Artykuł metodologiczny

Ocena miar wyników łączności przepony przeponowej jednostki motorycznej szczura jako ilościowych biomarkerów zwyrodnienia i kompensacji neuronów ruchowych frenii

1.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/66568

⸱

19 kwietnia 2024

 ,  ,  ,  , 
1NextGen Precision Health, University of Missouri, 2Department of Biomedical Sciences, University of Missouri, 3Department of Physical Medicine and Rehabilitation, University of Missouri, 4Department of Neurology, University of Missouri, 5Department of Medical Pharmacology and Physiology, University of Missouri, 6Dalton Cardiovascular Research Center, University of Missouri

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

W tym badaniu prezentujemy metodę in vivo do szacowania liczby i wielkości jednostek motorycznych w celu ilościowego określenia połączenia jednostki motorycznej membrany szczura. Opisano podejście krok po kroku do tych technik.

Streszczenie

Utrata funkcji mięśni wentylacyjnych jest konsekwencją uszkodzenia neuronu ruchowego i neurodegeneracji (np. odpowiednio uszkodzenie rdzenia kręgowego szyjnego i stwardnienie zanikowe boczne). Freniczne neurony ruchowe są ostatnim ogniwem między ośrodkowym układem nerwowym a mięśniami, a ich odpowiednie jednostki motoryczne (grupy włókien mięśniowych unerwionych przez pojedynczy neuron ruchowy) reprezentują najmniejszą jednostkę funkcjonalną układu nerwowo-mięśniowego. Złożony potencjał czynnościowy mięśni (CMAP), potencjał pojedynczej jednostki motorycznej (SMUP) i szacowanie liczby jednostek motorycznych (MUNE) są uznanymi podejściami elektrofizjologicznymi, które umożliwiają podłużną ocenę integralności jednostek motorycznych w modelach zwierzęcych w czasie, ale najczęściej stosowano je do mięśni kończyn. Dlatego celem tego badania jest opisanie podejścia w przedklinicznych badaniach na gryzoniach, które można zastosować podłużnie do ilościowego określenia frenicznego MUNE, wielkości jednostki motorycznej (reprezentowanej jako SMUP) i CMAP, a następnie wykazania użyteczności tych podejść w modelu utraty neuronów ruchowych. Czułe, obiektywne i istotne translacyjnie biomarkery uszkodzeń, degeneracji i regeneracji neuronów w uszkodzeniach i chorobach neuronów ruchowych mogą znacznie pomóc i przyspieszyć odkrycia w badaniach eksperymentalnych do testów klinicznych.

Wprowadzenie

Freniczne neurony ruchowe (MN), rozciągające się od poziomów miotomii C3 do C6, tworzą końcowe ogniwo od ośrodkowego układu nerwowego (OUN) do mięśnia przepony1. Przeponowe jednostki motoryczne (MU) składają się z pojedynczego rdzeniowego MN i jego unerwionych włókien mięśniowych przepony, tworzących najmniejszą jednostkę funkcjonalną układu nerwowo-mięśniowego układu oddechowego. Funkcja wentylacji wymaga odpowiedniego skurczu mięśnia przepony osiągniętego poprzez skoordynowaną aktywację przepony MU pool2,3. Wiele chorób neurologicznych, w tym stwardnienie zanikowe boczne (ALS), prowadzi do poważnych zaburzeń wentylacji, ostatecznie przyczyniając się do przyczyny śmierci4.

Kilka podejść elektrofizjologicznych może być zastosowanych do oceny i monitorowania integralności puli jednostek motorycznych (MU) in vivo. Złożony potencjał czynnościowy mięśni (CMAP) odzwierciedla zsumowaną depolaryzację wszystkich włókien mięśniowych w określonym mięśniu lub grupie mięśni po stymulacji nerwów obwodowych i jest wrażliwy na szereg schorzeń nerwowo-mięśniowych, w tym ALS5,6 i rdzeniowy zanik mięśni (SMA)7,8,9. Ograniczeniem oceny CMAP jest to, że kiełkowanie uboczne może prowadzić do utrzymania amplitudy i powierzchni CMAP nawet w obecności strat MU10. Aby przezwyciężyć to ograniczenie, wprowadzono modyfikacje w technice CMAP w celu oceny zarówno liczby jednostek motorycznych, jak i rozmiaru11. Ponadto badanie in vivo badające funkcjonalną ocenę CMAP przepony za pomocą systemu elektrofizjologicznego zasugerowało, że możliwe jest również wykorzystanie opisanej techniki zapisu CMAP membrany do szacowania liczby jednostek motorycznych12.

Technika przyrostowego szacowania liczby jednostek motorycznych (MUNE) została początkowo wprowadzona na początku lat siedemdziesiątych przez McComas et al. dla mięśnia prostownika palca brevis u ludzi13. Podejście przyrostowe MUNE było modyfikacją tradycyjnej techniki zapisu CMAP, podczas której dostarczano stopniowo zwiększającą się stymulację w celu zarejestrowania ilościowych, submaksymalnych przyrostów typu "wszystko albo nic" jako wskaźników odpowiedzi pojedynczej jednostki motorycznej. Zsumowane i uśrednione przyrosty wykorzystano do obliczenia oszacowania wielkości potencjału pojedynczej jednostki motorycznej (SMUP). Ten obliczony rozmiar został następnie podzielony na amplitudę CMAP, aby oszacować liczbę MU unerwiających badany mięsień11. MUNE wykazuje wysoką czułość w wykrywaniu i monitorowaniu utraty jednostek motorycznych, co pozwala na identyfikację dysfunkcji jednostki motorycznej przed obserwowalnymi zmianami w pomiarach, takich jak amplituda CMAP lub obszar14,15. U pacjentów z ALS MUNE okazał się wyjątkowo czuły, służąc jako ważny biomarker dla początku, progresji i rokowania choroby16,17.

