Artykuł metodologiczny

Pomiar potencjału biometanowego odpadów spożywczych beztlenowo współtrawionych z osadem aktywowanym odpadami za pomocą respirometrii

2.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/66485

⸱

26 kwietnia 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Geography and Environmental Engineering, United States Military Academy

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół opisuje najlepszą praktykę określania produkcji metanu i parametrów kinetycznych mikroorganizmów za pomocą respirometrii dla mikrobioty beztlenowej, współtrawienia odpadów spożywczych i osadu aktywowanego odpadami.

Streszczenie

Wykorzystanie respirometrii do badania biokinetyki mikrobioty podczas oczyszczania ścieków lub trawienia osadów ściekowych stało się bardziej powszechne w ciągu ostatnich kilku dekad. Zastosowanie respirometrii do badania biokinetyki mikrobioty beztlenowej współtrawiącej strumienie odpadów organicznych, takich jak osady ściekowe i odpady spożywcze, jest obszarem aktywnych badań. Do tej pory nie opublikowano żadnego zwizualizowanego protokołu na ten temat. W związku z tym w tym protokole skonfigurowaliśmy respirometr do pomiaru produkcji metanu i natężenia przepływu w czasie, wykorzystując trzy różne proporcje żywności do mikroorganizmów (F:M) oraz odpady z odpadów spożywczych i osad aktywowany jako substraty. Uzyskane dane, w połączeniu z pomiarami wykorzystania substratu, stanowią podstawę do zrozumienia, w jaki sposób różne stężenia substratów wpływają na tempo, w jakim mikrobiota beztlenowa wytwarza metan. Dodatkowo w protokole przedstawiono metodę opracowywania parametrów biokinetycznych (np. stałej szybkości produkcji metanu i uzysku). Inni mogą wykorzystać ten protokół respirometrii do zbadania degradacji organicznej w warunkach beztlenowych i opracowania parametrów mikrobiologicznych.

Wprowadzenie

Naukowcy badają aktywność mikrobiologiczną na skali laboratoryjnej, stosując różne podejścia, w tym między innymi badania wsadowe, mikrokosmosy i respirometrię. Respirometry mogą być używane do pomiaru oddychania komórkowego w fazach wzrostu i/lub rozpadu społeczności drobnoustrojów, obserwując zużycie substratu i produkcję produktu końcowego w kontrolowanych warunkach1. Wyniki badań respirometrycznych w skali laboratoryjnej mogą być również wykorzystane do oszacowania parametrów biokinetycznych dla budowy modelu procesu2. Respirometry były używane do badania zarówno tlenowej, jak i beztlenowej aktywności mikrobiologicznej; jednak badania wykorzystujące respirometrię do pomiaru potencjału biometanowego (BMP), zwłaszcza mieszanych substratów organicznych, są obszarem trwających badań3,4.

Substancje organiczne w ściekach bytowych są uznawane za opłacalne odnawialne źródło energii chemicznej5. Fermentacja beztlenowa osadów ściekowych (tj. osadów pierwotnych i osadów czynnych z odpadów, WAS) jest stosowana do produkcji biogazu bogatego w metan w oczyszczalniach ścieków (WWTP) od ponad wieku6. Jednak trawienie wielu strumieni odpadów organicznych, takich jak odpady z resztek spożywczych za pomocą WAS, stało się powszechne dopiero w ostatnich latach i nadal stanowi aktywny obszar badań. Odpady ze złomu spożywczego to stały strumień odpadów materiału organicznego o dużej gęstości w wielu krajach rozwiniętych, stanowiący około 25% masy wysypisk w USA7. Oprócz tego, że część resztek spożywczych nie jest składowana na wysypiskach, połączenie resztek spożywczych i WAS w scenariuszu współfermentacji jest korzystne ze względu na zwiększoną ilość produkowanego biogazu (w stosunku do pojedynczego strumienia odpadów organicznych). Biogaz zazwyczaj zawiera 60%-70% metanu, 30%-40% dwutlenku węgla i śladowe ilości innych gazów (np. siarkowodoru)8. Biogaz może być oczyszczany i spalany na miejscu w oczyszczalniach ścieków przy użyciu technologii skojarzonego wytwarzania ciepła i energii, aby zrównoważyć niektóre wymagania dotyczące energii elektrycznej i cieplnej9.

