Artykuł metodologiczny

Opracowanie klinicznie istotnego modelu wstrząsu krwotocznego u szczurów

2.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/66523

⸱

22 marca 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1CNRS, INSERM, l’institut du thorax, Nantes Université, 2CNRS, INSERM, l’institut du thorax, Nantes Université, CHU Nantes, 3Departement of Biochemistry, CHU de Nantes, 4Oniris

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Wstrząs krwotoczny zabija co roku 1,9 miliona ludzi na całym świecie. Małe zwierzęta są często wykorzystywane jako modele wstrząsu krwotocznego, ale wiążą się z problemami standaryzacji, odtwarzalności i znaczenia klinicznego, co ogranicza ich znaczenie. W artykule opisano opracowanie nowego, klinicznie istotnego modelu wstrząsu krwotocznego u szczurów.

Streszczenie

W ciągu ostatnich dziesięcioleci rozwój modeli zwierzęcych pozwolił nam lepiej zrozumieć różne patologie i zidentyfikować nowe metody leczenia. Wstrząs krwotoczny, czyli niewydolność narządowa spowodowana szybką utratą dużej objętości krwi, wiąże się z bardzo złożoną patofizjologią obejmującą kilka szlaków. Wiele istniejących zwierzęcych modeli wstrząsu krwotocznego stara się odtworzyć to, co dzieje się u ludzi, ale modele te mają ograniczenia pod względem znaczenia klinicznego, odtwarzalności lub standaryzacji. Celem pracy było udoskonalenie tych modeli w celu opracowania nowego modelu wstrząsu krwotocznego. Krótko mówiąc, wstrząs krwotoczny został wywołany u samców szczurów Wistar Han (w wieku 11-13 tygodni) przez kontrolowany wykrwawianie odpowiedzialny za spadek średniego ciśnienia tętniczego. Następna faza trwająca 75 minut polegała na utrzymaniu niskiego średniego ciśnienia tętniczego krwi, między 32 mmHg a 38 mmHg, w celu uruchomienia patofizjologicznych ścieżek wstrząsu krwotocznego. Ostatnia faza protokołu naśladowała opiekę nad pacjentem poprzez podawanie dożylnie płynów, roztworu mleczanu Ringera, w celu podniesienia ciśnienia krwi. Wyniki mleczanowe i behawioralne oceniano 16 godzin po rozpoczęciu protokołu, natomiast parametry hemodynamiczne i markery plazmatyczne oceniano 24 godziny po urazie. Dwadzieścia cztery godziny po indukcji wstrząsu krwotocznego średnie ciśnienie tętnicze i rozkurczowe krwi uległo obniżeniu w grupie wstrząsu krwotocznego (p < 0,05). Tętno i skurczowe ciśnienie krwi pozostały niezmienione. Wszystkie markery uszkodzenia narządów uległy zwiększeniu wraz ze wstrząsem krwotocznym (p < 0,05). Laktatemia i wyniki behawioralne były zwiększone w porównaniu z grupą pozorowaną (p < 0,05). Podsumowując, wykazaliśmy, że opisany tutaj protokół jest odpowiednim modelem wstrząsu krwotocznego, który może być wykorzystany w kolejnych badaniach, w szczególności do oceny potencjału terapeutycznego nowych cząsteczek.

Wprowadzenie

Wstrząs krwotoczny (HS) to stan wstrząsu charakteryzujący się znaczną utratą objętości krwi, co skutkuje dysoksją tkankową. HS to złożona patologia, która wiąże zmiany hemodynamiczne i metaboliczne wraz z reakcjami pro- i przeciwzapalnymi. Każdego roku około 1,9 miliona zgonów na całym świecie przypisuje się krwotokowi i jego konsekwencjom1. Obecne wytyczne dotyczące opieki obejmują przede wszystkim dożylne podawanie płynów (uzupełnionych lub nie cząsteczkami wazoaktywnymi) oraz tlenoterapię. Jednak te zabiegi są objawowe i mogą być nieskuteczne, co wyjaśnia, dlaczego śmiertelność związana z HS pozostaje wysoka2. Uzasadnia to znaczenie identyfikacji nowych mechanizmów molekularnych i komórkowych, a tym samym leczenia w celu zmniejszenia śmiertelności.

Modele zwierzęce pozwalają na rozszyfrowanie mechanizmów patofizjologicznych związanych z chorobami i testowanie nowych strategii terapeutycznych. W literaturze istnieje wiele zwierzęcych modeli wstrząsu krwotocznego. Modele te różnią się nie tylko zastosowanymi gatunkami, ale także sposobami indukowania HS (np. stałe ciśnienie vs. stała objętość) (Tabela 1, Tabela 2)3,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13. Ponadto protokoły różnią się w obrębie tego samego typu modelu (np. czas krwotoku, docelowe średnie ciśnienie tętnicze) (Tabela 3)14,15,16,17,18,19,20. Biorąc pod uwagę dużą różnorodność istniejących modeli wstrząsu krwotocznego i złożoność replikacji sytuacji klinicznej, badanie przedkliniczne tej patologii pozostaje ograniczone. Opracowanie powtarzalnego, ustandaryzowanego i łatwego do wdrożenia modelu wstrząsu krwotocznego leży w interesie wszystkich. Ułatwiłoby to porównanie różnych badań, a tym samym rozwikłanie złożonej patofizjologii wstrząsu krwotocznego. Celem tego protokołu było opracowanie nowego, klinicznie istotnego modelu wstrząsu krwotocznego u szczurów przy użyciu dwóch następujących po sobie faz krwotoku o ustalonej objętości, po których następuje ustalona faza niskiego ciśnienia krwi.

Tabela 1: Gatunki użyte jako model wstrząsu krwotocznego3,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13. Kliknij tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Tabela 2: Różne rodzaje wstrząsu krwotocznego13. Kliknij tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Tabela 3: Przykład różnorodności eksperymentalnych modeli wstrząsu krwotocznego u szczurów wywołanego protokołem stałego ciśnienia. Zestawienie parametrów dla różnych eksperymentalnych modeli wstrząsu krwotocznego. Naczynia pokazane na czerwono to tętnice, a te pokazane na niebiesko to żyły. W przypadku resuscytacji jako odniesienie przyjmuje się objętość pobranej krwi (krew: resuscytacja o objętości identycznej z objętością krwi pobranej podczas wstrząsu; x2: resuscytacja o objętości dwukrotnie większej niż objętość krwi pobranej podczas wstrząsu; x4: resuscytacja o objętości czterokrotnie większej niż objętość krwi pobranej podczas wstrząsu). MAP: średnie ciśnienie tętnicze; RL: Ringer Lactate14,15,16,17,18,19,20. Kliknij tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Protokół

Wszystkie procedury zostały zatwierdzone i przeprowadzone zgodnie z wytycznymi regionalnej komisji etyki (protokoły nr #17858 i #32499, CEEA-Pays de la Loire, Francja) zgodnie z dyrektywą 2010/63/UE Unii Europejskiej. Raportowanie zostało sporządzone zgodnie z aktualnymi wytycznymi ARRIVE oraz przewodnikiem National Institutes of Health (NIH) dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych (NIH Pub. Nr 85-23, rewizja 2011).