Liczne adaptacje MUNE zostały opracowane i szeroko stosowane do oceny funkcji MUNE w warunkach takich jak neurodegeneracja, uszkodzenie układu nerwowego i naturalny proces starzenia18,19,20,21. Od czasu początkowego opisu, zarówno w badaniach na ludziach, jak i na modelach zwierzęcych, zastosowano różne adaptacje wykorzystujące zarówno reakcje elektrofizjologiczne, jak i pomiary siły przyrostowej (mechanicznej)22. MUNE zapewnia nieinwazyjną ocenę funkcjonalną połączenia neuronów ruchowych z mięśniem. Długotrwałe stosowanie MUNE umożliwia zrozumienie progresji choroby lub indukowanego fenotypu oraz ocenę ochronnych lub regeneracyjnych efektów interwencji terapeutycznych, zarówno w warunkach klinicznych, jak i przedklinicznych. Niezależnie od skuteczności pomiarów odtwarzalności MUNE i klinicznego znaczenia tej techniki dla basenów MU w większości ludzkiego ciała, wysiłki w dużej mierze koncentrowały się na mięśniach kończyn w mięśniach gryzoni10,23,24,25.

Dlatego celem tego badania było opisanie podejścia do uzyskania złożonego potencjału czynnościowego mięśni (CMAP), SMUP i liczby frenicznej jednostki motorycznej (MUNE) jako ocen in vivo, które mogą być używane podłużnie w przedklinicznych badaniach na gryzoniach do ilościowego określenia MUNE, wielkości jednostki motorycznej (reprezentowanej jako SMUP) i CMAP. Ponadto przedstawiamy reprezentatywne dane, które podkreślają utratę liczby MU przepony po doopłucnowym podaniu czynnika zwyrodnieniowego MN, fragmentu toksyny B sprzężonego z saporyną (CTB-SAP).

Protokół

Wszystkie procedury zostały zatwierdzone i przeprowadzone zgodnie z wytycznymi ustanowionymi przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Korzystania ze Zwierząt (Institutional Animal Care and Use Committee) na Uniwersytecie Missouri. Eksperymenty przeprowadzono na dorosłych samcach szczurów linii Sprague-Dawley w wieku od 1 do 15 tygodni. Szczury te były kwaterowane parami i utrzymywane w 12:12 godzinnym cyklu światło-ciemność, z nieograniczonym dostępem do standardowej komercyjnej karmy granulowanej oraz wody traktowanej HCl.

1. Przygotowanie zwierząt i podanie znieczulenia

  1. Stosuj odpowiednie środki ochrony osobistej podczas pracy ze szczurami.
  2. Podaj anestetyk wziewny w stężeniu 3-5% izofluranu, zapewniając prawidłową indukcję. Po odpowiednim znieczuleniu szczura umieść go w pozycji grzbietnej i utrzymuj znieczulenie, podając 1-3% wziewnego izofluranu. Sprawdź głębokość znieczulenia, delikatnie uciskając pęcinę kończyny tylnej pęsetą, aby upewnić się, że nie występuje odruch wycofania.
    UWAGA: Monitoruj głębokość znieczulenia w zależności od wielkości i masy ciała szczura i odpowiednio dostosuj stężenie izofluranu.
  3. Utrzymuj temperaturę 37 °C za pomocą termostatycznej płyty grzejnej, aby zapobiec wahaniom temperatury, które mogą wpłynąć na amplitudę i latencję CMAP.
  4. Nałóż na oczy weterynaryjną maść na bazie wazeliny, aby zapobiec ich wysychaniu. Monitoruj głębokość znieczulenia, obserwując częstotliwość oddychania oraz sprawdzając odruchy wycofania podczas uciskania pęciny pęsetą.
  5. Usuń maszynką do strzyżenia włosy z dolnej jednej trzeciej klatki piersiowej i szyi w obszarze badanym. Monitoruj oddychanie szczura przez cały czas trwania eksperymentu.
    UWAGA: Po rejestracji CMAP i MUNE oraz przerwaniu znieczulenia nie pozostawiaj szczura bez nadzoru do momentu odzyskania przez niego wystarczającej świadomości. Nie przenosić zwierzęcia do klatki domowej aż do pełnego wybudzenia.

2. Rozmieszczenie i konfiguracja elektrod

  1. Umieść parę jednobiegunowych elektrod igłowych 28 G w celu rejestracji CMAP, SMUP oraz MUNE, zgodnie z przedstawionym na Rysunku 1.
    1. Aktywną elektrodę igłową (E1) umieść podskórnie w linii środkowej obojczyka poniżej krawędzi ostatniego żebra, a elektrodę referencyjną (E2) podskórnie w kącie między wyrostkiem mieczykowatym a ostatnią chrząstką żebrową mostka.
      UWAGA: Elektrody igłowe nie powinny być wbijane do mięśnia przeponowego; zamiast tego należy je umieścić w obszarze podskórnym.
  2. Do stymulacji nerwu przeponowego w obrębie pochewki szyjnej użyj pary jednobiegunowych elektrod igłowych 28 G jako katody i anody do stymulacji nerwu; umieść je podskórnie w bocznej części szyi między przednim a środkowym mięśniem scalenusem, w odstępie około 1 cm. Upewnij się, że elektrody stymulujące są rozmieszczone poniżej poziomu czwartego kręgu szyjnego (C4).
    UWAGA: Należy unikać zbyt głębokiego wprowadzania elektrod stymulujących, aby zapobiec uszkodzeniu nerwu przeponowego lub innych struktur. Rysunek 1 ilustruje rozmieszczenie elektrod.
  3. Jako elektrodę uziemiającą zastosuj jednorazową elektrodę powierzchniową umieszczoną na ogonie.

