Artykuł metodologiczny

Opracowanie mysiego modelu ksenoprzeszczepu pochodzącego od pacjenta z tkankami ludzkiego kostniakomięsaka

2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/66491

⸱

22 marca 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Longhua Hospital, Shanghai University of Traditional Chinese Medicine, 2Key Laboratory of theory and therapy of muscles and bones, Ministry of Education

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Obecny protokół opisuje metodę tworzenia mysiego modelu ksenoprzeszczepu pochodzącego od pacjenta (PDX) przy użyciu ludzkiej tkanki kostniakomięsaka.

Streszczenie

Kostniakomięsak jest najczęstszym pierwotnym złośliwym nowotworem kości u dzieci i młodzieży. Pomimo opracowania nowych planów leczenia w ostatnich latach, rokowanie dla pacjentów z kostniakomięsakiem nie uległo znacznej poprawie. Dlatego tak ważne jest stworzenie solidnego modelu przedklinicznego o wysokiej wierności. Model ksenoprzeszczepu pochodzącego od pacjenta (PDX) wiernie zachowuje genetyczne, epigenetyczne i heterogeniczne cechy nowotworów złośliwych u każdego pacjenta. W związku z tym modele PDX są uważane za autentyczne modele in vivo do badania różnych nowotworów w badaniach transformacji. W artykule przedstawiono kompleksowy protokół tworzenia i utrzymywania mysiego modelu PDX, który dokładnie odzwierciedla cechy morfologiczne ludzkiego kostniakomięsaka. Polega to na natychmiastowym przeszczepieniu świeżo wyciętej tkanki ludzkiego kostniakomięsaka myszom z obniżoną odpornością, a następnie kolejnym pasażowaniu. Opisany model służy jako platforma do badania wzrostu, oporności na leki, nawrotu i przerzutów kostniakomięsaka. Dodatkowo pomaga w badaniach przesiewowych docelowych terapii i ustalaniu spersonalizowanych schematów leczenia.

Wprowadzenie

Kostniakomięsak jest pierwotnym nowotworem złośliwym kości wywodzącym się z komórek płata międzykostnego i występuje najczęściej zarówno u młodzieży, jak i u dzieci. Często występuje w nasadach trzonu długiego i charakteryzuje się wysoką złośliwością, wczesnymi przerzutami i złym rokowaniem1,2. Przerzuty do płuc są główną przyczyną zgonów pacjentów z kostniakomięsakiem. 5-letni wskaźnik przeżycia pacjentów z kostniakomięsakiem bez przerzutów wynosi 65%-70%3. Jednak w ciągu ostatnich 40 lat 5-letni wskaźnik przeżycia (tylko 20%) pacjentów z kostniakomięsakiem z przerzutami nie uległ znacznej poprawie, a 25% pacjentów z kostniakomięsakiem ma przerzuty w momencie diagnozy4. Obecnie leki pierwszego rzutu stosowane w leczeniu kostniakomięsaka osiągnęły konsensus, ale nadal istnieją znaczące różnice w schemacie chemioterapii i czasie leczenia5. Ważne jest przeprowadzenie eksperymentów przedklinicznych w oparciu o odpowiednie modele zwierzęce w celu uzyskania bardziej skutecznych schematów chemioterapii.

Obecnie, modele powszechnie używane w eksperymentach przedklinicznych kostniakomięsaka obejmują hodowle komórkowe in vitro oparte na liniach komórkowych i ksenoprzeszczepy in vivo pochodzące od komórek (CDX), a także ksenoprzeszczepy pochodzące od pacjentów (PDX)6,7.

Linie komórkowe są wygodne do hodowli i wykorzystania w badaniach in vitro, lub do przeszczepu myszom z niedoborem odporności w celu stworzenia modeli CDX8. Jednak linie komórkowe hodowane in vitro mogą nie odzwierciedlać dokładnie niejednorodności nowotworów złośliwych i indywidualnych cech pacjentów ze względu na potencjalne mutacje, które występują w celu przystosowania się do środowiska hodowli in vitro podczas powtarzających się pasaży. Dodatkowo brakuje im mikrośrodowiska i układu odpornościowego niezbędnych do wzrostu i rozwoju guza in vivo. Chociaż modele CDX oferują pewne zalety w porównaniu z hodowlą komórkową in vitro, nadal mogą nie odzwierciedlać w pełni indywidualnych cech pacjentów z kostniakomięsakiem, chociaż tkanki nowotworowe uzyskane z modeli CDX mają ograniczoną heterogeniczność wewnątrznowotworową i reprezentację układu odpornościowego w porównaniu z liniami komórkowymi hodowanymi in vitro9. Dlatego kluczowe znaczenie ma stworzenie modelu przedklinicznego o wysokiej wierności.