1. Status etyczny i informacje ogólne na temat szczurów

  1. Samce szczurów Wistar Han (Charles River, Saint-Germain-Nuelles, Francja) dostarczono do Unité Thérapeutique Expérimentale w wieku 10 tygodni. Szczury utrzymywano przez co najmniej 1 tydzień w standardowej temperaturze (21-24 °C), wilgotności (40%-60%) i 12-godzinnym cyklu światło/ciemność, z okresem oświetlenia rozpoczynającym się o godzinie 07:30.
  2. Zapewniono dostęp do pokarmu i wody ad libitum. Do protokołu wykorzystano szczury w wieku 11-13 tygodni o masie ciała 300-400 g.

2. Konfiguracja pomieszczenia i etapy przygotowania

  1. Włącz stację anestezjologiczną, ustaw matę grzewczą na 37,5 °C i przykryj ją niesterylną ściereczką.
  2. Zasterylizuj narzędzia chirurgiczne wymagane do protokołu: pęsety atraumatyczne DeBakey (1), nożyczki precyzyjne i ostre lub skalpel (1), pęsety standardowe (2), igłotrzymacze (1), mikro-nożyczki do dyssekcji Vannas (1), zacisk (1).
  3. Przygotuj cewniki do żyły szyjnej i tętnicy udowej.
    1. W przypadku cewnika do żyły szyjnej, zamocuj rurkę z polietylenu (PE) (PE50) na igle 23 G z odciętą końcówką.
    2. W przypadku cewnika do tętnicy udowej, przygotuj cewnik opisany w kroku 2.3.1 i przymocuj rurkę PE10 do końca rurki PE50.
  4. Przygotuj przetwornik ciśnienia oraz cewniki do tętnicy udowej i żyły szyjnej, wypełniając je roztworem Ringera z mleczanem z dodatkiem heparyny w stężeniu 100 UI/mL. Na końcach cewników i przetwornika ciśnienia umieść strzykawki o objętości 2 mL zawierające roztwór Ringera z mleczanem z heparyną 100 UI/mL. Należy uważać, aby nie powstały pęcherzyki powietrza, ponieważ powodują one zakłócenia sygnału.
  5. Uruchom oprogramowanie powiązane z przetwornikiem ciśnienia i skalibruj go zgodnie z instrukcjami dostawcy.

3. Przygotowanie szczura do zabiegu chirurgicznego

  1. Uśpij szczura w komorze indukcyjnej (parametry: sewofluran 8%, przepływ powietrza: 1 L/min). Po sprawdzeniu głębokości anestezji za pomocą odruchu pędnego, podtrzymuj znieczulenie przy stężeniu sewofluranu 4% i przepływie powietrza 0,6 L/min. Zrezygnowano z przedoperacyjnego podania leków przeciwbólowych ze względu na ich wpływ hemodynamiczny.
    UWAGA: Od tego momentu głębokość anestezji jest oceniana co 20 min za pomocą odruchu pędnego.
  2. Zważ szczura, umieść go w pozycji na plecach na macie grzewczej i usuń owłosienie w okolicy pachwin oraz szyi.
  3. Zdezynfekuj wydepilowane obszary, stosując naprzemiennie 10% i 4% roztwory powidonu jodowego (po 3 razy każdy), używając niesterylnych gazików.
  4. Nanieś kroplę maści okulistycznej do oczu zwierzęcia, aby zapobiec ich wysychaniu.
  5. Umieść szczura na macie grzewczej na stole operacyjnym (pozycja na plecach). Wprowadź nasmarowaną sondę rektalną w celu kontroli temperatury szczura. Podtrzymuj anestezję przy stężeniu sewofluranu 4% i przepływie powietrza 0,6 L/min.
  6. Zmień rękawiczki na sterylne, przykryj szczura sterylnym polem operacyjnym i wytnij w nim otwory w okolicy pachwin oraz szyi.

4. Kanulacja żyły szyjnej

  1. Zlokalizuj obszar żyły szyjnej w dolnej prawej części szyi, powyżej obojczyka, kierując się widocznymi pulsacjami. Używając atraumatycznej szczypcy DeBakey, delikatnie chwyć skórę, a następnie wykonaj precyzyjne nacięcie za pomocą drobnych, ostrych nożyczek lub skalpela.
  2. Nałóż kroplę znieczulenia miejscowego (lidokaina 2%) na nacięty obszar. Delikatnie rozsuń tkanki za pomocą standardowych pęset.
  3. Zlokalizuj żyłę szyjną i delikatnie uwolnij ją z przedziału mięśniowego za pomocą standardowych pęset. Załóż nić jedwabna 4/0 i bezpiecznie podwiąż stronę dystalną (w stronę głowy). Użyj szwu i prowadnic do igieł, aby napiąć żyłę szyjną.
  4. Załóż szew 4/0 po stronie proksymalnej (w stronę serca) i przygotuj węzeł chirurgiczny, nie zaciągając go. Wykonaj niewielkie nacięcie w żyle szyjnej za pomocą mikronożyczek dyssekcyjnych Vannasa.
  5. Po ostrożnym chwyceniu ściany żyły małą pęsetą, wprowadź cewnik PE50 do żyły szyjnej ręcznie lub za pomocą standardowej pęsety. Na tym etapie użyj sterylnej gazy, aby wytrzeć ewentualne krople krwi, które mogą wyciekać z żyły.
  6. Przesuń cewnik nieco dalej (0,5 cm) i zweryfikuj jego prawidłowe umieszczenie w żyle, pobierając niewielką ilość krwi, a następnie wstrzykując ją z powrotem (obecność krwi w kaniuli wskazuje na jej znajdowanie się w żyle). Zaciągnij wcześniej przygotowany węzeł, aby zabezpieczyć cewnik.
  7. Pozostaw cewnik w miejscu, podłączony do strzykawki wypełnionej wcześniej roztworem Ringera z mleczanem, a nacięty obszar przykryj zwilżonym sterylnym gazikiem.