Kilka badań zbadało potencjał biometanacji i parametry biokinetyczne beztlenowej mikrobioty współtrawiącej odpady organiczne1. W dostępnych badaniach w literaturze stosowano testy partii w butelkach surowicy, w których produkcja metanu jest mierzona w dyskretnych punktach podczas eksperymentu, podczas gdy inne mierzyły produkcję metanu za pomocą przepływomierzy podłączonych bezpośrednio do bioreaktorów laboratoryjnych lub pilotażowych2,10,11. Ciągły pomiar produkcji metanu za pomocą respirometru, takiego jak ten opisany w niniejszym protokole, może zapewnić ciągłe i precyzyjne pomiary metanu z dużej liczby próbek przeprowadzanych w różnych warunkach eksperymentalnych1,12. Chociaż w kilku badaniach mierzono produkcję metanu w wyniku współfermentacji WAS w połączeniu z innymi substratami organicznymi, takimi jak bioodpady, tłuszcze, oleje, smary i odpady rolnicze10,13,14, nadal pozostaje wiele pracy w celu zidentyfikowania wskaźników produkcji metanu na podstawie wielu różnych scenariuszy współfermentacji. Co więcej, do tej pory żaden dostępny protokół nie zapewnia dogłębnego, krok po kroku podejścia wykorzystującego wizualne przedstawienia do pomiaru produkcji metanu ze współfermentacji resztek spożywczych i WAS. W związku z tym w niniejszym badaniu przedstawiono protokół respirometryczny do pomiaru produkcji metanu i wyprowadzenia parametrów biokinetycznych przy użyciu mieszanki rozcieńczonych ścieków, WAS i odpadów spożywczych jako substratów. Zastosowano różne proporcje żywności do mikroorganizmów (F:M), aby pomóc w wyjaśnieniu zmian w produkcji metanu. Inne pomiary obejmują lotne zawiesiny stałe (VSS), chemiczne zapotrzebowanie na tlen (ChZT) i pH każdej próbki. Protokół ten opisuje konfigurację respirometru, tworzenie próbek i krytyczne pomiary.

Protokół

1. Przygotowanie podłoża

  1. Zebrać ~1,5 l ścieku pierwotnego, ~1 l osadu czynnego z odpadów (WAS).
    UWAGA: Próbki WAS powinny być pobierane bezpośrednio przed eksperymentem; jednak WAS może być przechowywany do 48 godzin w temperaturze 4 °C przed eksperymentem bez zauważalnego wpływu na jego użycie jako substratu15,16,17.
  2. Bezpośrednio przed doświadczeniem należy pobrać 2 litry kultury beztlenowej i utrzymywać ją w temperaturze 35 °C. Należy w jak największym stopniu ograniczyć kontakt z powietrzem podczas przenoszenia z beztlenowej komory fermentacyjnej do butelki zbiorczej.
    UWAGA: Kultura beztlenowa zastosowana w tym badaniu została uzyskana z oczyszczalni ścieków oczyszczającej 8,5 MGD (38 640 m3/d) z beztlenową fermentacją osadu pierwotnego ścieków. Najlepszą praktyką jest utrzymanie warunków beztlenowych poprzez przepłukanie butelki do zbierania azotem gazowym przed uzyskaniem kultury beztlenowej13 i utrzymanie warunków beztlenowych podczas transportu i przechowywania.
  3. Zebrać odpady żywnościowe i przechowywać je do 48 godzin przed eksperymentem w temperaturze 4 °C.
    UWAGA: w zależności od projektu doświadczalnego należy zwrócić uwagę na identyfikację odpadów spożywczych o docelowych proporcjach węglowodanów, białek itp. Docelowe proporcje substancji organicznych w odpadach spożywczych będą się prawdopodobnie różnić w zależności od eksperymentu. Frakcję węglowodanów, białek i tłuszczów w zebranej żywności można oszacować na podstawie opublikowanej literatury lub ocenić przy użyciu ustalonych protokołów (np. chromatografii gazowej).

2. Przygotowanie suplementów odżywczych

  1. Przygotować mineralny roztwór zasadowy #1 mieszając 800 ml wody dejonizowanej (DI) z CoCl2·6H2O (0,25 g), FeCl3·6H2O (5 g), MnCl2·4H2O (0,05 g), NaMoO4·2H2O (0,005 g), NiCl2·6H2O (0,025 g), CuCl2·2H2O (0,007 g), ZnCl2 (0,025 g), H3BO3 (0,025 g) i Na2SeO4 (0,025 g). Rozcieńczyć do 1 l wodą dejonizowaną (DI).
  2. Przygotować mineralny roztwór zasadowy #2, mieszając 800 ml wody DI z CaCl2 (27,7 g) i MgCl2·4H2O (101 g). Rozcieńczyć do 1 l wodą DI.
  3. Przygotuj bazę odżywczą, mieszając 800 ml wody DI z NH4Cl (38,2 g) i Na2SO4 (15 g). Doprowadzić pH do 7,0 za pomocą 3,64 N NaOH w wodzie DI i rozcieńczyć do 1 l wodą DI.