modele PDX obejmują natychmiastowe przeszczepienie świeżo wyciętych ludzkich tkanek nowotworowych myszom z niedoborem odporności. Metoda ta pozwala na wierne zachowanie genetycznych, epigenetycznych i heterogenicznych cech nowotworów złośliwych człowieka u każdego pacjenta, nawet po kolejnych pasażach u myszy. Co więcej, modele PDX są znane z dokładnego przewidywania późniejszych wyników klinicznych10, co czyni je cennymi narzędziami do tworzenia zindywidualizowanych terapii i rozwoju badań nad medycyną precyzyjną11.

Ta praca opisuje procedurę tworzenia modelu PDX u myszy z niedoborem odporności poprzez przeszczepienie ludzkiej tkanki kostniakomięsaka. Takie modele służą jako platformy do prowadzenia eksperymentów przedklinicznych dotyczących kostniakomięsaka.

Protokół

Wszystkie badania z udziałem tkanek ludzkich zostały zatwierdzone przez Instytucjonalną Komisję Oceny Etyki Szpitala Longhua, powiązanego z Shanghai University of Traditional Chinese Medicine (Shanghai, China) (2013LC52), a pisemna świadoma zgoda została uzyskana od pacjentów zgodnie z Deklaracją Helsińską. Liczba IACUC dla tego badania na zwierzętach wynosi PZSHUTCM221017013. Czterotygodniowe samce myszy CAnN.Cg-Foxn1nu / Crl zostały zaopatrzone w podwójny lew Napromieniowana dieta dla gryzoni GB 14924.3 i sterylną wodę i zostały umieszczone w klatce dla myszy IVC z pięcioma myszami na klatkę, w warunkach SPF z 12-godzinnym cyklem światła / ciemności. Tabela materiałów zawiera szczegółowe informacje o wszystkich materiałach, odczynnikach i instrumentach użytych w tym protokole.

1. Przygotowanie tkanki ludzkiego kostniakomięsaka

UWAGA: W tym badaniu, tkanka ludzkiego kostniakomięsaka została wycięta12 z uszkodzenia kości udowej 15-letniego pacjenta z kostniakomięsakiem przed chemioterapią.

  1. Świeżo wyciętą tkankę kostniakomięsaka należy natychmiast przechowywać w roztworze chroniącym tkanki, aby zmaksymalizować zachowanie aktywacji komórek kostniakomięsaka po spłukaniu sterylną solą fizjologiczną.
    UWAGA: Świeżo wycięte tkanki kostniakomięsaka należy jak najszybciej przeszczepić myszom. Można je przechowywać w roztworze ochronnym tkanek maksymalnie przez 24 godziny przed przeszczepem. Tkanki kostniakomięsaka używane do modelowania muszą pochodzić od pacjentów, którzy nie otrzymali chemioterapii. Aktywność komórek nowotworowych od pacjentów, którzy otrzymali chemioterapię, będzie słaba, co doprowadzi do niepowodzenia ustalenia modelu i utraty wysokiej wierności.
  2. Świeżo wycięte tkanki kostniakomięsaka przechowywane w roztworze ochronnym tkanek należy jak najszybciej przenieść do laboratorium.
  3. Przygotowanie eksperymentalnych instrumentów i materiałów do opracowania modelu PDX: skalpele (Rysunek 1A); pęseta okulistyczna (Rysunek 1B,C); nożyczki okulistyczne (Rysunek 1D); igła do szycia (Rysunek 1E); linia szwu (Rysunek 1F); prosty uchwyt na igłę (Rysunek 1G); długopis do znakowania (Rysunek 1H).
    UWAGA: Upewnij się, że wszystkie narzędzia chirurgiczne są sterylizowane w autoklawie przed użyciem.
  4. Dwukrotnie spłukać tkanki kostniakomięsaka wstępnie schłodzoną sterylną solą fizjologiczną w sterylnym kapturze.
  5. Usuń obszary tkanki kostniakomięsaka z krwawieniem i martwicą.
  6. Oczyszczoną tkankę kostniakomięsaka pokroić skalpelem na 3 mm3 kawałki w naczyniu hodowlanym zawierającym wstępnie schłodzoną sterylną sól fizjologiczną i przechowywać na lodzie.

