Artykuł metodologiczny

Modelowanie wysoce powtarzalnej ekspozycji na podmuch o niskim poziomie u myszy

1.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/66592

⸱

24 maja 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1United States Army Special Operations Command, 2CU Anschutz Center for COMBAT Research, Department of Emergency Medicine, University of Colorado School of Medicine, 3University of Washington School of Nursing, 4University of Delaware School of Nursing, 5Veterans Affairs Northwest Mental Illness Research, Education, and Clinical Center (MIRECC), VA Puget Sound Health Care System, 6Department of Psychiatry and Behavioral Sciences, University of Washington School of Medicine

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Przedstawione tutaj są metody wytwarzania powtarzających się ekspozycji na wybuchy o niskiej intensywności przy użyciu myszy.

Streszczenie

Narażenie na wybuchy jest znaczącym czynnikiem ryzyka urazów mózgu wśród osób narażonych. Chociaż wpływ dużych wybuchów na mózg jest dobrze poznany, skutki mniejszych wybuchów, takich jak te, które występują podczas szkolenia wojskowego, są mniej zrozumiałe. To niewielkie, nisko nasilone narażenie na wybuch różni się również znacznie w zależności od okupacji wojskowej i tempa szkolenia, przy czym niektóre jednostki doświadczają niewielu ekspozycji w ciągu kilku lat, podczas gdy inne doświadczają setek w ciągu kilku tygodni. Modele zwierzęce są ważnym narzędziem w identyfikacji zarówno mechanizmów urazu, jak i długoterminowych klinicznych zagrożeń dla zdrowia wynikających z narażenia na wybuchy o niskim natężeniu. Modele zdolne do podsumowania tego szerokiego zakresu narażenia są niezbędne do informowania o wynikach ostrych i przewlekłych urazów w tych rozbieżnych profilach ryzyka.

Chociaż wyniki po kilku ekspozycjach na wybuchy na niskim poziomie są łatwo modelowane do badań mechanistycznych, przewlekłe ekspozycje, które występują w trakcie kariery, mogą być lepiej modelowane przez paradygmaty urazów spowodowanych wybuchem z powtarzającymi się ekspozycjami, które występują często przez tygodnie i miesiące. Przedstawiono tutaj metody modelowania wysoce powtarzalnej ekspozycji na wybuchy o niskim poziomie u myszy. Procedury opierają się na uznanych i szeroko stosowanych pneumatycznych modelach rur uderzeniowych ekspozycji na wybuch w otwartym polu, które można skalować w celu dostosowania parametrów nadciśnienia oraz liczby lub interwału ekspozycji. Metody te mogą być następnie wykorzystane do umożliwienia badań mechanistycznych lub podsumowania rutynowych ekspozycji na wybuchy w badanych grupach klinicznych.

Wprowadzenie

Narażenie na wybuch o niskim poziomie (LLB) występuje, gdy osoby lub budowle doświadczają stosunkowo niskiej siły wybuchu, zazwyczaj wynikającej z małych wypadków przemysłowych, kontrolowanych wyburzeń lub niektórych działań szkoleniowych wojskowych. W przeciwieństwie do tego, narażenie na wybuch na wysokim poziomie (HLB) pociąga za sobą narażenie na intensywne i potencjalnie destrukcyjne wielkości siły wybuchowej, powszechnie spotykane w walkach wojskowych, atakach terrorystycznych lub przypadkowych eksplozjach na dużą skalę. Podstawowa różnica między LLB i HLB polega zatem na intensywności zdarzeń wybuchowych, a co za tym idzie, na zdolności osób narażonych do tolerowania powtarzających się narażeń przed doznaniem obrażeń fizycznych lub funkcjonalnych. W związku z tym skutki ekspozycji na HLB wydają się być bardziej oczywiste niż skutki ekspozycji na LLB. Z tego powodu osoby ze znaczną ekspozycją na LLB mogą być narażone na zwiększone ryzyko powoli rozwijających się urazów lub deficytów, które pozostają niewykryte, dopóki ich skumulowane skutki nie staną się zauważalne.

Trwające badania mają na celu pogłębienie naszego zrozumienia, w jaki sposób właściwości ekspozycji na wybuch, takie jak intensywność lub powtarzalność, mogą powodować obrażenia, abyśmy mogli lepiej kierować profilaktyką i leczeniem. W medycynie wojskowej zrozumienie klinicznych implikacji narażenia na wybuch ma ogromne znaczenie, w związku z czym potrzebne są modele zwierzęce zdolne do informowania o tych wynikach. Chociaż modele zwierzęce pomogły wyjaśnić skutki HLB, skutki ekspozycji na LLB pozostają w dużej mierze niedostatecznie zbadane. Liczne badania modelowe badają skutki nadciśnienia wybuchu bliskiego lub wyższego niż 10 funtów na cal kwadratowy (psi) ciśnienia szczytowego1,2,3,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13,14,15,16,17,18, ale niewiele raportów skupia się na poziomach ciśnienia w zakresie od 1 do 7 psi19,20,21,22,23,24,25,26,27,28,29,30,31,32,33,34,35,36, które są bardziej powszechne w środowiskach szkolenia wojskowego37,38,39,40 i zbliżają się do historycznego progu 4 psi dla bezpiecznego narażenia środowiskowego. W związku z tym szersze rozpowszechnienie metod badania często stosowanych ciśnień szczytowych LLB może pomóc w katalizowaniu szybkich spostrzeżeń klinicznych do zastosowania w medycynie wojskowej i optymalizacji sił.

Znaczący związek między ryzykiem zawodowym LLB a różnymi diagnozami klinicznymi wyłania się z badań epidemiologicznych wojskowych LLB41,42,43,44. Badania te potwierdzają słabo zdefiniowaną zależność zależną od dawki, przy czym powtarzające się narażenie na LLB wykazuje podwyższone ryzyko41. Sugeruje to, że zwiększenie skumulowanego narażenia na wybuch odgrywa kluczową rolę w kształtowaniu wyników klinicznych w warunkach wojskowych.

Poprzednie badania modelowania LLB poniżej 10 psi głównie używały materiałów wybuchowych lub systemów rur uderzeniowych do zbadania skutków ekspozycji. Chociaż modele te zazwyczaj badają skutki od jednej do trzech ekspozycji, to jednak przyczyniły się do lepszego zrozumienia mechanistic19,20,30,31, neuropathological29,31,33, oraz konsekwencje behawioralne19,20,23,25,32,34, związane z ekspozycją na wybuchy o niskiej intensywności, które są typowe dla środowiska szkolenia wojskowego.

Badania badające pojedyncze LLB generowane przez materiały wybuchowe na otwartym polu wykazały dowody na subtelne patologie mózgu i zmiany w zachowaniu, często związane ze stresem pourazowym. Woods i współpracownicy24 nie byli w stanie wykryć mikroskopijnego uszkodzenia mózgu przy 2,5-5,5 psi, ale wykryli ilościowe zmiany w glikosfingolipidach tkanki mózgowej za pomocą spektrometrii mas. Korzystając z tych samych ciśnień szczytowych i projektu eksperymentalnego, Rubovitch i współpracownicy25 zaobserwowali zmiany w zachowaniu po wybuchach, które wystąpiły przy podobnym braku patologii mózgu, gdy mierzono je za pomocą mikroskopii świetlnej. Jednak w późniejszym badaniu patologicznym jednoznaczne ultrastrukturalne uszkodzenie mieliny, mitochondriów, neuronów i układu nerwowo-naczyniowego mózgu zostało zidentyfikowane za pomocą mikroskopii elektronowej29,30,31,32,33 u myszy narażonych na LLB o ciśnieniu 6,7 psi. Co ciekawe, kilka badań LLB z użyciem materiałów wybuchowych na otwartym polu o ciśnieniu ~10 psi i mniejszym zgłasza około 3-8% śmiertelności po pojedynczej ekspozycji25,36.

Podobne wyniki zostały wcześniej odnotowane w kilku badaniach z użyciem laboratoryjnych rurek szokowych. W badaniach oceniających pojedyncze LLB wytwarzane przez rurki uderzeniowe znaleziono dowody na uszkodzenie cytoszkieletu nerwowego i zmiany we wzorcach wypalania neuronów powstałe po ekspozycji na pojedynczy blast 1,7 psi class22. Przy 4 psi stwierdzono, że dysfunkcja ciała modzelowatego towarzyszy deficytom neurobehawioralnym u szczurów narażonych na LLB23. W porównaniu z czasem trwania wybuchu mierzonym w powietrzu, Chavko i współpracownicy27 odkryli, że czas trwania dodatniej fazy nadciśnienia był znacznie dłuższy w mózgach szczurów narażonych na 5,8 psi. Biosygnatury podobnych reakcji na urazy mogą być poparte badaniem na myszach po ekspozycji na 7,5 psi, w którym Ahmed i współpracownicy35 zgłaszają wykrywalne zmiany w surowicy poziomów określonych białek zapalnych, metabolicznych, naczyniowych i uszkodzeń nerwowych do miesiąca po ekspozycji. Co ciekawe, badanie to wykazało również 4,5% śmiertelność po 24 godzinach od ekspozycji.

