Mikrotwardość jest właściwością mechaniczną i parametrem informacyjnym do oceny patofizjologii tkanek twardych. Tutaj demonstrujemy znormalizowany protokół (przygotowanie próbki, polerowanie, płaska powierzchnia i miejsca wgłębień) do analizy mikrotwardości kości zębów i wyrostka zębodołowego w modelach chorób jamy ustnej gryzoni, a mianowicie fluorozy zębów i resorpcji kości przyzębia wywołanej ligaturą.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Pomiary mikrotwardości kości zęba i wyrostka zębodołowego w modelach chorób jamy ustnej gryzoni
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Właściwość mechaniczna, mikrotwardość, jest oceniana w szkliwie zębów, zębinach i kościach w modelach chorób jamy ustnej, w tym fluorozy zębów i paradontozy. Mikrotomografia komputerowa (μCT) dostarcza informacji o obrazowaniu 3D (objętość i gęstość mineralna), a skaningowa mikroskopia elektronowa (SEM) tworzy obrazy mikrostruktury (szkliwo i kanalik kostny). Równolegle do analizy statyczno-wytrzymałościowej za pomocą μCT i SEM, mikrotwardość jest jednym z parametrów informacyjnych do oceny, w jaki sposób zmiany strukturalne wpływają na właściwości mechaniczne. Pomimo tego, że jest to użyteczny parametr, badania nad mikrotwardością kości wyrostka zębodołowego w chorobach jamy ustnej są ograniczone. Do tej pory opisano rozbieżne metody pomiaru mikrotwardości. Ponieważ wartości mikrotwardości różnią się w zależności od przygotowania próbki (polerowanie i płaska powierzchnia) oraz miejsc wgłębień, różne protokoły mogą powodować rozbieżności między badaniami. Standaryzacja protokołu mikrotwardości jest niezbędna do spójnej i dokładnej oceny w modelach chorób jamy ustnej. W niniejszej pracy przedstawiono ustandaryzowany protokół analizy mikrotwardości kości zęba i wyrostka zębodołowego. Użyte próbki są następujące: w przypadku modelu fluorozy zębów siekacze pobrano od myszy leczonych wodą zawierającą fluor / bez niej przez 6 tygodni; dla modelu resorpcji kości przyzębia indukowanej podwiązaniem (L-PBR) kości wyrostka zębodołowego z resorpcją kości przyzębia pobrano od myszy podwiązanych na 2. zębietrzonowe szczęki. Po 2 tygodniach od podwiązania pobrano szczękę. Twardość Vickersa analizowano w tych próbkach zgodnie ze znormalizowanym protokołem. Protokół zawiera szczegółowe materiały i metody zatapiania żywicy, seryjnego polerowania i miejsc wgłębień siekaczy i wyrostka zębodołowego. Zgodnie z naszą najlepszą wiedzą, jest to pierwszy standaryzowany protokół mikrotwardości do oceny właściwości mechanicznych kości zębów i wyrostka zębodołowego w modelach chorób jamy ustnej gryzoni.
Wprowadzenie
Twardość jest jedną z właściwości mechanicznych (np. elastyczność, twardość, lepkosprężystość i zachowanie przy pękaniu) i jest powszechnie używana do scharakteryzowania odporności na odkształcenia ściskające i pękanie lokalnego obszaru materiału. Test twardości statycznej wgłębienia jest najczęściej stosowaną metodą, w tym twardość Vickersa i twardość Knoopa1. Test twardości Vickersa jest realizowany poprzez wciśnięcie wgłębnika diamentowego w powierzchnię pod ustalonym obciążeniem testowym. Wgłębnik ma kształt piramidy, z kwadratową podstawą i kątem 136° między przeciwległymi powierzchniami. Mierzy się długość obu przekątnych utworzonych na badanej powierzchni, a średnią wykorzystuje się do obliczenia twardości, która jest określana przez stosunek F/A (gdzie F to siła, a A to pole powierzchni wgłębienia). Liczba mikrotwardości Vickersa (HV=F/A) jest zwykle wyrażana w kilogramach-siłach (kgf) na mm2 wgłębienia, przy czym 1 HV ≈ 0,1891 F/d2 (N / mm2). Twardość Knoopa składa się również z wgłębnika w kształcie rombu w kształcie kwadratu utworzonego przez dwa nierówne przeciwstawne kąty. Liczba twardości Knoopa (HK) jest równa stosunkowi przyłożonego obciążenia do rzutowanej powierzchni styku. Testy twardości dzielą się na testy mikrotwardości (mikrotwardości) i testy makrotwardości, w zależności od siły przyłożonej do badanego materiału. Testy mikrotwardości zazwyczaj wykorzystują obciążenia w zakresie 0,01-2 N (około 1-203 gf); tymczasem testy makro-wcięć używają ponad 10 N (10119 gf)1.