3. Przygotowanie próbki

  1. Połącz odpady żywnościowe (Tabela 2) w blenderze (Rysunek 1), aby stworzyć mieszankę. Upewnij się, że mieszanina jest wolna od dużych cząstek odpadów spożywczych. Rozcieńczyć odpady żywnościowe wodą DI, aby ułatwić mieszanie. Opisz ilość wody rozcieńczającej do użycia podczas obliczania pomiarów chemicznego zapotrzebowania na tlen (ChZT). Te rozcieńczone odpady żywnościowe są znane jako "odpady robocze". Odpady robocze należy umieścić w plastikowej butelce o pojemności 1 l i przechowywać w temperaturze 4 °C.
  2. Oznaczyć cztery zlewki o pojemności 2 l zgodnie z tabelą 1. Umieść zlewki na talerzu do mieszania i dodaj dużą mieszadło. W zlewkach o pojemności 2 l połączyć odpady żywnościowe, WAS i rozcieńczenie (woda demineralizowana do kontroli i ścieki pierwotne do oczyszczania) zgodnie z tabelą 1.
  3. Dodaj po 12 ml mineralnego roztworu bazowego #1, mineralnego roztworu bazowego #2 i bazy odżywczej.
  4. Dodać 2,4 g NaHCO3 (proszku) do każdej zlewki i mieszać przez 30 sekund. Oznaczyć osiem butelek do respirometrii zgodnie z tabelą 1 i dodać mieszadło magnetyczne.
    UWAGA: Spowoduje to utworzenie duplikatów kontroli i trzech zabiegów w różnych proporcjach F:M.
  5. Dodać kulturę beztlenową do każdej zlewki o pojemności 2 litrów zgodnie z tabelą 1 i wymieszać. Natychmiast odmierzyć 500 ml mieszaniny ze zlewki za pomocą cylindra z miarką i przenieść do oznaczonej butelki respirometru, przepłukać azotem gazowym, a następnie natychmiast zakryć.
    UWAGA: Należy zachować ostrożność w celu ograniczenia kontaktu mikrobioty beztlenowej z tlenem atmosferycznym (jeśli jest dostępna, do transferu należy użyć komory beztlenowej).

4. Kwantyfikacja warunków początkowych

  1. Użyj pozostałej próbki z sekcji 3 (~200 ml) do pomiaru pH, całkowitego ChZT (tCZT), rozpuszczalnego ChZT (sCZT), całkowitej zawiesiny (TSS) i lotnych zawiesin stałych (VSS) dla każdej próbki18.
    1. W razie potrzeby rozcieńczyć próbki wodą demineralizowaną w oparciu o granice wykrywalności sprzętu pomiarowego.
      UWAGA: Do pomiarów ChZT zastosowano procedury producenta.

5. Ustawienie respirometru

  1. Ustaw respirometr (Rysunek 2) na niskie ustawienie beztlenowe.
  2. Naciśnij jednocześnie przycisk resetowania i przycisk włączania.
    UWAGA: Jest to specyficzne dla modelu użytego w tym badaniu.
  3. Ustaw agregat chłodniczy (Rysunek 3) na 35,5 °C.
  4. Napełnij każdy płuczkęCO2 i płuczkę wilgoci (Rysunek 4 i Rysunek 5) mieszanką 50/50 granulek CaSO4 i KOH pośrodku, otoczonych wełną szklaną z każdej strony.
  5. Podłącz rurki i igły z butelek z próbkami do płuczki, a następnie od płuczki do wlotu gazu (Rysunek 6).
  6. Na laptopie respirometru uruchom program respirometru RSA-8-v2.0.
    UWAGA: Ten krok jest specyficzny dla modelu użytego w tym badaniu.
  7. Zaznacz wszystkie butelki w programie i wybierz opcję Edytuj etykiety danych >. Nazwij wszystkie butelki.
    UWAGA: Ten krok jest specyficzny dla modelu użytego w tym badaniu.
  8. Rozpocznij pomiar produkcji gazu, aktywując przycisk Start w programie. Ustaw program tak, aby mierzył dane na koniec każdej pół godziny. Monitoruj produkcję gazu, wybierając Wykres stawek lub Wykres wolumenu.
    UWAGA: Ten krok jest specyficzny dla modelu użytego w tym badaniu.
  9. Po eksperymencie (~7 dni) zatrzymaj pracę w programie, wyłącz chiller i wyłącz moduł RSPF. Zapisz plik danych jako plik CSV, a następnie przekonwertuj go na dokument MS Excel.
    UWAGA: Ten krok jest specyficzny dla modelu użytego w tym badaniu.

6. Pomiary po oddychaniu

  1. Zmierzyć pH, TSS, VSS i ChZT na próbkach końcowych, jak pokazano w sekcji 4.

Wyniki

Skład odpadów spożywczych
Odpady spożywcze wykorzystane w niniejszym badaniu składały się z pięciu różnych rodzajów żywności, typowo serwowanych w stołówce akademickiej. Każda próbka żywności zawierała różne ilości tłuszczów, węglowodanów i białek, które wykazano w Tabeli 2.19 Zmiksowane odpady spożywcze składały się w 44% z węglowodanów, 36% z białek, 16% z tłuszczów oraz 4% z innych materiałów. Aby zapewnić reprezentatywny organiczny substrat z zaplecza gastronomicznego do beztlenowego współtrawienia, użyto przybliżone równoważne masy każdego rodzaju żywności (od 56 g do 86 g). Następnie zmieniano masę odpadów spożywczych, aby uzyskać pożądany stosunek F:M dla każdego badanego scenariusza (0,3, 0,7 oraz 1,1).