2. Tworzenie modeli PDX poprzez przeszczep tkanki kostniakomięsaka w okolicy boku myszy

  1. Przedoperacyjną analgezję meloksykamu (5 mg/kg mc./24 h) należy podać myszom we wstrzyknięciu podskórnym i umieścić nagie myszy na sterylnych obłożach chirurgicznych. Zapewnij wsparcie termiczne przez cały czas trwania zabiegu.
  2. Wywołaj znieczulenie u myszy, wystawiając je na działanie 3% izofluranu i 97% tlenu. Po całkowitym znieczuleniu myszy przenieś je do stożka nosowego i utrzymuj znieczulenie 1,5% izofluranu i 98,5% tlenu.
  3. Ściśnij palce u stóp, aby upewnić się, że myszy są całkowicie znieczulone, i poczekaj dłużej, jeśli nadal występują skurcze lub reakcje konwulsyjne.
    UWAGA: Wszystkie zabiegi muszą być wykonywane przy użyciu sterylnego sprzętu w sterylnym kapturze. Unikaj suchości myszy podczas znieczulenia, nakładając maść okulistyczną na ich oczy.
  4. Zabezpiecz mysz w bocznej pozycji odleżynowej (Rysunek 2A). Zdezynfekuj jedną stronę okolicy boku myszy w celu przeszczepu tkanki kostniakomięsaka 3 razy za pomocą naprzemiennych rund jodu powidonu i wacików dezynfekujących o stężeniu 70% etanolu.
    UWAGA: Dezynfekcja chirurgiczna jest wykonywana w okrągły wzór, zaczynając od środka i spiralnie kierując się na zewnątrz.
  5. Zaznacz miejsce nacięcia chirurgicznego na skórze markerem.
  6. Wykonaj 5 mm nacięcie od skóry do tkanek podskórnych za pomocą skalpela (Ryc. 2B).
  7. Podnieś górną stronę skóry brzegu nacięcia za pomocą pęsety okulistycznej za pomocą lewej ręki i wykonaj wycięcie w górę pod skórą właściwą myszy za pomocą prostego uchwytu na igłę, używając prawej ręki (Rysunek 2C).
  8. Przytrzymaj górną stronę skóry nacięcia pęsetą okulistyczną lewą ręką i umieść tkankę kostniakomięsaka pod skórą około 5 mm powyżej brzegu nacięcia za pomocą pęsety okulistycznej, używając prawej ręki, aby przeszczepić tkankę kostniakomięsaka (Rysunek 2C).
    UWAGA: Upewnij się, że tkanka kostniakomięsaka jest przeszczepiona tuż pod skórą właściwą. rozwarstwienie wykonuje się za pomocą prostych i kleszczy preparacyjnych, takich jak prosty uchwyt na igły, aby uniknąć penetracji klatki piersiowej myszy podczas znajdowania warstwy skóry właściwej myszy.
  9. Zszyj nacięcie za pomocą wchłanialnego szwu z 2-3 szwami dla nacięcia 5 mm (Rysunek 2D).
  10. Umieść myszy z powrotem w czystych klatkach i monitoruj je, aż całkowicie wyzdrowieją ze znieczulenia.
    UWAGA: PDX ustalony przez przeszczepienie tkanki ludzkiego kostniakomięsaka jest oznaczony jako pasaż 0 (P0), PDX ustalony przez przeszczepienie tkanki PDX w P0 jest oznaczony jako pasaż 1 (P1), a następnie P2 i P3.