5. Kanulacja tętnicy udowej

  1. Za pomocą atraumatycznych kleszczyków DeBakeya chwyć skórę w trójkącie Scarpy lewej kończyny dolnej i wykonaj nacięcie za pomocą drobnych, ostrych nożyczek lub skalpela. Na obszar nacięcia nanieś kroplę znieczulenia miejscowego (lidokaina 2%). Delikatnie rozdziel tkanki za pomocą standardowych kleszczyków anatomicznych.
  2. Zlokalizuj triadę udową (tętnicę, żyłę i nerw). Przełóż jedne kleszczyki pod triadę i, używając drugich standardowych kleszczyków anatomicznych, bardzo delikatnie oddziel tętnicę od nerwu i żyły udowej.
    UWAGA: Tętnica jest mniejsza, różowa i pulsująca. Jest to krytyczny etap; żyła i tętnica są delikatne i mogą łatwo ulec przerwaniu.
  3. Nałóż szew 4/0 i podwiąż tętnicę udową w odcinku dystalnym (od strony kończyny). Za pomocą uchwytu do igieł napnij tętnicę udową. Nałóż szew 4/0 w odcinku proksymalnym (od strony serca) i przygotuj węzeł, nie zaciskając go. Zaciśnij zacisk naczyniowy na tętnicy (umieść zacisk powyżej szwu w odcinku proksymalnym).
  4. Przetnij tętnicę udową poprzecznie za pomocą mikrosekcyjnych nożyczek Vannasa (z tętnicy powinna wypłynąć niewielka ilość krwi). Używając standardowych kleszczyków anatomicznych, delikatnie chwyć ścianę tętnicy i wprowadź do tętnicy udowej cewnik (z końcówką PE10), przytrzymując go kleszczykami.
  5. Delikatnie zdejmij zacisk, aby sprawdzić szczelność, a następnie sprawdź sygnał ciśnienia (potwierdza to obecność cewnika w tętnicy udowej) oraz upewnij się, że krew nie cofa się do cewnika (co byłoby oznaką nieszczelności zaworów/przetwornika ciśnienia).
  6. Jeśli sygnał jest prawidłowy (wartości oczekiwane: ciśnienie skurczowe: 120 mmHg, ciśnienie rozkurczowe: 80 mmHg) i nie ma oznak wycieku, wysuń cewnik nieco dalej (0,5 cm) i zaciśnij wcześniej przygotowany węzeł chirurgiczny.
  7. Podaj zwierzęciu heparynę w dawce 100 UI/kg i przyłóż zwilżoną, sterylną gazę na obszar nacięcia. Po zabiegu utrzymuj anestezję sewofluranem 3% przy przepływie powietrza 0,6 L/min.

6. Protokół wstrząsu krwotocznego (Rycina 1)

  1. Faza 1: Stabilizacja (5 min).
    1. Po heparynizacji odczekać 10 min do ustabilizowania się wartości ciśnienia. Wykonać 5-minutowy pomiar dla uzyskania bazowych wartości hemodynamicznych.
  2. Faza 2: Wykrwawianie (5 min):
    UWAGA: Ta faza odpowiada fazie stałej objętości modelu.
    1. Pobrać 5 mL krwi z tętnicy udowej w ciągu 5 min (500 µL/30 s), używając strzykawki 1 mL (oczekiwane wartości: ciśnienie skurczowe: 45 mmHg, ciśnienie rozkurczowe: 30 mmHg).
    2. Przygotować w temperaturze pokojowej mieszaninę składającą się w 50% z roztworu Ringera z mleczanem i w 50% z pobranej krwi. Umieścić mieszaninę w strzykawce 2 mL i podłączyć do końcówki kaniuli żyły szyjnej.
  3. Faza 3: Wstrząs hemoragiczny (75 min)
    UWAGA: Ta faza stanowi fazę stałego ciśnienia modelu.
    1. Utrzymywać średnie ciśnienie tętnicze na poziomie średnio 35 mmHg. Gdy średnie ciśnienie tętnicze wynosi 38 mmHg lub więcej, pobrać 200 µL krwi z tętnicy udowej (średnio dla n = 12 szczurów: 10,2 mL).
    2. Jeśli średnie ciśnienie tętnicze spadnie poniżej 32 mmHg, wstrzyknąć 200 µL mieszaniny 50% krwi i 50% roztworu Ringera z mleczanem przez żyłę szyjną (średnio dla n = 12 szczurów: 0,90 mL).
    3. Pod koniec fazy wstrząsu hemoragicznego zmierzyć poziom mleczanów we krwi obwodowej z kropli krwi pobranej z końca ogona za pomocą igły (26 G), po uprzednim sterylnym przygotowaniu ogona za pomocą gazika.
  4. Faza 4: Dożylna resuscytacja płynowa (20 min)
    1. Przeprowadzić resuscytację roztworem Ringera z mleczanem w temperaturze pokojowej (RT) w dawce 10 mL/kg w ciągu 20 min (przepływ 10,5 mL/h dla szczura o masie 350 g), używając strzykawki 20 mL i pompy strzykawkowej poprzez cewnik żyły szyjnej.

7. Zakończenie operacji, rekonwalescencja i opieka pooperacyjna

  1. Zaciśnij żyłę szyjną oraz tętnicę udową i wyjmij cewnik. Podwiąż naczynia. Upewnij się dokładnie, że nie dochodzi do wycieku krwi.
  2. Nanieś kroplę znieczulenia miejscowego na obszary nacięcia. Zaszyj nacięte miejsca szwami podskórnymi i skórnymi, używając sterylnej nici chirurgicznej 5-0. Zdezynfekuj 10% roztworem powidonu jodowego.
  3. Wstrzyknij podskórnie buprenorfinę (0,05 mg/kg, 0,3 mL/kg) za pomocą strzykawki 1 mL z igłą 26 G.
  4. Odczekaj, aż szczur wybudzi się z anestezji, monitorując temperaturę. Gdy pojawią się oznaki budzenia się (ruchy wibrys, ruchy łap), wyjmij sondę rektalną i umieść szczura w klatce na macie grzewczej. Po 10 min przenieś szczura z powrotem do pomieszczenia z zakwaterowaniem.
  5. Podawaj buprenorfinę podskórnie (0,05 mg/kg, 0,3 mL/kg) co 8 h.
  6. Oceń częstotliwość oddychania, zachowanie, temperaturę oraz poziom mleczanów we krwi 16 h po indukcji wstrząsu krwotocznego, zgodnie z opisem w kroku 6.3.

