Artykuł metodologiczny

Rejestrowanie aktywności mięśni kończyn przednich u myszy z unieruchomioną głową z przewlekle wszczepionymi elektrodami EMG

DOI:

10.3791/66584

⸱

29 marca 2024

 ,  , 
1Department of Neurobiology, Northwestern University, 2Department of Medical Neuroscience, Dalhousie University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół opisuje wytwarzanie rąk i chirurgiczne wszczepianie elektrod elektromiograficznych (EMG) w mięśniach kończyn przednich myszy, aby rejestrować aktywność mięśni podczas eksperymentów z zachowaniem głowy.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Potężne narzędzia genetyczne i molekularne dostępne w badaniach neurobiologicznych systemów myszy umożliwiły badaczom badanie funkcji układu motorycznego z niespotykaną precyzją u myszy z głową wykonujących różne zadania. Niewielki rozmiar myszy utrudnia pomiar mocy motorycznej, ponieważ tradycyjna metoda elektromiograficznego (EMG) rejestracji aktywności mięśni została zaprojektowana dla większych zwierząt, takich jak koty i naczelne. W oczekiwaniu na komercyjnie dostępne elektrody EMG dla myszy, obecną złotą metodą rejestrowania aktywności mięśni u myszy jest wytwarzanie zestawów elektrod we własnym zakresie. W artykule opisano udoskonalenie ustalonych procedur ręcznego wytwarzania zestawu elektrod, implantacji elektrod w tym samym zabiegu chirurgicznym, co implantacja płyty głowy, mocowania łącznika na płycie głowy oraz opieki pooperacyjnej w okresie rekonwalescencji. Po rekonwalescencji, zapisy EMG w rozdzielczości milisekundowej można uzyskać podczas zachowania w pozycji skupionej na głowie przez kilka tygodni bez zauważalnych zmian w jakości sygnału. Zapisy te umożliwiają precyzyjny pomiar aktywności mięśni kończyn przednich wraz z rejestracją neuronalną in vivo i/lub zaburzeniami w celu zbadania mechanizmów kontroli motorycznej u myszy.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W ostatnich dziesięcioleciach myszy stały się atrakcyjnym organizmem modelowym do badania układu motorycznego ssaków. Typowe podejścia eksperymentalne obejmują myszy z głową wykonujące zadania motoryczne wraz z monitorowaniem i/lub zaburzeniami aktywności neuronalnej1,2,3,4,5. Badania układu motorycznego u większych gatunków (takich jak koty i naczelne) tradycyjnie opierały się na elektromiografii (EMG) do bezpośredniego pomiaru mocy motorycznej podczas takich eksperymentów6,7,8. Jednak rejestrowanie aktywności mięśni u myszy jest trudne, ponieważ ich muskulatura jest zbyt mała dla dostępnych na rynku elektrod EMG używanych w eksperymentach z dużymi ssakami9. Wielu badaczy decyduje się na śledzenie kinematyki kończyn za pomocą video4,10,11 i/lub behawioralnej wydajności2,4,12 do pośredniego badania mocy motorycznej, ale metodom tym brakuje rozdzielczości do wykrycia milisekundowego wpływu aktywności neuronalnej i jej zaburzeń na mięśnie. Dlatego zapis EMG jest pożądany dla badaczy zainteresowanych bezpośrednią kontrolą neuronalną mięśni.

EMG polega na pomiarze napięcia między dwoma punktami, zazwyczaj oddzielonymi od siebie krótką odległością, mniej więcej równoległą do rejestrowanych włókien mięśnia. Elektrody EMG występują w wersji powierzchniowej (lub "łatowej") i domięśniowej (lub "igłowej"). Elektrody powierzchniowe są umieszczane na skórze lub nakładane na tkankę mięśniową i zabezpieczane za pomocą kleju lub szwu. W związku z tym elektrody powierzchniowe są mniej inwazyjne niż elektrody domięśniowe i są najbardziej popularne wśród ludzi, kotów i naczelnych ze względu na ich względną łatwość użycia. Elektrody powierzchniowe są również z powodzeniem stosowane u szczurów i myszy13,14; Muszą być jednak ręcznie wykonane i chirurgicznie wszczepione pod skórę ze względu na skłonność gryzoni do prób usunięcia ciał obcych podczas pielęgnacji. Z kolei domięśniowe elektrody EMG są chirurgicznie wszczepiane w tkankę mięśniową. Ponieważ są one otoczone tkanką mięśniową, zapewniają wysoką rozdzielczość przestrzenną i pozostają nieruchome w pozycji przez czas nieokreślony. W związku z tym wszczepione domięśniowe elektrody EMG są idealne do długotrwałych eksperymentów z udziałem gryzoni. Aby wiarygodnie rejestrować domięśniowe EMG u myszy, naukowcy opracowali metodę ręcznego wytwarzania i wszczepiania elektrod EMG w mięśnie tak małe, jak te w przedramieniu dorosłej myszy. Elektrody te umożliwiają przewlekłą rejestrację mięśni podczas zachowań motorycznych u gryzoni przez kilka tygodni.

Opisany tutaj protokół jest wynikiem dziesięcioletniego udoskonalania uznanych metod15,16,17,18, który zaowocował procedurą ręcznego wytwarzania, wszczepiania i rejestrowania z drutowych elektrod EMG chronicznie wszczepionych w pary mięśni zginaczy/prostowników łokcia i nadgarstka u zachowujących się myszy. Pierwsza sekcja opisuje ręczne wytwarzanie zestawu elektrod z czterema parami elektrod i 8-pinowym złączem dla interfejsu stopnia głównego. Następna sekcja szczegółowo opisuje chirurgiczne wszczepianie elektrod domięśniowo w mięśniach górnych i dolnych ramion w tej samej operacji, co implantacja płyty głowy. Na koniec omówiono reprezentatywne nagrania myszy wykonujących różne zachowania. Ogólnie rzecz biorąc, metoda ta jest opłacalnym i konfigurowalnym sposobem włączania pomiarów aktywności mięśni do eksperymentów z zachowaniem ustalonym na głowie, co jest idealne dla laboratoriów z pewnym doświadczeniem w produkcji elektrod.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie eksperymenty i procedury zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi NIH i zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu Northwestern. Inne kraje i/lub instytucje mogą mieć inne przepisy, które wymagają modyfikacji tej procedury. Zwierzętami włączonymi do niniejszego badania były dorosłe samce C57BL6/J (patrz tabela materiałów) w wieku 12-20 tygodni o minimalnej masie ciała 20 g.

