Artykuł metodologiczny

Opracowanie klinicznie istotnego modelu wstrząsu krwotocznego u szczurów

DOI:

10.3791/66523

⸱

22 marca 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1CNRS, INSERM, l’institut du thorax, Nantes Université, 2CNRS, INSERM, l’institut du thorax, Nantes Université, CHU Nantes, 3Departement of Biochemistry, CHU de Nantes, 4Oniris

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wstrząs krwotoczny zabija co roku 1,9 miliona ludzi na całym świecie. Małe zwierzęta są często wykorzystywane jako modele wstrząsu krwotocznego, ale wiążą się z problemami standaryzacji, odtwarzalności i znaczenia klinicznego, co ogranicza ich znaczenie. W artykule opisano opracowanie nowego, klinicznie istotnego modelu wstrząsu krwotocznego u szczurów.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W ciągu ostatnich dziesięcioleci rozwój modeli zwierzęcych pozwolił nam lepiej zrozumieć różne patologie i zidentyfikować nowe metody leczenia. Wstrząs krwotoczny, czyli niewydolność narządowa spowodowana szybką utratą dużej objętości krwi, wiąże się z bardzo złożoną patofizjologią obejmującą kilka szlaków. Wiele istniejących zwierzęcych modeli wstrząsu krwotocznego stara się odtworzyć to, co dzieje się u ludzi, ale modele te mają ograniczenia pod względem znaczenia klinicznego, odtwarzalności lub standaryzacji. Celem pracy było udoskonalenie tych modeli w celu opracowania nowego modelu wstrząsu krwotocznego. Krótko mówiąc, wstrząs krwotoczny został wywołany u samców szczurów Wistar Han (w wieku 11-13 tygodni) przez kontrolowany wykrwawianie odpowiedzialny za spadek średniego ciśnienia tętniczego. Następna faza trwająca 75 minut polegała na utrzymaniu niskiego średniego ciśnienia tętniczego krwi, między 32 mmHg a 38 mmHg, w celu uruchomienia patofizjologicznych ścieżek wstrząsu krwotocznego. Ostatnia faza protokołu naśladowała opiekę nad pacjentem poprzez podawanie dożylnie płynów, roztworu mleczanu Ringera, w celu podniesienia ciśnienia krwi. Wyniki mleczanowe i behawioralne oceniano 16 godzin po rozpoczęciu protokołu, natomiast parametry hemodynamiczne i markery plazmatyczne oceniano 24 godziny po urazie. Dwadzieścia cztery godziny po indukcji wstrząsu krwotocznego średnie ciśnienie tętnicze i rozkurczowe krwi uległo obniżeniu w grupie wstrząsu krwotocznego (p < 0,05). Tętno i skurczowe ciśnienie krwi pozostały niezmienione. Wszystkie markery uszkodzenia narządów uległy zwiększeniu wraz ze wstrząsem krwotocznym (p < 0,05). Laktatemia i wyniki behawioralne były zwiększone w porównaniu z grupą pozorowaną (p < 0,05). Podsumowując, wykazaliśmy, że opisany tutaj protokół jest odpowiednim modelem wstrząsu krwotocznego, który może być wykorzystany w kolejnych badaniach, w szczególności do oceny potencjału terapeutycznego nowych cząsteczek.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wstrząs krwotoczny (HS) to stan wstrząsu charakteryzujący się znaczną utratą objętości krwi, co skutkuje dysoksją tkankową. HS to złożona patologia, która wiąże zmiany hemodynamiczne i metaboliczne wraz z reakcjami pro- i przeciwzapalnymi. Każdego roku około 1,9 miliona zgonów na całym świecie przypisuje się krwotokowi i jego konsekwencjom1. Obecne wytyczne dotyczące opieki obejmują przede wszystkim dożylne podawanie płynów (uzupełnionych lub nie cząsteczkami wazoaktywnymi) oraz tlenoterapię. Jednak te zabiegi są objawowe i mogą być nieskuteczne, co wyjaśnia, dlaczego śmiertelność związana z HS pozostaje wysoka2. Uzasadnia to znaczenie identyfikacji nowych mechanizmów molekularnych i komórkowych, a tym samym leczenia w celu zmniejszenia śmiertelności.

Modele zwierzęce pozwalają na rozszyfrowanie mechanizmów patofizjologicznych związanych z chorobami i testowanie nowych strategii terapeutycznych. W literaturze istnieje wiele zwierzęcych modeli wstrząsu krwotocznego. Modele te różnią się nie tylko zastosowanymi gatunkami, ale także sposobami indukowania HS (np. stałe ciśnienie vs. stała objętość) (Tabela 1, Tabela 2)3,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13. Ponadto protokoły różnią się w obrębie tego samego typu modelu (np. czas krwotoku, docelowe średnie ciśnienie tętnicze) (Tabela 3)14,15,16,17,18,19,20. Biorąc pod uwagę dużą różnorodność istniejących modeli wstrząsu krwotocznego i złożoność replikacji sytuacji klinicznej, badanie przedkliniczne tej patologii pozostaje ograniczone. Opracowanie powtarzalnego, ustandaryzowanego i łatwego do wdrożenia modelu wstrząsu krwotocznego leży w interesie wszystkich. Ułatwiłoby to porównanie różnych badań, a tym samym rozwikłanie złożonej patofizjologii wstrząsu krwotocznego. Celem tego protokołu było opracowanie nowego, klinicznie istotnego modelu wstrząsu krwotocznego u szczurów przy użyciu dwóch następujących po sobie faz krwotoku o ustalonej objętości, po których następuje ustalona faza niskiego ciśnienia krwi.