3. Zbiór tkanek nowotworowych PDX

  1. Mierz objętość guza raz w tygodniu. Gdy rozmiar guza osiągnie 1500 mm3, należy poddać myszy eutanazji metodą zwichnięcia szyjki macicy po inhalacji CO2 . Humanitarne punkty końcowe obejmują owrzodzenie guza lub problemy z ruchomością kończyn przednich.
    UWAGA: Zmierz długą średnicę (a) i krótką średnicę (b) guza za pomocą suwmiarki. Oblicz objętość guza (V) za pomocą wzoru: V = 1/2 × a × b2.
  2. Ustaw mysz bokiem, aby odsłonić guz i zdezynfekuj skórę w miejscu guza wacikiem nasączonym alkoholem.
  3. Użyj nożyczek okulistycznych, aby oddzielić cały guz. Zważ masę guza za pomocą wagi elektronicznej.

4. Badanie patologiczne pierwotnych tkanek klinicznych i tkanek guza PDX

  1. Umieść tkanki nowotworowe 13 w probówce o pojemności 50 ml zawierającej 30 ml 10% neutralnego buforowanego roztworu formaliny przez 24 godziny. Dokładnie spłucz tkanki nowotworowe płynącą wodą, aby usunąć utrwalacz.
  2. Odwodnić i zanurzyć tkanki nowotworowe w parafinie14.
  3. Pokrój tkanki guza i przeprowadź rutynowe badanie histologiczne15.

Wyniki

Niniejszy protokół opisuje szczegółową procedurę tworzenia modelu mysiego PDX, zachowującego cechy morfologiczne ludzkiego osteosarcoma po bezpośrednim przeszczepieniu świeżo wyresekowanej tkanki ludzkiego osteosarcoma oraz kolejnych pasażach u myszy. W ramach opracowanej metody pomyślnie stworzono model mysi PDX z wykorzystaniem tkanki ludzkiego osteosarcoma.

Rysunek 3A przedstawia reprezentatywną mysz PDX w generacji P0, dwa miesiące po transplantacji tkanki kostniaka udowego od 15-letniego pacjenta. Rysunek 3B przedstawia reprezentatywną mysz PDX w generacji P1, miesiąc po transplantacji tkanki PDX z generacji P0. Rysunek 3C przedstawia reprezentatywną mysz PDX w generacji P2, miesiąc po transplantacji tkanki PDX z generacji P1. Rysunek 3D przedstawia reprezentatywną mysz PDX w generacji P3, miesiąc po transplantacji tkanki PDX z generacji P2.

Myszy uśpiono metodą zwichnięcia kręgów szyjnych po inhalacji CO2 w momencie, gdy rozmiar guza osiągnął 1 500 mm3, w celu pobrania tkanek guza PDX. Tkanki guzów od pacjentów klinicznych oraz z myszy zostały następnie zatopione w parafinie i poddane barwieniu H&E. Reprezentatywny obraz barwienia H&E tkanki guza pacjenta klinicznego przedstawiono na Rysunku 4A. Reprezentatywne obrazy barwienia H&E tkanek guzów mysich PDX w generacjach P0, P1 i P2 przedstawiono na Rysunku 4B,C,D. Cechy osteosarkomy, charakteryzujące się małymi komórkami z okrągłymi, hiperchromatycznymi jądrami w macierzystych tkankach guzów pacjentów klinicznych, zostały zachowane w ustanowionych modelach PDX w generacjach P0, P1 i P2.

Zestaw instrumentów chirurgicznych, oznakowane narzędzia, przygotowanie do demonstracji sekcji lub szycia.
Rycina 1: Instrumenty chirurgiczne. (A) Skalpel. (B,C) Pęsety okulistyczne. (D) Nożyczki okulistyczne. (E) Igła chirurgiczna. (F) Nić chirurgiczna. (G) Prosty igłotrzymacz. (H) Marker. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Schemat znakowania anatomicznego myszy i etapów procedury chirurgicznej w badaniach eksperymentalnych.
Rycina 2: Utworzenie modelu PDX. (A) Miejsce transplantacji tkanki kostniakomięsaka w okolicy boku myszy zostaje zaznaczone markerem. (B) Wykonano nacięcie skóry o długości 5 mm aż do tkanki podskórnej. (C) Rozdzielenie tępe i transplantacja tkanki kostniakomięsaka. (D) Zaszyte nacięcie. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny.