W badaniach oceniających trzy LLB rurki szokowej podczas pojedynczej 20-minutowej sesji ekspozycji, LLB między 1,4 a 8,7 psi powodowały zależne od psionii wzrosty ciśnienia śródczaszkowego (ICP) u szczurów, przy czym obserwowalne zmiany ICP trwały dłużej dla niższych psi20 i powodowały zmiany poznawcze19,20. Korzystając ze świń, ta sama grupa ustaliła, że trzy ekspozycje LLB o ciśnieniu 4 psi z różnych urządzeń wojskowych były wystarczające do wywołania neuropatologii histologicznej, gdy zwierzęta zostały umieszczone w pozycjach strzelców symulujących użycie sprzętu przez ludzi21.

Te badania łącznie ilustrują różnorodne skutki ekspozycji na LLB, które mogą wystąpić w warunkach ograniczonej ekspozycji i okresów rekonwalescencji. Wydaje się, że powtarzająca się ekspozycja na LLB wywołuje trwałe deficyty poznawcze i behawioralne, podkreślając potrzebę zniuansowanego zrozumienia skumulowanych efektów, abyśmy mogli lepiej określić, kiedy te efekty mogą stać się klinicznie znaczące; Jest to szczególnie istotne dla stażystów wojskowych, którzy są narażeni na wysoki poziom powtarzalnego LLB. Aby to osiągnąć, potrzebne są nowe badania, ponieważ obecna literatura nie modeluje odpowiednio doświadczeń klinicznych związanych z rutynowym narażeniem podczas treningu wojskowego, które przekracza jeden do kilku wybuchów w ciągu kilku dni.

Siły Operacji Specjalnych (SOF) mogą znosić znaczne i bardzo powtarzalne LLB podczas rutynowych ekspozycji. Niedawne badanie szacuje, że reprezentatywne narażenie zanonimizowane na wszystkich pozycjach w zespole naruszającym wejście do materiału wybuchowego wynosi nawet 184 skumulowane szczytowe psi w ciągu jednego tygodnia treningowego42. Jest to częściowo oparte na konserwatywnym szacunku 6 ładunków wyważających używanych dziennie, ze średnim ciśnieniem szczytowym 4 psi każdy, mierzonym za pomocą manometrów przeciwwybuchowych zamontowanych na personelu; Nie uwzględnia granatów błyskowych i innych urządzeń45. Rutynowy cykl treningowy może trwać kilka tygodni. Aby ułatwić badanie klinicznych doświadczeń LLB, takich jak te ze szkoleń członków SOF, przedstawiamy laboratoryjno-rurkowy model wysoce powtarzalnej ekspozycji na LLB. Metoda, oparta na sprawdzonych pneumatycznych systemach rur uderzeniowych46,47,48, pozwala na wysoce powtarzalne badania ciśnień 2 psi i wyższych. Procedura nie jest zależna od czynników zewnętrznych, takich jak pogoda, nie powoduje zaobserwowanej śmiertelności i jest przeprowadzana w laboratorium. W rezultacie, metoda ta umożliwia ciągłą, codzienną powtarzającą się ekspozycję na LLB u tych samych osób w badaniach trwających od tygodni do miesięcy, ułatwiając dochodzenie w sprawie szkolenia wojskowego z najwyższą dokładnością.

Protokół

Wszystkie procedury zostały wykonane zgodnie z protokołem #1588223, zatwierdzonym przez Veterans Affairs Puget Sound Health Care System Institutional Animal Care and Use Committee oraz zgodnie z National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals.

1. Opieka nad zwierzętami

UWAGA: Modele zwierzęce LLB są ograniczone wyłącznie przez ich dostępność i pojemność rurki uderzeniowej, aby dostosować się do ich rozmiaru. Opisana tutaj rurka uderzeniowa została zaprojektowana specjalnie do użytku z myszami.

  1. Użyj 3-4-miesięcznych samców lub samic myszy C57BL/6J lub innych zatwierdzonych szczepów/linii myszy zgodnie z potrzebami eksperymentalnymi. Utrzymuj myszy w 12-godzinnym cyklu ciemnego światła w określonych obiektach wolnych od patogenów z dostępem ad libitum do pożywienia i wody. Myszy są zazwyczaj trzymane społecznie z 4 lub 5 w klatce. Utrzymuj temperaturę obiektu na poziomie 20-22 °C.
  2. Przynieś klatki zawierające myszy wybuchowe i pozorowane do pobliskiego obszaru przetrzymywania. Przynieś oddzielne puste klatki do przenoszenia pojedynczych myszy do i z pomieszczenia do obróbki strumieniowo-ściernej.

2. Przygotowanie rurki uderzeniowej

  1. (Kontrola bezpieczeństwa) Upewnij się, że przeprowadzono niezbędne kontrole bezpieczeństwa dla konkretnego systemu. Upewnij się, że zasilanie gazem (helem) i zasilanie główne są wyłączone/odłączone.
  2. Przygotuj membrany zgodnie z potrzebami dla określonej liczby wybuchów o niskiej intensywności, które mają być przeprowadzone (Rysunek 1.1). Wytnij wymiary membrany zgodnie z wymaganiami dla konkretnej rury amortyzującej używanej w tym protokole:
    1. Wytnij jeden arkusz plastikowej folii spożywczej na kwadrat o wymiarach 5.5 x 5.5 cala, aby uszczelnić szpulę, umożliwiając zwiększenie ciśnienia.
    2. Przytnij jeden arkusz standardowego papieru do kopiarki o wymiarach 8,5 x 11 cali (gramatura 75 g/m2) o wymiarach 5,5 x 11 cali; złóż powstały arkusz papieru na pół, aby utworzyć kwadrat o wymiarach 5,5 x 5,5 cala.
    3. Zaopatrzyć się w jeden arkusz membrany mylarowej o gramaturze 500 G (grubość 125 μm).
      UWAGA: Arkusze te nie są pękane ani znacząco zdeformowane przez standardowe piaskowanie o niskiej intensywności i mogą być ponownie użyte na czas trwania jednodniowego zabiegu.
  3. Weź kwadrat folii spożywczej i kwadrat złożonego papieru i rozłóż je na płaskiej powierzchni (Rysunek 1.2). Umieść złożony papier na wierzchu folii spożywczej i wyrównaj je ze sobą tak dobrze, jak to możliwe (Rysunek 1.3). Aby przyspieszyć powtarzające się wybuchy, ułóż teraz wszystkie stosy membran.
  4. Włóż membranę mylarową między sterownik a szpulę, zwijając ją w małą rurkę (mniej więcej tak dużą jak palec wskazujący; Rysunek 1.4,1.5). Włóż go całkowicie do mechanizmu i puść, aby mógł rozwinąć się na gumowej uszczelce, która oddziela sekcję zabieracza od szpuli. Popchnij szpulę w kierunku sterownika, aby zamocować arkusz mylaru na miejscu; Spowoduje to rozszczelnienie szpuli z napędzanej sekcji rury amortyzującej.
  5. Umieść palce pod górną połową folii spożywczej i ostrożnie zwiń zarówno folię spożywczą, jak i papier do siebie, upewniając się, że zwijają się razem, nie powodując niewspółosiowości (Rysunek 1.6).
  6. Włóż stos membran między szpulę a napędzane sekcje rury amortyzującej ( Rysunek 1.7).
  7. Pozwól, aby stos membrany rozwinął się tak, aby plastikowa uszczelka była skierowana w stronę szpuli, a papier był skierowany w stronę napędzanej części rurki (Rysunek 1.8).
    UWAGA: Ta orientacja stworzy hermetyczne uszczelnienie, dzięki czemu system będzie mógł być pod ciśnieniem.
  8. Zamknij zespół szpuli (Rysunek 1.9,1.10). W razie potrzeby dokręć ręcznie lub hydraulicznie, zabezpieczając zespół zabieraka-szpula-rurka amortyzatora, aby można było zwiększyć ciśnienie w systemie. (Kontrola bezpieczeństwa; Rysunek 1.10)
    UWAGA: W przypadku układów hydraulicznych należy upewnić się, że osiągnięto docelowe ciśnienie zespołu zamykającego, aby zapobiec przerwom w zapłonie, które mogą wymagać wymiany membrany i spowolnić proces ekspozycji LLB. Używamy hydrauliki do zamykania naszego zespołu przy 500 psi.