3. Pozyskiwanie danych

  1. CMAP nerwu przeponowego
    1. Rejestruj odpowiedzi CMAP nerwu przeponowego, stosując jednofazowe katodowe impulsy prostokątne o czasie trwania 0,1 ms i natężeniu od 60 do 10 mA w celu stymulacji nerwu przeponowego.
    2. Należy zarejestrować odpowiedzi CMAP, stopniowo zwiększając intensywność bodźca, aż do momentu, gdy amplituda odpowiedzi przestanie wykazywać dalszy wzrost. Aby zapewnić stymulację nadmaksymalną, należy zwiększyć intensywność bodźca do około 120% poziomu uzyskanego przy odpowiedzi maksymalnej i zarejestrować dodatkową odpowiedź. Jeśli wielkość CMAP nie zwiększa się już dalej, odpowiedź tę należy uznać za maksymalny CMAP.
      UWAGA: W celu zminimalizowania zakłóceń spowodowanych jednoczesną aktywnością mięśniową podczas rejestracji CMAP zaleca się podawanie stymulacji podczas wydechu.
    3. Zmierz i udokumentuj amplitudy szczyt-szczyt CMAP w miliwoltach (mV) (Rycina 2).
      UWAGA: Amplitudę CMAP można oceniać od poziomu bazowego do szczytu (base-to-peak) oraz od szczytu do szczytu (peak-to-peak). W klinicznych systemach elektrodiagnostycznych domyślnym ustawieniem jest często pomiar od poziomu bazowego do szczytu, który oblicza się od izoelektrycznej linii bazowej do początkowego ujemnego piku.
  2. Średnia wielkość pojedynczego potencjału jednostki motorycznej (SMUP) i obliczanie MUNE
    1. Obliczenie średniej wielkości SMUP z wykorzystaniem techniki stymulacji przyrostowej.
      1. Aby uzyskać odpowiedzi przyrostowe, należy zastosować stymulację podmaksymalną o czasie trwania 0,1 ms i częstotliwości 1 Hz, stopniowo zwiększając intensywność w krokach co 0,03 mA, aż do uzyskania minimalnej odpowiedzi typu wszystko albo nic. Pierwszą odpowiedź należy zarejestrować przy intensywności bodźca w zakresie od 2 mA do 10 mA.
      2. Jeśli początkowa odpowiedź nie wystąpi przy intensywności bodźca w zakresie od 2 mA do 10 mA, należy zmienić położenie katody stymulującej, przybliżając ją lub oddalając od nerwu przeponowego w obszarze szyi, aby odpowiednio zmniejszyć lub zwiększyć wymaganą intensywność bodźca.
      3. Jeśli pierwsza odpowiedź przyrostowa zostanie osiągnięta przy intensywności bodźca w zakresie od 2 mA do 10 mA, należy zapisać pierwszą odpowiedź i zarejestrować kolejne przyrosty przy sukcesywnie wyższych intensywnościach bodźca, korygując je w krokach co 0,03 mA, aby uzyskać łącznie 9 dodatkowych przyrostów spełniających kryteria opisane w punkcie 3.2.2.
        UWAGA: Każdy SMUP jest ilościowany poprzez odjęcie każdego przyrostu od przyrostu poprzedniego.
    2. Podczas pomiaru odpowiedzi przyrostkowych należy upewnić się, że każdy przyrost spełnia następujące kryteria:
      1. Należy upewnić się, że początkowy ujemny piki odpowiedzi przyrostowych są zsynchronizowane czasowo z ujemnym pikiem maksymalnej odpowiedzi CMAP.
        UWAGA: Niewielkie ruchy obserwowane z powodu szumu tła wynikającego z cykli oddechowych są nieodłączne dla natury tego eksperymentu. Niemniej jednak, stała obecność SMUP podczas obserwacji na żywo potwierdza ich tożsamość dla danego CMAP.
      2. Ponieważ przepona jest dynamicznym mięśniem biorącym udział w oddychaniu, każdy cykl oddechowy może powodować przesunięcie linii bazowej. Należy zatem zweryfikować stabilność i brak frakcjonowania w każdej odpowiedzi przyrostowej, potwierdzając spójność trzech powtórnych odpowiedzi.
        UWAGA: Aby odróżnić potencjały wywołane o niskiej amplitudzie, w szczególności pierwszy SMUP, od szumu tła wynikającego z aktywności oddechowej, należy zachować czujność i obserwować od 3 do 4 cykli oddechowych. W celu zapewnienia dokładności należy również sprawdzić zgodność położenia pików z pikami CMAP.
      3. Należy upewnić się, że każdy przyrost jest wyraźny i większy od poprzedniego. W związku z tym należy w czasie rzeczywistym wizualnie rozróżniać odpowiedzi przyrostowe, obserwując sposób, w jaki nakładają się one na wcześniej zarejestrowane przyrosty.
        UWAGA: W celu zapewnienia spójności przyrostów oraz zgodności z predefiniowanymi kryteriami, dla każdej amplitudy można przeprowadzić wielokrotne powtórzenia bodźca.
      4. Po wizualnej weryfikacji każdego przyrostu zgodnie z wyżej wymienionymi kryteriami, należy potwierdzić, że amplituda przyrostu wynosi co najmniej 25 µVJeśli przyrost jest niższy niż 25 µVodrzuć pomiar i ponownie oceń odpowiedź.
      5. Po zarejestrowaniu 10 odpowiedzi przyrostowych należy zweryfikować, czy amplituda każdej odpowiedzi przyrostowej nie przekracza jednej trzeciej sumarycznej amplitudy wszystkich 10 przyrostów, która stanowi całkowitą amplitudę odpowiedzi końcowej. Jeśli kryterium to nie zostanie spełnione, należy powtórzyć pomiar 10 odpowiedzi przyrostowych.
        UWAGA: Próg jednej trzeciej opiera się na założeniu, że każda odpowiedź inkrementalna reprezentuje aktywację pojedynczej jednostki motorycznej. Jeśli amplituda jakiejkolwiek odpowiedzi inkrementalnej przekracza jedną trzecią łącznej amplitudy wszystkich dziesięciu inkrementów, sugeruje to, że odpowiedź ta może nie wynikać wyłącznie z aktywacji pojedynczej jednostki motorycznej. Może ona być zamiast tego wynikiem rekrutacji dodatkowych jednostek motorycznych lub obecności nieswoistej aktywności, takiej jak szum elektryczny lub artefakty.22,26.
      6. Aby oszacować średnią amplitudę SMUP, należy obliczyć średnią z wartości 10 przyrostów. Inną metodą pomiaru średniej amplitudy SMUP jest podzielenie całkowitej amplitudy końcowej odpowiedzi przyrostowej przez całkowitą liczbę przyrostów.11.
    3. Oblicz MUNE, dzieląc maksymalną amplitudę CMAP (od szczytu do szczytu) przez średnią amplitudę SMUP (od szczytu do szczytu). W niektórych systemach elektrofizjologicznych SMUP są rejestrowane w mikrowoltach (µV), natomiast CMAP zazwyczaj wyraża się w miliwoltach (mV). W razie potrzeby należy przeliczyć pomiary CMAP i SMUP na te same jednostki przed obliczeniem MUNE.
      UWAGA: Amplituda CMAP od szczytu do szczytu, średnia amplituda SMUP oraz MUNE są zazwyczaj obliczane automatycznie przez kliniczne systemy do elektromiografii):
      figure-protocol-1
      CMAP = złożony potencjał czynnościowy mięśnia
      SMUP = potencjał pojedynczej jednostki motorycznej
      MUNE = szacowanie liczby jednostek motorycznych

