Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Odkrywanie możliwości terapeutycznych dzięki modelom organoidowym pochodzącym od pacjentów z czerniakiem

2.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/66509

⸱

6 września 2024

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pathology and Laboratory Medicine, Perelman School of Medicine, University of Pennsylvania

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy protokół generowania organoidów pochodzących od pacjentów z czerniakiem poprzez hodowlę oddzielonych zawiesin komórkowych ze świeżych tkanek czerniaka. Organoidy te wiernie odwzorowują specyficzne dla pacjenta nowotwory in vitro, oferując innowacyjne podejście do badania mechanizmów immunosupresyjnych nowotworów, badań przesiewowych leków, mechanizmów oporności na leki i podejść do nadzoru nad rakiem.

Streszczenie

Wraz z rozwojem immunoterapii, istnieje ciągła potrzeba opracowania modeli, które mogłyby podsumować mikrośrodowisko guzów rodzimych. Podczas gdy tradycyjne dwu- i trójwymiarowe modele mogą dostarczyć informacji na temat rozwoju i progresji raka, brakuje im kluczowych aspektów, które utrudniają wierne naśladowanie rodzimych nowotworów. Alternatywnym modelem, który zyskał wiele uwagi, jest organoid pochodzący od pacjenta. Rozwój tych organoidów podsumowuje złożoną komunikację międzykomórkową, mikrośrodowisko guza i histoarchitekturę guzów. W artykule opisano protokół tworzenia modeli organoidów pochodzących od pacjentów z czerniakiem (MPDO). Aby zweryfikować te modele, oceniliśmy skład komórek odpornościowych, w tym poziomy ekspresji markerów aktywacji komórek T, aby potwierdzić niejednorodność komórkową organoidów. Dodatkowo, aby opisać potencjalną użyteczność MPDO w terapiach komórkowych, oceniliśmy cytotoksyczne możliwości leczenia organoidów limfocytami T γδ. Podsumowując, modele MPDO oferują obiecujące możliwości zrozumienia złożoności guza, walidacji strategii terapeutycznych i potencjalnego postępu w spersonalizowanym leczeniu.

Wprowadzenie

Konwencjonalne modele hodowli komórkowych 2D są niezbędnymi narzędziami w badaniach nad rakiem do badania progresji i terapii raka1. Modele te nie tylko pozwalają na kontrolowanie warunków eksperymentalnych w celu zbadania mechanizmów molekularnych i komórkowych leżących u podstaw rozwoju i progresji raka, ale także zapewniają opłacalne i stosunkowo szybkie wyniki eksperymentalne. Ich zastosowanie jest jednak ograniczone ze względu na ograniczoną różnorodność komórkową w mikrośrodowisku guza (TME), której nie można podsumować w współpłaszczyznowej naturze modeli monokulturowych2. Dodatkowo, modele hodowli komórkowych oferują zbyt uproszczone środowisko w porównaniu do ludzkiego ciała3. W związku z tym, aby lepiej zrozumieć progresję raka i opracować skuteczne metody leczenia, naukowcy zwrócili się ku innowacyjnym modelom, które mają na celu dokładne odtworzenie TME w naturze. W związku z tym utrzymanie wierności rodzimym nowotworom ma kluczowe znaczenie w tych modelach. Biorąc pod uwagę skomplikowaną naturę nowotworu, każde znaczące odchylenie od pierwotnego guza może wprowadzić nieprzewidziane zmienne, które mogą zakłócić sensowne wnioski na temat zachowania guza.