Schemat procesu wstrząsu krwotocznego; średnie ciśnienie tętnicze; monitorowanie hemodynamiczne; etapy rekonwalescencji.
Rycina 1: Model mieszanego wstrząsu krwotocznego u szczura. Stworzono przy użyciu BioRender.com Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny.

8. 24 h po indukowaniu wstrząsu krwotocznego

  1. Zanurz zwierzę w narkozie zgodnie z opisem w kroku 3.1. Umieść zwierzę na stole operacyjnym i wprowadź sondę rektalną zgodnie z opisem w kroku 3.5. Przygotuj cewnik do kaniulacji tętnicy szyjnej zgodnie z opisem dla żyły szyjnej w krokach 2.3 i 2.4.
  2. Użyj atraumatycznych kleszczyków DeBakeya do uchwycenia skóry i wykonaj nacięcie w środkowej części szyi za pomocą cienkich, ostrych nożyczek lub skalpela. Nanieś kroplę znieczulenia miejscowego (lidokaina 2%).
  3. Ostrożnie rozdziel tkanki za pomocą kleszczyków standardowych. Oddziel gruczoły ślinowe, a następnie rozchyl mięśnie tchawicy, aby odsłonić pierścienie tchawicy.
  4. Uchwyć lewą tętnicę szyjną i oddziel ją od nerwu za pomocą kleszczyków standardowych (jest bardzo prawdopodobne, że oddech zwierzęcia przyspieszy). Podwiąż tętnicę szyjną dystalnie (od strony głowy) nicią jedwabną 4/0.
  5. Załóż nić chirurgiczną po stronie proksymalnej (od strony serca) i przygotuj węzeł chirurgiczny, nie zaciągając go. Zaklemuj tętnicę (umieść zacisk powyżej szwu po stronie proksymalnej).
  6. Przetnij tętnicę szyjną mikro-nożyczkami rozdzielczymi Vannasa (z tętnicy powinna wypłynąć niewielka ilość krwi). Za pomocą kleszczyków standardowych delikatnie uchwyć ścianę tętnicy, aby powiększyć otwór, a następnie wprowadź do tętnicy szyjnej dostarczony cewnik, trzymając go kleszczykami.
  7. Zdejmij zacisk i sprawdź sygnał ciśnienia, aby potwierdzić prawidłowe umieszczenie cewnika, oraz upewnij się, że krew nie cofa się do cewnika (oznaka nieszczelności zaworów/przetwornika ciśnienia).
  8. Jeśli sygnał jest prawidłowy i nie ma wycieków, wysuń cewnik nieco dalej (0,5 cm), a następnie zaciśnij i zabezpiecz wcześniej przygotowany węzeł chirurgiczny.
  9. Podaj zwierzęciu heparynę w dawce 100 UI/kg i nałóż na nacięcie zwilżony jałowy kompres.
  10. Po operacji utrzymuj narkozę za pomocą sewofluranu 3% przy przepływie powietrza 0,6 L/min.
  11. Odczekaj 10 min, aby zarejestrować wartości hemodynamiczne po 24 h (oczekiwane wartości: ciśnienie skurczowe: 120 mmHg, ciśnienie rozkurczowe: 60 mmHg).
  12. Aby ocenić plazmatyczne markery uszkodzenia narządów, pobierz 1 mL krwi z tętnicy szyjnej i odwiruj przy 1600 x g przez 10 min. Rozdziel plazmę na alikwoty i przechowuj do dalszych analiz.
  13. Uśmierć szczura niezwłocznie po pomiarze wartości hemodynamicznych po 24 h i pobierz krew.
    UWAGA: Metoda eutanazji powinna być dostosowana do konkretnych parametrów lub próbek, które zostaną pobrane w późniejszym czasie. Grupa pozorowana (sham) przechodzi jedynie zabieg chirurgiczny (punkty 1-5, 7 i 8) bez procedury wstrząsu krwotocznego (punkt 6). Zwierzęta zostały losowo przydzielone przez eksperymentatora do grupy pozorowanej i grupy wstrząsu krwotocznego. Tylko eksperymentator miał wiedzę o przydziale do grup na poszczególnych etapach eksperymentu.

Wyniki

Zgodnie z opisanym powyżej protokołem oceniono kilka parametrów hemodynamicznych 24 godziny po wywołaniu wstrząsu krwotocznego. Podstawowe średnie ciśnienie tętnicze (przed rozpoczęciem protokołu wstrząsu krwotocznego) jest zbliżone w grupie pozorowanej (sham) oraz grupie z wstrząsem krwotocznym (Rycina 2A). Zgodnie z oczekiwaniami średnie ciśnienie tętnicze ulega istotnemu obniżeniu w protokole wstrząsu krwotocznego, co można wyjaśnić spadkiem ciśnienia skurczowego (Średnie ciśnienie tętnicze: Sham: 92 mmHg ± 3 mmHg; HS: 82 mmHg ± 2 mmHg; Ciśnienie rozkurczowe: 73 mmHg ± 3 mmHg; HS: 61 mmHg ± 2 mmHg) (Rycina 2B, C). Wstrząs krwotoczny nie wpływa na ciśnienie skurczowe, ciśnienie tętna ani częstość akcji serca (Rycina 2D-F). Indeks wstrząsu (stosunek częstości akcji serca do ciśnienia skurczowego) oraz zmodyfikowany indeks wstrząsu (MSI) (stosunek częstości akcji serca do średniego ciśnienia krwi) są dwoma predyktorami śmiertelności u pacjentów w stanie ciężkim14,15. Im wyższe są te wartości, tym większe ryzyko zgonu. W tym modelu indeks wstrząsu nie uległ zmianie między obiema grupami, natomiast zmodyfikowany indeks wstrząsu wykazuje tendencję do wzrostu w przypadku wstrząsu krwotocznego (MSI: Sham: 4,24 ± 0,11; HS: 4,70 ± 0,15) (Rycina 2G,H).