Wyniki

Techniki CMAP, SMUP i MUNE opisane w niniejszym raporcie umożliwiają rejestrację funkcji nerwowo-mięśniowej mięśnia przepony przy zastosowaniu małoinwazyjnego rozmieszczenia elektrod (Rysunek 1). Parametry amplitudy i pola mogą być wykorzystane do charakterystyki wielkości nadmaksymalnego CMAP, zapewniając ogólną miarę wydajności grupy mięśniowej (Rysunek 2). Jednakże w naszych obecnych metodach opieramy się na amplitudzie w celu ilościowego określenia wielkości zarówno CMAP, jak i SMUP. CMAP, SMUP i MUNE mogą być wykorzystywane do pomiaru funkcji nerwowo-mięśniowej w różnych ratowych modelach chorób nerwowo-mięśniowych. Aby zademonstrować utratę jednostek motorycznych (MU) w kontekście degeneracji neuronów ruchowych (MN), szczurom wykonano obustronny wtrysk dopłucnowy CTB-SAP (25 µg) w celu ukierunkowania na MN nerwu przeponowego oraz dodatkowy CTB (25 µg), natomiast szczury kontrolne otrzymały nieukonjugowany CTB (25 µg) i SAP (25 µg)1,27.

W Rysunek 3porównano wyniki uzyskane u dorosłego szczura kontrolnego oraz u dorosłego szczura (12 tygodni) siedem dni po wewnątrzopłucznej iniekcji CTB-SAP. Po wewnątrzopłucznym podaniu CTB-SAP liczba MUNE uległa zmniejszeniu do szacunkowych 60 funkcjonalnych jednostek motorycznych w porównaniu z prawidłowym wynikiem 74 funkcjonalnych jednostek motorycznych u szczura kontrolnego. Jednakże amplituda CMAP u szczura po podaniu CTB-SAP (14,25 mV peak-to-peak) wykazała minimalne zmiany w porównaniu z grupą kontrolną (14,5 mV peak-to-peak), co prawdopodobnie wynika z kiełkowania kolaterali. W Rycina 4, Wartości CMAP, SMUP i MUNE przepony były pozyskiwane obustronnie i uśredniane w punkcie wyjścia/przed wstrzyknięciem (n = 14), a także w 7. (n = 14), 14. (n = 14), 21. (n = 6) i 28. (n = 14) dobie po wstrzyknięciu. W Rycina 4, nie stwierdzono różnic wyjściowych między grupami. W przypadku MUNE odnotowano istotną zmianę w czasie (p < 0,05), CTB-SAP (p < 0,01) oraz czas interakcji x CTB-SAP (p < 0,01) przy około 40% redukcji MUNE u szczurów CTB-SAP. Średni SMUP u szczurów CTB-SAP wykazał istotną zmianę w czasie (p < 0,05) oraz CTB-SAP (p < 0,01), ale nie stwierdzono istotnej interakcji, przy wzroście amplitudy SMUP o około 50–60%. CMAP nie wykazał istotnych zmian.

figure-results-1
Rysunek 1Rozmieszczenie elektrod. (The text to be translated is missing; please provide the source text).A) katoda stymulująca i (B) anody są wprowadzane podskórnie w boczną część szyi, pomiędzy przedni i środkowy mięsień scalenus, w odstępach około 1 cm. (C) "aktywny" elektroda (E1) i (D) "referencja" elektroda rejestrująca (E2) jest umieszczona w linii środkowobojczykowej poniżej dolnej krawędzi ostatniego żebra, zgodnie z kątem między wyrostkiem mieczowatym a ostatnią chrząstką żebrową. Ponadto, (E) jednorazowa elektroda dyskowa została umieszczona na ogonie jako uziemienie w celu zminimalizowania artefaktów. Stworzono w BioRender.com. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

figure-results-2
Rysunek 2Złożony potencjał czynnościowy mięśnia. Ilustracja reprezentatywnej odpowiedzi CMAP zarejestrowanej z mięśnia lewej połowy przepony. Amplituda od szczytu do szczytu CMAP jest określana od napięcia szczytu ujemnego do napięcia szczytu dodatniego. Skrót: CMAP = złożony potencjał czynnościowy mięśnia. Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej figury.

figure-results-3
Rycina 3Dwa reprezentatywne zapisy CMAP i MUNE od szczura kontrolnego oraz od dorosłego szczura siedem dni po wewnątrzpleuralnej iniekcji CTB-SAP. (A) Lewy złożony potencjał czynnościowy mięśnia (CMAP) przeponowego u dorosłego szczura kontrolnego (w wieku 12 tygodni) z amplitudą szczyt-szczyt wynoszącą 14,5 mV. Czułość ekranu = 1 mV/podziałka i czas trwania na ekranie 1 ms/podziałka. (BKolejne dziesięć odpowiedzi inkrementalnych o całkowitej amplitudzie 1,940 mV dzieli się przez 10, aby wyznaczyć średnią wielkość SMUP (0,194 mV). Czułość ekranu = 0,2 mV/dywizja i prędkość przesuwu 1 ms/dywizja. Obliczone MUNE = 74 (MUNE = CMAP/średnia wielkość SMUP (14,5 mV/ 0,194 mV)).C) CMAP nerwu przeponowego siedem dni po wstrzyknięciu CTB-SAP, wykazujący niemal brak zmian w amplitudzie szczyt-szczyt CMAP wynoszącej 14,25 mV. Czułość ekranu = 1 mV/podziałka i szybkość przesuwu 1 ms/podziałka. (DNastępnie zastosowano dziesięć kolejnych odpowiedzi przyrostowych o całkowitej amplitudzie szczyt-szczyt wynoszącej 2,360 mV, podzielonej przez 10, aby uzyskać średnią wielkość SMUP wynoszącą 0,236 mV. Czułość ekranu = 0,2 mV/działka i prędkość przesuwu 1 ms/działka. W ten sposób obliczona wartość MUNE wyniosła 60. Skróty: CMAP = złożony potencjał czynnościowy mięśnia; MUNE = szacowanie liczby jednostek motorycznych; CTB-SAP = fragment B toksyny cholery połączony z saporyną; SMUP = potencjał pojedynczej jednostki motorycznej. *Ilustracja artefaktu wywołanego stymulacją elektryczną; należy zauważyć, że ze względu na kontrast między amplitudą bodźca elektrycznego a CMAP oraz odpowiedziami przyrostowymi, na wykresie przedstawiono jedynie część bodźca. W celu zwiększenia dostępności wykorzystano kolorystykę przyjazną dla osób z zaburzeniami rozpoznawania barw, aby ułatwić wizualizację odpowiedzi przyrostowych. Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