Do oceny cech twardych tkanek zębów w chorobach jamy ustnej, w tym kości zębów i wyrostka zębodołowego, do analizy strukturalnej stosuje się mikro-CT (μCT) i skaningową mikroskopię elektronową (SEM). μCT dostarcza informacji o obrazowaniu 3D (objętość i gęstość mineralna)2, a SEM tworzy obrazy mikrostruktury (pryzmat szkliwa i kość lacuna-kanalikowa)3. Równolegle do analizy strukturalnej za pomocą μCT i SEM, mikrotwardość jest jednym z parametrów informacyjnych do oceny, w jaki sposób zmiany strukturalne zmieniają właściwości mechaniczne kości zębów i wyrostka zębodołowego w chorobach jamy ustnej, np. wadach rozwojowych szkliwa i resorpcji kości przyzębia. Wartość mikrotwardości Vickersa ludzkiego szkliwa (HV = 283-374) jest około 4 do 5 razy wyższa niż zębiny (HV = 53-63)4,5. W modelach fluorozy zębów gryzoni mikrotwardość szkliwa znacznie zmniejsza się u siekaczy myszy traktowanych fluorem (HV = 136) w porównaniu ze szkliwem kontrolnym (HV = 334)6,7. Sugeruje to, że szkliwo fluorozowane jest bardziej miękkie i słabsze przy niższej zawartości minerałów i wyższej zawartości białka niż w szkliwie niefluorozowanym. Mikrotwardość służy do oceny właściwości mechanicznych kości. W kilku wcześniejszych badaniach analizowano mechaniczne zachowanie ludzkiej kości z różnych miejsc anatomicznych, w tym mikrotwardości kości długich8,9,10. Średnia mikrotwardość ludzkich fluorozowanych kości udowych wykazała znaczny spadek (HV = 222,4) w porównaniu z niefluorozowanymi kośćmi udowymi (HV = 294,4)11. Pomimo tego, że jest to użyteczny parametr, istnieje niedobór literatury opisującej mikrotwardość (albo Vickers12, albo Knoop13,14) kości wyrostka zębodołowego w chorobach jamy ustnej.
Do tej pory zgłoszono rozbieżne metody pomiaru mikrotwardości. Ponieważ wartości mikrotwardości różnią się15 w zależności od przygotowania próbki (polerowanie i płaska powierzchnia) oraz miejsca wgłębienia, różne protokoły mogą powodować rozbieżności między badaniami. Standaryzacja protokołu badania mikrotwardości jest niezbędna do spójnej i dokładnej oceny w modelach chorób jamy ustnej. W niniejszym badaniu przedstawiono ustandaryzowany protokół analizy mikrotwardości kości zęba i wyrostka zębodołowego w mysim modelu fluorozy zębów i modelu resorpcji kości przyzębia.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie procedury opisane w niniejszym protokole zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi i regulacjami dotyczącymi wykorzystania zwierząt kręgowców, zatwierdzonymi przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt (IACUC) na Augusta University oraz na Nova Southeastern University, która posiada akredytację Association for Assessment and Accreditation of Laboratory Animal Care International (AAALAC). Należy odnotować, że dr Suzuki był zatrudniony na Augusta University, gdzie ukończono eksperymenty dotyczące fluorozy zębów u myszy.
1. Ekstrakcja siekaczy żuchwy w mysim modelu fluorozy zębów
- Podawać myszom C57BL/6 (samce, 5-tygodniowe) dietę wolną od fluorków od tygodnia przed rozpoczęciem podawania fluorków aż do zakończenia ich stosowania.