Progresja guza w modelu mysim; schematy eksperymentalne A-D przedstawiają etapy wzrostu i efekty leczenia.
Rysunek 3: Wzrost PDX pierwotnie przeszczepionego z tkanką osteosarcoma kości udowej od 15-letniego pacjenta. (A) PDX ustanowiony poprzez przeszczepienie ludzkiej tkanki osteosarcoma (P0). (B) PDX ustanowiony poprzez przeszczepienie tkanki PDX z etapu P0 (P1). (C) PDX ustanowiony poprzez przeszczepienie tkanki PDX z etapu P1 (P2). (D) PDX ustanowiony poprzez przeszczepienie tkanki PDX z etapu P2 (P3). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Analiza histopatologiczna; porównanie morfologii komórek; opisane obrazy mikroskopowe A-D, E-H.
Rycina 4: Barwienie hematoksyliną i eozyną (H&E) przekrojów tkankowych z pierwotnych tkanek klinicznych oraz tkanek PDX. Barwienie H&E wykazało cechy histologiczne (A) osteosarcoma kości udowej u 15-letniego pacjenta, (B) PDX w generacji P0, (C) PDX w generacji P1, (D) PDX w generacji P2. Paski skali: (A-D) 100 µm; (E-H) 20 µm. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Dyskusja

Modele PDX mogą symulować charakterystykę nowotworów u ludzi i zachowywać większe podobieństwo do guza pierwotnego, w tym zmiany genetyczne i genomowe, histologię, heterogeniczność i profil ekspresji genów 16,17,18,19. W związku z tym zachowują fenotypy molekularne i genotypy pacjentów z rakiem, zapewniając innowacyjne podejścia do badania biologii i oceny potencjalnych terapii. Podejścia te obejmują przedkliniczne badania przesiewowe nowych leków przeciwnowotworowych o bardzo podobnych odpowiedziach do rzeczywistych odpowiedzi klinicznych, wykrywanie biomarkerów oporności na leki, badania przesiewowe leków wrażliwych w spersonalizowanym doborze schematu leczenia klinicznego oraz przewidywanie wyników pacjentów20. Co więcej, proces tworzenia modeli PDX jest stosunkowo prosty i nie wymaga specjalnego sprzętu.

W tym badaniu udało się ustalić mysi model PDX przy użyciu tkanek ludzkiego kostniakomięsaka. Ujawniono kilka kluczowych aspektów pomyślnego ustanowienia modelu PDX z tkankami ludzkiego kostniakomięsaka. Po pierwsze, możliwość przeszczepu tkanek ludzkiego kostniakomięsaka u myszy jest wykonalna, co umożliwia badanie biologii ludzkiego kostniakomięsaka w układzie mysim. Wysokie tempo powstawania guza można przypisać zastosowaniu myszy z niedoborem odporności pozbawionych funkcjonalnego układu odpornościowego, co pozwala przeszczepionym komórkom kostniakomięsaka na proliferację bez odrzucenia. Co więcej, badanie to wykazało, że model PDX zachował histologię oryginalnych tkanek ludzkiego kostniakomięsaka. Morfologia guza i cechy histopatologiczne były podobne między pierwotnym guzem pacjenta a guzami PDX. Wskazuje to, że model PDX dokładnie podsumowuje kostniakomięsaka, co czyni go cennym narzędziem do badania progresji kostniakomięsaka, przerzutów i odpowiedzi na leczenie.