figure-results-4
Rycina 4Ocena elektrofizjologiczna CMAP, SMUP i MUNE po CTB-SAP. Nie stwierdzono różnic wyjściowych między grupami (w obu grupach, CTB-SAP i kontrolnej, znajdowało się po siedem 1-tygodniowych samców szczurów).A) CMAP nie wykazał istotnych zmian. (B) Średnia wartość SMUP u szczurów CTB-SAP wykazała istotną zmianę w czasie (p < 0,05) oraz z CTB-SAP (p < 0,01), przy braku istotnej interakcji, co wskazuje na wzrost amplitudy SMUP o 50–60%. (CSiedem dni po wstrzyknięciu CTB-SAP średnia wartość MUNE uległa znacznemu obniżeniu o 27,07%, z poziomu 102,58 ± 20,54 do 72,43 ± 15,59 szacunkowych funkcjonalnych jednostek motorycznych (średnia ± SD). Redukcja ta utrzymywała się, a w 28. dniu odnotowano dodatkowy spadek o 1,75% (MUNE: 60,64 ± 1,33, p < 0,01). Wszystkie pomiary w punkcie wyjścia oraz w 7., 14. i 28. dniu po wstrzyknięciu przeprowadzono u 14 szczurów, z czego n = 7 szczurów otrzymało wstrzyknięty sprzężony CTB-SAP, a n = 7 szczurów otrzymało niesprzężony CTB i SAP jako grupę kontrolną. W 21. dniu wykorzystano sześć szczurów. Dane CMAP, SMUP i MUNE przedstawiono jako średnią, a porównania przeprowadzono przy użyciu dwuczynnikowej analizy wariancji (ANOVA). Gwiazdki oznaczają różnice w różnych punktach czasowych: *p < 0,05 oraz **p < 0.01. Skróty: CMAP = złożony potencjał czynnościowy mięśnia; MUNE = szacowanie liczby jednostek motorycznych; CTB-SAP = fragment B toksyny choleryjskiej sprzężony z saporyną; SMUP = potencjał pojedynczej jednostki motorycznej. Aby wyświetlić większą wersję tej ryciny, kliknij tutaj.

Dyskusja

W chorobach zwyrodnieniowych MN, takich jak ALS, kluczowa jest ocena MU zaangażowanych w wentylację28. Pomimo występowania zwyrodnienia MN układu oddechowego u pacjentów z ALS, specyficzny początek i progresja zgonu MN pozostają nie w pełni poznane 29,30,31. Uznając znaczenie tego aspektu, zastosowano różne modele, zarówno genetyczne (np. SOD1 2,32), jak i niegenetyczne (np. CTB-SAP iniekcja doopłucnowa 3,27,33), do naśladowania niewydolności oddechowej w zwierzęcych modelach chorób neurodegeneracyjnych. W związku z tym identyfikacja biomarkera do diagnozowania, monitorowania i oceny potencjalnych efektów leczenia jest korzystna dla tych modeli. Ponadto biomarkery mogą ułatwić kliniczne przełożenie wyników badań przedklinicznych.

Aby określić ilościowo liczbę unerwionych MN w modelach zwyrodnieniowych gryzoni, zastosowano różne techniki znakowania, w tym znaczniki wsteczne i adenowirusy, 25,34,35,36. Wcześniej immunohistochemia była wykorzystywana do oznaczania przeponowych neuronów ruchowych w przednim rogu szyjnego rdzenia kręgowego 2,3,33. Techniki znakowania, choć cenne dla ocen MN, mają ograniczenia w ocenie funkcjonalności jednostek pochodzenia i nie nadają się do ocen podłużnych37. Obiektywne oceny elektrofizjologiczne mają kluczowe znaczenie dla udanej translacji międzygatunkowej, zwłaszcza biorąc pod uwagę wyraźne różnice strukturalne w funkcjonalnych i anatomicznych cechach układów motorycznych między ludźmi a gryzoniami38,39. Uwzględnienie różnic neurobiologicznych stanowi wyzwanie w przełożeniu wyników z modeli gryzoni na pacjentów. MUNE pokonuje te przeszkody, służąc jako obiektywna elektrofizjologiczna miara funkcji MN, umożliwiając ocenę funkcjonalnej łączności MU jako biomarkera w eksperymentach z modelem zwyrodnieniowym MN 3,40.

CMAP, SMUP i MUNE są powszechnie stosowane w badaniach naukowych i do oceny pacjentów z zaburzeniami nerwowo-mięśniowymi 9,10,11. Te potencjalne biomarkery są minimalnie inwazyjne, co umożliwia długotrwałą ocenę funkcji u tej samej osoby w czasie. Co ważne, chociaż nie mierzą one bezpośrednio aktywacji lub rekrutacji MU przez korowe MN, zapewniają klinicznie istotne oszacowanie integralności MN i jej funkcjonalnego odpowiednika, MU. Modele chorób zwyrodnieniowych MN u gryzoni mają kluczowe znaczenie dla zrozumienia mechanizmów fizjopatologicznych leżących u podstaw chorób u ludzi oraz dla przedklinicznego postępu skutecznych metod leczenia. Opracowanie miar wyników i biomarkerów, które można przełożyć na różne gatunki, może usprawnić i przyspieszyć przełożenie obiecujących wyników przedklinicznych na badania kliniczne11. Biorąc pod uwagę względną złożoność pomiarów, dostosowaliśmy i udoskonaliliśmy te techniki od kończyn szczura do mięśnia przepony. Tłumaczenie to zostało przedstawione w formie wizualnej, aby ułatwić szersze wykorzystanie i wdrożenie w badaniach na szczurach.