1. Produkcja zestawu elektrod

UWAGA: Wykonaj te kroki na czystym blacie stołu, używając mikroskopu stereoskopowego o zakresie powiększenia 10x-40x i czystych, gołych rąk. Zobacz Rysunek 1 zawiera schematy szczegółowo opisujące zdejmowanie izolacji z przewodów elektrody (Rysunek 1A) i montaż złącza (Rysunek 1B).

  1. Przetnij druty: Dla każdej pary elektrod wytnij dwa kawałki plecionego drutu ze stali nierdzewnej pokrytego PFA (7 żył, średnica 0.0055") (patrz tabela materiałów). W przypadku mięśni ramion przytnij każdy drut o długości 9,5 cm. W przypadku mięśni przedramion przetnij każdy drut o długości 10,5 cm.
  2. Zwiąż dwa druty ze sobą pojedynczym węzłem - po implantacji stanie się on węzłem znajdującym się tuż poza miejscem wprowadzenia (węzeł proksymalny). Związane druty składają się z jednej pary elektrod.
    1. Za pomocą igły 18 G włożonej w kawałek tektury falistej, umieść węzeł w odległości 6 cm od końca wkłutego i zaciśnij wokół igły, ciągnąc pasma elektrody do kartonu. Końcówka do wkładania skurczy się do około 5,5 cm, a pozostałe 0,5 cm zwiąże się w węzeł.
    2. Ostrożnie wyjmij igłę i dwukrotnie zaciśnij węzeł gołymi rękami, aby jeszcze bardziej zacisnąć.
      UWAGA: Węzeł nie powinien być tak ciasny, jak to możliwe; Dokręcenie w ten sposób spowoduje powstanie proksymalnego węzła o odpowiednim rozmiarze, aby zakotwiczyć wszczepione elektrody w tkance.
    3. W przypadku mięśni ramion upewnij się, że końce łącznika mają 3.5 cm długości. W przypadku mięśni dolnych ramion upewnij się, że końce łącznika mają 4.5 cm długości.
  3. Zdejmij 0,5 mm izolacji z każdego przewodu: 1-1,5 mm od węzła na jednym przewodzie i 2-2,5 mm od węzła na drugim przewodzie. Rysunek 1 ilustruje, gdzie należy usunąć izolację z każdego przewodu.
    1. Przyklej elektrodę napiętą do kawałka płaskiego kartonu, tak aby dwa przewody końcowe złącza były razem, a przewody końcowe wkładania rozsunęły się.
    2. Za pomocą skalpela wykonaj nacięcia w izolacji, zaznaczając końce, z których izolacja zostanie usunięta.
    3. Przy każdym nacięciu wykonaj serię ~6 cięć ostrzem skalpela przy każdym nacięciu: ~2 na górze, ~2 z boku i ~2 pod drutem.
      UWAGA: Bardzo ważne jest, aby unikać zbyt dużego przecinania samego drutu. W przeciwnym razie pasma mogą się złamać. Wymagana jest praktyka, aby osiągnąć odpowiednią siłę nacisku, aby całkowicie przeciąć izolację przy ograniczonym uszkodzeniu drutu.
    4. Obróć parę elektrod o 180 stopni i powtórz 6 cięć w każdym nacięciu.
    5. W razie potrzeby umieść dodatkowe nacięcia, aby oddzielić 0,5 mm izolacji od znajdującego się pod spodem drutu. Liczba potrzebnych cięć będzie zależeć od zastosowanego nacisku i ostrości ostrza skalpela.
    6. Ustaw ostrze skalpela pod kątem, aby przeciąć wzdłuż poluzowanej izolacji wzdłuż i usuń je z drutu za pomocą kleszczy.
    7. Sprawdź odsłonięty drut pod kątem pęknięć i/lub postrzępionej izolacji, które mogłyby spowodować uszkodzenie podczas wkładania do tkanki.
  4. Zdejmij 1 mm z końca każdego przewodu na końcu złącza.
  5. Odizoluj 5 mm od końca każdego drutu po stronie wkładania.
  6. Skręć ze sobą segmenty drutu końcowego wkładania i zaciśnij odsłonięte końce o średnicy 5 mm razem w trzonku igły 0.5 cala 27 G. Typowe igły podskórne mogą być używane po usunięciu końcówki luer lock.
  7. Powtórz kroki 1.1-1.6 dla każdej pary elektrod.
  8. Zamontuj złącze.
    1. Przytnij żeński koniec 12-pinowego złącza (patrz Tabela materiałów) do rozmiaru: # pary elektrod x 2 gniazda pinów.
    2. Delikatnie wyjmij mosiężne złączki z każdego portu złącza (są one wstępnie przymocowane do 12-pinowego złącza) za pomocą szczypiec. Zachowaj te okucia do następnego kroku.
    3. każdy odsłonięty koniec każdego przewodu o średnicy 1 mm do zewnętrznej powierzchni jednego z ostrzy mosiężnej złączki.
      UWAGA: uwalnia opary, które mogą powodować podrażnienie skóry, oczu i dróg oddechowych. Załóż rękawice (lub umyj później ręce), używaj ochrony oczu i używaj lokalnego urządzenia do odsysania oparów, aby ograniczyć narażenie.
      1. Zamocuj mosiężną złączkę w bezzębnym zacisku krokodylkowym przymocowanym do pomocnego narzędzia ręcznego zewnętrzną powierzchnią jednego z jego ostrzy skierowaną do góry.
      2. Umieść złączkę pod mikroskopem, aby umożliwić wysoką kontrolę wzrokową podczas. Za pomocą rozłożonego spinacza do papieru lub kawałka drutu nanieś niewielką ilość topnika kompatybilnego ze stalą nierdzewną na powierzchnię ostrza.
      3. Nałóż tyle lutu na ostrze, aby pokryć dolną ~1.5 mm mosiężną końcówkę lutowniczą za pomocą wąskiej stożkowej końcówki lutowniczej.
        UWAGA: Zbyt dużo lutu w tym miejscu zakłóci montaż złącza, podczas gdy zbyt mała ilość lutu może pozostawić nieodpowiednie połączenie. Miej pod ręką dodatkowe mosiężne złączki, aby w razie potrzeby zacząć od nowa.
      4. Obficie pokryj powierzchnię lutu na ostrzu topnikiem kompatybilnym ze stalą nierdzewną, ale unikaj kapania topnika do przestrzeni między dwoma ostrzami.
      5. Przytrzymaj 1 mm odsłoniętego drutu elektrody równo z lutem na ostrzu i podgrzej lut za pomocą żelazka, aby połączyć połączenie.
      6. Sprawdź połączenie: Większość odsłoniętego drutu powinna być zanurzona w lutowiu, a drut powinien być mocno przymocowany do mosiężnej złączki. Upewnij się, że żaden lut nie znalazł się między dwoma ostrzami mosiężnej złączki - może to utrudnić późniejsze włożenie męskiego złącza. Na koniec upewnij się, że połączenie leży równo z mosiężnym ostrzem, aby umożliwić ponowne włożenie złączki do złącza w następnym kroku.
    4. Za pomocą prostych kleszczyków włóż ponownie każdą przylutowaną mosiężną złączkę z powrotem do złącza, upewniając się, że przewody każdej pary elektrod przylegają do siebie i nie są splątane z innymi parami elektrod. Zobacz Rysunek 1B, aby zobrazować orientację pojedynczej pary elektrod w złączu.
      UWAGA: Idealna orientacja od lewej do prawej to: biceps (3,5 mm na końcu łącznika), triceps (3,5 mm na końcu łącznika), prostownik nadgarstka promieniowego (ECR; 4,5 mm na końcu łącznika) i dłoń długa (PL; 4,5 mm na końcu łącznika). Zaznacz jedną stronę markerem lub zabieleniem, aby śledzić orientację łącznika podczas implantacji.
    5. Przytnij męskie złącze 12-pinowe do tego samego rozmiaru (# pary elektrod x 2) co końcówka żeńska i podłącz je do złącza żeńskiego. Jeśli złączki są przemieszczone, można je ponownie włożyć za pomocą prostych kleszczy po osadzeniu złącza męskiego.
    6. Usuń szczypce wypustki wychodzące z mosiężnych łączników.
    7. Pokryj szczeliny pinów żywicą epoksydową, upewniając się, że cały metal lub drut w pobliżu złącza będzie odizolowany od tkanki.
      UWAGA: Żywica epoksydowa może powodować podrażnienie skóry, oczu i dróg oddechowych przy długotrwałym narażeniu. Nosić rękawice, okulary ochronne i używać żywicy epoksydowej tylko w dobrze wentylowanym pomieszczeniu lub pod miejscowym urządzeniem do odprowadzania oparów.
    8. Pozostaw złącze do wyschnięcia na powietrzu przez co najmniej 30 minut.
  9. Przetestuj rezystancję każdej pary elektrod i oznacz igły małymi kolorowymi segmentami koszulki termokurczliwej, aby ułatwić identyfikację podczas operacji.
    UWAGA: Rezystancja powinna wynosić od 18 do 50 omów. Niższy opór może wskazywać na zwarcie. Wyższa rezystancja może wskazywać na zbyt duże uszkodzenie żył drutu. Jednak wysoka rezystancja często wynika z niedoskonałego połączenia między trzonkiem igły a drutem (wykonanego w kroku 1.6), co można rozwiązać poprzez dodatkowe zaciskanie na tym złączu.
  10. Przed implantacją upewnij się, że zestaw elektrod jest wolny od włókien i innych zanieczyszczeń. Można do tego użyć miotełki do kurzu w sprayu. Inspekcja pod mikroskopem może być pomocna w weryfikacji.