Tabela 1: Gatunki użyte jako model wstrząsu krwotocznego3,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13. Kliknij tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Tabela 2: Różne rodzaje wstrząsu krwotocznego13. Kliknij tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Tabela 3: Przykład różnorodności eksperymentalnych modeli wstrząsu krwotocznego u szczurów wywołanego protokołem stałego ciśnienia. Zestawienie parametrów dla różnych eksperymentalnych modeli wstrząsu krwotocznego. Naczynia pokazane na czerwono to tętnice, a te pokazane na niebiesko to żyły. W przypadku resuscytacji jako odniesienie przyjmuje się objętość pobranej krwi (krew: resuscytacja o objętości identycznej z objętością krwi pobranej podczas wstrząsu; x2: resuscytacja o objętości dwukrotnie większej niż objętość krwi pobranej podczas wstrząsu; x4: resuscytacja o objętości czterokrotnie większej niż objętość krwi pobranej podczas wstrząsu). MAP: średnie ciśnienie tętnicze; RL: Ringer Lactate14,15,16,17,18,19,20. Kliknij tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury zostały zatwierdzone i przeprowadzone zgodnie z regionalnym komitetem etyki (protokół (#17858 i #32499, CEEA-Pays de la Loire, Francja) zgodnie z Dyrektywą 2010/63/UE Unii Europejskiej. Raportowanie jest zgodne z aktualnymi wytycznymi ARRIVE oraz Przewodnikiem National Institutes of Health (NIH) dotyczącym opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych (NIH Pub. No. 85-23, poprawiony 2011).

1. Status etyczny i ogólne informacje o szczurach

  1. Samce szczurów rasy Wistar Han (Charles River, Saint-Germain-Nuelles, Francja) zostały dostarczone do Unité Thérapeutique Expérimentale w wieku 10 tygodni. Trzymaj szczury w domu przez co najmniej 1 tydzień w standardowej temperaturze (21-24 °C), wilgotności (40%-60%) i 12-godzinnym cyklu jasnym/ciemnym z okresem światła rozpoczynającym się o 07:30.
  2. Zapewnij jedzenie i wodę ad libitum. Do protokołu należy użyć szczurów w wieku 11-13 tygodni o wadze 300-400 g.

2. Etapy przygotowania i konfiguracji pokoju

  1. Włączyć stację anestezjologiczną, ustawić matę grzewczą na 37,5 °C i przykryć ją niesterylnym serwestorem.
  2. Wysterylizuj narzędzia chirurgiczne wymagane do protokołu: atraumatyczne kleszcze DeBakey (1), cienkie i ostre nożyczki lub skalpel (1), kleszcze o standardowym wzorze (2), uchwyty do igieł (1), mikronożyczki preparacyjne Vannas (1), zacisk (1).
  3. Przygotuj cewniki do żyły szyjnej i tętnicy udowej.
    1. W przypadku cewnika do żyły szyjnej zamontuj rurkę z polietylenu (PE) (PE50) na igle 23 G z końcówką odciętą na końcu.
    2. W przypadku cewnika do tętnicy udowej należy przygotować cewnik opisany w kroku 2.3.1 i przymocować rurkę PE10 do końca rurki PE50.
  4. Przygotować przetwornik ciśnienia i cewniki do tętnicy udowej i żyły szyjnej, wypełniając je roztworem Ringera z mleczanami w stężeniu 100 UI/ml. Umieścić strzykawkę o pojemności 2 ml zawierającą roztwór Ringera z mleczanami w stężeniu 100 UI/ml na końcu cewników i przetwornika ciśnienia. Uważaj, aby nie dostać żadnych bąbelków, ponieważ powodują one defekty sygnału.
  5. Włącz oprogramowanie powiązane z przetwornikiem ciśnienia i skalibruj go zgodnie z instrukcjami dostawcy.

3. Przygotowanie szczura do operacji

  1. Znieczulić szczura za pomocą pudełka indukcyjnego (parametry: sewofluran 8%, przepływ powietrza: 1 l/min). Po sprawdzeniu głębokości znieczulenia za pomocą odruchu pedałowania, utrzymuj znieczulenie na poziomie sewofluranu 4%, przy natężeniu przepływu powietrza 0,6 l/min. Unikano stosowania leków przeciwbólowych przed operacją ze względu na hemodynamiczne działanie tych cząsteczek.
    UWAGA: Na tym etapie głębokość znieczulenia jest oceniana co 20 minut za pomocą odruchu pedałowania.
  2. Zważ szczura, umieść go w pozycji odleżynowej grzbietowej na macie grzewczej i wypiluj go w okolicy pachwinowej i szyi.
  3. Dezynfekuj depilowane miejsca naprzemiennie 10% i 4% roztworami jodu powidonu (3 razy każdy) za pomocą niesterylnych gazików.
  4. Nałóż kroplę maści okulistycznej na oczy zwierzęcia, aby zapobiec wysuszeniu.
  5. Umieść szczura na macie grzewczej na stole operacyjnym (odleżyny grzbietowe). Umieść nasmarowaną sondę doodbytniczą, aby kontrolować temperaturę szczura. Utrzymuj znieczulenie na poziomie sewofluranu 4%, przy natężeniu przepływu powietrza 0,6 l/min.
  6. Zmień rękawiczki na sterylne, umieść sterylną serwetę na szczurze i przytnij ją w okolicy pachwinowej i szyi.

4. Kaniulacja żyły szyjnej

  1. Zlokalizuj obszar szyjny w dolnej prawej części szyi, powyżej obojczyka, za pomocą widocznej pulsacji. Używając atraumatycznych kleszczy DeBakey, delikatnie chwyć skórę, a następnie wykonaj precyzyjne nacięcie za pomocą cienkich, ostrych nożyczek lub skalpela.
  2. Nałóż kroplę środka znieczulającego miejscowo (lidokaina 2%) na nacięty obszar. Delikatnie przetnij tkankę za pomocą kleszczy o standardowym wzorze.
  3. Zlokalizuj żyłę szyjną i delikatnie uwolnij ją z komory mięśniowej za pomocą standardowych kleszczy. Umieść jedwabną nić do szwów 4/0 i bezpiecznie podwiąż dystalną stronę (w kierunku głowy). Użyj szwu z uchwytami na igły, aby napiąć żyłę szyjną.
  4. Założyć szew 4/0 po stronie bliższej (w kierunku serca) i przygotować węzeł chirurgiczny bez jego zaciskania. Wykonaj małe nacięcie w żyle szyjnej za pomocą mikronożyczek preparacyjnych Vannas.
  5. Po dokładnym uchwyceniu ściany żyły małymi kleszkami, należy wprowadzić cewnik PE50 do żyły szyjnej ręcznie lub za pomocą standardowych kleszczyków. Na tym etapie użyj sterylnego gaziku, aby wytrzeć ewentualne krople krwi, które mogą wyciekać z żyły.
  6. Nieznacznie przesuń cewnik (0,5 cm) i sprawdź jego prawidłowe umieszczenie w żyle, pobierając niewielką ilość krwi, a następnie ponownie ją wstrzykując (krew w kaniuli wskazuje, że jest w żyle). Zaciśnij wcześniej przygotowany węzeł, aby zabezpieczyć cewnik.
  7. Pozostawić cewnik na miejscu, podłączony do strzykawki wstępnie wypełnionej roztworem Ringera z mleczanami i przykryć nacięty obszar zwilżonym sterylnym gazikiem.