Chociaż ksenoprzeszczepy pochodzące od pacjentów (PDX) pojawiły się jako system modelowy, który pozwala na monitorowanie postępu nowotworu in vivo, pewne ograniczenia kwestionują, jak dobrze rozwinięty guz podsumowuje biologię ludzkiego raka4. Na przykład czerniak TME zawiera komórki odpornościowe naciekające nowotwór i komórki zrębu. Po pasażowaniu jako ksenoprzeszczep, komórki nienowotworowe od pacjenta będą stopniowo tracone, co może wybrać adaptacje, które różnią się od tych w guzach pacjenta. Chociaż ograniczenia te można złagodzić, wykonując ograniczone pasażki PDX in vivo, różnice między gatunkami mogą nadal stwarzać ryzyko zmian genetycznych w PDX, które odbiegają od zmian w rodzimym guzie5. Co więcej, modele PDX są zwykle ustalane u myszy z obniżoną odpornością, aby zapobiec odrzuceniu tkanek ludzkich. Ogranicza to możliwość badania roli układu odpornościowego gospodarza w nowotworach, zwłaszcza w badaniach immunoterapeutycznych6. My i inni wszczepiliśmy PDX w "humanizowane" myszy7,8. Jednak ustalenie modeli PDX u humanizowanych myszy jest czasochłonne i kosztowne. Opracowanie pojedynczego modelu PDX na podstawie próbki guza pacjenta może zająć od kilku miesięcy do lat, co ogranicza szybkość i skalę badań. Pomimo tych ograniczeń, wykazano, że modele PDX dokładnie reprezentują biologię TME, dzięki czemu są szeroko wykorzystywane do opracowywania terapii przeciwnowotworowych, medycyny spersonalizowanej i immunoterapii, między innymi9.

Alternatywna technika hodowli 3D, która się pojawiła, to organoid pochodzący od pacjenta (PDO), gdzie świeżo wycięty guz pacjenta jest hodowany w celu stworzenia modeli, które utrzymują heterogeniczność fenotypową, histoarchitekturę i komunikację międzykomórkową10. Jego zdolność do bliskiego przypominania rodzimych nowotworów została wcześniej wykazana, gdzie hodowane organoidy z nieinwazyjnego raka pęcherza moczowego (NMIBC) i inwazyjnego raka pęcherza moczowego (MIBC) z powodzeniem podsumowały kluczowe aspekty nowotworów rodzicielskich11. Ze względu na swój potencjał i zalety w porównaniu z innymi modelami, PDO oferują szeroką gamę dostosowanych zastosowań, których brakuje innym modelom, w tym między innymi badanie i rozwój inhibitorów immunologicznych punktów kontrolnych wraz z terapiami komórkowymi i celowanymi. Na przykład wcześniej używaliśmy organoidów pochodzących od pacjentów z czerniakiem (MPDO) do badania zdolności limfocytów naciekających nowotwór (TIL) do ekspansji przez IL-2 i przeciwciała anty-PD1 (αPD-1). Wyniki pokazały, że TIL namnażane przez IL-2 i αPD-1 nie tylko miały większą liczbę, ale mogły również skutecznie infiltrować MPDO i zabijać komórki czerniaka z większą wydajnością niż TIL ekspandowane przy użyciu innych metod12. Inne grupy wykazały podobne wyniki, w których użycie anty-PD-1 i/lub anty-PD-L1 prowadzi do tego, że TIL pozostają funkcjonalne w PDO, co z kolei prowadzi do zabijania nowotworów13. Dodatkowo, nasza grupa wykorzystała również MPDO do oceny zdolności infiltracji i zabijania komórek T γδ14. Możliwość zastosowania PDO obejmuje szeroki zakres obszarów, w tym ekspansję TIL, badania cytotoksyczności i badania przesiewowe małych cząsteczek. Wszystkie te aplikacje podkreślają potencjał i użyteczność, jakie daje ten model. W związku z tym opisujemy szczegółowy protokół hodowli MPDO.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Ludzkie tkanki czerniaka zostały pobrane od pacjentów leczonych na Uniwersytecie Pensylwanii przy użyciu protokołu pobierania tkanek (UPCC08607), który został zatwierdzony przez Institutional Review Board of the University of Pennsylvania. Wszyscy pacjenci podpisali świadomą zgodę. Po wycięciu tkanek ludzkiego czerniaka, tkankę nowotworową umieszcza się w zmodyfikowanym pożywce Eagle Medium (DMEM) firmy Dulbecco i utrzymuje w temperaturze 4 °C do czasu przetworzenia (w ciągu 6 godzin). Organoidy pochodzące od pacjentów z czerniakiem (MPDO) pochodziły ze świeżego guza, jak pokazano na Rysunek 1.