3. Przygotowanie zwierząt

  1. Włącz poduszkę grzewczą z obiegową wodą pod komorą anestezjologiczną, z temperaturą ustawioną na 37 °C (Rysunek 1.11). Umieść chłonną wkładkę medyczną na wierzchu poduszki grzewczej.
  2. W pomieszczeniu do przetrzymywania wyjmij jedną mysz z klatki domowej i umieść ją w pustej klatce transferowej. Przynieś mysz w klatce do pomieszczenia wybuchowego.
  3. Ustaw natężenie przepływu tlenu na 1,0 l/min (l/min) i włącz system odkurzania (Rysunek 1.12).
  4. Włącz izofluran na 5% (w celu wywołania szybkiej utraty przytomności) i skieruj przepływ do komory znieczulenia gryzoni (Rysunek 1.13).
  5. Umieść mysz w komorze, aby wywołać znieczulenie (Rysunek 1.14).
  6. Gdy mysz jest w pełni znieczulona i wykazuje stabilny oddech przez dodatkowe 30 sekund, sięgnij do komory i uderz mysz w ucho, aby uzyskać jednoznaczną, długoterminową identyfikację myszy przez pozostałą część badania. Wykonanie tego kroku teraz jest konieczne, aby uniknąć zakłóceń w czasie rekonwalescencji po wybuchu. Następnie nałóż sterylny lubrykant okulistyczny na oba oczy, aby zapobiec wysuszeniu rogówki.
  7. Wyjmij mysz z komory i włóż jej nos do stożka nosa (Rysunek 1.15). Przełączyć przepływ znieczulenia (np. izofluranu) z komory indukcyjnej na stożek nosowy.
  8. Użyj małych kawałków taśmy laboratoryjnej, aby lekko przymocować kończyny myszy do noszy (Rysunek 1.16).
  9. Po unieruchomieniu myszy, umieść drucianą opaskę zaciskową wokół każdej kończyny i mocno przekręć, przymocowując mysz do noszy na nadgarstkach i kostkach (Rysunek 1.17). Umieść większy krawat wokół klatki piersiowej, wiążąc go bardzo luźno, tak aby oddech myszy nie był ograniczony. Będzie to służyć jako drugorzędny mechanizm przytrzymujący w przypadku poluzowania się któregokolwiek z pasów przytrzymujących kończyny.
  10. Podnieś ogon myszy i umieść go pod lewą stopą, aby upewnić się, że nie zostanie przyciśnięty, gdy noszy jest wkładany do rurki amortyzującej (Rysunek 1.18).

4. Procedura LLB

  1. Otwórz sekcję ekspozycji na zwierzęta w rurze uderzeniowej i ustaw mysz tak, aby była skierowana w stronę nadciągającej fali uderzeniowej (Rysunek 1.19).
  2. Zabezpiecz/zawieś nosze w sekcji dotyczącej ekspozycji zwierząt (Rysunek 1.20).
  3. Zamknij szczelnie drzwi w sekcji dotyczącej ekspozycji zwierząt, upewniając się, że rurka przepływowa środka znieczulającego nie jest przyciśnięta przez drzwi (Rysunek 1.21).
  4. Zmniejsz znieczulenie do 2,5-3% izofluranu, 1 lpm przez pozostałą część sesji.
  5. Zasil system zgodnie z potrzebami (Rysunek 1.22).
  6. Zlokalizuj i podłącz przewód zasilający sprężony hel gazowy (Rysunek 1.23,1.24).
  7. Opuść pomieszczenie do obróbki strumieniowo-ściernej, aby uzyskać dostęp do konsoli sterowania rurą strumieniowo-ścierną w sąsiednim pomieszczeniu i upewnij się, że w pomieszczeniu do obróbki strumieniowo-ściernej nie pozostał żaden personel ani zwierzęta.
    UWAGA: Ochrona słuchu może być wymagana przez instytucję lub ze względu na warunki operacyjne. Takie warunki mogą obejmować układy rur uderzeniowych, w których konsola sterownicza znajduje się w tej samej otwartej przestrzeni co rura uderzeniowa.
  8. Z konsoli włącz oprogramowanie do akwizycji, aby zarejestrować zdarzenie wybuchu (patrz zielone pole w Rysunek 1.25).
    UWAGA: W przypadku tych procedur zbieramy dane z czujników z częstotliwością próbkowania 20 kiloherców (kHz), które są następnie przetwarzane za pomocą oprogramowania LabView. Zalecamy pobieranie próbek z czujnika o częstotliwości ≥10 kHz, aby uzyskać wysokiej jakości krzywe czasu w funkcji ciśnienia.
  9. Odłącz wszelkie blokady bezpieczeństwa (np. sterowania zasilaniem, które są oznaczone zieloną strzałką w Rysunek 1.26).
  10. Zamknij oba otwory wentylacyjne gazu i pasywnie zwiększ ciśnienie w szpuli (Rysunek 1.27). Nie używaj strony kierowcy. Kontynuuj napełnianie, aż membrana pęknie samoistnie przy docelowym szczycie psi, określonym przez liczbę użytych arkuszy membrany.
  11. Zapisz ciśnienie szczytowe, czas trwania fazy dodatniej i impuls w lokalizacji zwierzęcia. (Rysunek 1.28). Wyłącz mechanizm napełniania.
  12. Wróć do rurki uderzeniowej, odłącz przewód doprowadzający hel i wyłącz zasilanie obwodu sterowania strumieniem (Rysunek 1.29).
  13. Aby przeprowadzić wielokrotne ekspozycje LLB na tym samym zwierzęciu, otwórz szpulę, wyjmij stos membran szpuli, a następnie zwiń i włóż kolejny stos membran szpuli (Rysunek 1.30, 1.31, 1.32). Spłaszcz stos membran i ponownie zamknij zespół.
    UWAGA: Aby modelować doświadczenie kliniczne związane z narażeniem na wybuch niskiego poziomu podczas empirycznie zdefiniowanego treningu SOF, wystawiamy myszy na działanie 5-6 LLB dziennie, ograniczając dzienne narażenie do konserwatywnej ~20 skumulowanej całkowitej psi45. Badania kładące nacisk na zależności mechanistyczne i dawka-odpowiedź mogą alternatywnie zdecydować się na użycie stałej liczby ekspozycji LLB ze zdefiniowanymi parametrami nadciśnienia na sesję.
  14. Po ostatnim LLB dla obecnego zwierzęcia, wyjmij je z rurki szokowej, pozostawiając znieczulenie włączone (Rysunek 1.33).
  15. Rozwiąż zwierzę, gdy jest pod narkozą. Wyjmij go z nosa anestezjologicznego, kładąc go na plecach na podgrzanej poduszce wodnej (Rysunek 1.34).
  16. Gdy zwierzę zostanie umieszczone na poduszce wodnej, uruchom minutnik i zapisz czas, po którym mysz samodzielnie przewróci się na jego brzuszną stronę (tj. brzuch) (Rysunek 1.35). Zapisz ten czas jako czas prawy. Gdy mysz wyzdrowieje, włóż ją z powrotem do klatki domowej i kontynuuj monitorowanie w razie potrzeby.

5. Procedury wielodniowe

  1. Aby modelować rutynowe narażenie LLB na ładunki wyważające używane podczas treningu SOF Close Quarter Battle, wykonuj powtarzające się codzienne ekspozycje na myszach 5 dni w tygodniu (od poniedziałku do piątku) przez łącznie 15 dni w ciągu 3 standardowych tygodni pracy.

6. Zmiana szczytowego ciśnienia LLB

  1. Zwiększ ciśnienie szczytowe poprzez zastosowanie mocniejszych materiałów membranowych lub po prostu ułożenie dodatkowych membran. Na przykład użyj membrany Mylar Roll Clear 0,005 (500 G), aby wytworzyć szczytowe ciśnienie ~20 psi (gdy jest używana zarówno jako membrana napędowa, jak i szpula) lub membrany Mylar Roll Clear 0,002 (200 G), aby wytworzyć szczytowe ciśnienie ~10 psi.
  2. Dostosuj parametry dla czasu trwania fazy dodatniej i impulsu wybuchu do potrzeb eksperymentalnych. Aby dostosować czas trwania fazy dodatniej i impulsy, empirycznie określ warunki docelowe, podstawiając źródła sprężonego gazu47,49 lub zmieniając długość sterownika, gdy tylko jest to możliwe. Powyższy protokół wykorzystuje hel do wytworzenia ostrego ciśnienia szczytowego i kształtu fali podobnej do wyidealizowanej krzywej Friedlandera.

7. Pobieranie tkanek

UWAGA: Praktyki pobierania tkanek mogą być dostosowane do potrzeb eksperymentalnych.