5. Kaniulacja tętnicy udowej

  1. Użyj atraumatycznych kleszczy DeBakeya, aby chwycić skórę trójkąta Scarpa lewej nogi i wykonać nacięcie cienkimi i ostrymi nożyczkami lub skalpelem. Nałóż kroplę środka znieczulającego miejscowo (lidokaina 2%) na nacięty obszar. Delikatnie rozdrobnij tkankę za pomocą kleszczyków o standardowym wzorze.
  2. Zlokalizuj triadę kości udowej (tętnicę, żyłę i nerw). Przełóż jeden kleszcz pod triadą i za pomocą drugich kleszczyków o standardowym wzorze bardzo delikatnie oddziel tętnicę od nerwu i żyły udowej.
    UWAGA: Tętnica jest mniejsza, różowa i pulsująca. Jest to kluczowy krok; Żyła i tętnica są delikatne i mogą łatwo pęknąć.
  3. Założyć szew 4/0 i podwiązać tętnicę udową dystalnie (strona nogi). Weź szew z uchwytami igieł, aby naprężyć tętnicę udową. Umieść szew 4/0 po stronie bliższej (od strony serca) i przygotuj supeł, nie zamykając go. Zacisnąć tętnicę (umieścić zacisk przed bliższym szwem bocznym).
  4. Naciąć tętnicę udową poprzecznie za pomocą mikronożyczek preparacyjnych Vannas (niewielka objętość krwi powinna wypłynąć z tętnicy). Za pomocą kleszczyków o standardowym wzorze delikatnie chwyć ścianę tętnicy i kaniuluj tętnicę udową cewnikiem (zakończonym PE10), przytrzymując go kleszczami.
  5. Delikatnie odblokować, aby sprawdzić, czy nie ma wycieków, a następnie sprawdzić sygnał ciśnienia (potwierdza, że cewnik znajduje się w tętnicy udowej) i sprawdzić, czy krew nie wraca do cewnika (znak wycieku z zaworów/przetwornika ciśnienia).
  6. Jeśli sygnał jest dobry (oczekiwane wartości: skurczowe ciśnienie krwi: 120 mmHg, rozkurczowe ciśnienie krwi: 80 mmHg) i nie ma oznak wycieku, należy nieznacznie przesunąć cewnik (0,5 cm) i zacisnąć wcześniej przygotowany węzeł chirurgski.
  7. Heparynizować zwierzę w stężeniu 100 UI/kg i nałożyć zwilżony sterylny gazik na nacięty obszar. Po zabiegu należy utrzymać znieczulenie na poziomie sewofluranu 3% przy natężeniu przepływu powietrza 0,6 l/min.

6. Protokół wstrząsu krwotocznego (Rysunek 1)

  1. Faza 1: Stabilizacja (5 min).
    1. Po heparynizacji odczekaj 10 minut, aż wartości ciśnienia się ustabilizują. Wykonaj 5-minutowe nagranie dla podstawowych wartości hemodynamicznych.
  2. Faza 2: Wykrwawienie (5 min):
    UWAGA: Ta faza odpowiada fazie o stałej objętości modelu.
    1. Pobrać 5 ml krwi z tętnicy udowej w ciągu 5 minut (500 μL/30 s) za pomocą strzykawki o pojemności 1 ml (oczekiwane wartości: skurczowe ciśnienie krwi: 45 mmHg, rozkurczowe ciśnienie krwi: 30 mmHg).
    2. Przygotuj mieszaninę 50% roztworu Ringera z 50% pobraną krwią w temperaturze pokojowej. Umieścić mieszaninę w strzykawce o pojemności 2 ml i umieścić ją na końcu kaniuli żyły szyjnej.
  3. Faza 3: Wstrząs krwotoczny (75 min)
    UWAGA: Ta faza jest fazą stałego ciśnienia w modelu.
    1. Utrzymuj średnie ciśnienie tętnicze na średnim poziomie 35 mmHg. Gdy średnie ciśnienie tętnicze jest większe lub równe 38 mmHg, należy pobrać 200 μl krwi przez tętnicę udową (średnia na n = 12 szczurów: 10,2 ml).
    2. Jeśli średnie ciśnienie tętnicze spadnie poniżej 32 mmHg, wstrzyknąć 200 μl mieszaniny 50% roztworu Ringera z krwią i 50% mleczanami przez żyłę szyjną (średnia na n = 12 szczurów: 0,90 ml).
    3. Zmierzyć poziom mleczanu we krwi obwodowej w kropli krwi z końca ogona za pomocą końcówki igły (26 G) po sterylnym przygotowaniu ogona gazikiem pod koniec fazy wstrząsu krwotocznego.
  4. Faza 4: Resuscytacja dożylna płynem (20 min)
    1. Resuscytować roztworem Ringera z mleczanami w temperaturze pokojowej (RT) w stężeniu 10 ml/kg przez 20 minut (szybkość przepływu 10,5 ml/h dla szczura o wadze 350 g) za pomocą strzykawki o pojemności 20 ml przez cewnik szyjny za pomocą pompy strzykawkowej.