1. Izolacja komórek z ludzkiej tkanki czerniaka

  1. Przygotowania przed rozpoczęciem zabiegu
    UWAGA: Do hodowli zdysocjowanej tkanki czerniaka można zastosować dwie metody hodowli (Matrigel i żel kolagenowy):
    1. W przypadku metody Matrigel: Przygotować roztwór powlekający z matrycy błony podstawnej o zredukowanym czynniku wzrostu (GFR), rozcieńczając matrycę błony podstawnej GFR pożywką do hodowli organoidów (patrz tabela 1) w stosunku 1:2. Dodać około 115 μl rozmrożonego roztworu do każdego z kilku dołków na 48-dołkowej płytce i pozostawić do zestalenia na 30 minut w temperaturze 37 °C w wilgotnym inkubatorze.
    2. W przypadku metody z żelem kolagenowym: Dodaj 1 ml żelu kolagenowego (patrz Tabela 1) do 30-milimetrowej wkładki z membraną wewnętrzną. Pozostawić żel do zestalenia się na 30 minut w temperaturze 37 °C w wilgotnym inkubatorze.
  2. Przygotuj kondycjonowaną L-WRN klasę medium15. Pożywka kondycjonowana L-WRN jest wytwarzana z linii komórkowej L-WRN zaprojektowanej do wydzielania Wnt3a, R-spondyny 3 i Noggin do jednego kondycjonowanego podłoża, które jest szeroko stosowane do hodowli komórkowych.
    1. Rozmrozić krioprobówkę z ogniwami L-WRN w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C. Dodać 5 ml pożywki L-komórkowej (patrz Tabela 1) i zawiesinę komórek L-WRN do stożkowej probówki o pojemności 15 ml i odwirować przy 120 × g przez 5 minut w temperaturze 4 °C. Odessać supernatant, upewniając się, że na dnie pozostało ~500 μl w celu ponownego zawieszenia osadu komórek.
    2. Przenieść osad komórkowy w supernatancie do 30 ml pożywki L-komórkowej na lodzie i dodać 150 μl higromycyny (500 μg/ml) i 300 μl G418 (500 μg/ml). Wysiewać komórki o gęstości 3 × 106 na kolbie T-150 i inkubować w temperaturze 37 °C w wilgotnym inkubatorze z 5% CO2 aż do ~90% konfluencji.
    3. Gdy komórki zlewają się w ~ 90%, podziel komórki na pięć kolb T-150, przemywając 20 ml soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS), zasysając i trawiąc 3 ml substytutu trypsyny. Po 5 minutach zneutralizować 9 ml pożywki L-komórkowej, a następnie odwirować przez 5 minut w temperaturze 120 × g w temperaturze 4 °C. Gdy ~ 100% zlewa się, podziel pięć kolb T-150 na 10 3-warstwowych kolb T-175.
    4. Po zlewaniu się przemyj komórki 2 x 50 ml PBS, a następnie 25 ml pożywki myjącej (patrz Tabela 1).
    5. Dodać 75 ml pożywki do hodowli pierwotnej do każdej kolby 3-warstwowej T-175 i inkubować przez 3 dni w temperaturze 37 °C w wilgotnym inkubatorze z 5% CO2 (patrz Tabela 1).
    6. Po 3 dniach zebrać kondycjonowane podłoże do stożkowego podłoża o pojemności 50 ml i wirować w temperaturze 1 100 × g przez 5 minut w temperaturze 4 °C. Zebrać supernatant (kondycjonowaną pożywkę), upewniając się, że pozostało 5 ml.
    7. Dodać świeże 75 ml pierwotnej pożywki do hodowli komórkowych do każdej 3-warstwowej kolby T-175 i inkubować przez dodatkowe 3 dni, aby zebrać dodatkowe kondycjonowane podłoże.