Z naszego doświadczenia wynika, że kliniczne systemy elektrodiagnostyczne dobrze nadają się do badań przedstawionych w tym kontekście. Przydatność ta wynika z ulepszonej ergonomii interfejsu między egzaminatorem a systemem elektrodiagnostycznym, co ułatwia wygodne sterowanie. W naszej grupie laboratoryjnej stosujemy system dwukanałowy z dwoma nieprzełączanymi kanałami wzmacniacza. Kanały te są wyposażone w 24-bitowy przetwornik analogowo-cyfrowy i działają z częstotliwością próbkowania 48 kHz na kanał. Wzmocnienie sprzętowe jest regulowane w zakresie od 10nV do 100 mV na działkę. Zastosowaliśmy filtr niskotonowy o zakresie od 0,2 Hz do 5 kHz, a ustawienia filtra wysokotonowego obejmowały zakres od 30 Hz do 10 kHz. Dodatkowo zastosowaliśmy stymulator stałoprądowy o regulowanym natężeniu w zakresie od 0 do 100 mA i czasie trwania od 0,02 do 1 ms. Większość systemów klinicznych oferuje porównywalne funkcje, które są odpowiednie do rejestrowania odpowiedzi CMAP, SMUP i MUNE. Systemy te można odpowiednio dostosować, aby zapewnić dokładny zapis żądanych danych. Na przykład amplitudę CMAP można ocenić od podstawy do szczytu i od szczytu do szczytu. Kliniczne systemy elektrodiagnostyczne są często domyślnie przystosowane do oceny wartości od podstawy do szczytu, która jest obliczana od izoelektrycznej linii podstawowej do początkowego piku ujemnego.

Proces uzyskiwania odpowiedzi CMAP, SMUP i MUNE z membrany obejmuje kilka kluczowych etapów. Stałe i dokładne rozmieszczenie elektrod, wraz z odpowiednią głębokością elektrody, jest niezbędne do niezawodnego pomiaru amplitud i minimalizacji szumów tła podczas nagrywania. Nieprawidłowe umieszczenie elektrod stymulujących może prowadzić do niezamierzonych konsekwencji. Umieszczenie elektrod stymulujących zbyt daleko z tyłu może skutkować nadmiernymi skurczami mięśni kończyn przednich w celu pobudzenia splotu ramiennego, podczas gdy umieszczenie powyżej poziomu C4 może utrudnić stymulację nerwu przeponowego. Głębsze umieszczenie niesie ze sobą ryzyko uszkodzenia tętnicy szyjnej lub wywołania nerwu błędnego, co może powodować problemy z przewodnictwem serca. Umieszczając elektrody rejestrujące wyżej lub niżej niż ostatnie żebro, mogą wystąpić pomiary odpowiednio stymulacji międzyżebrowej lub prostej brzucha. Aby uniknąć rejestracji z innych mięśni, zauważ, że ujemny szczyt opóźnienia CMAP przepony wynosi zwykle 1,5-3,5 ms, a jego charakterystyczny kształt pokazano na rysunku 2. Nasze obserwacje wykazały, że elektrody igłowe dają bardziej spójne zapisy CMAP, SMUP i MUNE w porównaniu z elektrodami w kształcie dysku dla mięśnia przepony. Ta zwiększona konsystencja przypisuje się kopulastemu kształtowi mięśnia przepony i obecności innych mięśni w pobliżu, takich jak mięśnie międzyżebrowe i proste brzucha. Dodatkowo, elastyczne rozmieszczenie elektrod igłowych jest kolejnym korzystnym czynnikiem. Jeśli chodzi o intensywność stymulacji elektrycznej, wykorzystaliśmy zakres od 60 do 100 mA do stymulacji nerwu przeponowego, który wykracza poza zgłoszone zakresy dla innych układów motorycznych. Różnica ta wynika z głębszego położenia nerwu przeponowego w szyi w porównaniu z bardziej powierzchownymi lokalizacjami nerwu kulszowego i splotu ramiennego odpowiednio w kończynie tylnej i przedniej.

Uzyskanie średniego SMUP stanowi większe wyzwanie techniczne w porównaniu z CMAP. Mniejszy rozmiar odpowiedzi, w zakresie mikrowoltów, a nie miliwoltów, sprawia, że wpływ szumu tła jest bardziej wyraźny. Aby złagodzić szumy tła, rozważ optymalizację rozmieszczenia elektrod poprzez regulację elektrody uziemiającej, katody i anody. Dodatkowo upewnij się, że w konfiguracji eksperymentalnej występują minimalne zakłócenia ze strony pobliskich urządzeń elektrycznych. Klatka Faradaya, powszechnie stosowana w elektrofizjologii wewnątrzkomórkowej, nie jest konieczna do tej konfiguracji. Identyfikacja wizualna poszczególnych odpowiedzi SMUP to trudna umiejętność, która wymaga praktyki w celu uzyskania spójnych i powtarzalnych wyników. Ponieważ przepona jest mięśniem dynamicznym, linia podstawowa może się zmieniać z każdym cyklem wentylacji. Zwracanie uwagi na przyrosty SMUP zapewniające zgodność z poprzednim SMUP jest kluczowym czynnikiem w pokonywaniu tego wyzwania. Ponadto upewnienie się, że SMUP inicjują się w ramach czasowych opóźnienia maksymalnego CMAP, jest ważne dla dokładnych nagrań.

Kolejnym wyzwaniem związanym z rejestracją przepony jest asymetryczny charakter tego mięśnia, charakteryzujący się różną grubością od lewej do prawej i pod wpływem nacisku wywieranego przez wątrobę po prawej stronie41. Aby temu zaradzić, przeprowadziliśmy pomiary elektrofizjologiczne oddzielnie na lewej i prawej półmembranie. Następnie obliczyliśmy osobno średnie dla odpowiedzi CMAP, SMUP i MUNE.

Ponieważ odpowiedź CMAP odzwierciedla zbiorową depolaryzację włókien mięśniowych w określonym mięśniu, każda patologia wpływająca na przeponę MN do włókna mięśniowego przepony może skutkować zmniejszeniem rozmiaru CMAP. W związku z tym obliczenie średniej CMAP z obustronnych półmembran zapewnia doskonałą ocenę ogólnego stanu funkcjonalnego układu nerwowo-mięśniowego układu oddechowego. Zmiany kompensacyjne, takie jak kiełkowanie boczne, mogą prowadzić do zachowania rozmiaru CMAP nawet w obecności MN lub utraty aksonów motorycznych11. Rejestrowanie poszczególnych przyrostów pozwala na oszacowanie średniej produkcji pojedynczych MU (wielkość SMUP), prezentując bardziej szczegółowe informacje na temat stanu funkcjonalnego MU układu oddechowego. W związku z tym technika MUNE staje się niezbędna do oceny frenicznych MN lub aksonów wprowadzanych do membrany. Zastosowanie tych biomarkerów w eksperymentach przedklinicznych dotyczących terapii do badania chorób MN może poprawić przełożenie ich na badania kliniczne.