7. Zakończenie operacji oraz rekonwalescencja i obserwacja pooperacyjna

  1. Zacisnąć żyłę szyjną i tętnicę udową i usunąć cewnik. Statki ligatowe. Sprawdź dokładnie, czy nie wycieka krew.
  2. Dodaj kroplę środka znieczulającego miejscowo do naciętych obszarów. Zszyj nacięte miejsca szwami podskórnymi i skórnymi za pomocą sterylnego szwu 5-0. Zdezynfekować 10% roztworem jodu powidonu.
  3. Podskórnie wstrzyknąć buprenorfinę (0,05 mg/kg, 0,3 ml/kg) za pomocą strzykawki o pojemności 1 ml z igłą 26 G.
  4. Poczekaj, aż szczur odzwyczajy się od narkozy, jednocześnie monitorując temperaturę. Kiedy wykaże oznaki przebudzenia (poruszanie się wibrysów, ruchy łap), wyjmij sondę doodbytniczą i umieść szczura w klatce na macie grzewczej. 10 minut później odwróć szczura do jego pokoju zakwaterowania.
  5. Buprenorfinę podawać podskórnie (0,05 mg/kg, 0,3 ml/kg) co 8 godzin.
  6. Oceń częstość oddechów, zachowanie, temperaturę i mleczan krwi 16 godzin po indukcji wstrząsu krwotocznego, jak opisano w kroku 6.3.

figure-protocol-1
Rysunek 1: Model mieszanego wstrząsu krwotocznego u szczurów. Utworzono za pomocą BioRender.com Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

8. 24 godziny po indukcji wstrząsu krwotocznego

  1. Znieczulić zwierzę zgodnie z opisem w kroku 3.1. Umieść zwierzę na stole operacyjnym i włóż sondę doodbytniczą zgodnie z opisem w kroku 3.5. Przygotować cewnik do kaniulacji tętnicy szyjnej zgodnie z opisem dla żyły szyjnej w krokach 2.3 i 2.4.
  2. Użyj atraumatycznych kleszczy DeBakey, aby chwycić skórę i wykonać nacięcie na środku szyi cienkimi i ostrymi nożyczkami lub skalpelem. Zastosuj kroplę środka znieczulającego miejscowo (lidokaina 2%).
  3. Delikatnie rozdrobnij tkankę za pomocą kleszczyków o standardowym wzorze. Oddziel gruczoły ślinowe, a następnie otwórz mięsień tchawicy, aby odsłonić pierścienie tchawicy.
  4. Weź lewą tętnicę szyjną i oddziel ją od nerwu za pomocą kleszczy o standardowym wzorze (jest wysoce prawdopodobne, że oddech zwierzęcia przyspieszy). Podwiązać tętnicę szyjną dystalnie (od strony głowy) nicią jedwabną 4/0.
  5. Umieść nić do szwu po stronie bliższej (od strony serca) i przygotuj węzeł chirurgiczny bez zamykania go. Zacisnąć tętnicę (umieścić zacisk przed bliższym szwem bocznym).
  6. Naciąć tętnicę szyjną mikronożyczkami preparacyjnymi Vannas (z tętnicy powinna wypłynąć niewielka objętość krwi). Używając kleszczyków o standardowym wzorze, delikatnie chwyć ścianę tętnicy, aby powiększyć otwór i kaniulować tętnicę szyjną za pomocą dostarczonego cewnika, przytrzymując go kleszczami.
  7. Odblokuj i sprawdź sygnał ciśnienia, aby potwierdzić umieszczenie cewnika i sprawdź, czy krew nie przepływa z powrotem do cewnika (oznaka wycieku z zaworów/przetwornika ciśnienia).
  8. Jeśli sygnał jest dobry i nie ma wycieku, należy lekko przesunąć cewnik (0,5 cm) oraz zacisnąć i zabezpieczyć wcześniej przygotowany węzeł chirurga.
  9. Heparynizuj zwierzę w dawce 100 UI/kg i nałóż zwilżony sterylny kompres na nacięcie.
  10. Po zabiegu należy utrzymać znieczulenie za pomocą sewofluranu 3% przy natężeniu przepływu powietrza 0,6 l/min.
  11. Odczekaj 10 minut, aby zarejestrować 24 godziny wartości hemodynamiczne (oczekiwane wartości: skurczowe ciśnienie krwi: 120 mmHg, rozkurczowe ciśnienie krwi: 60 mmHg).
  12. Aby ocenić plazmatyczne markery uszkodzenia narządu, należy pobrać 1 ml krwi z tętnicy szyjnej i odwirować przy 1600 x g przez 10 min. Podwielokrotność i zachować osocze do dalszej analizy.
  13. Ofiaruj szczura natychmiast po zmierzeniu wartości hemodynamicznych po 24 godzinach i zbierz krew.
    UWAGA: Metoda eutanazji powinna być dostosowana do konkretnych parametrów lub próbek, które zostaną pobrane po jej zakończeniu. Grupa pozorowana przechodzi tylko operację (sekcje 1-5, 7 i 8) bez zabiegu wstrząsu krwotocznego (sekcja 6). Zwierzęta zostały losowo przydzielone przez eksperymentatora do grupy pozorowanego i wstrząsu krwotocznego. Tylko eksperymentator był świadomy przydziału grup na różnych etapach eksperymentu.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zgodnie z opisanym powyżej protokołem, oceniliśmy kilka parametrów hemodynamicznych 24 godziny po wywołaniu wstrząsu krwotocznego. Podstawowe średnie ciśnienie tętnicze (przed rozpoczęciem protokołu wstrząsu krwotocznego) jest podobne między grupami pozorowanym i wstrząsem krwotocznym (Rysunek 2A). Zgodnie z oczekiwaniami, średnie ciśnienie tętnicze jest znacznie obniżone w protokole wstrząsu krwotocznego, co można wytłumaczyć spadkiem rozkurczowego ciśnienia krwi (Średnie ciśnienie tętnicze: Pozorne: 92 mmHg ± 3 mmHg; HS: 82 mmHg ± 2 mmHg; Rozkurczowe ciśnienie krwi: 73 mmHg ± 3 mmHg; HS: 61 mmHg ± 2 mmHg) (Rysunek 2B, C). Wstrząs krwotoczny nie wpływa na skurczowe ciśnienie krwi, ciśnienie tętna i tętno (Rysunek 2D-F). Indeks wstrząsu (stosunek częstości akcji serca do skurczowego ciśnienia krwi) i zmodyfikowany wskaźnik wstrząsu (MSI) (stosunek częstości akcji serca do średniego ciśnienia krwi) to dwa czynniki prognostyczne śmiertelności u pacjentów w ciężkim stanie14,15. Im wyższe wartości, tym większe ryzyko śmiertelności. W tym modelu indeks wstrząsu jest niezmodyfikowany między dwiema grupami, podczas gdy zmodyfikowany indeks wstrząsu ma tendencję do wzrostu we wstrząsie krwotocznym (MSI: Sham: 4,24 ± 0,11; HS: 4,70 ± 0,15) (Rysunek 2G,H).