- Przygotować wodę z fluorkami, dodając NaF do wody destylowanej, a następnie przeprowadzając filtrację próżniową przy użyciu filtra 0,2 µm. Podawać zwierzętom wodę z NaF (0 ppm i 125 ppm; N=5/grupa) ad libitum przez 6 tygodni. Wymieniać wodę z fluorkami na świeżo przygotowaną partię co 2 dni.
- Po 6 tygodniach podawania wody z fluorkami przeprowadzić eutanazję zwierząt za pomocą CO2, a następnie dekapitację.
- Wyekstrahować półżuchwę wraz z siekaczem z każdej myszy. Aby pobrać półżuchwę z siekaczem, należy przeciąć mięśnie wokół żuchwy, nie przykładając nadmiernej siły.
- Umieścić półżuchwę w PBS i przechowywać w temperaturze 4 °C do czasu analizy μ-CT (opcjonalnie). Oddzielić siekacz od żuchwy za pomocą skalpela (#15) i nożyczek, uważając, aby nie uszkodzić ani nie złamać preparatu.
- Przemyć wyizolowany siekacz PBS i przeprowadzić dehydratację poprzez zanurzenie go w alkoholu o rosnącym stężeniu (70% i 100% etanolu) przez 2-3 h.
UWAGA: Jeśli tkanka (np. miazga) nie zostanie dostatecznie odwodniona, może dojść do zahamowania impregnacji żywicą, co prawdopodobnie uniemożliwi prawidłową późniejszą ocenę. - Po dehydratacji etanolem zatopić siekacz poziomo w żywicy. Przejść do kroku 3.
2. Ekstrakcja kości jamistych szczęki w mysim modelu resorpcji kości periodontonalnej indukowanej ligaturą (L-PBR)
- Podaj myszy (C57BL/6, męska, w wieku 8-12 tygodni) dożylnie (i.p.) 0,8 mL ketaminy (100 mg/mL) + 0,1 mL ksylazyny (100 mg/mL) + 9,1 mL PBS jako środki znieczulające. Dawka wynosi 0,01 mL/g (masy ciała). Na oba oczy nałóż maść okulistyczną, aby zapobiec wysuszeniu podczas znieczulenia.
- Umieść znieczuloną mysz na podkładce grzewczej na 5-10 min. Oceń reakcje na ucisk ogona/palców oraz sprawność odruchu rogówkowego. Potwierdź, że mysz nie reaguje na bodźce uciskowe, a odruch jest nieobecny.
- Umieść mysz na stole zabiegowym i utrzymaj otwarty pysk za pomocą ligatury z jedwabnej nici chirurgicznej 5-0, przywiązanej do magnetycznego słupka na stole zabiegowym.
- Pod mikroskopem chirurgicznym, używając mikroportań, owiń ligaturę (pleciona nić jedwabna 6-0) wokół jednego z drugich trzonowców szczękowych (jedna warstwa). Aby zminimalizować różnice osobnicze w analizie, jedną stronę wykorzystaj jako stronę traktowaną, a drugą jako kontrolną.
- Zwiąż ligaturę, tworząc węzeł od strony podniebienia. Po zawiązaniu węzła odetnij pozostałą część ligatury tak krótko, jak to możliwe, aby nadmiar nici nie przeszkadzał w żuciu lub jedzeniu. Jest to istotne, aby zapobiec poluzowaniu się ligatury podczas żucia w kolejnym okresie obserwacji.
UWAGA: Nie pozostawiaj zwierzęcia bez nadzoru, dopóki nie odzyska wystarczającej świadomości, aby utrzymać pozycję brzuszną. Nie zwracaj zwierzęcia po zabiegu chirurgicznym do grupy pozostałych zwierząt aż do pełnego powrotu do zdrowia. Zachowaj warunki sterylne podczas okresu przeżycia. - Udostępnij myszom pokarm i wodę ad libitum przez 2 tygodnie. Po 2 tygodniach od ligatury poddaj myszy eutanazji za pomocą CO2, a następnie dekapitacji.
- Wyodrębnij z każdej myszy obie strony szczęk (stronę z ligaturą i stronę kontrolną) wraz z trzonowcami. Aby pobrać szczęki z trzonowcami, przetnij mięśnie i kość wokół żuchwy górnej nożyczkami, nie stosując nadmiernej siły. Umieść każdą szczękę w PBS i przechowuj w temperaturze 4 °C do czasu analizy µCT (opcjonalnie).