Pomiary lotnych zawiesin i związków organicznych
Wyniki początkowych i końcowych wartości VSS oraz początkowego i końcowego zapotrzebowania tlenowego znajdują się w Tabeli 3. Zapotrzebowanie tlenowe przedstawiono jako BOD5, które przeliczono z COD przy użyciu przyjętego współczynnika konwersji (COD = 1,6BOD5)8. Jak pokazano, początkowe stężenia VSS (przedstawione również jako masa w Tabeli 3) rosły od kontroli do największego stosunku F:M (1,1). W każdym badanym stosunku F:M odnotowano rozkład VSS, czyli beztlenową konwersję związków organicznych do gazowych produktów końcowych w postaci metanu i dwutlenku węgla. W wyniku tej konwersji stężenie VSS spadło od pomiarów początkowych do pomiarów końcowych wykonanych na koniec eksperymentu. Ilość rozłożonego VSS wzrastała od kontroli do większych stosunków F:M. Nieoczekiwanie, rozkład VSS dla scenariusza F:M = 0,7 przekroczył wartość dla scenariusza F:M = 1,1, co prawdopodobnie wynikało z inhibicji w przypadku stosunku F:M = 1,1.

Zmierzone początkowe stężenia zapotrzebowania na tlen wykazały ten sam trend co VSS, tj. wzrastały od grupy kontrolnej do największego stosunku F:M (Tabela 3). Podobnie jak w przypadku usuwania zawiesiny ogólnej (VSS), BZT5 Stężenia uległy obniżeniu pomiędzy pomiaremi początkowymi a końcowymi, z wyjątkiem próby kontrolnej. W próbie kontrolnej zapotrzebowanie na tlen wzrosło, co prawdopodobnie wynikało z rozkładu endogennego. W przeciwieństwie do usuwania VSS, redukcja zapotrzebowania na tlen pomiędzy pomiarem początkowym a końcowym była stosunkowo niska dla każdej z próbek, mieszcząc się w przedziale od 1 do 3% i nie wykazując żadnej zależności od stosunku F:M. Możliwą przyczyną tej tendencji jest konwersja organicznej materii cząsteczkowej do związków organicznych rozpuszczalnych, która zachodzi w długich przedziałach czasowych i często stanowi etap ograniczający szybkość metabolizmu anaerobowych konsorcjów drobnoustrojów.20.

Produkcja metanu
Ilości i szybkości produkcji metanu różniły się w zależności od zakresu stosunków F:M podczas 190-godzinnego okresu badania. Wyniki eksperymentalne wykazały, że wyższe stosunki F:M prowadziły do zwiększenia całkowitych objętości metanu (Rysunek 7). Próba kontrolna, do której nie dodano podłoża, wytworzyła niewielką ilość metanu (~72 mL), co prawdopodobnie wynikało z relatywnie niewielkiej ilości rozpuszczalnego BZT5 w osadzie i/lub rozkładu endogennego. Zgodnie z przewidywaniami, dodatek podłoża w pozostałych scenariuszach zwiększył produkcję metanu w stosunku do kontroli. Scenariusz z F:M równym 0,3 przyniósł pięciokrotnie większą objętość metanu (~354 mL) niż kontrola. Zwiększenie stosunku F:M do 0,7 spowodowało uzyskanie 1,6 raza większej ilości metanu (~574 mL) niż w scenariuszu F:M 0,3. Podobnie zwiększenie stosunku F:M do 1,1 przyniosło 1,9 raza więcej metanu (~1098 mL) niż w scenariuszu F:M 0,7. Maksymalne zaobserwowane wartości objętościowej produkcji metanu (Ymax) dla każdego badanego stosunku F:M wymieniono w Tabeli 4. Szybkość produkcji metanu w czasie również zmieniała się wraz z badanymi stosunkami F:M. Jak pokazano na Rysunku 8, szybkość produkcji metanu, jak i czas trwania produkcji metanu w trakcie badania, wzrastały wraz ze wzrostem F:M. Na przykład w scenariuszu F:M 0,3 nie zaobserwowano produkcji metanu po 129 h badania (przy maksimum 354 mL), podczas gdy w scenariuszu F:M 1,1 wciąż produkowano niewielką ilość metanu pod koniec badania. We wszystkich scenariuszach szybkość produkcji metanu spadała w czasie z powodu zmniejszonej dostępności podłoża. Chociaż pod koniec badania wciąż występowało wysokie zapotrzebowanie na tlen (Tabela 3), mogło ono nie występować w formie biodostępnej lub mógł zostać ograniczony pozostały akceptor elektronów (np. dwutlenek węgla) dla mikrobioty anaerobowej. Na koniec, porównanie ilości wyprodukowanego metanu (mL) w przeliczeniu na zaobserwowaną ilość usuniętych VSS (mg) wykazuje, że wartości dla F:M 0,3 i 0,7 mieściły się w zakresie od 1,3 do 1,6 mL/mg, podczas gdy dla F:M 1,1 wyprodukowano więcej metanu na jednostkę usuniętych VSS (3,7 mL/mg) (Tabela 4). Tchobanoglous i wsp. (2014) podają typowe zakresy wydajności gazu na jednostkę usuniętych ciał stałych dla powszechnych surowców, w tym tłuszczów (~1,4 mL/mg), smarów (~1,1 mL/mg) i białek (~0,7 mL/mg)8. Mata-Alvarez i wsp. (2014) przeanalizowali badania dotyczące współtrawienia osadów ściekowych z różnymi podłożami oraz różnymi stosunkami substratów (np. różnymi stosunkami WAS i FOG) w bioreaktorach w skali laboratoryjnej i pilotowej10. Stwierdzili oni, że zgłaszana produkcja metanu na jednostkę usuniętych VSS różniła się znacząco w zależności od współtrawionych podłoży oraz stosunku substratów, mieszcząc się w zakresie od 0,2 mL do 1,1 mL biogazu na mg usuniętych VS. Reprezentatywne wyniki z niniejszego badania, zwłaszcza dla F:M 0,3 i 0,7, wypadają korzystnie w porównaniu z wynikami badań porównawczych.