Oświadczenia

WDA otrzymało finansowanie badań od NMD Pharma, Avidity Biosciences oraz opłaty konsultingowe od NMD Pharma, Avidity Biosciences, Dyne Therapeutics, Novartis, Design Therapeutics, Catalyst Pharmaceuticals i Novartis.

Podziękowania

Ta praca została sfinansowana z grantu Programu Badań nad Urazami Rdzenia Kręgowego z Missouri Spinal Cord Injury/Disease Research Program (NLN i WDA).

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Szklana strzykawka 2 mlKent Scientific CorporationSOMNO-2ML
50 mL, strzykawka model 705 RNHamilton Company7637-01Służy do przeprowadzania iniekcji doopłucnowych
5008 - Formulab DietLabDiet0001325
Igły do autoklawu 26 G (26S RN 9,52 mm 40&)Hamilton Company7804-04Wykorzystywany do przeprowadzania iniekcji doopłucnowych
Podjednostka B toksyny (CTB)MilliporeSigmaC9903Wykorzystywany do wstrzykiwań doopłucnowych w celu znakowania ocalałych neuronów ruchowych
Podjednostka B toksyny sprzężona z saporyną (CTB-SAP)Zaawansowane systemy celowaniaIT-14Wykorzystywany do wstrzykiwania doopłucnowego w celu spowodowania śmierci neuronu ruchowego
OdłączanyTechnomed202845-0000do podłączenia elektrody rejestratora do elektrodiagnostycznej
Jednorazowa elektroda tarczowa 2" x 2" z przewodami ElektrodauziemiającaCadwell302290-000
jednorazowe igły monopolarne 28 GTechnomed202270-000elektrody stymulujące katodę i anodę - elektrody rejestrujące
igłowy EMG (skrzynka przełączników Amp/stim)Cadwell190266-200do podłączenia elektrod monopolarnych do stymulatora elektrodiagnostycznego
Helping Hands zacisk krokodylkowy z żelazną podstawąRadio Shack64-079Utrzymanie umieszczenia elektrody rejestrującej 
Izofluran (butelka 250 ml)Piramal Healthcare
Covidien81412012wykorzystywany do nakładania żelu elektrodowego
System monitorowania fizjologicznego PhysioSuite z homeotermicznym ociepleniem RightTempKent Scientific CorporationPS-RTZawiera podkładkę ocieplającą na podczerwień, sondę doodbytniczą i sondę temperatury podkładki
Profesjonalny trymer Pet Zestaw do pielęgnacjiOster078577-010-003maszynki do strzyżenia do depilacji
Saporin (SAP)Zaawansowane systemy celowaniaPR-01Służy do wstrzykiwań doopłucnowych (środek kontrolny po wstrzyknięciu samodzielnie)
System EMG Sierra SummitCadwell Industries, Inc., Kennewick, WAPrzenośny system elektrodiagnostyczny
SomnoSuite Cyfrowy system anestezjologiczny o niskim przepływieKent Scientific KorporacjaSOMNOZawiera adapter do butelki z zabezpieczeniem przed rozlaniem i parą; Rurka adaptera Y; filtr oczyszczający węgiel drzewny
Sprague-Dawley szczurkolonia Envigo 208a, Indianapolis, IN
Weterynaryjna maść okulistyczna na bazie ropy naftowej Puralube26870stosowany podczas znieczulenia w celu uniknięcia uszkodzenia rogówki
Strzykawka do irygacji z monojektem z zakrzywioną końcówką