  1. Znieczulić mysz poprzez wstrzyknięcie dootrzewnowe z 210 mg/kg pentobarbitalu.
  2. Umieść mysz w klatce dla myszy lub szczurów z prętami lub gotową siatką; umieść mysz w klatce w okapie
    3. .
  3. Gdy mysz przestanie reagować, połóż ją na plecach na prętach na górze klatki i zamknij jej pysk wokół jednego z prętów, aby pomóc jej pozostać na miejscu podczas perfuzji.
  4. Chwyć skórę brzucha, pociągnij ją do góry i użyj dużych nożyczek, aby wyciąć otwór w jamie brzusznej, uważając, aby nie przeciąć żadnego z narządów. Kontynuuj cięcie dalej wzdłuż podstawy żeber, aby umożliwić swobodniejsze artykulację klatki piersiowej.
  5. Za pomocą hemostatu podejdź do myszy z boku i chwyć tkankę bezpośrednio na klatce piersiowej, zwijając hemostat do tyłu, aby podstawa klatki piersiowej była ustawiona pod kątem w łatwo dostępnej pozycji. Użyj kleszczy lub podobnego narzędzia, aby przytrzymać hemostat na miejscu.
  6. Za pomocą małych nożyczek chirurgicznych ostrożnie przetnij przeponę, aby umożliwić dostęp do serca. Użyj kleszczy, aby delikatnie ustawić serce pod takim kątem, aby spód był skierowany bezpośrednio poza otwartą podstawę klatki piersiowej. Pracuj szybko, aby serce nadal biło podczas perfuzji.
  7. Jeśli pobierasz krew, przytrzymaj serce kleszczami i ostrożnie przebij prawą komorę za pomocą strzykawki o pojemności 3 ml zakończonej igłą 0,5" 25 G. Włóż od dołu komory i wejdź wzdłuż, uważając, aby nie przebić przeciwnej strony komory. Delikatnie pociągnąć za strzykawkę, aż do pobrania 0,5-1,0 ml krwi lub zatrzymania przepływu, a następnie wyjąć strzykawkę.
  8. Użyj nożyczek chirurgicznych, aby wyciąć małe nacięcie w prawym przedsionku, aby umożliwić odpływ krwi i perfuzyjnego. Przytrzymaj serce za pomocą kleszczy i ostrożnie włóż igłę motylkową 25 G do lewej komory, wkładając od dołu. Przytrzymaj igłę motylkową na miejscu za pomocą zacisku mocującego lub ręcznie.
  9. Perfon zwierzęcia.
    1. Podłączyć strzykawkę zawierającą 50 ml soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS) do igły motylkowej i uzupełnić ją z szybkością około 10 ml/min. Zwróć uwagę na blanszowanie wątroby jako oznakę prawidłowej perfuzji. Po opróżnieniu strzykawki należy odłączyć ją od igły motylkowej.
    2. W celu przygotowania tkanek do mikroskopii należy zastąpić pustą strzykawkę PBS strzykawką zawierającą 50 ml 10% neutralnej buforowanej formaliny (NBF) lub 4% roztworu formaldehydu. Powtórz powyższe kroki, aby perfuzji z formaliną.
      UWAGA: Należy zaobserwować, że perfundowana mysz drga podczas perfuzji; Powinno to skutkować rygorem lub sztywnością całego ciała po zakończeniu zabiegu.
  10. Usuń igłę motylkową z serca i wyjmij mysz z prętów klatki w celu pobrania tkanki.
  11. Usuń i poddaj narządy docelowe sekcji w zależności od potrzeb; należy zachować ostrożność, aby wykonywać zabiegi na lodzie, gdy zbierane są świeże, nieutrwalone materiały.
  12. Błyskawiczne zamrożenie wszelkich nieutrwalonych tkanek, które zostały zebrane w ciekłym azocie, i przechowywanie ich w temperaturze -80 °C do czasu wykorzystania w protokołach oznaczania docelowych białek lub RNA.
  13. W przypadku utrwalonych tkanek wyjmij do oznakowanej stożkowej probówki o pojemności 50 ml wypełnionej formaliną (jedna probówka na narząd).

Wyniki

Podczas badania wyników eksperymentu na myszach po ekspozycji na siły wybuchu, rejestrowanie i charakteryzowanie zdarzenia poprzez analizę ciśnienia w stosunku do czasu jest kluczowe dla oceny sukcesu eksperymentu. Ta metoda, która polega na pomiarze dynamicznych zmian ciśnienia podczas wybuchu, pomaga badaczom zrozumieć wpływ wybuchów na systemy biologiczne.

W udanych eksperymentach, zapisy ciśnienia wykazują dobrze zdefiniowany i kontrolowany wzór fal. Wzrost ciśnienia jest gwałtowny, osiągając wartości szczytowe w oczekiwanym czasie (Rysunek 2). Późniejszy spadek ciśnienia przebiega zgodnie z przewidywalną krzywą, której przykładem jest przebieg Friedlandera, wskazujący na efektywne rozpraszanie energii. Jeśli chodzi o ocenę urazu, w eksperymentach LLB nie ma jawnych oznak urazu, nawet przy przeprowadzaniu wysoce powtarzalnej ekspozycji na LLB z maksymalnie sześcioma wybuchami występującymi w ciągu 15-20 minut (Rysunek 3). Jednak analiza czasów korygowania po powtarzającej się ekspozycji na LLB wskazuje, że myszy blast wracają do przytomności szybciej niż myszy pozorowane (Rysunek 4). Tak więc powtarzające się LLB powoduje powtarzalne zmiany w ostrych reakcjach neurobehawioralnych pobudzenia po ekspozycji.

Nieoptymalne eksperymenty mogą wyświetlać nieregularne profile ciśnienia. Przypadki, w których ciśnienie szczytowe jest nieoczekiwanie obniżone, może wskazywać na przedwczesne lub powolne uwalnianie gazu, zapobiegając gwałtownemu uwolnieniu rozprężania się gazu na całej długości napędzanego odcinka rury uderzeniowej w celu napotkania zwierzęcia w obszarze docelowym. Przedwczesna utrata ciśnienia gazu jest często wynikiem nieprawidłowo uszczelnionych sekcji sterownika lub szpuli. Może to wynikać z wad membrany lub nieodpowiedniego dokręcenia zespołu zabieracz-szpula-rurka amortyzująca. W takich przypadkach próbki biologiczne mogą wykazywać zmniejszone oznaki urazu.

Interpretacja danych polega na powiązaniu profili ciśnienia i czasu z obserwowanymi reakcjami biologicznymi. Udane eksperymenty pokazują, że wybrane parametry wybuchu, takie jak ciśnienie szczytowe i czas trwania, wywołują oczekiwane lub ustalone reakcje biologiczne będące przedmiotem badań. Korelacje między określonymi cechami ciśnienia a wynikami biologicznymi pomagają w ustaleniu związków przyczynowych. Badania podłużne są możliwe dzięki temu protokołowi ze względu na brak zaobserwowanych strat zwierząt w punktach czasowych badania nawet 6 miesięcy po końcowym LLB (Rysunek 5).

Zakres wyników klinicznych po ekspozycji na LLB jest subtelny i słabo poznany. Powtarzające się narażenie na LLB było historycznie uważane za subszkodliwe zarówno dla ludzi, jak i myszy. Jest to wspierane przez szybki powrót do normalnego poruszania się, zachowania i aktywności fizycznej po ekspozycji na 2-5 psi. Jednak brak przytłaczających ostrych objawów neurosensorycznych lub zmian w zachowaniu nie wyklucza istnienia negatywnych podstępnych skutków. Ponieważ fenotypy związane z LLB są w najlepszym razie subtelne, pełny zakres efektów jest obszarem aktywnych badań i może wymagać znacznego czasu lub powtórzeń, aby sprowokować klinicznie istotne wyniki.