    8. Do zebranej kondycjonowanej pożywki dodać równą objętość pierwotnej pożywki do hodowli komórkowych (50% objętości) i przefiltrować próżniowo zawartość za pomocą filtra 0,22 μm. Porcje należy przechowywać w probówkach o pojemności 50 ml i przechowywać w temperaturze -20 °C do długotrwałego stosowania lub 4 °C do 2-3 tygodni. Stosować tę pożywkę w celu uzupełnienia pożywek organoidowych (patrz Tabela 1).
      UWAGA: Przed użyciem rozmrozić porcje w temperaturze 4 °C przez noc.
  3. Pobieranie mieszaniny komórkowej ze świeżej tkanki czerniaka
    1. Świeżo wyciętą tkankę czerniaka umyć na 10 ml szalki Petriego zawierającej środek myjący. Po pierwszym płukaniu użyj sterylnej pęsety, aby przenieść guz na drugą szalkę Petriego w celu dalszego mycia i powtórz ten proces 3 razy na lodzie, aby zachować integralność i żywotność guza. Podczas tych cykli płukania używaj sterylnych nożyczek i ostrza, aby usunąć nadmiar tkanki łącznej, tłuszczu i resztki krwi. Po trzech płukaniach umieść guz na pustej szalce Petriego i użyj sterylnych ostrzy, aby go drobno zmielić.
      UWAGA: Po zmieleniu guz powinien mieć konsystencję żelu. Im drobniejsze mielenie guza, tym wyższa będzie wydajność komórek. Dzieje się tak, ponieważ większe grudki guza będą trudniejsze do strawienia i mogą nie przejść przez sitko do komórek nylonowych o średnicy 70 μm w kolejnym etapie.
    2. Po dokładnym umyciu i zmieleniu tkanki nowotworowej przenieść ją do stożkowej probówki o pojemności 50 ml zawierającej 10 ml przygotowanej pożywki wytrawiającej (patrz Tabela 1). Umieścić stożek w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C, upewniając się, że zawartość jest wirowana co 5 minut.
    3. Po 25 minutach dodać 30 ml pożywki ADMEM/F12 zawierającej 10% FBS, aby zatrzymać trawienie.
      UWAGA: Te określone ilości są przeznaczone dla nowotworów o masie nie większej niż 0,2 g.
    4. Przefiltrować strawioną zawiesinę komórkową przez sitko z nylonu o średnicy 70 μm, a następnie przepłukać sitko zredukowanym roztworem surowicy ADMEM/F12 (1x) (1:1) zawierającym 10% FBS. Po zakończeniu mycia użyj pipety, aby pobrać wszelkie pozostałe media z dna filtra, aby upewnić się, że pobrana została jak największa liczba komórek. Następnie odwirować przy ciśnieniu 300 × g przez 7 minut w temperaturze 4 °C. Odrzucić supernatant i ponownie zawiesić osad w pożywce do hodowli organoidów (patrz tabela 1).
    5. Hodowla zawiesiny jednokomórkowej czerniaka w systemach hodowli Matrigel lub kolagenu:
      1. Matrigel: Policz zawiesinę jednokomórkową, aby upewnić się, że około 2 × 105 komórek zostało wysianych we wstępnie podgrzanych studzienkach pokrytych Matrigelem, uzupełnionych 200 μl pożywki do hodowli organoidów.
        UWAGA: Organoidy na bazie Matrigelu są używane do badania patofizjologii, badania przesiewowego skuteczności leków i testowania toksyczności leków16.