Jednak podczas modelowania PDX należy zwrócić uwagę na kilka kluczowych punktów. Po pierwsze, tkanki ludzkiego kostniakomięsaka używane do przeszczepu muszą być świeżo wycięte i powinny być przechowywane w roztworze ochronnym tkanek tak szybko, jak to możliwe. Zaleca się zakończenie przeszczepu w ciągu 12 godzin po resekcji, chociaż aktywność komórek nowotworowych w tkankach ludzkiego kostniakomięsaka przechowywanych w roztworze ochronnym tkanek może być utrzymana maksymalnie przez 24 godziny16. Po drugie, lepiej jest używać tkanek nowotworowych od pacjentów, którzy nie otrzymali chemioterapii, aby maksymalnie zachować fenotypy molekularne i genotypy pacjentów, chociaż tkanki ludzkiego kostniakomięsaka od pacjentów, którzy otrzymali chemioterapię raz lub dwa razy, można z powodzeniem przeszczepić myszom z niedoborem odporności. Co więcej, aktywność komórek nowotworowych będzie słaba, jeśli pacjent otrzyma wiele chemioterapii, co prowadzi do niepowodzenia modelowania przeszczepu; Jednak tkanki kostniakomięsaka od pacjentów z nawrotem mogą mieć wyższy wskaźnik pomyślnego tworzenia guza po przeszczepieniu myszom z niedoborem odporności niż tkanki kostniakomięsaka od pacjentów zdiagnozowanych początkowo. Po trzecie, przeszczepienie tkanek kostniakomięsaka tuż pod skórą właściwą skóry poprawi tempo tworzenia się guza u myszy z niedoborem odporności21.

Ważne jest, aby zdać sobie sprawę z ograniczeń tego badania. Po pierwsze, cykl tworzenia modelu PDX jest długi i trwa 4-12 tygodni od przeszczepu do powstania guza22. Po drugie, informacje związane z inicjacją i etiologią guza mogą być nieobecne, ponieważ w pełni rozwinięte tkanki kostniakomięsaka z komórek rakowych są przeszczepiane, a rzadkie subklony lub zmiany genomowe mogą zostać utracone podczas procesu przeszczepu. Sekwencjonowanie całego genomu guzów PDX i porównanie z próbkami pobranymi od pacjentów byłoby cenne dla oceny wierności genetycznej modelu23. Po trzecie, mysie komórki gospodarza mogą infiltrować nowotwory, potencjalnie wpływając na aktywność komórek nowotworowych9. Po czwarte, model PDX ma wskaźnik awaryjności na poziomie około 50%24,25. Wreszcie, w niektórych przypadkach, przerzuty raka nie mogą być badane ze względu na brak przerzutów komórek nowotworowych po przeszczepieniu myszom z niedoborem odporności26.

Podsumowując, badanie to potwierdza pomyślne ustanowienie mysiego modelu PDX przy użyciu tkanek ludzkiego kostniakomięsaka. Model ten wiernie odwzorowuje cechy histopatologiczne pierwotnego guza, stanowiąc cenne narzędzie do badania biologii kostniakomięsaka i testowania potencjalnych metod leczenia. Dalsze badania z wykorzystaniem tego modelu PDX poszerzą naszą wiedzę na temat kostniakomięsaka i zaowocują opracowaniem skuteczniejszych strategii dla tych pacjentów.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak sprzecznych interesów finansowych.

Podziękowania

Ta praca jest wspierana przez granty od (1) National Nature Science Foundation (81973877 i 82174408); (2) Projekt budowy Centrum Badawczego o Najwyższym Priorytecie w Szanghaju (2022ZZ01009); (3) Krajowy Kluczowy Program Badawczo-Rozwojowy Chin (2020YFE0201600); (4) Szanghajskie Centrum Innowacji Współpracy w Transformacji Przemysłowej Przygotowania TCM w Szpitalu oraz (5) Projekty badawcze w ramach budżetu Uniwersytetu Tradycyjnej Medycyny Chińskiej w Szanghaju (2021LK047).