figure-results-1
Rysunek 1: Kroki proceduralne dla modelu shocktube powtarzającego się mysiego LLB. Po przygotowaniu rurki szokowej (kroki 1-10), jak i etapach przygotowania zwierząt (kroki 11-18), myszy są poddawane działaniu jednego lub więcej LLB (kroki 19-32), zanim zostaną usunięte z probówki (kroki 33). Myszy są następnie umieszczane na plecach na rozgrzanej poduszce grzewczej (krok 34). Czas, w którym zwierzę przewraca się na stronę brzuszną, jest rejestrowany jako czas prostowania (Krok 35). Skrót: LLB = Wybuch niskiego poziomu. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-2
Rysunek 2: Reprezentatywne krzywe ciśnienia i czasu dla ekspozycji bliskich 4 psi. (A) Stosy addytywne zapewniają liniowe ciśnienie szczytowe w zakresie 2-4,5 szczytowego psi. Reprezentatywne profile ciśnienia w funkcji czasu (milisekundy) uśrednione z 3-6 wybuchów rurki uderzeniowej (czerwony) w porównaniu z wyidealizowanymi krzywymi Friedlandera (niebieskimi) dla (B) 1 arkusza, (C) 2 arkuszy, (D) 3 arkuszy i (E) 4 arkuszy. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-3
Rysunek 3: Interwał międzytematyczny. Przygotowanie i wykonanie pojedynczego wybuchu wymaga średnio od 9,8 ± 1,9 minuty (średnia ± błąd standardowy średniej (sem)). Dodatkowe narażenie na wybuch wymaga dodatkowych 1,7 ± 0,4 minuty na zdarzenie (średnio ± sem). Kropki reprezentują wyniki poszczególnych zwierząt. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-4
Rysunek 4: Dzienne czasy prostowania podczas 3 tygodni bardzo powtarzających się ekspozycji na LLB. Wykres przedstawia fikcyjnie znormalizowane czasy prostowania w ciągu 3 tygodni ekspozycji LLB. Myszy LLB poddano 6 codziennym ekspozycjom na blasty, co daje łącznie 90 ekspozycji na LLB występujących w ciągu 15 dni. Średnia charakterystyka nadciśnienia wynosiła (± sem) 3,05 ± 0,07 szczytowego psi, 0,94 ± 0,04 dodatniego czasu trwania fazy i 2 ± 0,1 psi * ms impulsu. Wartości p odzwierciedlają wyniki z 2-kierunkowej analizy ANOVA. Skrót: LLB = Wybuch niskiego poziomu. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-5
Rysunek 5: Wpływ laboratoryjnego modelu LLB na wyczerpanie zwierząt po bardzo powtarzających się ekspozycjach LLB. Wskaźniki wyczerpania myszy pozorowanych (N = 24) i LLB (N = 32) od pierwszej ekspozycji na LLB (dzień 1) przez wszystkie ekspozycje w badaniu (kończące się w dniu 19) i po 6-miesięcznym okresie rekonwalescencji (dzień 199). Nie stwierdzono istotnej różnicy między wskaźnikami wyczerpania w grupach pozorowanych i LLB w obserwowanym okresie. Myszy LLB doświadczyły średnio 62 ekspozycji przy średnio 4,78 ± 0,01 szczytowego psi i 3,16 ± 0,023 psi∙ms impulsu. Ekspozycje podawano myszom 5 dni w tygodniu (tj. od poniedziałku do piątku) przez 3 kolejne tygodnie, aby modelować ostatnio zgłaszane ekspozycje na nadciśnienie SOF podczas rutynowego treningu łamania45. Skrót: LLB = Wybuch niskiego poziomu; SOF = Siły Operacji Specjalnych. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Dyskusja

Nie możemy odpowiednio leczyć tego, czego nie rozumiemy w wystarczającym stopniu, a także nie rozumiemy jeszcze mechanizmów urazowych związanych z wysoce powtarzającą się ekspozycją na LLB. Wielu pracowników SOF zgłasza rozwój upośledzeń związanych ze zdrowiem, które uważa się za związane z wysoce powtarzającym się narażeniem na LLB w ciągu pięciu do dziesięciu lat służby operacyjnej50,51. U niektórych pracowników SOF rozwijają się efekty neurokognitywne podobne do ostrego urazowego uszkodzenia mózgu (TBI) natychmiast po ekspozycji na LLB39. Ponadto klinicyści donoszą, że objawy wynikające z narażenia na wybuch są często oporne na tradycyjne metody leczenia, co może skłonić SOF i klinicystów do poszukiwania alternatywnych metod leczenia52,53. Pomimo częstego narażenia SOF na LLB i mechanizmy nadciśnienia45, nasilenia i oporności na leczenie wynikających z nich objawów oraz udokumentowanego wzorca blizn astroglejowych związanych z wybuchami51, długoterminowe wyniki zdrowotne pozostają stosunkowo nieznane. Klinicyści i dowództwo wojskowe polegają na badaniach modelowych, aby odkryć mechanizmy urazów i patofizjologię. Modele te mają kluczowe znaczenie dla opracowywania polityk i strategii mających na celu wczesną identyfikację, przerywanie, zapobieganie i leczenie procesu patologicznego.

Co najważniejsze, oczekuje się, że mysie modelowanie powszechnych wojskowych ekspozycji na LLB dostarczy informacji na potrzeby modeli przewidywania zdrowia. Praktyka kliniczna skorzystałaby na modelach predykcyjnych LLB, które identyfikują, kto może być najbardziej narażony na patologię związaną z wybuchem, które właściwości wybuchu wywołują najpoważniejsze skutki i jak proces chorobowy może ewoluować w zależności od przewlekłości, dawki lub swoistości narażenia na wybuch. W związku z tym modelowanie powtarzalnego narażenia na LLB jest niezbędne do opracowywania hipotez i prognoz dotyczących tego, jak narażenie wpłynie na wyniki zdrowotne SOF i innych członków Służby. Modele przewidywania i mechanizmów urazów będą stanowić podstawę do diagnostyki i leczenia, a także do podejmowania decyzji o powrocie do służby na podstawie objawów i narażenia.

Badanie TBI indukowanego przez blasty (bTBI) u myszy przyniosło znaczne postępy w ostatnich latach, szczególnie dzięki opracowaniu modeli, które przewidują wyniki po przewlekłym, powtarzającym się łagodnym bTBI u ludzi54,55. Podczas gdy badanie narażenia na wybuchy na średnim i wysokim poziomie przy użyciu rur uderzeniowych jest dobrze rozwinięte z setkami artykułówindeksowanych przez PubMed 46,56,57,58, użycie rur uderzeniowych w badaniach wybuchów w pobliżu rutynowych nadciśnieni w szkoleniu wojskowym (szczytowe ciśnienie <6 psi40) jest mniej rozwinięte, z mniej niż dziesięcioma artykułami zidentyfikowanymi w niedawnym wyszukiwaniu PubMed19,20, 22,23,26,27,28. Aby ułatwić rozwój tej niedostatecznie zbadanej dziedziny, prezentowany model koncentruje się na kluczowych kwestiach dotyczących stałego nadciśnienia LLB u myszy, odzyskiwania po wybuchu i monitorowania, zwracając jednocześnie uwagę na kilka wyraźnych zalet tego modelu w porównaniu z użyciem materiałów wybuchowych na otwartym polu. Rzeczywiście, twierdzimy, że opisany laboratoryjny model LLB może umożliwić opracowanie modeli predykcyjnych wyników klinicznych po przewlekłym, powtarzającym się LLB.

Model LLB oferuje krytyczne zalety w porównaniu z modelami wybuchów wybuchowych na otwartym polu, szczególnie pod względem dobrostanu zwierząt. Modele terenowe mogą skutkować śmiertelnością na poziomie 3-8% 25,36, podczas gdy ten laboratoryjny model LLB nie wykazuje żadnych strat. Rozróżnienie to ma kluczowe znaczenie, zwłaszcza podczas symulacji wysokiego skumulowanego narażenia typowego dla szkolenia wojskowego, gdzie praktycznie żaden uczestnik szkolenia nie doświadcza śmiertelnych skutków narażenia na LLB. Pozorny brak bezdechu lub innych przyczyn zgonu, takich jak śmiertelny uraz płuc, zapewnia wiarygodność i spójność modelu, pozycjonując go jako preferowany wybór w badaniach nad klinicznie istotnymi skutkami powtarzającego się LLB.