      2. Żel kolagenowy: Policz zawiesinę jednokomórkową, aby upewnić się, że około 106 komórek jest zmieszanych z 1 ml żelu kolagenowego. Dodaj mieszaninę do wstępnie zestalonych wkładek membranowych żelu kolagenowego i umieść je na 6-dołkowej płytce. Dodaj wystarczającą ilość pożywki do hodowli organoidów, aby zanurzyć wkładki zawierające komórki i żel kolagenowy.
        UWAGA: Organoidy żelu kolagenowego są używane do pomiaru migracji limfocytów T i badania rozwoju tkanek16.
    6. Pozwól organoidom rosnąć, upewniając się, że co 3 dni dodaje się świeże podłoże.
    7. Organoidy należy przepuścić, gdy osiągną rozmiar 150-200 μm lub zakonserwować je w kriokonserwacji do czasu dalszego użycia.
      1. W celu przejścia organoidów przenieś organoidy do stożkowego pojemnika o pojemności 15 ml i przemyj 1x DPSB. Odwirować mieszaninę w temperaturze 300 × g przez 7 minut w temperaturze 4 °C. Usunąć supernatant i dodać substytut trypsyny (50-100 μl na organoid) przez 10 minut w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C, upewniając się, że zawartość jest wirowana co 3 minuty.
      2. Zatrzymaj trawienie za pomocą pożywki ADMEM/F12 (1x) Reduced Serum Medium (1:1) zawierającej 10% FBS. Odwirować mieszaninę o stężeniu 300 × g przez 7 minut i ponownie zawiesić w pożywce do hodowli organoidów.
      3. Wysiewać zawiesinę jednokomórkową do nowego dołka pokrytego Matrigelem/kolagenem o tej samej początkowej gęstości wysiewu (2 × 105 komórek w 200 μl pożywki do hodowli organoidów dla studzienek pokrytych Matrigelem na płytce 48-dołkowej lub 10-6 komórek w 1 ml pożywki do hodowli organoidów do powlekanej kolagenem wkładki z membraną wewnętrzną o średnicy 30 mm).
      4. W celu kriokonserwacji należy trawić MPDO za pomocą substytutu trypsyny do zawiesin jednokomórkowych, a następnie ponownie zawiesić10-6 komórek w 1 ml pożywki do zamrażania (patrz Tabela 1).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Kształt i rozmiar MPDO monitorowano w czasie, aby zbadać dynamikę ich wzrostu. Jak pokazano na rysunku 2, w początkowym okresie wzrostu rozmiar organoidów znacząco zwiększył się w ciągu przedstawionych 7 dni. Po zaobserwowaniu dynamiki wzrostu MPDO, skupiono się na ocenie składu komórek odpornościowych, aby zweryfikować, czy organoidy wiernie odtwarzają cechy pierwotnych guzów. Ocena ta, koncentrująca się głównie na liczebności limfocytów T αβ, pozwoliła określić stopień podobieństwa między ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Pojawienie się ChNP rozwiązało wiele ograniczeń związanych z innymi wcześniej ustalonymi metodami badań nad rakiem, wprowadzając jednocześnie potencjalne zastosowania w tej dziedzinie. Ta technologia organoidów została po raz pierwszy zaproponowana w 2009 roku przez Hansa Cleversa i współpracowników, którzy byli w stanie z powodzeniem ustanowić system hodowli organoidów jelitowych poprzez hodowlę komórek macierzystych Lgr5 + pochodzących z jelita myszy w żelu matrycowym 3D zawierającym czynniki R-sponsin, EGF ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do zadeklarowania konfliktu interesów.