2. Operacja wszczepienia elektrody

UWAGA: Ta sekcja opisuje pojedynczy zabieg chirurgiczny polegający na wszczepieniu płyty głowy i elektrod wykonanych w poprzedniej sekcji do tricepsa, bicepsa, prostownika nadgarstka promieniowego (ECR) i dłoni długiej (PL). W przypadku dwóch ostatnich mięśni bardzo trudno jest wszczepić elektrodę wyłącznie w te pojedyncze mięśnie bez przechodzenia przez pobliskie mięśnie synergistyczne. Zobacz poniższą dyskusję dotyczącą zastrzeżeń związanych z próbą wyizolowania nagrań z poszczególnych mięśni. Głowice są zazwyczaj projektowane i wytwarzane na zamówienie do konkretnych eksperymentów. W niniejszym badaniu wykorzystano wydrukowane w 3D plastikowe nagłówki RIVETS19. Wiele projektów nagłówków o otwartym kodzie źródłowym jest dostępnych online za pośrednictwem Janelia, Allen Institute i niezależnych grup badawczych. Opisana tutaj procedura nagłówka jest z powodzeniem stosowana w przypadku nagłówków z tytanu i tworzywa sztucznego. Zabieg chirurgiczny musi być wykonany na instrumencie stereotaktycznym (patrz tabela materiałów) za pomocą mikroskopu stereoskopowego w zakresie powiększenia od 10 do 40x.