Bibliografia

  1. Mantilla, C. B., Zhan, W. -Z., Sieck, G. C. Retrograde labeling of phrenic motoneurons by intrapleural injection. J Neurosci Methods. 182 (2), 244-249 (2009).
  2. Nichols, N. L., Satriotomo, I., Harrigan, D. J., Mitchell, G. S. Acute intermittent hypoxia induced phrenic long-term facilitation despite increased sod1 expression in a rat model of als. Exp Neurol. 273, 138-150 (2015).
  3. Nichols, N. L., Craig, T. A., Tanner, M. A. Phrenic long-term facilitation following intrapleural ctb-sap-induced respiratory motor neuron death. Respir Physiol Neurobiol. 256, 43-49 (2018).
  4. Kiernan, M. C., et al. Amyotrophic lateral sclerosis. Lancet. 377 (9769), 942-955 (2011).
  5. Boërio, D., Kalmar, B., Greensmith, L., Bostock, H. Excitability properties of mouse motor axons in the mutant sod1g93a model of amyotrophic lateral sclerosis. Muscle Nerve. 41 (6), 774-784 (2010).
  6. Shibuya, K., et al. Motor cortical function determines prognosis in sporadic als. Neurology. 87 (5), 513-520 (2016).
  7. Lewelt, A., et al. Compound muscle action potential and motor function in children with spinal muscular atrophy. Muscle Nerve. 42 (5), 703-708 (2010).
  8. Mcgovern, V. L., et al. Smn expression is required in motor neurons to rescue electrophysiological deficits in the smnδ7 mouse model of sma. Hum Mol Genet. 24 (19), 5524-5541 (2015).
  9. Arnold, W. D., et al. Electrophysiological biomarkers in spinal muscular atrophy: Preclinical proof of concept. Ann Clin Transl Neurol. 1 (1), 34-44 (2014).
  10. Harrigan, M. E., et al. Assessing rat forelimb and hindlimb motor unit connectivity as objective and robust biomarkers of spinal motor neuron function. Sci Rep. 9 (1), 16699(2019).
  11. Arnold, W. D., et al. Electrophysiological motor unit number estimation (mune) measuring compound muscle action potential (cmap) in mouse hindlimb muscles. J. Vis. Exp: JoVE. (103), e52899(2015).
  12. Martin, M., Li, K., Wright, M. C., Lepore, A. C. Functional and morphological assessment of diaphragm innervation by phrenic motor neurons. J. Vis. Exp: JoVE. (99), e52605(2015).
  13. Mccomas, A., Fawcett, P. R. W., Campbell, M., Sica, R. Electrophysiological estimation of the number of motor units within a human muscle. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 34 (2), 121-131 (1971).
  14. Felice, K. J. A longitudinal study comparing thenar motor unit number estimates to other quantitative tests in patients with amyotrophic lateral sclerosis. Muscle Nerve. 20 (2), 179-185 (1997).
  15. Vucic, S., Rutkove, S. B. Neurophysiological biomarkers in amyotrophic lateral sclerosis. Curr Opin Neurol. 31 (5), 640-647 (2018).
  16. Carleton, S., Brown, W. Changes in motor unit populations in motor neurone disease. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 42 (1), 42-51 (1979).
  17. Yuen, E. C., Olney, R. K. Longitudinal study of fiber density and motor unit number estimate in patients with amyotrophic lateral sclerosis. Neurology. 49 (2), 573-578 (1997).
  18. Gooch, C. L., et al. Motor unit number estimation: A technology and literature review. Muscle Nerve. 50 (6), 884-893 (2014).
  19. Henderson, R. D., Ridall, P. G., Hutchinson, N. M., Pettitt, A. N., Mccombe, P. A. Bayesian statistical mune method. Muscle Nerve. 36 (2), 206-213 (2007).
  20. Shefner, J., et al. Multipoint incremental motor unit number estimation as an outcome measure in als. Neurology. 77 (3), 235-241 (2011).
  21. Stein, R. B., Yang, J. F. Methods for estimating the number of motor units in human muscles. Ann Neurol. 28 (4), 487-495 (1990).
  22. Shefner, J. M. Motor unit number estimation in human neurological diseases and animal models. Clin Neurophysiol. 112 (6), 955-964 (2001).
  23. Ahad, M., Rutkove, S. Correlation between muscle electrical impedance data and standard neurophysiologic parameters after experimental neurogenic injury. Physiol Meas. 31 (11), 1437(2010).
  24. Kasselman, L. J., Shefner, J. M., Rutkove, S. B. Motor unit number estimation in the rat tail using a modified multipoint stimulation technique. Muscle Nerve. 40 (1), 115-121 (2009).
  25. Ngo, S., et al. The relationship between bayesian motor unit number estimation and histological measurements of motor neurons in wild-type and sod1g93a mice. Clin Neurophysiol. 123 (10), 2080-2091 (2012).
  26. Feasby, T., Brown, W. Variation of motor unit size in the human extensor digitorum brevis and thenar muscles. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 37 (8), 916-926 (1974).
  27. Nichols, N. L., Vinit, S., Bauernschmidt, L., Mitchell, G. S. Respiratory function after selective respiratory motor neuron death from intrapleural ctb-saporin injections. Exp Neurol. 267, 18-29 (2015).
  28. Nichols, N. L., et al. Ventilatory control in als. Respir Physiol Neurobiol. 189 (2), 429-437 (2013).
  29. Cifra, A., Nani, F., Nistri, A. Respiratory motoneurons and pathological conditions: Lessons from hypoglossal motoneurons challenged by excitotoxic or oxidative stress. Respir Physiol Neurobiol. 179 (1), 89-96 (2011).
  30. Kobayashi, Z., et al. Fals with gly72ser mutation in sod1 gene: Report of a family including the first autopsy case. J Neurol Sci. 300 (1), 9-13 (2011).
  31. Su, M., Wakabayashi, K., Tanno, Y., Inuzuka, T., Takahashi, H. An autopsy case of amyotrophic lateral sclerosis with concomitant alzheimer's and incidental lewy body diseases. No to shinkei= Brain and nerve. 48 (10), 931-936 (1996).
  32. Lladó, J., et al. Degeneration of respiratory motor neurons in the sod1 g93a transgenic rat model of als. Neurobiol Dis. 21 (1), 110-118 (2006).
  33. Borkowski, L. F., Smith, C. L., Keilholz, A. N., Nichols, N. L. Divergent receptor utilization is necessary for phrenic long-term facilitation over the course of motor neuron loss following ctb-sap intrapleural injections. J Neurophysiol. 126 (3), 709-722 (2021).
  34. Nicolopoulos-Stournaras, S., Iles, J. F. Motor neuron columns in the lumbar spinal cord of the rat. J Comp Neurol. 217 (1), 75-85 (1983).
  35. Tosolini, A. P., Morris, R. Targeting motor end plates for delivery of adenoviruses: An approach to maximize uptake and transduction of spinal cord motor neurons. Sci Rep. 6 (1), 33058(2016).
  36. Mchanwell, S., Biscoe, T. The localization of motoneurons supplying the hindlimb muscles of the mouse. Phil. Trans. R. , 477-508 (1981).
  37. Nair, J., et al. Histological identification of phrenic afferent projections to the spinal cord. Respir Physiol Neurobiol. 236, 57-68 (2017).
  38. Courtine, G., et al. Can experiments in nonhuman primates expedite the translation of treatments for spinal cord injury in humans. Nat Med. 13 (5), 561-566 (2007).
  39. Friedli, L., et al. Pronounced species divergence in corticospinal tract reorganization and functional recovery after lateralized spinal cord injury favors primates. Sci Transl Med. 7 (302), 134(2015).
  40. Arnold, R., et al. Nerve excitability in the rat forelimb: A technique to improve translational utility. J Neurosci Methods. 275, 19-24 (2017).
  41. Boriek, A., Rodarte, J., Reid, M. Shape and tension distribution of the passive rat diaphragm. Am J Physiol Regul Integr Comp Physiol. 280, R33-R41 (2001).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Motoneurony nerwu przeponowegojednostki motoryczne przeponyszacowanie liczby jednostek motorycznychz o ony potencja czynno ciowy mi niapotencja pojedynczej jednostki motorycznejocena elektrofizjologicznafunkcja nerwowo mi niowakie kowanie poboczneszczurzy model neurodegeneracjibiomarkery pod u ne
Ocena miar wyników łączności przepony przeponowej jednostki motorycznej szczura jako ilościowych biomarkerów zwyrodnienia i kompensacji neuronów ruchowych frenii
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.