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
10% neutralny roztwór formalinyWuhan Saiweier Biotechnology Co., LtdG1101-500mlNapraw tkanki
AutoklawJaponia Hiryama CompanyHVE-50Narzędzia chirurgiczne do sterylizacji
CAnN.Cg-Foxn1nu/CrlShanghai SLAC Laboratory Animal Co, Ltd./Suwmiarka dla zwierząt
Yantai Green Forest Tools Co., Ltd.034180AZmierz objętość guza
Naczynie (60 mm)Shanghai NianYue Biotechnology Co., Ltd430166, CorningUmieszczenie próbki podczas przeszczepu
Waciki dezynfekująceShanghai Honglong Industrial Co., Ltd.20230627Dezynfekcja skóry myszy
Jednorazowe sterylne rękawiczkiGuilin Hengbao Health Protection Co., Ltd.YT21131Sterylna operacja
Podwójny lew Napromieniowana dieta dla gryzoniSuzhou Shuangshi Experimental Animal Feed Technology Co., Ltd.GB 14924.3Pasza dla zwierząt
Waga elektronicznaShanghai NianYue Biotechnology Co., Ltd1-2000Zważ masę guza
EosinShanghai Gengyun Biotechnology Co., LtdE4009-25GHematoksylina eozyna barwienie
HematoxylinShanghai Gengyun Biotechnology Co., LtdH3136-25GHematoksylina eozyna barwnik
IsofluraneShenzhen RWD Life Technology Co., LtdZnieczulenie myszy VETEASY 
Klatka na myszy IVCSuzhou Monkey King Animal Experimental Equipment Technology Co., Ltd.HH-MMB-2Długopis z barierą dla zwierząt
Zebra Trading (Shenzhen) Co., Ltd.YYST5Zaznacz nacięcie chirurgiczne
Mikroskop optyczny OlympusJapońska firma OlympusBH20Skanuj plastry tkanek Maść
okulistycznaShanghai Gengyun Biotechnology Co., LtdSOICOEYEGRLUnikaj suchych oczu myszy podczas znieczulenia
Nożyczki okulistyczneShanghai NianYue Biotechnology Co., LtdY00030 JZWytnij skórę
Pęseta okulistycznaShanghai NianYue Biotechnology Co., LtdBS-ZER-S-100 BiosharpPrzytrzymaj tkanki kostniakomięsaka podczas przeszczepu
ParafinaJiangsu Shitai Sprzęt eksperymentalny Co., Ltd.80200-0015Zakopana kostniakomięsak
maszyna do krojenia parafinyLyca Microsystem (Shanghai) Trading Co., Ltd.RM2235Sekcja tkankowa kostniakomięsaka
sól fizjologicznaGuangzhou Jinsheng Biotechnology Co., Ltd.605-004057Płukanie i tymczasowe przechowywanie skalpeli tkankowych kostniakomięsaka
Fabrykanarzędzi chirurgicznych Shanghai Medical Devices (Group) Co., Ltd.J11010-10# JZOddzielenie tkanki kostniakomięsaka i wykonanie nacięć chirurgicznych
Sterylny kapturThermo Fisher Technology (China) Co., Ltd.ECO0.9Stół operacyjny
sterylne obłożenia chirurgiczneHenan Huayu Medical Equipment Co., Ltd.20160090Zapewnij sterylny obszar chirurgiczny
Prosty uchwyt igłyShanghai Gengyun Biotechnology Co., LtdJ31050 JZZszyj ranę
Linia do szyciaShanghai Pudong Jinhuan Medical Products Co., LtdF3124Zszyj ranę
Igła do szyciaShanghai Pudong Jinhuan Medical Products Co., LtdF3124Zszyj ranę
Roztwór ochronny tkanekNanjing Shenghang Biotechnology Co., LTDBC-CFM-03Utrzymuj aktywność komórek tkankowych
Rurka (50 ml)Shanghai Baisai, Biotechnology Co., Ltd.BLD-BL2002500Zainstaluj roztwór do utrwalania formaliny