  1. Sterylizuj elektrody i głowicę na zimno przy użyciu 1,5% aldehydu glutarowego przez noc lub przez 8 godzin. Spłucz krótko w sterylnej wodzie i pozostaw do całkowitego wyschnięcia na powietrzu przed wszczepieniem.
    UWAGA: Aldehyd glutarowy jest szkodliwy w przypadku połknięcia i może powodować podrażnienie oczu, skóry i dróg oddechowych. Obnosić się w rękawicach w wentylowanym dygestorium.
  2. Wywołać znieczulenie 2-4% izofluranem w tlenie medycznym w komorze indukcyjnej do utraty odruchu prostowania (około 3 minut) zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami.
  3. Przenieś zwierzę do ruchomego stożka nosowego, aby kontynuować znieczulenie. W znieczuleniu z 2% izofluranem w tlenach klasy medycznej należy ogolić głowę, szyję i kończynę zwierzęcia przed operacją. Wykonaj wszystkie pozostałe kroki w tej sekcji w znieczuleniu. W razie potrzeby należy dostosować dawkę izofluranu, aby utrzymać częstość oddechów wynoszącą 1 Hz i brak odruchu szczypania palców u stóp.
  4. Nałóż lubrykant do oczu i powtarzaj go co 1 godzinę przez cały czas trwania zabiegu.
  5. Na początku operacji należy podawać podskórnie leki przeciwbólowe do wstrzykiwań (takie jak karprofen, 5 mg/kg) i antybiotyki (takie jak enrofloksacyna, 10 mg/kg) (patrz tabela materiałów).
  6. Wszczepić nagłówek, wykonując następujące czynności lub alternatywną metodę zatwierdzoną przez instytucję.
    1. Zabezpiecz głowę zwierzęcia w nausznikach instrumentu stereotaktycznego i zapewnij znieczulenie (2% izofluranu) przez stożek nosowy przymocowany do instrumentu stereotaktycznego. Dodaj sterylną serwetę, aby utrzymać aseptykę.
    2. Oczyść głowę i szyję za pomocą podkładek przygotowawczych z jodonem powidonu i sterylnych wacików nasączonych alkoholem.
      W razie potrzeby ponownie nałóż smar do oczu.
    3. Lidokainę (4 mg/kg) (patrz tabela materiałów) wstrzyknąć podskórnie w miejsce nacięcia.
    4. Zapewnij odpowiednią indukcję znieczulenia, wykonując uszczypnięcie palca u nogi. Jeśli odruch prostowania jest nieobecny, wykonaj nacięcie wzdłuż linii środkowej głowy zwierzęcia od ogonowej krawędzi oczu do ogonowej krawędzi uszu.
    5. Zaciśnij skórę za pomocą klipsów tkankowych: dwa na krawędzi rostralnej z każdej strony tuż za oczami i dwa na krawędzi ogonowej tuż za uszami.
    6. Oczyść powierzchnię czaszki, delikatnie zeskrobując ją ostrzem skalpela, aby usunąć wysuszoną powięź.
    7. Nałóż cienką warstwę cementu dentystycznego (patrz Tabela Materiałów) na powierzchnię czaszki i pozostaw do wyschnięcia na 5 minut.
    8. Umieść nakrycie głowy na czaszce zwierzęcia. Sposób i miejsce wszczepienia nakrycia głowy będzie się różnić w zależności od płyty głowy i pytania badawczego.
    9. Użyj cementu dentystycznego, aby przykleić płytkę głowy do czaszki. Upewnij się, że czaszka jest całkowicie zakryta. Pozostaw cement dentystyczny do wyschnięcia na 10 minut.
  7. Przenieś zwierzę do ruchomego plastikowego stożka nosowego, aby zapewnić znieczulenie na pozostałą część operacji; pozwoli to na regularną zmianę pozycji zwierzęcia podczas operacji, aby uzyskać dostęp do różnych mięśni przy jednoczesnym utrzymaniu znieczulenia.
  8. Przedłuż nacięcie z tyłu szyi (wykonane podczas implantacji płytki piersiowej) tak, aby sięgało 1 cm ogonowo do uszu.
  9. Za pomocą skrobaka do kości oddziel skórę pod nacięciem szyi od tkanki leżącej pod spodem, aby oczyścić ścieżkę od nacięcia szyi do kończyny przedniej, gdzie zostaną wszczepione elektrody.
  10. Przymocuj tymczasowo złącze EMG do płyty głównej za pomocą małego kawałka taśmy, aby utrzymać je na miejscu podczas implantacji elektrody.
  11. Oczyść przednią kończynę zwierzęcia za pomocą wkładek przygotowawczych z powidonem i sterylnych wkładek nasączonych alkoholem.
  12. Wykonaj nacięcie tricepsa.
    1. Ułóż zwierzę na boku z tricepsem skierowanym do góry.
    2. Wstrzyknąć lidokainę (4 mg/kg) w planowane miejsce nacięcia. To złagodzi miejscowy ból i utrzyma wilgotność mięśni podczas implantacji.
      UWAGA: Mięśnie powinny pozostać wilgotne, ale nie mokre przez cały czas trwania operacji. W razie potrzeby stosuj miejscowo sterylną sól fizjologiczną, jeśli mięśnie lub skóra wydają się suche.
    3. Przeciąć 7 mm nad tricepsem równolegle do kości.
  13. Oddziel skórę otaczającą nacięcie od leżącej pod spodem tkanki za pomocą skrobaka do kości. Wsuń skrobak pod skórę i z powrotem do nacięcia szyi, aby oczyścić ścieżkę dla elektrod.
  14. Odetnij powięź zasłaniającą mięsień.
  15. Upewnij się, że ścieżka od szyi do tricepsa jest wystarczająco duża, wkładając zamknięte nożyczki przez nacięcie tricepsa i wypychając otwór na szyję, lekko otwierając się po wyjściu z otworu.
  16. Przyłóż elektrodę tricepsa do nacięcia tricepsa: Włóż końcówkę dużego wkrętaka igły przez nacięcie tricepsa i poza nacięcie szyi. Zacisnąć igłę wokół igły elektrody wzdłuż i przeciągnąć do nacięcia tricepsa.
  17. Przyczep tricepsa: Wykonaj krok 3 "Wprowadzanie elektrod do mięśni".
  18. Wykonaj nacięcie dystalnej części ramienia.
    1. Ułóż zwierzę na grzbiecie.
    2. Przyklej rękę wzdłuż boku zwierzęcia dłonią skierowaną w dół.
    3. Wstrzyknąć lidokainę (4 mg/kg) w planowane miejsce nacięcia.
    4. Wykonaj 1 cm nacięcie powyżej bicepsa, a ECR od dołu naramiennika do połowy dolnego ramienia, równolegle do kości. Dystalny koniec nacięcia powinien znajdować się ~2 mm powyżej końca mięśni ramienia.
  19. Oczyść powięź, aby odsłonić mięsień dwugłowy.
  20. Oczyść drogę od nacięcia dystalnego ramienia z powrotem do nacięcia tricepsa powyżej (proksymalnie do) dużego naczynia krwionośnego biegnącego wzdłuż skóry ramienia.
  21. Przeciągnij elektrodę bicepsa, pod skórą, przez nacięcie szyi do nacięcia tricepsa, a następnie od nacięcia tricepsa do nacięcia dystalnego ramienia.
  22. Przyczep bicepsa: Wykonaj krok 3 "Wprowadzanie elektrod do mięśni".
    1. Ponownie przyklej rękę zwierzęcia w tej samej pozycji, ale dłonią skierowaną w dół.
    2. Włóż jak najbliżej bliższego końca odsłoniętego bicepsa.
    3. Aby zanurzyć co najmniej 3 mm elektrody w tkance mięśniowej, należy ją włożyć lekko po przekątnej do włókien mięśniowych w zależności od wielkości myszy.
  23. Oczyść ścieżkę od nacięcia mięśnia trójgłowego do miejsca wprowadzenia dystalnego ramienia poniżej (dystalnie do) dużego naczynia krwionośnego biegnącego pod skórą ramienia, tworząc wyraźną ścieżkę od elektrody bicepsa.
  24. Zakładanie ECR: Postępuj zgodnie z krokiem 3 "Wprowadzanie elektrod do mięśni".
    1. Włóż do najbardziej proksymalnej części ECR.
    2. Wyjdź w załamaniu między ECR a jego antagonistą i zawiąż węzeł w tym zagięciu.
  25. Oczyść drogę od przyczepu tricepsa do miejsca przyczepu PL pod łokciem.
  26. Zakładanie PL: Postępuj zgodnie z krokiem 3 "Wprowadzanie elektrod do mięśni".
    1. Ułóż zwierzę na plecach i przyklej rękę taśmą do głowy, dłonią skierowaną do góry.
    2. Włóż tylko dystalnie do łokcia.
    3. Wyjdź wystarczająco proksymalnie do ścięgien nadgarstka, tak aby węzeł w miejscu wyjścia leżał na mięśniu, a nie na ścięgnach nadgarstka.
  27. Ułóż zwierzę na boku i zszyj nacięcie tricepsa za pomocą jedwabnych szwów 6-0.
  28. Ułóż zwierzę na grzbiecie i zszyj nacięcie dystalnej części ramienia za pomocą jedwabnych szwów 6-0.
  29. Przymocuj łącznik z tyłu płyty głównej za pomocą cementu dentystycznego.
  30. Zszyj nacięcie szyi za pomocą jedwabnych szwów 6-0.
  31. Zastosuj miejscowy krem z antybiotykiem na miejsca nacięć, aby zmniejszyć stan zapalny.
  32. Załóż na zwierzę kołnierz elżbietański (patrz Tabela materiałów), aby zapobiec naruszaniu szwów podczas rekonwalescencji.