figure-results-1
Rysunek 2: Wpływ wstrząsu krwotocznego na parametry hemodynamiczne. (A) podstawowe średnie ciśnienie tętnicze, (B) średnie ciśnienie tętnicze, (C) rozkurczowe ciśnienie krwi, (D) skurczowe ciśnienie krwi, (E) ciśnienie tętna, (F) częstość akcji serca, (G) indeks wstrząsu i (H) zmodyfikowany wskaźnik wstrząsu między zwierzętami z pozorowanym i krwotocznym wstrząsem. Wyniki przedstawiono jako średnią ± SEM. Istotność statystyczną oceniano za pomocą niesparowanego testu t. *: p < 0,05; : p < 0,001. n = 6-12. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Globalne upośledzenie metaboliczne podczas wstrząsu krwotocznego można ocenić na podstawie laktatemii. Zgodnie z oczekiwaniami laktatemia zwiększyła się po protokole wstrząsu krwotocznego i 16 godzin po (Koniec protokołu: Pozorne: 1,13 mmol/L ± 0,14 mmol/L; HS: 5,98 mmol/L ± 0,39 mmol/L; H+16: Pozorne: 1,95 mmol/L ± 0,23 mmol/L; HS: 2,95 mmol/L ± 0,19 mmol/L) (Rysunek 3A,B). Temperatura i częstość oddechów to dwa składniki zespołu układowej odpowiedzi zapalnej (SIRS), odpowiedzi prozapalnej charakterystycznej dla stanu wstrząsu. Ani temperatura, ani częstość oddechów nie są modyfikowane między dwiema grupami 16 godzin po indukcji wstrząsu krwotocznego (Rysunek 3C,D). Oceniliśmy wpływ wstrząsu krwotocznego na kilka parametrów zachowania, takich jak postawa, aktywność itp. (Plik uzupełniający 1). Wynik behawioralny zwiększa się w grupie wstrząsu krwotocznego 16 godzin po protokole (Sham: 0,33 ± 0,21; HS: 2,27 ± 0,69) (Rysunek 3E).

figure-results-2
Rysunek 3: Wpływ wstrząsu krwotocznego na laktatemię, temperaturę, częstość oddechów i wynik zachowania. (A) Laktatemia na końcu protokołu wstrząsu krwotocznego, (B) laktatemia, (C) temperatura, (D) częstość oddechów, oraz (E)) wynik behawioralny 16 h po indukcji wstrząsu krwotocznego między zwierzętami Sham i hemorwotocznymi. Wyniki przedstawiono jako średnią ± SEM. Istotność statystyczną oceniano za pomocą niesparowanego testu t. *: p < 0,05; **: p < 0,01; : p < 0,001. n = 6-12. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Wstrząs krwotoczny jest związany z dysfunkcją narządu. Aby ocenić, czy model może być istotny klinicznie, oceniliśmy markery plazmatyczne uszkodzenia narządów 24 godziny po protokole. Kreatyninemia (Sham: 19,13 μmol/L ± 0,33 μmol/L; HS: 28,88 μmol/L ± 2,69 μmol/L), sercowa troponina T (Sham: 9,38 ng/L ± 1,87 ng/L; HS: 35,62 ng/L ± 2,28 ng/L) oraz aminotransferazy asparaginianowej i alaninowej (ASAT: Sham: 221 UI/L ± 48 UI/L; HS: 963 UI/L ± 144 UI/L; ALAT: Pozorne: 36 UI/L ± 4 UI/L; HS: 323 UI/L ± 13 UI/L), które odzwierciedlają uszkodzenia odpowiednio nerek, serca i wątroby, są znacznie zwiększone we wstrząsie krwotocznym (Rysunek 4).

figure-results-3
Rysunek 4: Model wstrząsu krwotocznego jest związany z dysfunkcją narządów. (A) kreatyninemia, (B) poziom troponiny sercowej T, (C) aminotransferazy asparaginianowej, oraz (D) poziom aminotransferazy alaninowej 24 godziny po indukcji wstrząsu krwotocznego między zwierzętami z pozorowanym i krwotocznym wstrząsem. Wyniki przedstawiono jako średnią ± SEM. Istotność statystyczną oceniano za pomocą niesparowanego testu t. *: p < 0,05; **: p < 0,01; : p < 0,001. n = 4 Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Plik uzupełniający 1: Szczegóły oceny behawioralnej Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W niniejszej pracy po raz pierwszy opisaliśmy reprezentatywny szczurzy model wstrząsu krwotocznego oparty na mieszance modeli o stałym ciśnieniu i stałej objętości. Wykazaliśmy, że 24 godziny po indukcji wstrząsu nasz model wiąże się ze zmianą parametrów hemodynamicznych i metabolizmu.

Ze względu na złożoną patofizjologię, badanie wstrząsu krwotocznego wymaga wykorzystania zintegrowanych modeli zwierzęcych. Rzeczywiście, podejścia in vitro nie mogą naśladować wszystkich ścieżek zaangażowanych w tę chorobę. Obudzenie zwierząt po protokole wstrząsu krwotocznego jest krokiem, który zapewnia lepsze odtworzenie sytuacji klinicznej. Ze względu na trudności związane z budzeniem zwierząt, bardzo niewiele badań obejmowało ten etap. Rzadkie badania, w których budzą się zwierzęta, poświęcają je w krótkim czasie (2 godziny lub 6 godzin), co nie odzwierciedla w pełni tego, co dzieje się z pacjentami 16,18,23,24. Pomimo opracowania modeli wstrząsu krwotocznego, tylko w kilku badaniach oceniano parametry (zapalenie, apoptoza, dysfunkcja narządów) 24 godziny po indukcji wstrząsu, podkreślając w ten sposób trudność tego rodzaju protokołu 25,26,27. Rozwój modeli komputerowych i matematycznych zrewolucjonizował badania. Opracowano liczne modele matematyczne wstrząsu krwotocznego, ale większość z tych modeli nie uwzględnia pełnego zakresu wymiany płynów ustrojowych podczas wstrząsu krwotocznego i wymaga poprawy przed potencjalnym zastosowaniem klinicznym28. Do tej pory jednym z głównych wyzwań jest opracowanie modelu zwierzęcego, który jak najwierniej naśladuje patologię u ludzi.