Ten protokół jest specyficzny dla "otwartej" rury amortyzującej o trzyczęściowej konstrukcji, składającej się z przetwornika, szpuli i sekcji napędzanych. Wysoce powtarzalne LLB mogą być osiągalne z innymi konstrukcjami rur uderzeniowych z odpowiednimi modyfikacjami protokołu. Otwarte konstrukcje rur uderzeniowych są często stosowane do badania neurourazów wywołanych wybuchem 46,47,48. Otwarta rurka uderzeniowa, z otwartym końcem wyjściowym, pozwala generowanej fali uderzeniowej swobodnie rozchodzić się wzdłuż rury, w której napotyka swój cel (np. Zwierzę badane) przed wyjściem z przeciwległego końca rury. Konstrukcja ta ułatwia odtworzenie i badanie względnie czystych nadciśnieni pierwotnego wybuchu, przybliżając właściwości eksplozji wybuchowych, jakie miałyby miejsce na otwartym polu48. W rezultacie, wierność empirycznie zmierzonej fali nadciśnienia wybuchowego jest porównywana z wyidealizowaną falą Friedlandera; Pozwala to na ocenę wydajności rury w celu wytworzenia określonego zdarzenia nadciśnienia. Do modelowania ekspozycji LLB używamy wcześniej opisanej48, specjalnie zbudowanej, otwartej rury wybuchowej, pierwotnie zaprojektowanej do odtwarzania efektów detonacji HLB ponad 200+ funtów trinitrotoluenu (TNT) w odległości dystansu ~25 stóp. Aby umożliwić wysokie nadciśnienie szczytowe, gaz jest sprężany do sterownika, który jest oddzielony od szpuli membraną, uszczelniając gaz w sterowniku. Szpula z kolei jest również oddzielona od sekcji otwartej inną membraną. Ta druga membrana umożliwia oddzielne zwiększanie ciśnienia w szpuli. System dwukomorowy umożliwia podciśnienie gazów w sterowniku powyżej normalnego punktu pęknięcia membrany. Dzieje się tak, ponieważ szpula pod ciśnieniem działa jak bufor, podtrzymując membranę na styku sterownika i szpuli, zapobiegając w ten sposób jej pęknięciu. Gdy operator rurki uderzeniowej pragnie wytworzyć falę uderzeniową przy docelowym ciśnieniu, elektroniczny zawór odprowadza gaz ze szpuli, szybko obniżając ciśnienie w szpuli i pozwalając gazowi pod nadciśnieniem w sekcji kierowcy na rozerwanie zarówno membrany sterownika, jak i szpuli i szybkie rozszerzenie się w dół rury, gdzie napotka zwierzę w strefie docelowej. Kluczową modyfikacją umożliwiającą badanie LLB w wysokowydajnych lampach tej konstrukcji jest to, że blokujemy sterownik i używamy szpuli tylko w połączeniu z membranami niskoprogowymi.

Aby zapewnić wiarygodność i odtwarzalność eksperymentów LLB, podczas konfiguracji należy podjąć pewne działania. Kluczowe znaczenie ma szczelne zabezpieczenie rąk i nóg w nadgarstkach i kostkach. Minimalizuje to zmienność ruchów ciała i narażenie na wybuch oraz zapobiega niezamierzonym urazom, które mogłyby zakłócić wyniki. Dodatkowo, obracające się nadgarstki i kostki do wewnątrz pomagają skierować ruch przydatków w kierunku linii środkowej zwierzęcia, zmniejszając ryzyko dystalnych urazów, które mogą wpływać na późniejsze oceny sprawności motorycznej. Wyprostowanie głowy i krzywizna kręgosłupa jest kolejnym istotnym czynnikiem zapewniającym równomierną ekspozycję na podmuch u wszystkich badanych, ponieważ pomaga zmniejszyć potencjalne różnice w zakresie ruchu. Zwiększenie procentowej zawartości izofluranu stosowanego do znieczulenia jest zalecane w przypadku protokołów obejmujących wiele dni lub tygodni. Ta regulacja pomaga utrzymać stałą głębokość znieczulenia przez cały wydłużony czas trwania eksperymentu. Z naszego doświadczenia wynika, że zwiększenie stężenia izofluranu o 0,5% jest wystarczające do utrzymania odpowiedniego znieczulenia.

Jednak podanie znieczulenia przez stożek nosowy może nie być możliwe w przypadku wszystkich konstrukcji rur strumieniowo-wydmuchowych, zwłaszcza w przypadku tych z pełnymi obudowami, które nie pozwalają na wprowadzenie rurki do sekcji napędzanej. W takich przypadkach preferowane mogą być środki znieczulające do wstrzykiwań. Zalecamy określenie, ile czasu jest potrzebne do dostarczenia powtarzających się sekwencyjnych wybuchów, a następnie podanie wystarczającej ilości środka znieczulającego, aby utrzymać nieprzytomność przez cały zabieg. Podczas opracowywania tej zmodyfikowanej metody mogą być konieczne dodatkowe kontrole dobrostanu zwierząt, aby zapewnić prawidłowe utrzymanie znieczulenia. Ponadto stosowanie preparatów do wstrzykiwań może uniemożliwić monitorowanie odpowiedzi podostrej, takie jak zbieranie miar czasu korygowania.

Względy etyczne są najważniejsze w badaniach na zwierzętach, a ten laboratoryjny model LLB obejmuje kompleksowe protokoły odzyskiwania i monitorowania po wybuchu. Humanitarne punkty końcowe po ekspozycji na wybuch, w tym trudności w oddychaniu, niezdolność do wyprostowania się, stan niechodzący po 2-godzinnym okresie obserwacji, ruchy podobne do napadów, niezręczne ruchy, upośledzenie wzroku oraz oznaki krwawienia wewnętrznego lub złamań kończyn, są ściśle obserwowane. Warto zauważyć, że myszy wybuchowe LLB nie wykazywały żadnego z tych warunków w naszych eksperymentach. Jednak podczas HLB może dojść do złamań kończyn, często z powodu błędu operatora. Ograniczenie tego ryzyka polega na obracaniu rąk i stóp w kierunku linii środkowej zwierzęcia podczas zabezpieczania noszy. Ta technika zapobiega zamiataniu przydatków do tyłu przez podmuch wiatru i łamaniu związanych z nimi kości.

Zalety tego powtarzalnego modelu LLB wykraczają poza względy etyczne i obejmują aspekty praktyczne i metodologiczne. Jego laboratoryjna konstrukcja eliminuje potrzebę obchodzenia się z materiałami wybuchowymi, zwiększając w ten sposób bezpieczeństwo i dostępność. Model jest wysoce powtarzalny i konfigurowalny, co pozwala naukowcom wpływać na parametry ekspozycji poprzez stosowanie różnych typów gazów, ustawień urządzenia i wytrzymałości membrany. Hel, który został tutaj wybrany ze względu na jego zdolność do odtwarzania kinetyki eksplozji w polu otwartym49, może stanowić wiarygodną linię bazową 47,59,60. Regulacja ciśnienia szczytowego jest osiągana empirycznie poprzez modyfikację grubości lub wytrzymałości membrany retencyjnej, co umożliwia precyzyjne dostrojenie do określonych wymagań eksperymentalnych. Wreszcie, model LLB eliminuje wpływ zmian sezonowych lub pogodowych na dane, narażenie zwierząt i inne czynniki eksperymentalne. Ta spójność zapewnia solidne i wiarygodne wyniki, co sprawia, że ten powtarzalny model LLB jest nieocenionym narzędziem do badań podłużnych i wysoce powtarzalnych badań wybuchowych.

Zrozumienie neurotraumy związanej z wybuchem wymaga wyjaśnienia mechanizmów urazów, wskaźników intensywności wybuchu i wartości progowych. Jednak mechanizmy uszkodzenia ludzkiego mózgu w scenariuszach wybuchów są niepewne. Wcześniej proponowane kryteria obrażeń ludzi w następstwie narażenia na wybuch opierały się na badaniach na zwierzętach, jednak bezpośrednie zastosowanie tych badań do ludzi jest trudne ze względu na niekompletne kryteria skalowania wśród gatunków61. Skalowanie uszkodzeń płuc na podstawie masy ciała zwierzęcia jest wyjątkiem, biorąc pod uwagę obecność przyjętych kryteriów62,63. Proponowane prawa skalowania dla efektów mózgowych, oparte na ciele 64,65 lub masie mózgu66, pomijają jednak znane i nieznane różnice anatomiczne, zwłaszcza dotyczące struktur ochronnych wewnątrz i wokół mózgu. Masowe skalowanie przewiduje wyższe ryzyko urazów u gatunków o mniejszych ciałach, czemu zaprzeczają badania zarówno u ptaków 67,68,69, jak i u ludzi 70. Opracowanie dokładnych praw skalowania wymaga zatem empirycznego zrozumienia związku między intensywnością zewnętrznego wybuchu a wewnętrznymi skutkami dla mózgu u różnych gatunków. W przypadku LLB bardzo niewiele wiadomo na temat jednorazowego lub przewlekłego narażenia zarówno u modeli zwierzęcych, jak i u ludzi. W rezultacie, badania empiryczne potrzebne do poinformowania o rozwoju przyszłych praw skalowania w zakresie intensywności LLB mogą być katalizowane przez naszą metodę.

Podsumowując, ten laboratoryjny model rurki uderzeniowej stanowi znaczący postęp w badaniach nad przewlekłymi skutkami ekspozycji na LLB u myszy. Poprzez włączenie procedur modelowania stałych nadciśnieni, priorytetowego traktowania regeneracji i monitorowania po wybuchu oraz podkreślanie wyraźnych zalet w porównaniu z alternatywnymi modelami, ten laboratoryjny model LLB może stanowić wiarygodny i etyczny wybór dla pogłębienia naszej wiedzy na temat urazów związanych z przewlekłą ekspozycją na LLB.