Bibliografia

  1. Saraf, A. J., Fenger, J. M., Roberts, R. D. Osteosarcoma: accelerating progress makes for a hopeful future. Front Oncol. 8, 4(2018).
  2. Ligon, J. A., et al. Pathways of immune exclusion in metastatic osteosarcoma are associated with inferior patient outcomes. J Immunother Cancer. 9 (5), e001772(2021).
  3. Miwa, S., et al. Current and emerging targets in immunotherapy for osteosarcoma. J Oncol. 2019, 7035045(2019).
  4. Eaton, B. R., et al. Osteosarcoma. Pediatr Blood Cancer. 68 (2), e28352(2021).
  5. Ritter, J. Osteosarcoma. Ann Oncol. 21, 320-325 (2010).
  6. Lowery, C. D., et al. Broad spectrum activity of the checkpoint kinase 1 inhibitor prexasertib as a single agent or chemo potentiator across a range of preclinical pediatric tumor models. Clin Cancer Res. 25 (7), 2278-2289 (2019).
  7. Hingorani, P., et al. Trastuzumab deruxtecan, antibody-drug conjugate targeting Her2, is effective in pediatric malignancies: a report by the pediatric preclinical testing consortium. Mol Cancer Ther. 21 (8), 1318-1325 (2022).
  8. Brennecke, P., et al. CXCR4 antibody treatment suppresses metastatic spread to the lung of intratibial human osteosarcoma xenografts in mice. Clin Exp Metastasis. 31 (3), 339-349 (2014).
  9. Pan, B., Wei, X., Xu, X. Patient-derived xenograft models in hepatopancreatobiliary cancer. Cancer Cell Int. 22 (1), 41(2022).
  10. Tentler, J. J., et al. Patient-derived tumor xenografts as models for oncology drug development. Nat Rev Clin Oncol. 9 (6), 338-350 (2012).
  11. Yoshida, G. J. Applications of patient-derived tumor xenograft models and tumor organoids. J Hematol Oncol. 13 (1), 4(2020).
  12. Stitzlein, R. N., Wojcik, J., Sebro, R. A., Balamuth, N. J., Weber, K. L. Team approach: Osteosarcoma of the distal part of the femur in adolescents. JBJS Rev. 5 (12), 5(2017).
  13. Kai, K., et al. Formalin fixation on Her-2 and PD-l1 expression in gastric cancer: A pilot analysis using the same surgical specimens with different fixation times. World J Clin Cases. 7 (4), 419-430 (2019).
  14. Yang, T. S., et al. A practical protocol to prepare paraffin-embedded whole tick histology sections. Ticks Tick Borne Dis. 14 (4), 102162(2023).
  15. Chang, J., et al. Matrine inhibits prostate cancer via activation of the unfolded protein response/endoplasmic reticulum stress signaling and reversal of epithelial to mesenchymal transition. Mol Med Rep. 18 (1), 945-957 (2018).
  16. de Alava, E. Ewing sarcoma, an update on molecular pathology with therapeutic implications. Surg Pathol Clin. 10 (3), 575-585 (2017).
  17. Hidalgo, M., et al. Patient-derived xenograft models: An emerging platform for translational cancer research. Cancer Discov. 4 (9), 998-1013 (2014).
  18. Eoh, K. J., et al. Comparison of clinical features and outcomes in epithelial ovarian cancer according to tumorigenicity in patient-derived xenograft models. Cancer Res Treat. 50 (3), 956-963 (2018).
  19. Stewart, E. L., et al. Clinical utility of patient-derived xenografts to determine biomarkers of prognosis and map resistance pathways in EGFR-mutant lung adenocarcinoma. J Clin Oncol. 33 (22), 2472-2480 (2015).
  20. Kresse, S. H., Meza-Zepeda, L. A., Machado, I., Llombart-Bosch, A., Myklebost, O. Preclinical xenograft models of human sarcoma show nonrandom loss of aberrations. Cancer. 118 (2), 558-570 (2012).
  21. Dobrolecki, L. E., et al. Patient-derived xenograft (PDX) models in basic and translational breast cancer research. Cancer Metastasis Rev. 35 (4), 547-573 (2016).
  22. Abdolahi, S., et al. Patient-derived xenograft (PDX) models, applications and challenges in cancer research. J Transl Med. 20 (1), 206(2022).
  23. Deng, N., et al. Deep whole-genome sequencing identifies recurrent genomic alterations in commonly used breast cancer cell lines and patient-derived xenograft models. Breast Cancer Res. 24 (1), 63(2022).
  24. Chen, F., et al. Generation and characterization of patient-derived xenografts from patients with osteosarcoma. Tissue Cell. 79, 101911(2022).
  25. Fortuna-Costa, A., et al. An association between successful engraftment of osteosarcoma patient-derived xenografts and clinicopathological findings. Histol Histopathol. 35 (11), 1295-1307 (2020).
  26. Beck, J., et al. Canine and murine models of osteosarcoma. Vet Pathol. 59 (3), 399-414 (2022).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Model osteosarcomaludzka tkanka osteosarcomaprzedkliniczny model nowotworowytransplantacja guzamyszy immunodeficyjneoporno na lekiprzerzuty nowotworowespersonalizowana terapia nowotworowa
Opracowanie mysiego modelu ksenoprzeszczepu pochodzącego od pacjenta z tkankami ludzkiego kostniakomięsaka
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.