W literaturze opisano dużą liczbę modeli wstrząsu krwotocznego, które różnią się w zależności od dostępu naczyniowego, objętości pobranej krwi lub docelowego ciśnienia13. Bardziej ogólnie, modele wstrząsu krwotocznego można podzielić na 3 grupy: krwotok o stałej objętości, krwotok o stałym ciśnieniu i krwotok niekontrolowany. Standaryzacja i odtwarzalność w przypadku krwotoku o stałej objętości jest trudna i można ją wytłumaczyć stosunkiem objętości krwi do masy ciała, który zmniejsza się liniowo wraz z masą ciała szczura. Krwotok o stałym ciśnieniu jest szeroko stosowany, co wyjaśnia, że ustawienia (ciśnienie docelowe, czas trwania wstrząsu) są bardzo zmienne w zależności od badania, co utrudnia transpozycję wyników z jednego modelu do drugiego. Należy również podkreślić, że upośledzenie hemodynamiczne, które odgrywa kluczową rolę w patofizjologii wstrząsu krwotocznego, nie jest systematycznie oceniane, co może zwiększać rozbieżność wyników między badaniami. Wreszcie, model niekontrolowanego krwotoku, choć istotny klinicznie, rodzi pytania o odtwarzalność i etykę. Aby w jak największym stopniu pogodzić znaczenie kliniczne, standaryzację i odtwarzalność, opracowaliśmy model mieszany z fazami o stałej objętości i stałym ciśnieniu.

W opisanym tutaj modelu temperatura i częstość oddechów nie są modyfikowane 24 godziny po operacji. Można to wytłumaczyć faktem, że operacja wykonywana jest w sterylnych warunkach, co ogranicza odpowiedź prozapalną. Wstrząs krwotoczny definiuje się jako ostrą niewydolność krążenia spowodowaną utratą krwi związaną ze spadkiem ciśnienia krwi. Podobnie jak u ludzi, ten model wstrząsu krwotocznego powoduje spadek średniego ciśnienia tętniczego, w szczególności z powodu spadku rozkurczowego ciśnienia krwi. Co ciekawe, jak opisano wcześniej, tętno pozostaje niezmienione po fazie resuscytacji w tym modelu wstrząsu krwotocznego 29,30,31. Spadek średniego ciśnienia tętniczego jest prawdopodobnie związany ze zmniejszoną perfuzją narządów, prowadzącą do dysfunkcji wielonarządowej, co można zilustrować wzrostem różnych markerów plazmatycznych w naszym modelu (kreatyninemia, troponina sercowa T, ASAT i ALAT). Zakłócenie w dopływie tlenu prowadzi do metabolizmu beztlenowego, co powoduje wzrost laktatemii32. Jak opisano wcześniej, ten model wstrząsu krwotocznego prowadzi do wzrostu poziomu mleczanu we krwi30. Wzrost ten może być związany z niedokrwieniem spowodowanym na poziomie tętnicy udowej. Biorąc jednak pod uwagę, że zwierzęta w grupie pozorowanej mają fizjologiczną laktatemię i przeszły ten sam zabieg chirurgiczny, co grupa wstrząsu krwotocznego, wydaje się, że wzrost ten jest związany z protokołem wstrząsu krwotocznego. Podsumowując, wszystkie te dane potwierdzają, że protokół opisany w tym badaniu pozwala na opracowanie nowego odpowiedniego modelu wstrząsu krwotocznego u szczura.

Ograniczeniem tego modelu jest stosowanie heparyny, która jest niezbędna do zmniejszenia naturalnej krzepnięcia krwi w kontakcie z materiałami plastycznymi, takimi jak kaniule. Jednak stosowanie heparyny może wpływać na koagulopatię związaną z traumatycznym wstrząsem krwotocznym33. W badaniu tym uczestniczą zdrowe samce w wieku 11-13 tygodni. Biorąc pod uwagę, że płeć, wiek i choroby współistniejące (nadciśnienie, cukrzyca itp.) mogą mieć wpływ na wyniki, istotna byłaby ocena ich wpływu w naszym modelu. W protokole etap resuscytacji jest wykonywany poprzez wstrzyknięcie mleczanu Ringera, krystaloidu, który może sprzyjać koagulopatii i obrzękowi tkanek34. Chociaż stosowanie produktów krwiopochodnych jest optymalne, są one rzadkie i łatwo się psują, a uzyskanie wystarczającego zapasu krwi szczurów na cały protokół może być trudne. Modele wstrząsu krwotocznego oparte na produktach krwiopochodnych i krystaloidach/koloidach do resuscytacji to dwa uzupełniające się podejścia.

Mocnymi stronami tego modelu są: 1) jego wysoka odtwarzalność (zilustrowana niską zmiennością wyników), 2) łatwość zastosowania (większość instrumentów to podejścia klasyczne i naczyniowe) oraz 3) znaczenie kliniczne, zwłaszcza ze względu na przebudzenie zwierząt i dysfunkcję wielownętrzną. Na podstawie wyniku behawioralnego opisanego w pliku uzupełniającym 1 ustalono punkty graniczne. Ofiara zostanie omówiona, jeśli zostanie osiągnięty wynik powyżej 9, zgodnie z załączoną tabelą. Jeśli zostanie osiągnięty wynik 11, zwierzę będzie systematycznie poddawane eutanazji. W tym badaniu żadne ze zwierząt nie osiągnęło wyniku wyższego niż 8, a zatem żadne nie zostało wykluczone z badania. To może wyjaśniać, dlaczego opisany tutaj model wiąże się ze śmiertelnością 3 razy niższą niż w innym badaniu 24-godzinnym (16% vs. 47%)25.

Krytycznym etapem modelu jest faza wstrząsu krwotocznego. Ważne jest, aby przestrzegać zakresu ciśnienia 32-38 mmHg. W rzeczywistości zaobserwowaliśmy, że utrzymanie średniego ciśnienia tętniczego poniżej 32 mmHg spowodowało szybki i nagły spadek ciśnienia. I odwrotnie, utrzymanie ciśnienia powyżej 38 mmHg nie zapewnia modelu, który jest wystarczająco zbliżony do rzeczywistości klinicznej. Obserwacje te są zgodne z przedziałem średniego ciśnienia tętniczego docelowego w innych modelach13.