Badanie wstrząsu krwotocznego; wykresy słupkowe porównują ciśnienie krwi, częstotliwość akcji serca oraz wskaźniki indeksu wstrząsu.
Rysunek 2Wpływ wstrząsu hemoragicznego na parametry hemodynamiczne. (A) podstawowe średnie ciśnienie tętnicze, (B) średnie ciśnienie tętnicze, (C) ciśnienie krwi rozkurczowe, (D) ciśnienie skurczowe krwi, (E) ciśnienie pulsacyjne, (F) tętno, (G) indeks wstrząsu oraz (H) zmodyfikowany wskaźnik wstrząsu pomiędzy zwierzętami z grupy Sham i grupą wstrząsu hemoragicznego. Wyniki przedstawiono jako średnia ± SEM. Istotność statystyczną oceniono za pomocą nieparzystego testu t. *: p < 0,05; ***: p < 0,001. n = 6-12. Aby wyświetlić powiększoną wersję tej figury, kliknij tutaj.

Ogólnoustrojowe zaburzenia metaboliczne podczas wstrząsu krwotocznego można ocenić za pomocą poziomu mleczanów w krwi (laktatemii). Zgodnie z oczekiwaniami, laktatemia wzrosła po zastosowaniu protokołu wstrząsu krwotocznego oraz 16 h po jego zakończeniu (Koniec protokołu: grupa Sham: 1,13 mmol/L ± 0,14 mmol/L; grupa HS: 5,98 mmol/L ± 0,39 mmol/L; H+16: grupa Sham: 1,95 mmol/L ± 0,23 mmol/L; grupa HS: 2,95 mmol/L ± 0,19 mmol/L) (Rycina 3A,B). Temperatura oraz częstość oddechów to dwa komponenty zespołu systemowej odpowiedzi zapalnej (SIRS), pro zapalnej reakcji charakterystycznej dla stanu wstrząsu. Ani temperatura, ani częstość oddechów nie uległy zmianie pomiędzy obiema grupami 16 h po indukowaniu wstrząsu krwotocznego (Rycina 3C,D). Oceńiono wpływ wstrząsu krwotocznego na kilka parametrów behawioralnych, takich jak postawa, aktywność itp. (Plik uzupełniający 1). Wynik behawioralny wzrósł w grupie z wstrząsem krwotocznym 16 h po zakończeniu protokołu (Sham: 0,33 ± 0,21; HS: 2,27 ± 0,69) (Rycina 3E).

Wykresy mleczanemii, temperatury, częstości oddechów i oceny behawioralnej; wyniki badania wstrząsu hemoragicznego.
Rysunek 3: Wpływ wstrząsu hemoragicznego na mleczanemię, temperaturę, częstość oddechów i ocenę behawioralną. (A) Mleczanemia po zakończeniu protokołu wstrząsu hemoragicznego, (B) mleczanemia, (C) temperatura, (D) częstość oddechów oraz (E) ocena behawioralna 16 h po indukowaniu wstrząsu hemoragicznego w porównaniu między zwierzętami z grupy Sham a zwierzętami z grupy wstrząsu hemoragicznego. Wyniki przedstawiono jako średnia ± SEM. Istotność statystyczną oceniono za pomocą nieparzystego testu t. *: p < 0,05; **: p < 0,01; ***: p < 0,001. n = 6-12. Aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku, kliknij tutaj.

Wstrząs krwotoczny wiąże się z dysfunkcją narządów. Aby ocenić, czy model może być istotny klinicznie, zbadaliśmy plazmatyczne markery uszkodzenia narządów 24 h po wykonaniu protokołu. Stężenie kreatyniny w surowicy (Sham: 19,13 µmol/L ± 0,33 µmol/L; HS: 28,88 µmol/L ± 2,69 µmol/L), troponiny T serca (Sham: 9,38 ng/L ± 1,87 ng/L; HS: 35,62 ng/L ± 2,28 ng/L) oraz aminotransferazy asparaginianowej i alaninowej (ASAT: Sham: 221 UI/L ± 48 UI/L; HS: 963 UI/L ± 144 UI/L; ALAT: Sham: 36 UI/L ± 4 UI/L; HS: 323 UI/L ± 13 UI/L), które odzwierciedlają odpowiednio uszkodzenia nerek, serca i wątroby, uległy wszystkim znacznemu zwiększeniu w wyniku wstrząsu krwotocznego (Rycina 4).

Wykresy słupkowe porównujące poziomy kreatyniny, troponiny, ASAT i ALAT w osoczu w stanie wstrząsu krwotocznego.
Rycina 4: Model wstrząsu krwotocznego wiąże się z dysfunkcją narządową. (A) Poziomy kreatyniny w surowicy, (B) troponiny T serca, (C) aminotransferazy asparaginianowej oraz (D) aminotransferazy alaninowej 24 h po indukcji wstrząsu krwotocznego u zwierząt z grupy Sham i grupy wstrząsu krwotocznego. Wyniki przedstawiono jako średnia ± SEM. Istotność statystyczną oceniono za pomocą nieparzystego testu t. *: p < 0.05; **: p < 0.01; ***: p < 0.001. n = 4 Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Plik uzupełniający 1: Szczegóły oceny behawioralnej Aby pobrać ten plik, kliknij tutaj.

Dyskusja

W niniejszej pracy po raz pierwszy opisaliśmy reprezentatywny szczurzy model wstrząsu krwotocznego oparty na mieszance modeli o stałym ciśnieniu i stałej objętości. Wykazaliśmy, że 24 godziny po indukcji wstrząsu nasz model wiąże się ze zmianą parametrów hemodynamicznych i metabolizmu.

Ze względu na złożoną patofizjologię, badanie wstrząsu krwotocznego wymaga wykorzystania zintegrowanych modeli zwierzęcych. Rzeczywiście, podejścia in vitro nie mogą naśladować wszystkich ścieżek zaangażowanych w tę chorobę. Obudzenie zwierząt po protokole wstrząsu krwotocznego jest krokiem, który zapewnia lepsze odtworzenie sytuacji klinicznej. Ze względu na trudności związane z budzeniem zwierząt, bardzo niewiele badań obejmowało ten etap. Rzadkie badania, w których budzą się zwierzęta, poświęcają je w krótkim czasie (2 godziny lub 6 godzin), co nie odzwierciedla w pełni tego, co dzieje się z pacjentami 16,18,23,24. Pomimo opracowania modeli wstrząsu krwotocznego, tylko w kilku badaniach oceniano parametry (zapalenie, apoptoza, dysfunkcja narządów) 24 godziny po indukcji wstrząsu, podkreślając w ten sposób trudność tego rodzaju protokołu 25,26,27. Rozwój modeli komputerowych i matematycznych zrewolucjonizował badania. Opracowano liczne modele matematyczne wstrząsu krwotocznego, ale większość z tych modeli nie uwzględnia pełnego zakresu wymiany płynów ustrojowych podczas wstrząsu krwotocznego i wymaga poprawy przed potencjalnym zastosowaniem klinicznym28. Do tej pory jednym z głównych wyzwań jest opracowanie modelu zwierzęcego, który jak najwierniej naśladuje patologię u ludzi.