Podziękowania

To badanie zostało częściowo sfinansowane z grantów od R01(CA258113), SPORE (CA261608) i P01 (CA114046). Rysunek 1 został przygotowany w BioRender.com.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
2 ml czerwona nakrętka Fiolka kriogeniczna z polipropylenu z gwintem wewnętrznymCorning431420
50 ml Polipropylenowa rurka stożkowaCorning352070
100 mm Naczynie do hodowli komórkowych z powłoką TCCorning353003
105 mm Kleszcze polistyrenowe Sterylnezatyczki Evergreen 222-1121-B1I
150 cm2 Kolba do hodowli komórkowychCorningCLS430825
A83-01Tocris2939
Advanced DMEM/F12 (1x) Zredukowana pożywka surowicy (1:1)Gibco12634-010
Suplement B-27 (50x)Gibco17504-044
Fiolet brylantowy 510 przeciwciało anty-ludzkiej perforynyBioLegend308120
Brilliant Violet 605 przeciwciało anty-ludzkie Ki-67BioLegend350522
Brilliant Violet 650 antyludzkie przeciwciało CD366 (Tim-3)BioLegend345028
Brilliant Violet 711 antyludzkie przeciwciało CD45BioLegend304050
Wkładki do hodowli komórkowych 0,4 i mikro; m, Średnica 30 mmMillipore SigmaPIHP03050
Bufor do barwienia komórekBioLegend420201
Sitko do komórek 40 µ m Nylon Corning 352340
Sitko do komórek 70 i mikro; m Nylon Corning 352350
Kolagenaza, Typ IV, proszekGibco17104019
Cultrex Rat Collagen ITrevigen3440-100-01
Płytka hodowlana, PS, 48 dołków, TC traktowana pokrywką, sterylnaMax Scientific 07-6048
Dimetylosulfotlenek (DMSO) Hybri-MaxSigma-AldrichD2650
DMEM - wysoka zawartość glukozy 4,5 mg/mlCorningMT10-0130CV
Dnaza I -Millipore Sigma10104159001
DPBS, 1% Corning21-031-CV
Surowica bydlęca płodu, FBSCorningMT35-010-CV
FITC Zestaw do wykrywania apoptozy Aneksyna V IBD Biosciences 
ForskolinaTocris1099
Selektywny antybiotyk Geneticin (siarczan G418) (50 mg/ml)Suplement ThermoFisher10131035
GlutaMAXThermoFisher35050061
Mieszanka odżywcza szynki F12ThermoFisher11765054
HEPES (1 M)Gibco15630-080
Hygromycyna B (50 mg / ml)ThermoFisher10687010
L-glutamina 200 mM (100x)Gibco25030-081
Komórka L-WRNATCCCRL-3276
Matrigel Bez fenolu i Fakt wzrostu. Zredukowany
Millex PVDF, 0,22 i mu; MMillipore SigmaSLGVR33RB
N-acetylocysteinaSigma-AldrichA9165-5G
NikotynamidSigma-AldrichN0636-100G
Nunc TripleFlask Kolba do hodowli komórkowychThermoFisher132867
PE/Cyjanine5 anty-ludzkie przeciwciało CD8aBioLegend301010
PE-Cy 7 Mysz anty-ludzka CD279 (PD-1)BD Nauki biologiczne 
Pen StrepGibco15140-122
Rekombinowany ludzki EGFPeprotechAF-100-15-1MG
Rekombinowany ludzki FGF-kwaśnyPeprotech100-17A
(NaHCO3) (7,5%)Jakość Biologiczna 118-085-721
Ostrza chirurgiczne ze stali nierdzewnej nr 22Integra4-322
TrypLE Express Gibco12604-021
II stopnia 556547 filtr strzykawkowy Corning 356231 561272 roztwór wodorowęglanu sodu powiedział:

Bibliografia

  1. Mirabelli, P., Coppola, L., Salvatore, M. Cancer Cell Lines Are Useful Model Systems for Medical Research. Cancers (Basel). 11 (8), 1098(2019).
  2. Shannon, A. E., Boos, C. E., Hummon, A. B. Co-culturing multicellular tumor models: Modeling the tumor microenvironment and analysis techniques. Proteomics. 21 (9), e2000103(2021).
  3. Jubelin, C., Muñoz-Garcia, J., Griscom, L. Three-dimensional in vitro culture models in oncology research. Cell Biosci. 12, 155(2022).
  4. Jin, J., Yoshimura, K., Sewastjanow-Silva, M., Song, S., Ajani, J. A. Challenges and prospects of patient-derived xenografts for cancer research. Cancers (Basel). 15 (17), 4352(2023).
  5. Nabel, C. S., Heiden, M. G. V. Patient-derived xenografts to study cancer metabolism: when does X mark the spot). Cancer Res. 81 (17), 4399(2021).
  6. Choi, Y., et al. Studying cancer immunotherapy using patient-derived xenografts (PDXs) in humanized mice. Exp Mol Med. 50 (8), 99(2018).
  7. Woo, X. Y., et al. Conservation of copy number profiles during engraftment and passaging of patient-derived cancer xenografts. Nat Genet. 53 (1), 86(2021).
  8. Somasundaram, R. Tumor-infiltrating mast cells are associated with resistance to anti-PD-1 therapy. Nat Commun. 12 (1), 346(2021).
  9. Abdolahi, S. Patient-derived xenograft (PDX) models, applications and challenges in cancer research. J Transl Med. 20 (1), 206(2022).
  10. Yang, S., et al. Organoids: The current status and biomedical applications. Med Comm. 4 (3), e274(2023).
  11. Minoli, M. Bladder cancer organoids as a functional system to model different disease stages and therapy response. Nat Commun. 14, 2214(2023).
  12. Ou, L., et al. Patient-derived melanoma organoid models facilitate the assessment of immunotherapies. eBioMedicine. 92, 104614(2023).
  13. Grönholm, M., et al. Patient-derived organoids for precision cancer immunotherapy. Cancer Res. 81 (12), 3149-3155 (2021).
  14. Ou, L., et al. Preclinical platforms to study therapeutic efficacy of human γδ T cells. Clin Transl Med. 12 (6), e814(2022).
  15. Murine L-Wrn conditioned medium protocol. The University of Texas MD Anderson Cancer Center. , Available from: https://www.mdanderson.org/documents/Labs/Taniguchi%20Laboratory/Mouse%20CM.pdf (2024).
  16. Jee, J. H., et al. Development of collagen-based 3D matrix for gastrointestinal tract-derived organoid culture. Stem Cells Int. 13 (2019), 8472712(2019).
  17. Pipkin, M. E., Rao, A., Lichtenheld, M. G. The transcriptional control of the perforin locus. Immunol Rev. 235 (1), 55(2010).
  18. Li, X., et al. Tim-3 suppresses the killing effect of Vγ9Vδ2 cells on colon cancer cells by reducing perforin and granzyme B expression. Exp Cell Res. 386 (1), 111719(2020).
  19. Li, L. T., Jiang, G., Chen, Q., Zheng, J. N. Ki67 is a promising molecular target in the diagnosis of cancer (Review). Mol Med Rep. 11 (3), 1566-1572 (2015).
  20. Sato, T., et al. Single Lgr5 stem cells build crypt-villus structures in vitro without a mesenchymal niche. Nature. 459 (7244), 262-265 (2009).
  21. Li, H. Y., Ren, K., Wang, C., Bu, W. B. Skin organoid research progress and potential applications. International Journal of Dermatology and Venereology. 5 (2), 101-106 (2022).
  22. Sun, L., et al. A human mucosal melanoma organoid platform for modeling tumor heterogeneity and exploring immunotherapy combination options. Sci Adv. 9 (43), eadg6686 (2023).
  23. Vlachogiannis, G., et al. Patient-derived organoids model treatment response of metastatic gastrointestinal cancers. Science. 359 (6378), 920-926 (2018).
  24. Ganesh, K., et al. A rectal cancer organoid platform to study individual responses to chemoradiation. Nat Med. 25 (10), 1607-1614 (2019).
  25. Vilgelm, A. E., et al. Fine-needle aspiration-based patient-derived cancer organoids. iScience. 23 (8), 101408(2020).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Modele organoidów czerniakaorganoidy pochodzące od pacjentówmikrośrodowisko guzahodowla organoidówskład komórek odpornościowychaktywacja limfocytów Tprzesiewanie lekówspersonalizowane leczenie nowotworówmetoda żelu kolagenowegopowlekanie Matrigelem
Odkrywanie możliwości terapeutycznych dzięki modelom organoidowym pochodzącym od pacjentów z czerniakiem
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.