- Oddziel kość jamistą z trzonowcami (od 1szego do 3iego) od szczęki za pomocą skalpela (#15) i nożyczek, nie uszkadzając i nie łamiąc preparatu.
- Umyj wyizolowaną kość jamistą w PBS, a następnie odwodnij i odtłuść poprzez zanurzenie w alkoholu o rosnącym stężeniu (etanol 70% i 100%) przez 2-3 h.
UWAGA: Jeśli tkanka (np. miazga i kość) nie zostanie wystarczająco odwodniona, może dojść do zahamowania impregnacji żywicą, a późniejsza ocena może być niewłaściwa. - Po odwodnieniu etanolem zatop kość jamistą poziomo w żywicy. Przejdź do kroku 3.
- Opcjonalnie: Przeprowadź ocenę µCT przed badaniem mikrotwardości.
- Przed badaniem mikrotwardości wykonaj nieniszczącą analizę strukturalną (np. µCT) przy użyciu tej samej próbki, która zostanie użyta do badania mikrotwardości, jako ocenę uzupełniającą (Rycina 1). Informacje strukturalne (obraz 3D, gęstość mineralna, objętość) uzyskane przez µCT mogą pomóc w ocenie właściwości mechanicznych i jakości próbki, co może wpływać na wyniki mikrotwardości.
Rycina 1: Reprezentatywne obrazy μCT szkliwa w siekaczach myszy z grupy kontrolnej i grupy traktowanej fluorkami. (A) Reprezentatywny obraz μCT w przekroju strzałkowym siekacza żuchwy. (B-D) Obrazy μCT w przekroju czołowym siekacza kontrolnego (NaF 0 ppm). (E-G) Obrazy μCT w przekroju czołowym siekacza traktowanego NaF (125 ppm). Przedstawiono reprezentatywną gęstość mineralną szkliwa (EMD) (g/cm3). Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.
3. Zatapianie próbek w żywicy
- Kontynuuj od kroku 1.7 (model fluorozy zębów) lub kroku 2.10 (model L-PBR).
- Pokryj wewnętrzną powierzchnię uchwytu do zatapiania (1 cal) cienką warstwą wazeliny. Przygotuj żywicę (żywicę do zatapiania utwardzaną na zimno) zgodnie z instrukcją. Wlej żywicę i utwardzacz do dołączonego plastikowego kubeczka w stosunku objętościowym 15:2 i ostrożnie wymieszaj drewnianą szpatułką przez co najmniej 2 min. Unikaj powstawania pęcherzyków powietrza.
- Umieść odwodniony i odtłuszczony siekacz (Rycina 2A) lub kość zębodołową z zębami trzonowymi (Rycina 2B) w orientacji poziomej i równolegle do dna uchwytu do zatapiania (1 próbka na uchwyt).
- Wlej wymieszaną żywicę (tylko niezbędną ilość, około 1,5 mL) do uchwytu do zatapiania, aby całkowicie pokryć próbkę. Unikaj dodawania nadmiaru żywicy, ponieważ utrudni to proces polerowania (Rycina 2C,D). Umieść uchwyt z próbką na płycie grzejnej w temperaturze 50 °C na co najmniej 8 h, aby wspomóc polimeryzację żywicy. Procedura ta zapewnia stabilne utrzymanie próbki.
UWAGA: W zależności od wielkości próbki dostosuj ilość żywicy tak, aby całkowicie ją pokryć. Nie wlewaj zbyt dużej ilości żywicy, w przeciwnym razie usunięcie jej nadmiaru zajmie więcej czasu. - Po utwardzeniu wyjmij z uchwytu blok żywicy zawierający próbkę. Usuń nadlewki i wyrównaj płaszczyznę próbki oraz płaszczyznę przeciwległą tak, aby były równoległe i płaskie, używając zaawansowanej szlifierki-polerki z grubym, wodoodpornym papierem ściernym (ziarnistość 60/P60 i 120/P120) przy jednoczesnym chłodzeniu wodą. Utrzymaj wysokość próbki na poziomie około 3 mm dla siekacza i kości zębodołowej (Rycina 2E,F).