Parametry biokinetyczne
Produkcja metanu w czasie może być wykorzystana do wyznaczenia kilku istotnych parametrów biokinetycznych. Parametry te można następnie wykorzystać do przewidywania produkcji metanu w podobnych scenariuszach bez użycia respirometru. Stałą szybkości produkcji metanu, k, można wyznaczyć, stosując logarytmiczne dopasowanie metodą najmniejszych kwadratów do danych respirometrycznych dla każdego badanego stosunku F:M (tzn. tych przedstawionych na Rysunku 8). Reprezentatywna funkcja logarytmiczna dla scenariusza F:M wynoszącego 0,3 to y = 93,465ln(X) - 175,91. W tym przypadku wartość 93,465 jest podana w godzinach, którą należy przeliczyć na dni, a następnie odwrócić, co daje k = 0,257. Stałe szybkości (k) oraz współczynnik determinacji (R2) dla każdego badanego stosunku F:M znajdują się w Tabeli 4.

Stałą szybkości można następnie wykorzystać do wyznaczenia wydajności metanu w dowolnym czasie dla każdego stosunku F:M. Szybkość produkcji metanu z substratu organicznego w czasie można modelować za pomocą następującego równania [1]21:

(1)      Równanie różniczkowe dY/dt=k(Ymax−Y), logistyczny model wzrostu na schemacie matematycznym.

Całkowanie powyższego równania w granicach od t = 0 do t = t daje następujący wynik [2]:

(2)      Równanie wykładniczego zaniku Y=Ymax(1-e^(-kt)), opisujące dynamiczny proces wzrostu, wzór.

Gdzie Y = wydajność metanu w dowolnym czasie [mL]; Ymax = maksymalna obserwowana wydajność metanu z badania respirometrycznego [mL]; k = stała szybkości produkcji metanu [d-1]; t = czas [d]

Choć podejście pierwszego rzędu zastosowane do opracowania przedstawionych powyżej parametrów biokinetycznych zapewnia bardzo dobre dopasowanie do danych eksperymentalnych (co wskazują wartości R2 w Tabeli 4), w innych badaniach zgłaszano stosowanie innych modeli do dopasowania danych dotyczących produkcji metanu, w tym zmodyfikowanego modelu Gompertza, modelu dwusubstratowego oraz modelu stożkowego (Cone model)2.

Blender w konfiguracji laboratoryjnej do eksperymentu lizy komórek, proces ekstrakcji białek.
Rysunek 1: Blender do odpadów spożywczych. Standardowy blender używany do łączenia odpadów spożywczych. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Konfiguracja stanowiska PCR do amplifikacji DNA, obejmująca termocykler i wyświetlacz analizy danych.
Rysunek 2: Respirometr. Kompletna konfiguracja respirometru do pomiaru produkcji metanu. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.

Proces fermentacji z zestawem kąpieli wodnej; eksperyment z chemii analitycznej.
Rycina 3: Butelka z próbką w chłodziarce respirometrycznej. Widok wnętrza chłodziarki respirometrycznej z ośmioma butelkami z próbkami. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Układ do filtracji próżniowej z przewodami i strzykawką do ekstrakcji cieczy w eksperymencie laboratoryjnym.
Rycina 4: Pochłaniacz respirometru. Zbliżenie na pochłaniacz respirometru. Aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny, kliknij tutaj.

Schemat zestawu respirometrycznego ze skraberem w formie strzykawki, KOH+CaSO4 do absorpcji CO2 oraz filtrem z wełny poliestrowej.
Rysunek 5: Skraber respirometryczny do modułu kontrolnego. Obraz respirometru przedstawiający moduł kontrolny i układ skrabera. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.

Układ analizy wtryskowej, interfejs laptopa; ilościowe oznaczanie substancji chemicznych, wyświetlanie wykresu analizy danych.
Rysunek 6: Układ linii scrubbera respirometru. Zbliżenie na układ linii scrubbera pomiędzy butelkami z próbkami a respirometrem. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.