W literaturze opisano dużą liczbę modeli wstrząsu krwotocznego, które różnią się w zależności od dostępu naczyniowego, objętości pobranej krwi lub docelowego ciśnienia13. Bardziej ogólnie, modele wstrząsu krwotocznego można podzielić na 3 grupy: krwotok o stałej objętości, krwotok o stałym ciśnieniu i krwotok niekontrolowany. Standaryzacja i odtwarzalność w przypadku krwotoku o stałej objętości jest trudna i można ją wytłumaczyć stosunkiem objętości krwi do masy ciała, który zmniejsza się liniowo wraz z masą ciała szczura. Krwotok o stałym ciśnieniu jest szeroko stosowany, co wyjaśnia, że ustawienia (ciśnienie docelowe, czas trwania wstrząsu) są bardzo zmienne w zależności od badania, co utrudnia transpozycję wyników z jednego modelu do drugiego. Należy również podkreślić, że upośledzenie hemodynamiczne, które odgrywa kluczową rolę w patofizjologii wstrząsu krwotocznego, nie jest systematycznie oceniane, co może zwiększać rozbieżność wyników między badaniami. Wreszcie, model niekontrolowanego krwotoku, choć istotny klinicznie, rodzi pytania o odtwarzalność i etykę. Aby w jak największym stopniu pogodzić znaczenie kliniczne, standaryzację i odtwarzalność, opracowaliśmy model mieszany z fazami o stałej objętości i stałym ciśnieniu.

W opisanym tutaj modelu temperatura i częstość oddechów nie są modyfikowane 24 godziny po operacji. Można to wytłumaczyć faktem, że operacja wykonywana jest w sterylnych warunkach, co ogranicza odpowiedź prozapalną. Wstrząs krwotoczny definiuje się jako ostrą niewydolność krążenia spowodowaną utratą krwi związaną ze spadkiem ciśnienia krwi. Podobnie jak u ludzi, ten model wstrząsu krwotocznego powoduje spadek średniego ciśnienia tętniczego, w szczególności z powodu spadku rozkurczowego ciśnienia krwi. Co ciekawe, jak opisano wcześniej, tętno pozostaje niezmienione po fazie resuscytacji w tym modelu wstrząsu krwotocznego 29,30,31. Spadek średniego ciśnienia tętniczego jest prawdopodobnie związany ze zmniejszoną perfuzją narządów, prowadzącą do dysfunkcji wielonarządowej, co można zilustrować wzrostem różnych markerów plazmatycznych w naszym modelu (kreatyninemia, troponina sercowa T, ASAT i ALAT). Zakłócenie w dopływie tlenu prowadzi do metabolizmu beztlenowego, co powoduje wzrost laktatemii32. Jak opisano wcześniej, ten model wstrząsu krwotocznego prowadzi do wzrostu poziomu mleczanu we krwi30. Wzrost ten może być związany z niedokrwieniem spowodowanym na poziomie tętnicy udowej. Biorąc jednak pod uwagę, że zwierzęta w grupie pozorowanej mają fizjologiczną laktatemię i przeszły ten sam zabieg chirurgiczny, co grupa wstrząsu krwotocznego, wydaje się, że wzrost ten jest związany z protokołem wstrząsu krwotocznego. Podsumowując, wszystkie te dane potwierdzają, że protokół opisany w tym badaniu pozwala na opracowanie nowego odpowiedniego modelu wstrząsu krwotocznego u szczura.

Ograniczeniem tego modelu jest stosowanie heparyny, która jest niezbędna do zmniejszenia naturalnej krzepnięcia krwi w kontakcie z materiałami plastycznymi, takimi jak kaniule. Jednak stosowanie heparyny może wpływać na koagulopatię związaną z traumatycznym wstrząsem krwotocznym33. W badaniu tym uczestniczą zdrowe samce w wieku 11-13 tygodni. Biorąc pod uwagę, że płeć, wiek i choroby współistniejące (nadciśnienie, cukrzyca itp.) mogą mieć wpływ na wyniki, istotna byłaby ocena ich wpływu w naszym modelu. W protokole etap resuscytacji jest wykonywany poprzez wstrzyknięcie mleczanu Ringera, krystaloidu, który może sprzyjać koagulopatii i obrzękowi tkanek34. Chociaż stosowanie produktów krwiopochodnych jest optymalne, są one rzadkie i łatwo się psują, a uzyskanie wystarczającego zapasu krwi szczurów na cały protokół może być trudne. Modele wstrząsu krwotocznego oparte na produktach krwiopochodnych i krystaloidach/koloidach do resuscytacji to dwa uzupełniające się podejścia.

Mocnymi stronami tego modelu są: 1) jego wysoka odtwarzalność (zilustrowana niską zmiennością wyników), 2) łatwość zastosowania (większość instrumentów to podejścia klasyczne i naczyniowe) oraz 3) znaczenie kliniczne, zwłaszcza ze względu na przebudzenie zwierząt i dysfunkcję wielownętrzną. Na podstawie wyniku behawioralnego opisanego w pliku uzupełniającym 1 ustalono punkty graniczne. Ofiara zostanie omówiona, jeśli zostanie osiągnięty wynik powyżej 9, zgodnie z załączoną tabelą. Jeśli zostanie osiągnięty wynik 11, zwierzę będzie systematycznie poddawane eutanazji. W tym badaniu żadne ze zwierząt nie osiągnęło wyniku wyższego niż 8, a zatem żadne nie zostało wykluczone z badania. To może wyjaśniać, dlaczego opisany tutaj model wiąże się ze śmiertelnością 3 razy niższą niż w innym badaniu 24-godzinnym (16% vs. 47%)25.

Krytycznym etapem modelu jest faza wstrząsu krwotocznego. Ważne jest, aby przestrzegać zakresu ciśnienia 32-38 mmHg. W rzeczywistości zaobserwowaliśmy, że utrzymanie średniego ciśnienia tętniczego poniżej 32 mmHg spowodowało szybki i nagły spadek ciśnienia. I odwrotnie, utrzymanie ciśnienia powyżej 38 mmHg nie zapewnia modelu, który jest wystarczająco zbliżony do rzeczywistości klinicznej. Obserwacje te są zgodne z przedziałem średniego ciśnienia tętniczego docelowego w innych modelach13.