UWAGA: Jeśli próbka ma być analizowana za pomocą SEM po pomiarze mikrotwardości, jej grubość powinna wynosić około 3 mm, aby późniejsza obserwacja SEM nie została zakłócona. Mniejsze próbki są trudniejsze w obróbce szlifierką. W przypadku próbek przeznaczonych wyłącznie do pomiaru mikrotwardości wysokość może wynosić około 10-20 mm. - Przytnij zewnętrzny kształt, aby uzyskać prostokątny blok żywicy z zaokrąglonymi rogami (orientacyjnie: szerokość 30 mm, długość 10 mm dla siekacza (Rycina 2G) oraz szerokość 10 mm, długość 5 mm dla kości zębodołowej (Rycina 2H)) za pomocą precyzyjnej piły tnącej.
- Po zakończeniu wstępnej korekty kształtu usuń zanieczyszczenia i cząsteczki z bloku żywicy za pomocą myjki ultradźwiękowej (około 1 min). Przejdź do kroku 4.
Rysunek 2: Schemat procedury zalewania żywicą i polerowania. (A) Odwodniony i odtłuszczony siekacz. (B) Odwodniona i odtłuszczona kość jamkowania w modelu L-PBR. (C, D) Siekacze i kość jamkowania zanurzone w żywicy. (E, F) Poprzez odcięcie nadmiaru żywicy łatwiejsze jest polerowanie powierzchni badanej tkanki. (G, H) Narożniki żywicy zaokrąglone na potrzeby procesu polerowania. Skróty: L-PBR = resorpcja kości przyzębia wywołana przez ligaturę. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
4. Polerowanie próbek
UWAGA: Polerowanie próbek wykonuje się ręcznie, używając wodoodpornych papierów ściernych (od grubszych do drobniejszych), na zaawansowanej polerce-szlifierce przy stałym dopływie wody.
- Umieść gruby, wodoodporny papier ścierny (ziarnistość 600/P1200) na szlifierce. Połóż przycięty i oczyszczony blok żywiczny (z kroku 3.7) na papierze ściernym.
- Podlewając wodą, przytrzymaj blok żywiczny i poleruj powierzchnię pomiarową próbki na polerce (prędkość 1-10 x g). W tym czasie należy uważać, aby trzymać blok żywiczny tak, by powierzchnia pomiarowa była równoległa do podłoża. Aby zachować nienaruszoną powierzchnię pomiarową, sprawdzaj ją gołym okiem lub pod mikroskopem.
UWAGA: Należy pamiętać, że szlifierka obraca się zgodnie z ruchem wskazówek zegara, a jednostronny nacisk może doprowadzić do powstania powierzchni nierównoległej. Aby uzyskać powierzchnię równoległą, utrzymuj stałą prędkość obrotową szlifierki i ostrożnie dociskaj próbkę przez kilka sekund, a następnie obróć próbkę o 180° i dociskaj przez ten sam czas. Gruby papier ścierny może usuwać nie tylko żywicę, ale również materiał próbki. - Zmień papier ścierny na ziarnistość 800/P2400 i połóż na nim blok żywiczny. Powtórz krok 4.2.
- Usuń zanieczyszczenia i cząsteczki z bloku żywicznego, używając myjki ultradźwiękowej (ok. 1 min).
UWAGA: Przed przejściem dalej zaleca się użycie myjki ultradźwiękowej w celu usunięcia wszelkich zanieczyszczeń powierzchniowych, aby zapobiec zapychaniu się materiałów ściernych. - Następnie przeprowadź polerowanie seryjne, używając coraz drobniejszych papierów ściernych; kolejność polerowania to 12 µm, 9 µm, 3 µm, 1 µm oraz 0.3 µm.
- Umieść folię polerską (12 µm) na stole polerki bez uruchamiania obrotu i połóż na niej blok żywiczny.
UWAGA: W tym doświadczeniu stół szlifierki jest odpowiedni do uzyskania płaskiej powierzchni w warunkach zalewania wodą. Alternatywnie można użyć dużego lustra płaskiego (lub podobnego), które zapewnia równoległość. - Przy chłodzeniu wodnym ostrożnie poleruj ręcznie powierzchnię pomiarową próbki na folii polerskiej. Poruszaj próbką w pionie, poziomie i po przekątnej przez tę samą liczbę sekund przy jednoczesnym podawaniu wody, wykonując ruchy o długości 2 do 3 cm (1 cal). Po prawidłowo przeprowadzonym polerowaniu próbka żywiczna będzie przylegać do folii polerskiej.