Wykres produkcji metanu w czasie, badano różne stosunki F:M w eksperymencie z fermentacją beztlenową.
Rycina 7: Całkowita produkcja metanu przy różnych stosunkach F:M. Przedstawiono produkcję metanu dla każdego stosunku F:M (0,3, 0,7, 1,1) w funkcji czasu (od 0 h do 190 h). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Wykres szybkości produkcji metanu, stosunki F:M, czas vs produkcja, wyniki eksperymentu z biogazem.
Rycina 8: Szybkość produkcji metanu przy zastosowaniu różnych stosunków F:M. Przedstawiono szybkość produkcji metanu dla każdego stosunku F:M (0,3, 0,7, 1,1) w funkcji czasu (od 0 h do 190 h). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Tabela 1: Składniki butelek z próbkami z różnymi stosunkami pokarmu do mikroorganizmów. Masa składników, stężenie i objętość dla każdego stosunku F:M (0,3, 0,7, 1,1) oraz dla butelek ślepych. Kliknij tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Tabela 2: Przykładowy skład substratu organicznego. Masa odpadów spożywczych oraz procentowy skład według rodzaju żywności i proporcje węglowodanów, białek oraz tłuszczów. Prosimy kliknąć tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Tabela 3: Wyniki zawartości lotnych zawiesin oraz zapotrzebowania na tlen z próbek (± odchylenie standardowe). VSS i COD dla każdego stosunku F:M (0,3, 0,7, 1,1). Prosimy kliknąć tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Tabela 4: Przykładowe parametry kinetyczne. Obliczone parametry kinetyczne na podstawie wydajności metanu. Proszę kliknąć tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Dyskusja

Metody przedstawione w tym protokole mogą pomóc naukowcom i praktykom w określeniu potencjału biometanu w beztlenowym trawieniu strumieni odpadów organicznych za pomocą respirometrii. W tym protokole pokazujemy wytwarzanie metanu w wyniku współfermentacji typowego strumienia odpadów spożywczych w połączeniu z WAS z oczyszczalni ścieków w zakresie współczynników F:M. Protokół ten uzupełnia literaturę, zapewniając podejście respirometryczne krok po kroku do ciągłego pomiaru produkcji metanu i określania parametrów biokinetycznych przy użyciu modelowania kinetycznego pierwszego rzędu. W kilku innych badaniach wykorzystano eksperymenty mikrokosmosowe, które mierzą produkcję metanu w dyskretnych punktach w czasie10,22, podczas gdy inne mierzyły metan za pomocą przepływomierzy przymocowanych do długotrwałych bioreaktorów laboratoryjnych lub pilotażowych o ciągłym przepływie14,23. Respirometria ma tę zaletę, że pozwala na ciągły pomiar produkcji metanu w różnych warunkach eksperymentalnych. Ponieważ eksperymenty respirometryczne nie wymagają budowy bioreaktora, warunki eksperymentalne mogą być modyfikowane ze względną częstotliwością w porównaniu z niektórymi eksperymentami na skalę laboratoryjną lub pilotażową. Ze względu na tę zaletę, eksperymenty respirometryczne mogą być wykorzystywane do określania produkcji metanu ze współtrawienia wielu kombinacji odpadów organicznych w stosunkowo krótkim czasie. Na przykład, jako kolejny krok w stosunku do protokołu przedstawionego w tym badaniu, tłuszcze, oleje i smary, które są bardzo gęste pod względem energii chemicznej w stosunku do WAS, mogą być współtrawione ze resztkami żywności w celu ilościowego określenia prawdopodobnego wzrostu wytwarzania metanu w czasie. Zastosowanie tego podejścia może przyczynić się do dalszego budowania literatury dotyczącej szybkości wytwarzania metanu i parametrów biokinetycznych w wielu kombinacjach substratów w schematach współtrawienia. Ponadto, oprócz określenia optymalnych kombinacji substratów, wyniki produkcji metanu i parametry biokinetyczne mogą być wykorzystane do modelowania wydajności w istniejących programach, takich jak te przeznaczone do oczyszczania ścieków, lub do przewidywania, jak będą działać schematy współfermentacji po przeskalowaniu ze skali laboratoryjnej lub pilotażowej do pełnej skali24,25.

Ponadto protokół ten może zostać zmieniony w celu zastosowania dostosowanego do potrzeb substratu paszowego dla konsorcjum mikroorganizmów beztlenowych. Na przykład, gdyby badacz chciał zbadać wpływ dostarczania mikrobiocie beztlenowej samych węglowodanów lub samych białek, wówczas surowiec w tym protokole mógłby zostać odpowiednio zmieniony. Alternatywnie, gdyby badacz chciał przetestować wpływ dodania określonej frakcji ChZT (np. tylko rozpuszczalnego ChZT lub tylko cząstek stałych) lub wysokich stężeń określonego substratu (np. octanu, lotnych kwasów tłuszczowych i produktu pośredniego metabolizmu beztlenowego) na produkcję metanu, można zastosować odmianę tego protokołu. Obserwowaną najlepszą praktyką przy modyfikacji substratu lub zmianie F:M danego substratu jest utrzymanie tej samej masy mikrobioty beztlenowej dla każdej próbki, przy jednoczesnym dostosowaniu tylko masy substratu (należy stosować stosunek masy do masy). Oprócz modyfikowania substratów, naukowcy mogą wykorzystać ten protokół wraz z innymi analizami, aby lepiej zrozumieć wykorzystanie substratów i produkcję metanu. Na przykład badacz może wykorzystać ten protokół w połączeniu z analizami społeczności drobnoustrojów (np. sekwencjonowaniem genu 16S rRNA lub metagenomiką), aby lepiej powiązać strukturę społeczności z funkcją.