3. Wprowadzanie elektrod do mięśni

  1. Lekko wygiąć igłę (27 G, krok 1), zginając.
    1. Przytrzymaj igłę za pomocą wkrętaka (patrz Tabela materiałów) i dociśnij ją do uchwytu kleszczy, aby dodać zgięcie pod kątem 5-10 stopni.
    2. Dodaj łącznie trzy zgięcia w różnych pozycjach na całej długości igły.
  2. Wizualizuj, gdzie wejść i wyjść z mięśnia.
  3. Usuń tłuszcz i powięź zasłaniającą miejsce wejścia i wyjścia, przecinając lub ciągnąc drobnymi kleszczami. Staraj się unikać uszkodzeń naczyń krwionośnych, aby ograniczyć krwawienie.
  4. Celuj w 3-5 mm zanurzonego drutu biegnącego równolegle do włókien mięśniowych. Zapewni to, że odsłonięte odcinki drutu elektrodowego zostaną zanurzone w mięśniu.
  5. Za pomocą wkrętaka igłowego wbij igłę w proksymalny koniec mięśnia, jednocześnie wywierając przeciwnacisk zakrzywionymi kleszczami w drugiej ręce. Przepchnij igłę przez mięsień do miejsca wyjścia.
  6. Gdy igła opuści mięsień, chwyć końcówkę kleszczami i przeciągnij igłę. Ciągnij, aż węzeł proksymalny znajdzie się na szczycie miejsca wprowadzenia.
  7. Zrób dystalny węzeł.
    1. Za pomocą kleszczy przywiąż luźny węzeł dystalnie do miejsca wyjścia. Zaciśnij węzeł do 1 cm pętli.
    2. Popchnij pętlę kleszczami i umieść ją nad miejscem wyjścia.
    3. Wizualizuj miejsce, do którego powinien zostać zamknięty węzeł dystalny przed całkowitym zaciśnięciem, około 0,5 mm dystalnie do miejsca wyjścia. Delikatnie chwyć pętlę cienkimi zgiętymi kleszczami w tej pozycji i mocno naciągnij pętlę na kleszcze.
      UWAGA: Na tym etapie nie napinaj dystalnego węzła bezpośrednio nad miejscem wyjścia, ponieważ mięsień zostanie ściśnięty, gdy węzeł zostanie całkowicie zaciśnięty w następnym kroku.
    4. Usuń cienkie kleszcze z węzła i zakończ zaciskanie węzła, popychając węzeł w kierunku miejsca wyjścia za pomocą cienkich zgiętych kleszczyków i pociągając palcami za koniec igły. Upewnij się, że zarówno proksymalny, jak i dystalny węzeł są prawidłowo umieszczone na zewnątrz odpowiednio miejsc wprowadzania i wychodzenia, aby zakotwiczyć włożoną elektrodę na miejscu.
    5. Chwyć węzeł wyjściowy prostymi, cienkimi kleszczami i mocno zawiń dystalny drut wokół kleszczy, aby zgiąć drut wokół węzła i w kierunku mięśnia / z dala od skóry.
    6. Odetnij drut 0,5 mm dystalnie do węzła dystalnego, pozostawiając mały guzek zawinięty wokół węzła.
      Poprzedni krok zapewnia, że odcięty koniec wypustki nie będzie wbijał się w skórę zwierzęcia, co może powodować podrażnienie.