- Usuń zanieczyszczenia i cząsteczki zgodnie z krokiem 4.4. Zmień papier ścierny na kolejny rozmiar zgodnie z kolejnością polerowania seryjnego (od 12 µm do 0.3 µm) i połóż na nim blok żywiczny.
- Podlewając wodą, przytrzymaj blok żywiczny i ostrożnie poleruj ręcznie powierzchnię próbki na folii polerskiej. Usuń zanieczyszczenia i cząsteczki zgodnie z krokiem 4.4.
- Powtórz kroki 4.5 – 4.8, aby zakończyć polerowanie końcowe (0.3 µm). Po zakończeniu polerowania końcowego (0.3 µm) próbka powinna mieć powierzchnię o lustrzanym połysku (Rysunek 3A).
- Oczyść powierzchnię próbki etanolem (100%), aby ją odtłuścić i odwadniać, a następnie przechowuj bloki żywiczne w temperaturze pokojowej do czasu przeprowadzenia testów mikrotwardości. Podczas przechowywania unikaj nadmiernej wilgoci i kurzu. Przejdź do kroku 5.
5. Test mikrotwardości Vickersa
UWAGA: Wykonanie wgłębień na próbce o powierzchni lustrzanej przeprowadza się za pomocą twardościomierza mikro$. Badanie wykonuje się pod obciążeniem 25 g przez 10 s przy użyciu wkładki Vickersa.
- Test mikrotwardości Vickersa dla siekaczy (model fluorozy zębów)
UWAGA: Szkliwo można podzielić na trzy warstwy, licząc od zewnątrz (od strony jamy ustnej) do wewnątrz (od strony miazgi); mianowicie: warstwę powierzchowną, warstwę środkową oraz warstwę głęboką (styk szkliwa z dentyną, DEJ) (Rycina 3B)16W niniejszym protokole przebadano trzy warstwy szkliwa.- Ustaw siłę obciążenia na 25 g oraz czas obciążania na 10 s. Umieść blok żywiczny na stole.
- Wyznacz 6 punktów w każdej warstwie szkliwa (powierzchniowej, środkowej i w obrębie DEJ) oraz w zębinie w każdym regionie (szyjkowym, środkowym i w obrębie wierzchołka); Rycina 3B).
- Zmierz długość obu przekątnych (d1 i d2); Rysunek 3B) aby obliczyć wartość mikrotwardości Vickersa (HV; Rysunek 4).
- Badanie mikrotwardości Vickersa dla kości jamistej wyrostka zębodołowego (model L-PBR)
- Ustaw siłę obciążenia na 25 g oraz czas obciążania na 10 s. Umieść blok żywiczny na stole preparatu.
- Wykonaj wgłębienia w 3–6 punktach po stronie mezjalnej i dystalnej kości jamowej, licząc od grzebienia żuchwowego. Wykonaj wgłębienia w kościach jamowych pomiędzy 1Proszę podać tekst źródłowy, który należy przetłumaczyć. oraz 2nd trzonowiec (biały kwadrat) oraz 2nd oraz 3rd molarne
UWAGA: W niniejszym protokole w przypadku kości kontrolnej (nienaruszonej) oceniono po 6 punktów po stronie bliższej i dalszej (łącznie 12 punktów), a w przypadku L-PBR po 3 punkty po każdej stronie (łącznie 6 punktów). Liczba punktów wżyleń zależy od stanu zmiany chorobowej (np. zbyt duża utrata tkanki kostnej ogranicza obszar wykonywania wżyleń).
Rycina 3: Obszary oceny mikrotwardości w siekaczu żuchwy. (A) Próbka powierzchni o polerze lustrzanym zawierająca siekacz żuchwy. (B) Odciski w każdym regionie: szyjkowym, środkowym i wierzchołkowym (NaF 0 ppm). (C) Trzy warstwy szkliwa: od DEJ, szkliwo wewnętrzne, środkowe i zewnętrzne. Skróty: D = dentyna, E = szkliwo, DEJ = granica szkliwno-zębinowa Proszę kliknąć tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny.