Podsumowując, wykazaliśmy, że model wstrząsu krwotocznego u szczurów opisany w tym badaniu jest klinicznie istotny i może być przydatny zarówno w zrozumieniu mechanizmów patofizjologicznych poprzez identyfikację nowych aktorów/szlaków biologicznych, jak i w identyfikacji nowych strategii terapeutycznych poprzez testowanie różnych cząsteczek kandydujących.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy oświadczają, że nie są im znane żadne konkurencyjne interesy finansowe ani powiązania osobiste, które mogłyby mieć wpływ na pracę opisaną w tym artykule. Dane potwierdzające wyniki tego badania są dostępne u autorów korespondencyjnych na uzasadniony wniosek.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez "Société Française d'Anesthésie et de Réanimation" (Paryż, Francja), "Fondation d'entreprises Genavie" (Nantes, Francja), "Fédération française de cardiologie" (Francja), "Agence nationale de la recherche" (20-ASTC-0032-01-hErOiSmE) (Paryż, Francja) oraz "Direction Générale de l'Armement" (Paryż, Francja). Thomas Dupas był wspierany przez granty z Direction Générale de l'Armement (DGA) we Francji i Région des Pays de la Loire podczas swojego doktoratu. Antoine Persello był wspierany przez granty z InFlectis BioScience we Francji podczas swojego doktoratu. Dziękujemy "Agence Nationale de la Recherche" (Paryż, Francja), "Direction Générale de l'Armement" (Paryż, Francja) i stowarzyszeniu "Sauve ton coeur" (Francja) za wsparcie tego dzieła. Dziękujemy głównej placówce UTE IRS-UN (SFR Bonamy, Nantes Université, Nantes, Francja) oraz podstawowej placówce IBISA Therassay (Nantes, Francja) za ich pomoc i wsparcie techniczne.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Strzykawka 1 mlTERUMOMDSS01SE
Strzykawka 2,5 mlTERUMOSS*02SE1
Strzykawka 20 mlTERUMOMDSS20ESE
Komora indukcyjna anestezjologiiTEMSEGAHUBBIV4
BD Microlance 3 Igła 23 GBecton Dickinson300800
BD Microlance 3 26 Gigła Becton Dickinson304300
Przetwornik ciśnienia krwiemka TECHNOLOGIESBP_T
BuprecareAxienceN/A1 mL fiolka, buprenorfina 0,3 mg/mL
DE BAKEY, Atraumatyczne kleszcze naczynioweALLGAIER instrumente medical09-543-150
Skórna Betadine 10%MylanN/AButelka 125 ml
Cienkie kleszcze - zakrzywione / Ząbkowanenarzędzia naukowe11065-07
GraphPad Prism 8GraphPad firmy Dotmatics-Maty
grzewczeTEMSEGAOPT/THERM_MATELASSTEREORATS
Heparyna sodowaPANPHARMA Nie dotyczybutelki 5 ml, 5,000 UI/ml
IOX2 oprogramowanieemka TECHNOLOGIESIOX_BASE_4c + IOX_FULLCARDIO_4a
Nożyczki do irysa - ToughCutFine Science Tools14058-11
LidokainaFreseniusN/A10 ml but, 8,11 mg, chlorowodorek lidokainy
MiniHub-V3.2TEMSEGAPF006
Moria 201/A Zacisk do naczyń - Prostenarzędzia do nauki18320-11
Niesterylne kompresyRaffin70189
Niesterylna serwetaDutscher 30786
Uchwyt na igły Olsen-Hegar z nożyczkami Fine Science Tools12002-12
Rurka polietylenowa PE10PHYMEPBTPE-10
Rurka polietylenowa PE50PHYMEPBTPE-50
SzczuryCharlesRivers-MaleWISTAR HAN (10 tygodni)
Sonda doodbytniczaTEMSEGASONDE_TEMP_RATS
Mleczany RingeraFresenius Kabi964175
Scrub Betadine 4%MylanN/AButelka 125 ml
SevofluraneAbbottN/AButelka 250 mL, gaz 100%
Sevoflurane WaporyzatorTEMSEGASEVOTEC3NSELEC
Paski testowe do mleczanu StatStripNova Biomedical47486
StatStrip Xpress mleczan MetrNova Biomedical47486
Kompresy sterylneLaboratoire SYLAMED211S05-50
Serweta sterylnaMö lnlycke800330
Sterylne rękawiceMEDLINEMSG7275
SzewOptilene3097141
Szew do naczyńSMI8150046
Pompka strzykawkowaFiolka mé dical16010
usbAMP emkaTECHNOLOGIES-Vannas
Nożyczki sprężynoweNarzędzia do nauki15000-00
WazelinaCooperN/A10 ml fiolka
Witamina A Dulcis (ALLERGAN)AllerganN/Atubka 10 g, Retinol

