450-459 (2013).
- Meyer, K., et al. Improving single injection CSF delivery of AAV9-mediated gene therapy for sma: A dose-response study in mice and non-human primates. Mol Ther. 23 (3), 477-487 (2015).
- Hinderer, C., et al. Evaluation of intrathecal routes of administration for adeno-associated viral vectors in large animals. Hum Gene Ther. 29 (1), 15-24 (2018).
- Wang, Y. F., et al. Cerebrospinal fluid leakage and headache after lumbar puncture: A prospective non-invasive imaging study. Brain. 138, 1492-1498 (2015).
- Hordeaux, J., et al. Adeno-associated virus-induced dorsal root ganglion pathology). Hum Gene Ther. 31 (15-16), 808-818 (2020).
- Semple, B. D., Blomgren, K., Gimlin, K., Ferriero, D. M., Noble-Haeusslein, L. J. Brain development in rodents and humans: Identifying benchmarks of maturation and vulnerability to injury across species. Prog Neurobiol. 106-107, 1-16 (2013).
- Fang, H., et al. Comparison of adeno-associated virus serotypes and delivery methods for cardiac gene transfer. Hum Gene Ther Methods. 23 (4), 234-241 (2012).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
