Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Obciążenie serca za pomocą pasywnego zwiększania ciśnienia w lewym przedsionku i pasywnego obciążenia następczego do oceny przeszczepu

1.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/66624

⸱

2 sierpnia 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Cardiac Surgery, Massachusetts General Hospital, Harvard Medical School, 2Center for Engineering in Medicine and Surgery, Massachusetts General Hospital and Harvard Medical School, Shriners Children's Boston, 3VentriFlo Inc

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Protokół opisuje system perfuzji serca ex vivo u świń, w którym bezpośrednie obciążenie lewej komory może służyć jako technika oceny zdrowia przeszczepu, zapewniając jednocześnie holistyczną ocenę funkcji przeszczepu. Omówiono również projekt systemu i możliwe wskaźniki oceny.

Streszczenie

Perfuzja maszynowa ex vivo lub perfuzja maszynowa normotermiczna to metoda konserwacji, która zyskała duże znaczenie w dziedzinie transplantacji. Pomimo ogromnych możliwości oceny ze względu na stan bicia serca, obecna praktyka kliniczna opiera się na ograniczonych trendach metabolicznych do oceny przeszczepu. Pomiary hemodynamiczne uzyskane z obciążenia lewej komory serca przyciągnęły znaczną uwagę w tej dziedzinie ze względu na ich potencjał jako obiektywnych parametrów oceny. W efekcie protokół ten zapewnia łatwy i skuteczny sposób włączania możliwości ładowania do istniejących systemów perfuzyjnych Langendorffa poprzez proste dodanie dodatkowego zbiornika. Co więcej, wykazano wykonalność zastosowania pasywnego zwiększania ciśnienia w lewym przedsionku do obciążenia, podejścia, które, według naszej wiedzy, nie zostało wcześniej zademonstrowane. Uzupełnieniem tego podejścia jest pasywne obciążenie końcowe Windkessel, które działa jak komora zgodności, maksymalizując perfuzję mięśnia sercowego podczas rozkurczu. Wreszcie, podkreśla zdolność do uchwycenia wskaźników funkcjonalnych podczas obciążenia serca, w tym ciśnienia tętna w lewej komorze, kurczliwości i rozluźnienia, w celu wykrycia niedoborów funkcji przeszczepu serca po dłuższych okresach przechowywania (˃6 h).

Wprowadzenie

Ortotopowy przeszczep serca jest obecnie złotym standardem opieki nad pacjentami ze schyłkową niewydolnością serca1. Niestety, dziedzina ta jest znacznie ograniczona przez poważny kryzys związany z niedoborem dawców, co powoduje, że każdego roku wykonuje się tylko 2 000 przeszczepów serca, podczas gdy ponad 20 000 osób skorzystałoby z procedury ratującej życie2. Oczekuje się, że ten niedobór narządów będzie się pogłębiał, ponieważ przewiduje się, że częstość występowania niewydolności serca w samych Stanach Zjednoczonych przekroczy 8 milionów osób do 2030 roku3. Stały wzrost czasu przeżycia na listach oczekujących - w wyniku lepszego zarządzania medycznego, postępu w mechanicznym wspomaganiu krążenia i zmian w polityce alokacji UNOS - spowodował dalszy wzrost liczby pacjentów potrzebujących przeszczepu w danym momencie4,5.

Ex vivo perfuzja maszynowa lub normotermiczna perfuzja maszynowa (NMP) to metoda konserwacji, która ułatwiła rozszerzenie puli zaopatrzenia, umożliwiając wykorzystanie narządów pobranych po śmierci krążeniowej (DCD), jednocześnie osiągając pewne wydłużenie czasu przechowywania5,6,7,8. W przeciwieństwie do statycznego przechowywania w chłodni, obecnego złotego standardu konserwacji, NMP utrzymuje narządy w stanie metabolicznie aktywnym, co stwarza możliwość monitorowania i oceny przeszczepów w czasie rzeczywistym, stając się standardową metodą konserwacji przeszczepów DCD8,9. Jednak urządzenia NMP stosowane obecnie klinicznie są ograniczone do trybu perfuzji Langendorffa, który nie ma wskaźników ilościowych do przewidywania wyników przeszczepu i nie jest w stanie uchwycić parametrów funkcjonalnych6. Na przykład akumulacja mleczanu podczas perfuzji Langendorffa została uznana za najlepszy metaboliczny predyktor wyników po przeszczepie i jest obecnie stosowana w warunkach klinicznych jako wskaźnik zastępczy dla zdrowia przeszczepu serca10. Jednak nawet jako najlepszy biomarker do oceny nie jest w stanie wiarygodnie przewidzieć potrzeby mechanicznego wspomagania krążenia po przeszczepie11,12. Podobnie, możliwości predykcyjne powszechnie stosowanych parametrów hemodynamicznych (tj. ciśnienia w aorty i przepływu krwi w naczyniach wieńcowych) są w dużej mierze ograniczone przez wsteczny charakter obecnie klinicznie stosowanych konfiguracji perfuzji serca maszynowej9.