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Cannon, J. W. Hemorrhagic Shock. New Eng J Med. 378 (4), 370-379 (2018).
  2. Fox, E. E., Holcomb, J. B., Wade, C. E., Bulger, E. M., Tilley, B. C. Earlier endpoints are required for hemorrhagic shock trials among severely injured patients. Shock. 47 (5), 567-573 (2017).
  3. Frink, M., Andruszkow, H., Zeckey, C., Krettek, C., Hildebrand, F. Experimental trauma models: an update. J Biomed Biotechnol. 2011, 797383(2011).
  4. Hauser, C. J. Preclinical models of traumatic, hemorrhagic shock. Shock. 24, Suppl 1 24-32 (2005).
  5. Kemming, G., et al. Can we continue research in splenectomized dogs? Mycoplasma haemocanis: Old problem - new insight. Eur Sur Res. 36 (4), 198-205 (2004).
  6. Carroll, R. G., Iamsa, S. G., Pryor, W. H., Allison, E. J. Single hemorrhage: A clinically relevant canine model of hemorrhagic shock. Resuscitation. 16 (2), 119-126 (1988).
  7. Cheung, A. T., Duong, P. L., Driessen, B., Chen, P. C., Jahr, J. S., Gunther, R. A. Systemic function, oxygenation and microvascular correlation during treatment of hemorrhagic shock with blood substitutes. Clin Hemorheol Microcirc. 34 (1-2), 325-334 (2006).
  8. Hannon, J. P. Hemorrhage and hemorrhagic shock in swine: A review. , Available from: https://apps.dtic.mil/sti/citations/ADA221297 (1990).
  9. Lomas-Niera, J. L., Perl, M., Chung, C. -S., Ayala, A. Shock and hemorrhage: an overview of animal models. Shock. 24, Suppl 1 33-39 (2005).
  10. Redl, H., Bahrami, S. Large animal models: baboons for trauma, shock, and sepsis studies. Shock. 24, Suppl 1 88-93 (2005).
  11. Marques-Bonet, T., Cheng, Z., She, X., Eichler, E. E., Navarro, A. The genomic distribution of intraspecific and interspecific sequence divergence of human segmental duplications relative to human/chimpanzee chromosomal rearrangements. BMC Genom. 9, 384(2008).
  12. Schlag, G., Redl, H. R., Till, G. O., Davies, J., Martin, U., Dumont, L. Anti-L-selectin antibody treatment of hemorrhagic-traumatic shock in baboons. Crit Care Med. 27 (9), 1900(1999).
  13. Fülöp, A., Turóczi, Z., Garbaisz, D., Harsányi, L., Szijártó, A. Experimental models of hemorrhagic shock: A review. Eur Surg Res. 50 (2), 57-70 (2013).
  14. Zingarelli, B., Ischiropoulos, H., Salzman, A. L., Szabó, C. Amelioration by mercaptoethylguanidine of the vascular and energetic failure in haemorrhagic shock in the anesthetised rat. Eur J Pharmacol. 338 (1), 55-65 (1997).
  15. Gonzalez, R. J., Moore, E. E., Ciesla, D. J., Nieto, J. R., Johnson, J. L., Silliman, C. C. Post-hemorrhagic shock mesenteric lymph activates human pulmonary microvascular endothelium for in vitro neutrophil-mediated injury: the role of intercellular adhesion molecule-1. J Trauma. 54 (2), 219-223 (2003).
  16. Hoppen, R. A., Corso, C. O., Grezzana, T. J. M., Severino, A., Dal-Pizzol, F., Ritter, C. Hypertonic saline and hemorrhagic shock: hepatocellular function and integrity after six hours of treatment. Acta Cir Bras. 20 (6), 414-417 (2005).
  17. Rupani, B., et al. Relationship between disruption of the unstirred mucus layer and intestinal restitution in loss of gut barrier function after trauma hemorrhagic shock. Surgery. 141 (4), 481-489 (2007).
  18. Cai, B., Dong, W., Sharpe, S., Deitch, E. A., Ulloa, L. Survival and inflammatory responses in experimental models of hemorrhage. J Surg Res. 169 (2), 257-266 (2011).
  19. Esiobu, P., Childs, E. W. A rat model of hemorrhagic shock for studying vascular hyperpermeability. Methods Mol Biol. 1717, 53-60 (2018).
  20. Sordi, R., Chiazza, F., Patel, N. S. A., Doyle, R. A., Collino, M., Thiemermann, C. Preconditioning' with low dose lipopolysaccharide aggravates the organ injury / dysfunction caused by hemorrhagic shock in rats. PLoS One. 10 (4), 0122096(2015).
  21. Liu, Y., et al. Modified shock index and mortality rate of emergency patients. World J Emerg Med. 3 (2), 114-117 (2012).
  22. Sahu, N., et al. Shock index as a marker for mortality rates in those admitted to the medical intensive care unit from the emergency department. Cureus. 12 (4), e7903(2020).
  23. Zou, L., et al. Glucosamine improves cardiac function following trauma-hemorrhage by increased protein O-GlcNAcylation and attenuation of NF-κB signaling. Am J Physiol Heart Circ Phy. 296 (2), H515-H523 (2009).
  24. Nöt, L. G., Marchase, R. B., Fülöp, N., Brocks, C. A., Chatham, J. C. Glucosamine administration improves survival rate after severe hemorrhagic shock combined with trauma in rats. Shock. 28 (3), 345(2007).
  25. Nöt, L. G., Brocks, C. A., Vámhidy, L., Marchase, R. B., Chatham, J. C. Increased O-linked β-N-acetylglucosamine levels on proteins improves survival, reduces inflammation and organ damage 24 hours after trauma-hemorrhage in rats. Crit Care Med. 38 (2), 562-571 (2010).
  26. Patel, N. M., et al. Inhibition of macrophage migration inhibitory factor activity attenuates haemorrhagic shock-induced multiple organ dysfunction in rats. Front Immunol. 13, 886421(2022).
  27. Patel, N. M., et al. Inhibition of Bruton's tyrosine kinase activity attenuates hemorrhagic shock-induced multiple organ dysfunction in rats. Ann Surg. 277 (3), e624-e633 (2023).
  28. Curcio, L., D'Orsi, L., De Gaetano, A. Seven mathematical models of hemorrhagic shock. Comput Math Methods Med. 2021, e6640638(2021).
  29. Rönn, T., Lendemans, S., de Groot, H., Petrat, F. A new model of severe hemorrhagic shock in rats. Comp Med. 61 (5), 419-426 (2011).
  30. Hussmann, B., Lendemans, S., de Groot, H., Rohrig, R. Volume replacement with Ringer-lactate is detrimental in severe hemorrhagic shock but protective in moderate hemorrhagic shock: studies in a rat model. Crit Care. 18 (1), 5(2014).
  31. Mihara, R., Takasu, A., Maemura, K., Minami, T. Prolonged severe hemorrhagic shock at a mean arterial pressure of 40 mmHg does not lead to brain damage in rats. Acute Med Surg. 5 (4), 350-357 (2018).
  32. Vincent, J. -L., De Backer, D. Circulatory shock. N Engl J Med. 369 (18), 1726-1734 (2013).
  33. Halbgebauer, R., et al. Hemorrhagic shock drives glycocalyx, barrier and organ dysfunction early after polytrauma. J Crit Care. 44, 229-237 (2018).
  34. Chipman, A. M., Jenne, C., Wu, F., Kozar, R. A. Contemporary resuscitation of hemorrhagic shock: What will the future hold. Am J Surg. 220, 580-588 (2020).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Hemorrhagic ShockRat ModelMean Arterial PressureBlood LossOrgan Damage MarkersLactated Ringer SolutionJugular Vein CannulationFemoral Artery CannulationBehavioral AssessmentHemodynamic Monitoring

Powiązane artykuły