Rysunek 4: Mikrotwardość Vickersa szkliwa traktowanego NaF lub nietraktowanego. Oceńiono mikrotwardość zębiny i trzech warstw szkliwa w każdym z obszarów: szyjkowym, środkowym i w obrębie wierzchołka. (A-C) grupa kontrolna i (D-F) traktowanie NaF (125 ppm). Dane przedstawiono jako średnia ± SD. Istotność różnic oceniono za pomocą jednoczynnikowej analizy wariancji (ANOVA) z testem post-hoc Tukeya. Wartości p < 0,05 uznano za istotne statystycznie. **p < 0,005, ***p < 0,0005, ****p < 0,0001 Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Model fluorozy zębów: Rycina 1 przedstawia reprezentatywne obrazy μCT siekaczy u myszy kontrolnych oraz myszy traktowanych fluorkami. W grupie kontrolnej (Rycina 1B-D) obszar szyjkowy wykazał niższą gęstość mineralną szkliwa (EMD) wynoszącą 1,188 g/cm3 (Rycina 1B) w porównaniu do obszaru środkowego (1,924 g/cm3) oraz wierzchołka (1,819 g/cm3; Rycina 1C
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Mikrotwardość jest wykonywana w celu oceny właściwości mechanicznych tkanek twardych, takich jak zęby i kości. Do tej pory opisano rozbieżne metody pomiaru mikrotwardości. Większość informacji pomiarowych, zwłaszcza przygotowanie próbek i miejsca wgłębień, może być niewystarczająca. Badanie to koncentrowało się na protokole mikrotwardości szkliwa i kości wyrostka zębodołowego w modelach fluorozy zębów i chorób przyzębia. Aby uzyskać spójne i dokładne wyniki, krytycznymi krokami w tym protokole są orientacja próbki w zata...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.
Podziękowania
Badania opisane w tej publikacji były wspierane przez JSPS KAKENHI JP21K09915 (MO) oraz National Institute of General Medical Sciences; T34GM145509 (MM) oraz Narodowy Instytut Badań Stomatologicznych i Twarzoczaszkowych; R01DE025255 i R21DE032156 (XH); R01DE029709, R21DE028715 i R15DE027851 (TK); R01DE027648 i K02DE029531 (MS).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Pleciony szew jedwabny 6-0 | Teleflex | ||
| Canica System chirurgii małych zwierząt | Kent Scientific Corporation | SURGI 5001 | |
| CarbiMet PSA 120/P120 | Buehler | 30080120 | |
| CarbiMet PSA 60/P60 | Buehler | 36080060 | |
| CarbiMet PSA 600/P1200 | Buehler | 36080600 | |
| Castroviejo Micro Needle hilder | FST | 12060-01 | |
| Epofix do zatapiania na zimno | Żywica Mikroskopia elektronowa Science | CAT-1237 | |
| Zaawansowana myjka ultradźwiękowa serii Fisherbrand 112xx | Marka | Fisher FB11201 | |
| Dieta dla gryzoni bez fluoru | Bio Serv | F1515 | AIN-76A, 1/2" Granulki |
| in-vivo microCT Skyscan 1176 | Bruker | ||
| Isomet 1000 Precison piła | Buehler | MA112180 | |
| Folia docierająca 0,3 i mikro; m | Maruto instrument co, LTD. Japonia | 26-4203 | Alternatywa A3-0,3 SHT, 3M USA |
| Folia docierająca 1 i mikro; m | Maruto instrument co, LTD. Japonia | 26-4206 | Alternatywa A3-1 SHT, 3M USA |
| Folia docierająca 12 i mikro; | m Maruto instrument co, LTD. Japonia | 26-4211 | Alternatywa A3-12 SHT, 3M USA |
| Folia docierająca 3 i mikro; m | Maruto instrument co, LTD. Japonia | 26-4204 | Alternatywa A3-3 SHT, 3M USA |
| Folia docierająca 9µ m | Maruto instrument co, LTD. Japonia | 26-4201 | Alternatywa A3-9 SHT, 3M USA |
| Mikroskop Leica | Leica | LEIC M690 | |
| Metaserv 2000 Szlifierka o zmiennej prędkości obrotowej | Buehler | Nr: 557-MG1-1160 | |
| MicroCut PSA 1200/P2500 | Buehler | 36081200 | |
| MicroCut PSA P4000 | Buehler | 36084000 | |
| Tester mikrotwardości, ALPHA-MHT-1000Z | PACE Technologies | ||
| SamplKups 1 cal | Buehler | Nr: 209178 | |
| Fluorek sodu | Fisher Scientific | S299-100 | |
| West cott Nożyczki do ściegu | JEDMED | Kat. #25-1180 | |
| ZooMed Repti Thern Podgrzewacz podzbiornika (UTH) | Zoo Med Laboratories, Inc. | RH-4 |
Bibliografia
- Broitman, E. Indentation hardness measurements at macro-, micro-, and nanoscale: A critical overview. Tribol Lett. 65 (1), 23(2017).