Podsumowując, wykazaliśmy, że model wstrząsu krwotocznego u szczurów opisany w tym badaniu jest klinicznie istotny i może być przydatny zarówno w zrozumieniu mechanizmów patofizjologicznych poprzez identyfikację nowych aktorów/szlaków biologicznych, jak i w identyfikacji nowych strategii terapeutycznych poprzez testowanie różnych cząsteczek kandydujących.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie są im znane żadne konkurencyjne interesy finansowe ani powiązania osobiste, które mogłyby mieć wpływ na pracę opisaną w tym artykule. Dane potwierdzające wyniki tego badania są dostępne u autorów korespondencyjnych na uzasadniony wniosek.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez "Société Française d'Anesthésie et de Réanimation" (Paryż, Francja), "Fondation d'entreprises Genavie" (Nantes, Francja), "Fédération française de cardiologie" (Francja), "Agence nationale de la recherche" (20-ASTC-0032-01-hErOiSmE) (Paryż, Francja) oraz "Direction Générale de l'Armement" (Paryż, Francja). Thomas Dupas był wspierany przez granty z Direction Générale de l'Armement (DGA) we Francji i Région des Pays de la Loire podczas swojego doktoratu. Antoine Persello był wspierany przez granty z InFlectis BioScience we Francji podczas swojego doktoratu. Dziękujemy "Agence Nationale de la Recherche" (Paryż, Francja), "Direction Générale de l'Armement" (Paryż, Francja) i stowarzyszeniu "Sauve ton coeur" (Francja) za wsparcie tego dzieła. Dziękujemy głównej placówce UTE IRS-UN (SFR Bonamy, Nantes Université, Nantes, Francja) oraz podstawowej placówce IBISA Therassay (Nantes, Francja) za ich pomoc i wsparcie techniczne.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Strzykawka 1 mlTERUMOMDSS01SE
Strzykawka 2,5 mlTERUMOSS*02SE1
Strzykawka 20 mlTERUMOMDSS20ESE
Komora indukcyjna anestezjologiiTEMSEGAHUBBIV4
BD Microlance 3 Igła 23 GBecton Dickinson300800
BD Microlance 3 26 Gigła Becton Dickinson304300
Przetwornik ciśnienia krwiemka TECHNOLOGIESBP_T
BuprecareAxienceN/A1 mL fiolka, buprenorfina 0,3 mg/mL
DE BAKEY, Atraumatyczne kleszcze naczynioweALLGAIER instrumente medical09-543-150
Skórna Betadine 10%MylanN/AButelka 125 ml
Cienkie kleszcze - zakrzywione / Ząbkowanenarzędzia naukowe11065-07
GraphPad Prism 8GraphPad firmy Dotmatics-Maty
grzewczeTEMSEGAOPT/THERM_MATELASSTEREORATS
Heparyna sodowaPANPHARMA Nie dotyczybutelki 5 ml, 5,000 UI/ml
IOX2 oprogramowanieemka TECHNOLOGIESIOX_BASE_4c + IOX_FULLCARDIO_4a
Nożyczki do irysa - ToughCutFine Science Tools14058-11
LidokainaFreseniusN/A10 ml but, 8,11 mg, chlorowodorek lidokainy
MiniHub-V3.2TEMSEGAPF006
Moria 201/A Zacisk do naczyń - Prostenarzędzia do nauki18320-11
Niesterylne kompresyRaffin70189
Niesterylna serwetaDutscher 30786
Uchwyt na igły Olsen-Hegar z nożyczkami Fine Science Tools12002-12
Rurka polietylenowa PE10PHYMEPBTPE-10
Rurka polietylenowa PE50PHYMEPBTPE-50
SzczuryCharlesRivers-MaleWISTAR HAN (10 tygodni)
Sonda doodbytniczaTEMSEGASONDE_TEMP_RATS
Mleczany RingeraFresenius Kabi964175
Scrub Betadine 4%MylanN/AButelka 125 ml
SevofluraneAbbottN/AButelka 250 mL, gaz 100%
Sevoflurane WaporyzatorTEMSEGASEVOTEC3NSELEC
Paski testowe do mleczanu StatStripNova Biomedical47486
StatStrip Xpress mleczan MetrNova Biomedical47486
Kompresy sterylneLaboratoire SYLAMED211S05-50
Serweta sterylnaMö lnlycke800330
Sterylne rękawiceMEDLINEMSG7275
SzewOptilene3097141
Szew do naczyńSMI8150046
Pompka strzykawkowaFiolka mé dical16010
usbAMP emkaTECHNOLOGIES-Vannas
Nożyczki sprężynoweNarzędzia do nauki15000-00
WazelinaCooperN/A10 ml fiolka
Witamina A Dulcis (ALLERGAN)AllerganN/Atubka 10 g, Retinol