4. Opieka pooperacyjna

  1. Bezpośrednio po zabiegu należy wykonać następujące czynności.
    1. Zwierzę należy trzymać w jednym pomieszczeniu, aby jego koledzy z klatki nie naruszali jego szwów.
    2. Umieść zwierzę w czystej klatce z niską ściółką. Usuń wszelkie gniazdo i materiał wzbogacający, który mógłby zakłócać mobilność zwierzęcia podczas noszenia obroży elżbietańskiej.
    3. Podawaj zwierzęciu wodę i mokrą karmę, do których ma dostęp podczas noszenia obroży.
  2. Następujące czynności należy wykonać 24 godziny i 48 godzin po zabiegu.
    1. Zdejmij obrożę elżbietańską, aby zwierzę mogło się oczyścić przez 20 minut.
    2. Wywołać znieczulenie izofluranem, jak wspomniano w kroku 2.2 i kroku 2.3.
    3. Podawać leki przeciwbólowe i antybiotykowe do wstrzykiwań.
    4. Sprawdź miejsca nacięć pod kątem brakujących szwów, otwartych ran oraz oznak infekcji lub podrażnienia. Wymień szwy i w razie potrzeby zastosuj więcej miejscowych antybiotyków.
    5. Wymieniaj mokrą karmę co 48 godzin, aż do zdjęcia kołnierza elżbietańskiego.
  3. Wykonaj następujące czynności 6 dni po zabiegu.
    1. Sprawdź rany pod kątem całkowitego zagojenia.
    2. Jeśli rany są zamknięte, usuń szwy. Jeśli rany są otwarte, odczekaj jeszcze dwa dni, aby usunąć szwy. Zdejmij kołnierz elżbietański po usunięciu szwów.
    3. Umieść mysz z powrotem w nowej, czystej klatce z pełnym wyściełaniem i wzbogaceniem.
      UWAGA: Zwierzęta mogą przystąpić do eksperymentów lub pozbawienia wody 7 dni po zabiegu.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rysunek 2, Rysunek 3, oraz Rysunek 4 pokazuje znormalizowaną aktywność mięśni zarejestrowanych z mięśni kończyn przednich myszy wykonujących różne zachowania: chodzenie na bieżni bez fiksacji głowy (Rysunek 2), wspinanie się na obracające się koło pod wpływem fiksacji głowy (Rysunek 3) i sięganie po kropelki wody w skupieniu na głowie (Rysunek 4). Rysunek 2 pokazuje 1,5 s lokomocji na bieżni z przybliżonym cyklem krokowym oszacowanym na podstawie czasu pomiędzy dwoma aktywacjami zginaczy łokci. Rysunek 3 pokazuje 5 s danych EMG od zwierzęcia, u którego doszło do uszkodzenia elektrody prostownika nadgarstka 6 tygodni po implantacji. W Rysunek 3A, wszystkie cztery elektrody wytwarzają czysty sygnał EMG, który dostosowuje się do obrotu koła (co wskazuje na wspinanie się). Rysunek 3B pokazuje sygnał z tych samych elektrod po awarii: elektroda prostownika nadgarstka wytwarza głośny sygnał, który nie zmienia się wraz z ruchem zwierzęcia. Rysunek 4 pokazuje 1 s EMG z czterech grup mięśni kończyn przednich podczas zadania, w którym mysz przeszła od bezruchu do sięgania po kroplę wody.

W Rysunek 2, Rysunek 3, oraz Rysunek 4, sygnały napięciowe zostały wzmocnione, a pasmo przepustowe przefiltrowane (250-20 000 Hz) za pomocą wzmacniacza różnicowego. Surowe napięcie zostało następnie podpróbkowane do 1 kHz i ocenione metodą z w celu porównania między zestawami danych. Należy ponownie zauważyć, że chociaż elektrody zostały wszczepione w cztery mięśnie określone w protokole (biceps, triceps, ECR i PL), nie ma gwarancji, że sąsiednie synergistyczne mięśnie nie wpływały na sygnał EMG; Dlatego każde nagranie jest przypisane do swojej grupy synergii (zginacz łokcia itp.) w celu zapewnienia dokładności. Weryfikacja izolowanych nagrań z pojedynczych mięśni wymagałaby jednoczesnych zapisów w wielu synergetykach w celu zbadania przesłuchów między nagraniami mięśni, co może być zbyt trudne, szczególnie w dolnej części ramienia myszy.

figure-results-1
Rysunek 1: Schematy produkcji zestawu elektrod. (A) Schemat pojedynczej pary elektrod. Szare obszary wskazują, gdzie należy się rozebrać. (B) Schemat zespołu złącza z pojedynczą wypełnioną parą elektrod włożoną do złącza. Diagram w (B) nie jest skalowany. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-2
Rysunek 2: Reprezentatywny zapis EMG z czterech mięśni swobodnie poruszającej się (nie nieruchomej głowy) myszy chodzącej na bieżni. Całkowity czas trwania to 1,5 s. Cykl krokowy oszacowano na podstawie czasu pomiędzy sekwencyjnymi aktywacjami prostowników stawu łokciowego. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-3
Rysunek 3: Reprezentatywny zapis EMG z czterech mięśni myszy z głową wykonującą naturalistyczne zachowanie wspinaczkowe. 5rząd pokazuje położenie koła wznoszącego odczytane przez enkoder obrotowy; Zmiany tej wartości wskazują, że koło się obraca, a zwierzę aktywnie się wspina. Całkowity czas trwania to 5 s. (A) Zapis 36 dni po implantacji podczas wspinaczki. (B) Zapis 72 dni po implantacji u tej samej myszy po awarii elektrody prostownika nadgarstka. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-4
Rysunek 4: Reprezentatywny zapis EMG z czterech mięśni myszy z głową przechodzących od bezruchu do wykonywania ruchu sięgającego. Całkowity czas trwania wynosi 1 s. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół ten umożliwia stabilne rejestrowanie aktywności mięśni myszy z głową wykonujących różne zachowania przez kilka tygodni. Ostatnio metoda ta została zastosowana do zbadania neuronalnej kontroli mięśni kończyn podczas zachowań takich jak lokomocja na bieżni18,20, zadanie ciągnięcia joysticka18 i zadanie współskurczu21. Chociaż opisany tutaj protokół jest specyficzny dla mięśni łokci i nadgarstków myszy, można go łatwo zmodyfikować tak, aby rejestrował z różnych mięśni lub różnej liczby mięśni, zmieniając długość i/lub całkowitą liczbę par elektrod. Opisana tutaj metoda została zaadaptowana z metod stosowanych wcześniej do rejestrowania aktywności mięśni kończyn przednich i tylnych u myszy bez zagłówka 15,16,17.

Produkcja elektrod wymaga znacznej praktyki do opanowania. Podczas nauki zalecana jest codzienna praktyka przez 1-2 godziny. Zdejmowanie izolacji z elektrod jest najtrudniejszym krokiem ze względu na dokładny poziom siły wymaganej do przecięcia izolacji bez uszkodzenia leżącego pod spodem drutu. Ten poziom siły zależy od ostrości ostrza, więc częsta wymiana ostrza skalpela może pomóc w zapewnieniu powtarzalności podczas nauki. przewodów do mosiężnych ostrzy złącza może być również trudne, ponieważ stal nierdzewna nie lutuje się łatwo. Zastosowanie dużej ilości topnika kompatybilnego ze stalą nierdzewną pomaga promować połączenie.