- Lee, M. J., et al. Sirt6 activation ameliorates inflammatory bone loss in ligature-induced periodontitis in mice. Int J Mol Sci. 24 (13), 10714(2023).
- Min, J., et al. Investigation on the gradient nanomechanical behavior of dental fluorosis enamel. Nanoscale Res Lett. 13 (1), 347(2018).
- Craig, R. G., Peyton, F. A. The micro-hardness of enamel and dentin. J Dent Res. 37 (4), 661-668 (1958).
- Chun, K., Choi, H., Lee, J. Comparison of mechanical property and role between enamel and dentin in the human teeth. J Dent Biomech. 5, (2014).
- Suzuki, M., Everett, E. T., Whitford, G. M., Bartlett, J. D. 4-phenylbutyrate mitigates fluoride-induced cytotoxicity in alc cells. Front Physiol. 8, 302(2017).
- Sharma, R., et al. Assessment of dental fluorosis in mmp20 +/- mice. J Dent Res. 90 (6), 788-792 (2011).
- Wu, W. W., et al. Bone hardness of different anatomical regions of human radius and its impact on the pullout strength of screws. Orthop Surg. 11 (2), 270-276 (2019).
- Li, S., et al. Atlas of human skeleton hardness obtained using the micro-indentation technique. Orthop Surg. 13 (4), 1417-1422 (2021).
- Ibrahim, A., et al. Hardness an important indicator of bone quality, and the role of collagen in bone hardness. J Funct Biomater. 11 (4), 85(2020).
- Vandana, K. L., Srishti Raj, B., Desai, R. Dental fluorosis and periodontium: An original research report of in vitro and in vivo institutional studies. Biol Trace Elem Res. 199 (10), 3579-3592 (2021).
- Xia, P. F., et al. Microcarriers containing "hypoxia-engine" for simultaneous enhanced osteogenesis and angiogenesis. Chemical Engineering Journal. 456, 141014(2023).
- Chiu, R., et al. Effects of biglycan on physico-chemical properties of ligament-mineralized tissue attachment sites. Arch Oral Biol. 57 (2), 177-187 (2012).
- Leong, N. L., et al. Age-related adaptation of bone-pdl-tooth complex: Rattus-norvegicus as a model system. PLoS One. 7 (4), e35980(2012).
- Johnson, W. M., Rapoff, A. J. Microindentation in bone: Hardness variation with five independent variables. J Mater Sci Mater Med. 18 (4), 591-597 (2007).
- Kweon, Y. S., et al. Effects of fam83h overexpression on enamel and dentine formation. Arch Oral Biol. 58 (9), 1148-1154 (2013).
- Boivin, G., et al. The role of mineralization and organic matrix in the microhardness of bone tissue from controls and osteoporotic patients. Bone. 43 (3), 532-538 (2008).
- Okamoto, M., et al. Microstructural evaluation of the mineralized apical barrier induced by a calcium hydroxide paste containing iodoform: A case report. J Endod. 2 (2), 243-251 (2024).
- Wang, Y., et al. B10 cells alleviate periodontal bone loss in experimental periodontitis. Infect Immun. 85 (9), e00335(2017).
- Chen, Y., et al. Nlrp3 regulates alveolar bone loss in ligature-induced periodontitis by promoting osteoclastic differentiation. Cell Prolif. 54 (2), e12973(2021).
- Robinson, J. W., et al. Male mice with elevated c-type natriuretic peptide-dependent guanylyl cyclase-b activity have increased osteoblasts, bone mass and bone strength. Bone. 135, 115320(2020).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