Pomimo użyteczności tej metodologii, istnieje kilka ograniczeń. Respirometry i badania potencjału biometanowego są najczęściej konfigurowane jako reaktory okresowe; Jednak pełnowymiarowe współfermentatory beztlenowe są zwykle eksploatowane jako systemy ciągłego przepływu, w których czas retencji osadu wynosi ponad 10 dni1 . W związku z tym dane zebrane z eksperymentów respirometrycznych są przydatne do oszacowania tempa wytwarzania metanu i opracowania parametrów biokinetycznych, ale dane te powinny zostać zweryfikowane w terenie przy użyciu większych komór fermentacyjnych działających w czasie, gdy jest to możliwe.

Dodatkowo należy zachować ostrożność przy doborze i przygotowaniu próbek przed respirometrią. Duże cząstki resztek jedzenia będą zniekształcać pomiary VSS i ChZT i mogą dawać niedokładne wyniki. Jeśli jako substrat wykorzystywane są odpady z resztek spożywczych, mieszanka powinna być dobrze zmacerowana i wolna od dużych cząstek żywności - podejście podobne do maceracji w dołach odbiorczych resztek spożywczych w pełnowymiarowych komorach fermentacyjnych. Rozcieńczenie wodą demineralizowaną może pomóc w procesie mieszania i jest podobne do dodawania wody powszechnie stosowanej, gdy resztki jedzenia są macerowane na większą skalę. Należy jednak dołożyć wszelkich starań, aby zapewnić, że rozcieńczenia są właściwie mierzone i że osiągana jest docelowa zawartość wilgoci. Rozcieńczanie może łatwo stać się źródłem błędów, zwłaszcza jeśli niedoświadczeni studenci wykonują ten protokół.

Ponieważ konsorcja mikrobiologiczne istniejące w procesie kofermentacji zawierają obligatoryjne beztlenowce, należy zachować szczególną ostrożność w celu wyeliminowania (lub znacznego zmniejszenia) narażenia na tlen podczas procesów przenoszenia i przygotowywania próbek. Tlen można usunąć z butelek na próbki poprzez przepłukiwanie azotem. Ponadto, jeśli jest to możliwe, prace związane z przenoszeniem kultury beztlenowej między butelkami do pobierania próbek a butelkami z próbkami respirometru powinny być prowadzone w komorze beztlenowej. Ponieważ respirometr zapewnia spójne wyniki (wielkość i tempo produkcji metanu), wszelkie odchylenia od oczekiwanych wyników, np. niezdolny do życia konsorcjum drobnoustrojów, można łatwo zidentyfikować na początku badania. Użycie zduplikowanej lub potrójnej próbki może dodatkowo pomóc w identyfikacji wadliwych testów.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Dziękujemy Dr. Jimowi Youngowi z Respirometer Systems and Applications za dyskusję na temat rozwoju tego protokołu.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
103 &stopni; C Piekarnik IsotempFisher Scientific13-247-737FModel: 737F, Piekarnik Force Air
550 & deg; C Vulcan OvenNeytech (Producent) / Cole Palmer (Dostawca)9493308Model: 3-550
System i zastosowania respirometru tlenowego/beztlenowegoRSA)PF-8000PF-8000
Mettler Toledo30029075Model: ME204E, Granica wykrywalności: 0,1 mg
Blender do smoothie z plastikowym słoikiem o pojemności 56 uncji HamiltonBeach50190FModel: 50190F
Fiolki COD TNT Plus Test fiolekHACHTNT821TNT 821, 3– 150 mg / L
Fiolki z dorszem Test na fiolki TNT PlusHACHTNT822TNT 822, 20– 1500 mg/L
EksykatorSP Bel-Art942070050Model: SP Scienceware
Dionized Water SystemMilli-QZIQ7010T0CIQ 7010 Pure & Ultraczysty system oczyszczania wody
Bezwodny CaSO4WA Hammond Drierite Company130018 oczek, 1 funt
Filtry z włókna szklanegoWhatman (producent) / Cole-Parmer (dostawca)1827-150934-AH
HACHDRB200-02DRB 200
Corning6795-620DModel: PC-620D
Azot klasy przemysłowej (sprężona butla)Gaz powietrznyNI UHP300300 stóp sześciennych
Granulki (KOH)Fisher ScientificAC134062500500 g
pH-metrFisher Scientific13-636-AP115AP115, spektrofotometr Accumet pH
spektrofotometr HACHLPV400.99.00012DR 3900
Pompa próżniowaGAST1HAB-25-M100X
( Model: Waga analityczna ChZT Model: Blok fermentatora ciepła Mieszadło z gorącą płytą ,