Głównym wyzwaniem podczas zabiegu implantacji jest zawiązanie węzła dystalnego bez naruszania wszczepionego drutu lub węzła proksymalnego. Węzeł proksymalny musi być wystarczająco duży, aby nie wślizgiwał się w mięśnie w miejscu wkłucia - dlatego należy unikać zbyt mocnego wiązania węzła w kroku 2 produkcji zestawu elektrod. Jeśli węzeł proksymalny migruje po implantacji, użyj kleszczy zakończonych włóknem węglowym, aby ostrożnie zmienić jego położenie. Powoli zaciskaj węzeł dystalny, mocno trzymając drut kleszczami, aby uniknąć przeciągania całej elektrody. Ten krok ma kluczowe znaczenie dla zapewnienia długowieczności wszczepionych elektrod: zbyt duże napięcie elektrody może spowodować jej pęknięcie, gdy zwierzę się porusza, podczas gdy luźna elektroda może przesunąć się podczas rekonwalescencji i stracić kontakt z powiązanym mięśniem w miarę gojenia się tkanki.

Zwierzęta bardzo dobrze wracają do zdrowia po operacji, chociaż należy zwrócić uwagę na potencjalne komplikacje. Po pierwsze, myszy będą żuć szwy i elektrody, jeśli będą miały okazję. Podczas gdy obroża elżbietańska zapobiega temu, uniemożliwia również zwierzęciu samodzielną pielęgnację. U niektórych myszy wokół oczu gromadzi się śluz. Od czasu do czasu samce myszy, szczególnie starsze, doświadczają zablokowania cewki moczowej, co może być niepokojące dla zwierzęcia. Pozwolenie zwierzęciu na pielęgnację przez 20 minut każdego dnia przed sprawdzeniem szwów powinno dać zwierzęciu wystarczająco dużo czasu, aby zapobiec tym problemom.

Należy zwrócić uwagę na ważne ograniczenia tej metody. Po pierwsze, te niestandardowe elektrody na ogół nie są w stanie rozwiązać aktywności pojedynczej jednostki motorycznej. Co więcej, nie ma gwarancji, że sygnał elektryczny będzie pochodził wyłącznie z określonego mięśnia (np. bicepsa), ponieważ trudno jest wykluczyć przesłuch z aktywności w pobliskich mięśniach synergicznych. Dlatego w publikacjach badacze powszechnie odnoszą się do zarejestrowanych mięśni przez pryzmat ich grupy synergii (tj. zginacza łokcia). Zaleca się przeprowadzanie sekcji pośmiertnych po każdym eksperymencie w celu sprawdzenia położenia każdej elektrody, ponieważ mogą one przesunąć się w tkance podczas rekonwalescencji.

Naukowcy zainteresowani aktywnością pojedynczej jednostki motorycznej powinni rozważyć wypróbowanie nowo opracowanych elektrod EMG przez Center for Advanced Motor Bioengineering Research (CAMBER) na Uniwersytecie Emory. Elektrody te są nadal opracowywane, ale CAMBER dostarczy najnowszą konstrukcję elektrody. Główną wadą tych elektrod jest ich długowieczność: ręcznie wytwarzane elektrody opisane w tym protokole zazwyczaj pozwalają na zapisy przez kilka tygodni, podczas gdy elektrody CAMBER najlepiej sprawdzają się w krótkoterminowych eksperymentach. Badacze wybierający metodę zapisu EMG mogą skontaktować się bezpośrednio z CAMBER w celu ustalenia, czy ich elektrody będą odpowiednie do danego eksperymentu.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy chcieliby podziękować dr Claire Warriner za wkład w rozwój tej metody. Mark Agrios i Sajishnu Savya pomagali w przygotowaniu figurek. Badania te były wspierane przez Searle Scholar Award, Sloan Research Fellowship, Simons Collaboration on the Global Brain Pilot Award, Whitehall Research Grant Award, The Chicago Biomedical Consortium przy wsparciu Searle Funds w The Chicago Community Trust, grant NIH DP2 NS120847 (AM) oraz grant NIH 2T32MH067564 (AK).

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
#11 Ostrza skalpelaWorld Precision Instruments504170Do produkcji elektrod EMG
#3 Uchwyt skalpelaFine Science Tools10003-12Do produkcji elektrod EMG
Strzykawka 1 ml Sub-Q (100 szt.) Becton Dickinson309597Do podawania leków iniekcyjnych
Złącze 12-pinoweNewark33AC237112-pinowe złącze z mosiężnymi złączkami; do produkcji elektrod EMG
Igły 18 GExel International26419Do produkcji elektrod EMG
Igły 27 G Exel International26426Do produkcji elektrod EMG
Taśma chirurgiczna 3 M Transpore3M1527-0Do zaklejania kończyn zwierzęcia podczas operacji
6-0 szwy jedwabneHenry Schein101-2636Te szwy dobrze sprawdzają się w przypadku delikatnej skóry wokół nadgarstków 
C& B Metabond Complete KitPearson DentalP16-0126Cement dentystyczny do mocowania łącznika do płyty czołowej
C57BL6/J Myszy Jackson Laboratories#000664Myszy typu dzikiego 
Pęseta Carbofib 5-CF (2)Narzędzia rabatowe 18762Kleszczyki z końcówką z włókna węglowego, służące do manipulowania delikatnymi częściami elektrody (odcinki odizolowane lub włożone) 
Karprodyl (karprofen) 50 mg/ml IniekcjaCeva Animal Health, LLCG43010BIniekcyjne środki przeciwbólowe do leczenia bólu w trakcie i po operacji
Castroviejo Micro NeedleHolder Narzędzia do nauki precyzyjnej12060-01Do szycia
Castroviejo Uchwyt igły (duży)Narzędzia do nauki precyzyjnej12565-14Do wprowadzania igły do mięśni 
Delikatna skrobaczka do kościNarzędzia do nauki10075-16Do oddzielania skóry od tkanki leżącej pod spodem 
Dietgel 76A Suplement dietyClear H2O72-07-5022Do pielęgnacji pooperacyjnej
Dumont #5/45 KleszczeNarzędzia do nauki precyzyjnej11251-35Do usuwania powięzi nad mięśniami 
Obroża elżbietańska dla myszyKent Scientific CorporationEC201V-10Do opieki pooperacyjnej
Enrofloksacyna 2,27%Covetrus#074743Antybiotyk do wstrzykiwań do stosowania w trakcie i po operacji
Żel epoksydowyDevcon14265Do produkcji elektrod EMG
Zacisk Hopkins Bulldog (4)Stoelting10-000-481Zaciski do tkanek do płyty czołowej implantacja
Roztwór izofluranuCovetrus11695067771Znieczulenie wziewne
Chlorowodorek lidokainy do wstrzykiwań - 2%Covetrus#002468Miejscowy środek przeciwbólowy do leczenia bólu podczas operacji
Medyczny TlenAirgasOX USP200Do podawania izofluranu podczas operacji
MetriCide 1 galonMetrex10-1400Roztwór aldehydu glutarowego do sterylizacji na zimno płyty głowicy i elektrod 
Paski testowe MetriTest 1,5%Metrex10-303Paski testowe do monitorowania roztworu aldehydu glutarowego (zalecane)
Model 900LS Przyrząd stereotaktyczny dla małych zwierzątInstrumenty Kopf 900LSStereotax z funkcją Lazy Susan, która umożliwia obracanie platformy podczas operacji 
Drut ze stali nierdzewnej w oplocie 0,0055" powlekany PFA Systemy A-M 793200Do produkcji elektrod EMG Podkładki
przygotowawcze powidonowo-jodoweDynarex1108Do czyszczenia skóry 
Maść weterynaryjna Puralume Dechra37327Maść do oczu do zabiegu chirurgicznego 
Sterylne waciki nasączone alkoholemDynarex1113Do oczyszczania skóry 
Kleszczyki proste drobne #5Narzędzia do nauki precyzyjnej11295-10Do zwijania drutu po włożeniu 
Proste cienkie nożyczkiNarzędzia precyzyjne14060-11Do cięcia drutu 
Nożyczki sprężynowe Student VannasNarzędzia do precyzyjnej nauki91500-09Do wykonywania nacięć, przycinania tłuszczu i powięzi oraz szycia 
Pęseta Technik 7B-SA (2)Narzędzia Aven18074USAZakrzywione kleszcze, do ogólnego użytku podczas operacji
Maść z potrójnym antybiotykiemWalgreens975863Miejscowy antybiotyk do zabiegu
V-1 Stołowy laboratoryjny system znieczulenia zwierzątVetEquip901806Zawiera wszystkie niezbędne urządzenia do indukcji znieczulenia i oczyszczania, w tym parownik, komorę indukcyjną, ruchomy stożek nosowy z tworzywa sztucznego i rurki 