Bibliografia

  1. Cannon, J. W. Hemorrhagic Shock. New Eng J Med. 378 (4), 370-379 (2018).
  2. Fox, E. E., Holcomb, J. B., Wade, C. E., Bulger, E. M., Tilley, B. C. Earlier endpoints are required for hemorrhagic shock trials among severely injured patients. Shock. 47 (5), 567-573 (2017).
  3. Frink, M., Andruszkow, H., Zeckey, C., Krettek, C., Hildebrand, F. Experimental trauma models: an update. J Biomed Biotechnol. 2011, 797383(2011).
  4. Hauser, C. J. Preclinical models of traumatic, hemorrhagic shock. Shock. 24, Suppl 1 24-32 (2005).
  5. Kemming, G., et al. Can we continue research in splenectomized dogs? Mycoplasma haemocanis: Old problem - new insight. Eur Sur Res. 36 (4), 198-205 (2004).
  6. Carroll, R. G., Iamsa, S. G., Pryor, W. H., Allison, E. J. Single hemorrhage: A clinically relevant canine model of hemorrhagic shock. Resuscitation. 16 (2), 119-126 (1988).
  7. Cheung, A. T., Duong, P. L., Driessen, B., Chen, P. C., Jahr, J. S., Gunther, R. A. Systemic function, oxygenation and microvascular correlation during treatment of hemorrhagic shock with blood substitutes. Clin Hemorheol Microcirc. 34 (1-2), 325-334 (2006).
  8. Hannon, J. P. Hemorrhage and hemorrhagic shock in swine: A review. , Available from: https://apps.dtic.mil/sti/citations/ADA221297 (1990).
  9. Lomas-Niera, J. L., Perl, M., Chung, C. -S., Ayala, A. Shock and hemorrhage: an overview of animal models. Shock. 24, Suppl 1 33-39 (2005).
  10. Redl, H., Bahrami, S. Large animal models: baboons for trauma, shock, and sepsis studies. Shock. 24, Suppl 1 88-93 (2005).
  11. Marques-Bonet, T., Cheng, Z., She, X., Eichler, E. E., Navarro, A. The genomic distribution of intraspecific and interspecific sequence divergence of human segmental duplications relative to human/chimpanzee chromosomal rearrangements. BMC Genom. 9, 384(2008).
  12. Schlag, G., Redl, H. R., Till, G. O., Davies, J., Martin, U., Dumont, L. Anti-L-selectin antibody treatment of hemorrhagic-traumatic shock in baboons. Crit Care Med. 27 (9), 1900(1999).
  13. Fülöp, A., Turóczi, Z., Garbaisz, D., Harsányi, L., Szijártó, A. Experimental models of hemorrhagic shock: A review. Eur Surg Res. 50 (2), 57-70 (2013).
  14. Zingarelli, B., Ischiropoulos, H., Salzman, A. L., Szabó, C. Amelioration by mercaptoethylguanidine of the vascular and energetic failure in haemorrhagic shock in the anesthetised rat. Eur J Pharmacol. 338 (1), 55-65 (1997).
  15. Gonzalez, R. J., Moore, E. E., Ciesla, D. J., Nieto, J. R., Johnson, J. L., Silliman, C. C. Post-hemorrhagic shock mesenteric lymph activates human pulmonary microvascular endothelium for in vitro neutrophil-mediated injury: the role of intercellular adhesion molecule-1. J Trauma. 54 (2), 219-223 (2003).
  16. Hoppen, R. A., Corso, C. O., Grezzana, T. J. M., Severino, A., Dal-Pizzol, F., Ritter, C. Hypertonic saline and hemorrhagic shock: hepatocellular function and integrity after six hours of treatment. Acta Cir Bras. 20 (6), 414-417 (2005).
  17. Rupani, B., et al. Relationship between disruption of the unstirred mucus layer and intestinal restitution in loss of gut barrier function after trauma hemorrhagic shock. Surgery. 141 (4), 481-489 (2007).
  18. Cai, B., Dong, W., Sharpe, S., Deitch, E. A., Ulloa, L. Survival and inflammatory responses in experimental models of hemorrhage. J Surg Res. 169 (2), 257-266 (2011).
  19. Esiobu, P., Childs, E. W. A rat model of hemorrhagic shock for studying vascular hyperpermeability. Methods Mol Biol. 1717, 53-60 (2018).
  20. Sordi, R., Chiazza, F., Patel, N. S. A., Doyle, R. A., Collino, M., Thiemermann, C. Preconditioning' with low dose lipopolysaccharide aggravates the organ injury / dysfunction caused by hemorrhagic shock in rats. PLoS One. 10 (4), 0122096(2015).
  21. Liu, Y., et al. Modified shock index and mortality rate of emergency patients. World J Emerg Med. 3 (2), 114-117 (2012).
  22. Sahu, N., et al. Shock index as a marker for mortality rates in those admitted to the medical intensive care unit from the emergency department. Cureus. 12 (4), e7903(2020).
  23. Zou, L., et al. Glucosamine improves cardiac function following trauma-hemorrhage by increased protein O-GlcNAcylation and attenuation of NF-κB signaling. Am J Physiol Heart Circ Phy. 296 (2), H515-H523 (2009).
  24. Nöt, L. G., Marchase, R. B., Fülöp, N., Brocks, C. A., Chatham, J. C. Glucosamine administration improves survival rate after severe hemorrhagic shock combined with trauma in rats. Shock. 28 (3), 345(2007).
  25. Nöt, L. G., Brocks, C. A., Vámhidy, L., Marchase, R. B., Chatham, J. C. Increased O-linked β-N-acetylglucosamine levels on proteins improves survival, reduces inflammation and organ damage 24 hours after trauma-hemorrhage in rats. Crit Care Med. 38 (2), 562-571 (2010).
  26. Patel, N. M., et al. Inhibition of macrophage migration inhibitory factor activity attenuates haemorrhagic shock-induced multiple organ dysfunction in rats. Front Immunol. 13, 886421(2022).
  27. Patel, N. M., et al. Inhibition of Bruton's tyrosine kinase activity attenuates hemorrhagic shock-induced multiple organ dysfunction in rats. Ann Surg. 277 (3), e624-e633 (2023).
  28. Curcio, L., D'Orsi, L., De Gaetano, A. Seven mathematical models of hemorrhagic shock. Comput Math Methods Med. 2021, e6640638(2021).
  29. Rönn, T., Lendemans, S., de Groot, H., Petrat, F. A new model of severe hemorrhagic shock in rats. Comp Med. 61 (5), 419-426 (2011).
  30. Hussmann, B., Lendemans, S., de Groot, H., Rohrig, R. Volume replacement with Ringer-lactate is detrimental in severe hemorrhagic shock but protective in moderate hemorrhagic shock: studies in a rat model. Crit Care. 18 (1), 5(2014).
  31. Mihara, R., Takasu, A., Maemura, K., Minami, T. Prolonged severe hemorrhagic shock at a mean arterial pressure of 40 mmHg does not lead to brain damage in rats. Acute Med Surg. 5 (4), 350-357 (2018).
  32. Vincent, J. -L., De Backer, D. Circulatory shock. N Engl J Med. 369 (18), 1726-1734 (2013).
  33. Halbgebauer, R., et al. Hemorrhagic shock drives glycocalyx, barrier and organ dysfunction early after polytrauma. J Crit Care. 44, 229-237 (2018).
  34. Chipman, A. M., Jenne, C., Wu, F., Kozar, R. A. Contemporary resuscitation of hemorrhagic shock: What will the future hold. Am J Surg. 220, 580-588 (2020).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Model szczurarednie ci nienie t tniczeutrata krwimarkery uszkodzenia narz d wroztw r Lactated Ringerkaniulacja y y szyjnejkaniulacja t tnicy udowejocena behawioralnamonitorowanie hemodynamiczne
Opracowanie klinicznie istotnego modelu wstrząsu krwotocznego u szczurów
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.