Bibliografia

  1. Mainardis, M., Buttazzoni, M., Cottes, M., Moretti, A., Goi, D. Respirometry tests in wastewater treatment: Why and how? A critical review. Sci Total Environ. 793, 148607(2021).
  2. Pan, Y., et al. Synergistic effect and biodegradation kinetics of sewage sludge and food waste mesophilic anaerobic co-digestion and the underlying stimulation mechanisms. Fuel. 253, 40-49 (2019).
  3. Argiz, L., et al. Assessment of a fast method to predict the biochemical methane potential based on biodegradable COD obtained by fractionation respirometric tests. J Environ Manage. 269, 110695(2020).
  4. Carucci, A., et al. Aerobic storage by activated sludge on real wastewater. Water Res. 35 (16), 3833-3844 (2001).
  5. McCarty, P. L., Bae, J., Kim, J. Domestic wastewater treatment as a net energy producer-Can this be achieved. Environ Sci Technol. 45 (17), 7100-7106 (2011).
  6. McCarty, P. The development of anaerobic treatment and its future. Water Sci Technol. 44 (8), 149-156 (2001).
  7. Jaglo, K., Kenny, S., Stephenson, J. From farm to kitchen: The environmental impacts of U.S. food waste Part 1. United States Environmental Protection Agency. , Available from: https://www.epa.gov/system/files/documents/2021-11/from-farm-to-kitchen-the-environmental-impacts-of-u.s.-food-waste_508-tagged.pdf (2021).
  8. Tchobanoglous, G., Burton, F. L., Stensel, H. D. WastewaterEngineering:TreatmentandReuse. 5th ed. , McGraw Hill. (2014).
  9. Pfluger, A., et al. Anaerobic digestion and biogas beneficial use at municipal wastewater treatment facilities in Colorado: A case study examining barriers to widespread implementation. J Clean Prod. 206, 97-107 (2019).
  10. Mata-Alvarez, J., Dosta, J., Romero-Güiza, M. S., Fonoll, X., Peces, M., Astals, S. A critical review on anaerobic co-digestion achievements between 2010 and 2013. Renew Sust Energ Rev. 36, 412-427 (2014).
  11. Pfluger, A. R., Hahn, M. J., Hering, A. S., Munakata-Marr, J., Figueroa, L. Statistical exposé of a multiple-compartment anaerobic reactor treating domestic wastewater. Water Environ Res. 90 (6), 530-542 (2018).
  12. Razaviarani, V., Buchanan, I. D. Calibration of the Anaerobic Digestion Model No. 1 (ADM1) for steady-state anaerobic co-digestion of municipal wastewater sludge with restaurant grease trap waste. Chem Eng J. 266, 91-99 (2015).
  13. Zhu, H., et al. Biohydrogen production by anaerobic co-digestion of municipal food waste and sewage sludges. Int J Hydrog Energy. 33 (14), 3651-3659 (2008).
  14. Serna-García, R., Ruiz-Barriga, P., Noriega-Hevia, G., Serralta, J., Pachés, M., Bouzas, A. Maximising resource recovery from wastewater grown microalgae and primary sludge in an anaerobic membrane co-digestion pilot plant coupled to a composting process. J Environ Manage. 281, 111890(2021).
  15. Gossett, J. M., Belser, R. L. Anaerobic digestion of waste activated sludge. J Environ. 108 (6), 1101-1120 (1982).
  16. Yi, H., Han, Y., Zhuo, Y. Effect of combined pretreatment of waste activated sludge for anaerobic digestion process. Procedia Environ Sci. 18, 716-721 (2013).
  17. Nah, I. W., Kang, Y. W., Hwang, K. Y., Song, W. K. Mechanical pretreatment of waste activated sludge for anaerobic digestion process. Water Res. 34 (8), 2362-2368 (2000).
  18. American Public Health Association. Standard Methods for the Examination of Water and Wastewater. Vol. 10. American Public Health Association. , American Public Health Association. Washington, DC. (2012).
  19. Food Data Central. US Department of Agriculture. , Available from: https://fdc.nal.usda.gov/ (2024).
  20. Vanzin, G., Pfluger, A., Almstrand, R., Figueroa, L., Munakata-Marr, J. Succession of founding microbiota in an anaerobic baffled bioreactor treating low-temperature raw domestic wastewater. Environ Sci Water Res Technol. 8 (4), 792-806 (2022).
  21. Negi, S., Dhar, H., Hussain, A., Kumar, S. Biomethanation potential for co-digestion of municipal solid waste and rice straw: a batch study. Bioresour Technol. 254, 139-144 (2018).
  22. Rostkowski, K. H., Pfluger, A. R., Criddle, C. S. Stoichiometry and kinetics of the PHB-producing Type II methanotrophs Methylosinus trichosporium OB3b and Methylocystis parvus OBBP. Bioresour Technol. 132, 71-77 (2014).
  23. Pfluger, A., Vanzin, G., Munakata-Marr, J., Figueroa, L. An anaerobic hybrid bioreactor for biologically enhanced primary treatment of domestic wastewater under low temperatures. Environ Sci Water Res Technol. 4 (11), 1851-1866 (2018).
  24. Callahan, J. L., Pfluger, A. R., Figueroa, L. A., Munakata-Marr, J. BioWin® modeling of anaerobic sludge blanket treatment of domestic wastewater. Bioresour Technol Rep. 20, 101231(2022).
  25. Linvill, C., Butkus, M., Bennett, E., Wait, M., Pytlar, A., Pfluger, A. Energy balances for proposed complete full-scale anaerobic wastewater treatment facilities. Environ Eng Sci. 40 (11), 482-493 (2023).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Anaerobowe współtrawienieprotokół respirometrycznyprodukcja metanustężenie substratuparametry biokinetycznedegradacja organicznatesty okresowe (batch)
Pomiar potencjału biometanowego odpadów spożywczych beztlenowo współtrawionych z osadem aktywowanym odpadami za pomocą respirometrii
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.