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Dombeck, D. A., Khabbaz, A. N., Collman, F., Adelman, T. L., Tank, D. W. Imaging large scale neural activity with cellular resolution in awake mobile mice. Neuron. 56 (1), 43-57 (2007).
  2. Guo, Z. V., et al. Flow of cortical activity underlying a tactile decision in mice. Neuron. 81 (1), 179-194 (2014).
  3. Guo, J. Z., et al. Cortex commands the performance of skilled movement. eLife. 4, e10774(2015).
  4. Morandell, K., Huber, D. The role of forelimb motor cortex areas in goal directed action in mice. Sci Rep. 7 (1), 15759(2017).
  5. Galiñanes, G. L., Bonardi, C., Huber, D. Directional reaching for water as a cortex-dependent behavioral framework for mice. Cell Rep. 22 (10), 2767-2783 (2018).
  6. Evarts, E. V., Tanji, J. Reflex and intended responses in motor cortex pyramidal tract neurons of monkey. J Neurophysiol. 39 (5), 1069-1080 (1976).
  7. Hounsgaard, J., Hultborn, H., Jespersen, B., Kiehn, O. Bistability of alpha-motoneurones in the decerebrate cat and in the acute spinal cat after intravenous 5-hydroxytryptophan. J Physiol. 405, 345-367 (1988).
  8. Murphy, P. R., Hammond, G. R. The role of cutaneous afferents in the control of gamma-motoneurones during locomotion in the decerebrate cat. J Physiol. 434, 529-547 (1991).
  9. Manuel, M., Chardon, M., Tysseling, V., Heckman, C. J. Scaling of motor output, from mouse to humans. Physiol Bethesda Md. 34 (1), 5-13 (2019).
  10. Sauerbrei, B. A., et al. Cortical pattern generation during dexterous movement is input-driven. Nature. 577 (7790), 386-391 (2020).
  11. Barrett, J. M., Raineri Tapies, M. G., Shepherd, G. M. G. Manual dexterity of mice during food-handling involves the thumb and a set of fast basic movements. PLoS One. 15 (1), e0226774(2020).
  12. Serradj, N., et al. Task-specific modulation of corticospinal neuron activity during motor learning in mice. Nat Commun. 14, 2708(2023).
  13. Scholle, H. C., et al. Spatiotemporal surface EMG characteristics from rat triceps brachii muscle during treadmill locomotion indicate selective recruitment of functionally distinct muscle regions. Exp Brain Res. 138 (1), 26-36 (2001).
  14. Scholle, H. C., et al. Kinematic and electromyographic tools for characterizing movement disorders in mice. Mov Disord off J Mov Disord Soc. 25 (3), 265-274 (2010).
  15. Pearson, K. G., Acharya, H., Fouad, K. A new electrode configuration for recording electromyographic activity in behaving mice. J Neurosci Methods. 148 (1), 36-42 (2005).
  16. Akay, T., Acharya, H. J., Fouad, K., Pearson, K. G. Behavioral and electromyographic characterization of mice lacking EphA4 receptors. J Neurophysiol. 96 (2), 642-651 (2006).
  17. Akay, T., Tourtellotte, W. G., Arber, S., Jessell, T. M. Degradation of mouse locomotor pattern in the absence of proprioceptive sensory feedback. Proc Natl Acad Sci USA. 111 (47), 16877-16882 (2014).
  18. Miri, A., et al. Behaviorally selective engagement of short-latency effector pathways by motor cortex. Neuron. 95 (3), 683-696 (2017).
  19. Osborne, J., Dudman, J. RIVETS: A mechanical system for in vivo and in vitro electrophysiology and imaging. PloS One. 9 (2), e89007(2014).
  20. Santuz, A., Laflamme, O. D., Akay, T. The brain integrates proprioceptive information to ensure robust locomotion. J Physiol. 600 (24), 5267-5294 (2022).
  21. Warriner, C. L., Fageiry, S., Saxena, S., Costa, R. M., Miri, A. Motor cortical influence relies on task-specific activity covariation. Cell Rep. 40, 111427(2022).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Rejestracja EMGimplantacja elektrodkora ruchowapomiar aktywno ci mi niowejinaktywacja optogenetycznarejestracja neuronalnawykonanie elektrodkontrola motoryczna

Powiązane artykuły