Oświadczenia

Autorzy nie mają żadnych interesów finansowych do ujawnienia.

Podziękowania

JSM otrzymało fundusze od Biura Badań i Rozwoju Laboratorium Biomedycznego Departamentu Spraw Weteranów Stanów Zjednoczonych (VA) (JSM, I01BX004896) oraz VA Northwest Mental Illness Research Education and Clinical Center, upoważnionej przez Kongres jednostki VA badającej uszkodzenia mózgu wywołane wybuchem i współistniejący stres pourazowy. JSM informuje o niepowiązanym finansowaniu z FY22 Traumatic Brain Injury and Psychological Health Research Program Translational Research Award (W81XWH-22-TBIPHRPTRA, numer nagrody HT94252310755). Autorzy dziękują Andrew Shutesowi-Davidowi za pomoc redakcyjną.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Termiczna recyrkulacyjna pompa ciepła Adroit (120 V)Parkland ScientificHTP-1500
Papier do kopiowania, gramatura 75 g/m2Zszywki897804
jednorazowe niebieskie wkładki chłonneVWR82020-845
Forane Roztwór do inhalacjiMedLine10019-360-60
HelLindeUN1046
Taśma laboratoryjna (1")VWR89098-076
LabView softwareEmersonV 2011
Tlen medycznyCentralne zaopatrzenie spawalniczeUN1072
Mylar, grubość 0,005Tapp Plastics22934
Plastikowa folia spożywczaSanta Cruz Biotechnologysc-3687
Plastikowe opaski zaciskowe& nbsp;VWR11215-940
Pneumatyczna rura uderzeniowa (z sekcjami sterownika i szpuli; obszar docelowy wielkości dla myszy, czujniki ciśnienia częstotliwości próbkowania 20 kHz, oprogramowanie sterujące i akwizycyjne)BakerRisk, San Antonio, Teksasniestandardowa
podkładka grzewcza wielokrotnego użytku o dużej wytrzymałości (12" x 18")Parkland Scientific121218
Nożycowa, dziurkacz do uszu gryzoniKent ScientificINS750076-2
Przesuwne komory górne do tradycyjnych waporyzatorówKent ScientificVetFlo-0530SM
Waporyzator VetFlo IsofluranScientificVetFlo-1210S
Kent

Bibliografia

  1. Dal Cengio Leonardi, A., et al. Head orientation affects the intracranial pressure response resulting from shock wave loading in the rat. J Biomech. 45 (15), 2595-2602 (2012).
  2. Leonardi, A. D., Bir, C. A., Ritzel, D. V., VandeVord, P. J. Intracranial pressure increases during exposure to a shock wave. J Neurotrauma. 28 (1), 85-94 (2011).
  3. Li, Y., et al. Low-level primary blast induces neuroinflammation and neurodegeneration in rats. Mil Med. 184, Suppl 1 265-272 (2019).
  4. Ravula, A. R., et al. Animal model of repeated low-level blast traumatic brain injury displays acute and chronic neurobehavioral and neuropathological changes. Exp Neurol. 349, 113938(2022).
  5. Dickstein, D. L., et al. Brain and blood biomarkers of tauopathy and neuronal injury in humans and rats with neurobehavioral syndromes following blast exposure. Mol Psychiatry. 26 (10), 5940-5954 (2021).
  6. Perez-Garcia, G., et al. Chronic post-traumatic stress disorder-related traits in a rat model of low-level blast exposure. Behav Brain Res. 340, 117-125 (2018).
  7. Perez-Garcia, G., et al. Exposure to a predator scent induces chronic behavioral changes in rats previously exposed to low-level blast: implications for the relationship of blast-related TBI to PTSD. Front Neurol. 7, 176(2016).
  8. Perez Garcia, G., et al. Laterality and region-specific tau phosphorylation correlate with PTSD-related behavioral traits in rats exposed to repetitive low-level blast. Acta Neuropathol Commun. 9 (1), 33(2021).
  9. Perez Garcia, G., et al. Progressive cognitive and post-traumatic stress disorder-related behavioral traits in rats exposed to repetitive low-level blast. J Neurotrauma. 38 (14), 2030-2045 (2021).
  10. Perez-Garcia, G., et al. PTSD-related behavioral traits in a rat model of blast-induced mTBI are reversed by the mGluR2/3 receptor antagonist BCI-838. eNeuro. 5 (1), (2018).
  11. Gasperi, R., et al. Progressive transcriptional changes in the amygdala implicate neuroinflammation in the effects of repetitive low-level blast exposure in male rats. J Neurotrauma. 40 (5-6), 561-577 (2023).
  12. De Gasperi, R., et al. Metabotropic glutamate receptor 2 expression is chronically elevated in male rats with post-traumatic stress disorder related behavioral traits following repetitive low-level blast exposure. J Neurotrauma. , (2023).
  13. Gama Sosa, M. A., et al. Lack of chronic neuroinflammation in the absence of focal hemorrhage in a rat model of low-energy blast-induced TBI. Acta Neuropathol Commun. 5 (1), 80(2017).
  14. Gama Sosa, M. A., et al. Late chronic local inflammation, synaptic alterations, vascular remodeling and arteriovenous malformations in the brains of male rats exposed to repetitive low-level blast overpressures. Acta Neuropathol Commun. 11 (1), 81(2023).
  15. Gama Sosa, M. A., et al. Low-level blast exposure induces chronic vascular remodeling, perivascular astrocytic degeneration and vascular-associated neuroinflammation. Acta Neuropathol Commun. 9 (1), 167(2021).
  16. Hubbard, W. B., et al. Mitochondrial dysfunction after repeated mild blast traumatic brain injury is attenuated by a mild mitochondrial uncoupling prodrug. J Neurotrauma. 40 (21-22), 2396-2409 (2023).
  17. Hubbard, W. B., Velmurugan, G. V., Brown, E. P., Sullivan, P. G. Resilience of females to acute blood-brain barrier damage and anxiety behavior following mild blast traumatic brain injury. Acta Neuropathol Commun. 10 (1), 93(2022).
  18. Chen, M., et al. Proteomic profiling of mouse brains exposed to blast-induced mild traumatic brain injury reveals changes in axonal proteins and phosphorylated Tau. J Alzheimers Dis. 66 (2), 751-773 (2018).
  19. Saljo, A., Bolouri, H., Mayorga, M., Svensson, B., Hamberger, A. Low-level blast raises intracranial pressure and impairs cognitive function in rats: prophylaxis with processed cereal feed. J Neurotrauma. 27 (2), 383-389 (2010).
  20. Saljo, A., Svensson, B., Mayorga, M., Hamberger, A., Bolouri, H. Low-level blasts raise intracranial pressure and impair cognitive function in rats. J Neurotrauma. 26 (8), 1345-1352 (2009).
  21. Saljo, A., Arrhen, F., Bolouri, H., Mayorga, M., Hamberger, A. Neuropathology and pressure in the pig brain resulting from low-impulse noise exposure. J Neurotrauma. 25 (12), 1397-1406 (2008).
  22. Park, E., Gottlieb, J. J., Cheung, B., Shek, P. N., Baker, A. J. A model of low-level primary blast brain trauma results in cytoskeletal proteolysis and chronic functional impairment in the absence of lung barotrauma. J Neurotrauma. 28 (3), 343-357 (2011).
  23. Park, E., Eisen, R., Kinio, A., Baker, A. J. Electrophysiological white matter dysfunction and association with neurobehavioral deficits following low-level primary blast trauma. Neurobiol Dis. 52, 150-159 (2013).
  24. Woods, A. S., et al. Gangliosides and ceramides change in a mouse model of blast induced traumatic brain injury. ACS Chem Neurosci. 4 (4), 594-600 (2013).
  25. Rubovitch, V., et al. A mouse model of blast-induced mild traumatic brain injury. Exp Neurol. 232 (2), 280-289 (2011).
  26. Perez Garcia, G., et al. Repetitive low-level blast exposure improves behavioral deficits and chronically lowers Abeta42 in an Alzheimer disease transgenic mouse model. J Neurotrauma. 38 (22), 3146-3173 (2021).
  27. Chavko, M., Koller, W. A., Prusaczyk, W. K., McCarron, R. M. Measurement of blast wave by a miniature fiber optic pressure transducer in the rat brain. J Neurosci Methods. 159 (2), 277-281 (2007).
  28. Chavko, M., et al. Relationship between orientation to a blast and pressure wave propagation inside the rat brain. J Neurosci Methods. 195 (1), 61-66 (2011).
  29. Song, H., et al. Ultrastructural brain abnormalities and associated behavioral changes in mice after low-intensity blast exposure. Behav Brain Res. 347, 148-157 (2018).
  30. Song, H., et al. Proteomic analysis and biochemical correlates of mitochondrial dysfunction after low-intensity primary blast exposure. J Neurotrauma. 36 (10), 1591-1605 (2019).
  31. Konan, L. M., et al. Multi-focal neuronal ultrastructural abnormalities and synaptic alterations in mice after low-intensity blast exposure. J Neurotrauma. 36 (13), 2117-2128 (2019).
  32. Chen, S., et al. Low-intensity blast induces acute glutamatergic hyperexcitability in mouse hippocampus leading to long-term learning deficits and altered expression of proteins involved in synaptic plasticity and serine protease inhibitors. Neurobiol Dis. 165, 105634(2022).
  33. Li, C., et al. Low-intensity open-field blast exposure effects on neurovascular unit ultrastructure in mice. Acta Neuropathol Commun. 11 (1), 144(2023).
  34. Siedhoff, H. R., et al. Long-term effects of low-intensity blast non-inertial brain injury on anxiety-like behaviors in mice: home-cage monitoring assessments. Neurotrauma Rep. 3 (1), 27-38 (2022).
  35. Ahmed, F., Plantman, S., Cernak, I., Agoston, D. V. The temporal pattern of changes in serum biomarker levels reveals complex and dynamically changing pathologies after exposure to a single low-intensity blast in mice. Front Neurol. 6, 114(2015).
  36. Pun, P. B., et al. Low level primary blast injury in rodent brain. Front Neurol. 2, 19(2011).
  37. Lang, M., et al. Shooter-experienced blast overpressure in .50-caliber rifles. J Spec Oper Med. 18 (4), 87-91 (2018).
  38. Wiri, S., et al. Significant mitigation of blast overpressure exposure during training by adjustment of body position as demonstrated with field data. Mil Med. , (2023).
  39. Woodall, J. L. A., et al. Repetitive low-level blast exposure and neurocognitive effects in army ranger mortarmen. Mil Med. 188 (3-4), e771-e779 (2023).
  40. Wiri, S., et al. Dynamic monitoring of service members to quantify blast exposure levels during combat training using BlackBox Biometrics Blast Gauges: explosive breaching, shoulder-fired weapons, artillery, mortars, and 0.50 caliber guns. Front Neurol. 14, 1175671(2023).
  41. Belding, J. N., Englert, R., Bonkowski, J., Thomsen, C. J. Occupational risk of low-level blast exposure and TBI-related medical diagnoses: a population-based epidemiological investigation (2005-2015). Int J Environ Res Public Health. 18 (24), 12925(2021).
  42. Belding, J. N., Kolaja, C. A., Rull, R. P., Trone, D. W. Single and repeated high-level blast, low-level blast, and new-onset self-reported health conditions in the U.S. Millennium Cohort Study: An exploratory investigation. Front Neurol. 14, 1110717(2023).
  43. Belding, J. N., et al. Self-reported concussion symptomology during deployment: differences as a function of injury mechanism and low-level blast exposure. J Neurotrauma. 37 (20), 2219-2226 (2020).
  44. Belding, J. N., Khokhar, B., Englert, R. M., Fitzmaurice, S., Thomsen, C. J. The persistence of blast- versus impact-induced concussion symptomology following deployment. J Head Trauma Rehabil. 36 (6), E397-E405 (2021).
  45. McEvoy, C. B., Crabtree, A., Powell, J. R., Meabon, J. S., Mihalik, J. P. Cumulative blast exposure estimate model for Special Operations Forces combat soldiers. J Neurotrauma. 40 (3-4), 318-325 (2023).
  46. Long, J. B., et al. Blast overpressure in rats: recreating a battlefield injury in the laboratory. J Neurotrauma. 26 (6), 827-840 (2009).
  47. Reneer, D. V., et al. A multi-mode shock tube for investigation of blast-induced traumatic brain injury. J Neurotrauma. 28 (1), 95-104 (2011).
  48. Huber, B. R., et al. Blast exposure causes early and persistent aberrant phospho- and cleaved-tau expression in a murine model of mild blast-induced traumatic brain injury. J Alzheimers Dis. 37 (2), 309-323 (2013).
  49. Reeder, E. L., et al. Effect of driver gas composition on production of scaled Friedlander waveforms in an open-ended shock tube model. Biomed Phys Eng Express. 8 (6), (2022).
  50. Frueh, B. C., et al. 34;Operator syndrome": A unique constellation of medical and behavioral health-care needs of military special operation forces. Int J Psychiatry Med. 55 (4), 281-295 (2020).
  51. Stewart, W., Trujillo, K. Modern warfare destroys brains: Creating awareness and educating the force on the effects of blast traumatic brain injury. Harvard Kennedy School, Belfer Center for Science and International Affairs. , https://www.belfercenter.org/sites/default/files/2020-07/ModernWarfareDestroysBrains.pdf 1-69 (2020).
  52. Lipov, E., Sethi, Z., Nandra, G., Frueh, C. Efficacy of combined subanesthetic ketamine infusion and cervical sympathetic blockade as a symptomatic treatment of PTSD/TBI in a special forces patient with a 1-year follow-up: A case report. Heliyon. 9 (4), e14891(2023).
  53. Ivory, H. R. Stellate ganglion block as treatment for risk taking behaviors among Naval Special Warfare operators and Veterans. DNA Reporter. 48 (3), 9(2023).
  54. Schindler, A. G., et al. Repetitive blast mild traumatic brain injury increases ethanol sensitivity in male mice and risky drinking behavior in male combat veterans. Alcohol Clin Exp Res. 45 (5), 1051-1064 (2021).
  55. Meabon, J. S., et al. Repetitive blast exposure in mice and combat veterans causes persistent cerebellar dysfunction. Sci Transl Med. 8 (321), 326(2016).
  56. Garman, R. H., et al. Blast exposure in rats with body shielding is characterized primarily by diffuse axonal injury. J Neurotrauma. 28 (6), 947-959 (2011).
  57. Vu, P. A., et al. Transient disruption of mouse home cage activities and assessment of orexin immunoreactivity following concussive- or blast-induced brain injury. Brain Res. 1700, 138-151 (2018).
  58. Logsdon, A. F., et al. Low-intensity blast wave model for preclinical assessment of closed-head mild traumatic brain injury in rodents. J Vis Exp. (165), (2020).
  59. Panzer, M. B., et al. A multiscale approach to blast neurotrauma modeling: Part I - Development of novel test devices for in vivo and in vitro blast injury models. Front Neurol. 3, 46(2012).
  60. Kumar, R., Nedungadi, A. Using gas-driven shock tubes to produce blast wave signatures. Front Neurol. 11, 90(2020).
  61. Panzer, M. B., Wood, G. W., Bass, C. R. Scaling in neurotrauma: how do we apply animal experiments to people. Exp Neurol. 261, 120-126 (2014).
  62. Bowen, I. G., Fletcher, E. R., Richmond, D. R., Hirsch, F. G., White, C. S. Biophysical mechanisms and scaling procedures applicable in assessing responses of the thorax energized by air-blast overpressures or by nonpenetrating missiles. Ann N Y Acad Sci. 152 (1), 122-146 (1968).
  63. Bass, C. R., Rafaels, K. A., Salzar, R. S. Pulmonary injury risk assessment for short-duration blasts. J Trauma. 65 (3), 604-615 (2008).
  64. Bass, C. R., et al. Brain injuries from blast. Ann Biomed Eng. 40 (1), 185-202 (2012).
  65. Rafaels, K., et al. Survival risk assessment for primary blast exposures to the head. J Neurotrauma. 28 (11), 2319-2328 (2011).
  66. Wood, G. W., et al. Scaling in blast neurotrauma. Injury Biomechanics Res: Proceedings of the 40th International Workshop. , 549-558 (2013).
  67. Wang, L., et al. Why do woodpeckers resist head impact injury: a biomechanical investigation. PLoS One. 6 (10), e26490(2011).
  68. Van Wassenbergh, S., et al. Woodpeckers minimize cranial absorption of shocks. Curr Biol. 32 (14), 3189-3194 (2022).
  69. Gibson, L. Woodpecker pecking: how woodpeckers avoid brain injury. J Zool. 270 (3), 462-465 (2006).
  70. Jean, A., et al. An animal-to-human scaling law for blast-induced traumatic brain injury risk assessment. Proc Natl Acad Sci U S A. 111 (43), 15310-15315 (2014).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Myszy poddane dzia aniu fali uderzeniowejpowtarzalny model fali uderzeniowejpneumatyczna rura szokowaparadygmat urazu spowodowanego fal uderzeniowmikroskopia elektronowaocena neurobehawioralnaanaliza ci nienia w czasieprzewlek a ekspozycja na fal uderzeniowwojskowe urazy m zgu

Powiązane artykuły