Opracowanie protokołów oceny dla dokładnego i precyzyjnego określania zdrowia przeszczepu serca podczas NMP miałoby ogromny wpływ w tej dziedzinie, poza poprawą wyników po przeszczepie. Obiektywne narzędzia predykcyjne umożliwiłyby wiarygodną ocenę i prawdopodobne wykorzystanie narządów o marginalnych lub rozszerzonych kryteriach (tj. przedłużony czas niedokrwienia ciepłego (> 30 min) i zimnego (> 6 godzin), zwiększony wiek dawcy (> 55 ), inne choroby współistniejące itp.) zarówno od DCD, jak i dawców śmierci mózgu (DBD), które są obecnie odrzucane do przeszczepu ze względu na rygorystyczne kryteria selekcji13. Umożliwiając stosowanie serc marginalnych, NMP może ułatwić zwiększenie podaży narządów, ponieważ szacuje się, że udany przeszczep połowy serc, które obecnie nie są używane, wystarczyłby do wyeliminowania listy oczekujących na przeszczep serca w ciągu 2-3 lat14. Pomiary hemodynamiczne uzyskane z obciążenia lewej komory podczas NMP przyciągnęły znaczną uwagę w tej dziedzinie ze względu na ich potencjał jako obiektywnych parametrów oceny. Wcześniejsze badania wykazały, że te parametry, takie jak ciśnienie tętna w lewej komorze serca, kurczliwość i rozluźnienie, bardziej wskazują na funkcję przeszczepu serca niż na trendy metaboliczne15,16,17.

W efekcie, wysiłki zostały poświęcone na rozwój i identyfikację optymalnych metod ładowania, aby zmaksymalizować dokładność oceny. Dzięki tym wysiłkom inne grupy zidentyfikowały najważniejszy sposób perfuzji aorty podczas obciążenia, przy czym zaobserwowano silniejszą korelację między parametrami hemodynamicznymi a funkcją po przeszczepie podczas wdrażania pasywnego obciążenia następczego (tj. braku wstecznej perfuzji aorty podczas ładowania) w porównaniu z obciążeniem następczym wspomaganym pompą (tj. wsteczna perfuzja do aorty podczas ładowania)18. Wskazuje to, że wspomagana perfuzja wieńcowa prawdopodobnie maskuje braki funkcjonalne. Wcześniejsze badania z powodzeniem włączyły pasywne obciążenia wtórne do konfiguracji perfuzyjnych poprzez implementację systemów naśladujących efekt Windkessela18,19,20. Efekt Windkessela pomaga w tłumieniu wahań ciśnienia krwi, utrzymaniu ciągłego przepływu krwi do tkanek i poprawie perfuzji wieńcowej. Protokół ten osiąga pasywne obciążenie następcze oparte na Windkessel za pomocą zmodyfikowanego worka dożylnego (IV) zamkniętego w dwóch sprężynowych płytkach, w których perfuzja wieńcowa jest zależna wyłącznie od wyrzutu serca (zgłoszony do opatentowania).

Użycie pasywnego zwiększania ciśnienia w lewym przedsionku (LA) (tj. ciśnienia zależnego od grawitacji) podczas ładowania, chociaż powszechna praktyka w przypadku perfuzji serc małych zwierząt, jest rzadko stosowana w ładowaniu dużych serc21,22,23. Zamiast tego zdecydowana większość metod opisanych w literaturze opiera się na pompach wtórnych do zwiększania ciśnienia w LA18,24,25,26,27,28. Zwiększanie ciśnienia w LA przez zbiornik zależny od grawitacji, a nie przez pompę, znacznie upraszcza wdrażanie protokołów ładowania. Zastosowanie grawitacji zapewnia stałe i stałe źródło ciśnienia, co znacznie zmniejsza potrzebę stosowania skomplikowanych systemów sterowania w celu osiągnięcia i utrzymania odpowiedniego ciśnienia LA. Co więcej, dzięki takiemu podejściu do zwiększania ciśnienia wyeliminowano konieczność stosowania pompy wtórnej, co ułatwia włączenie możliwości ładowania do obecnych konfiguracji Langerdoff, ponieważ potrzebny jest tylko dodatkowy zbiornik. Integracja możliwości ładowania z klinicznie wykorzystywanymi systemami perfuzji maszynowej wzmocniłaby zastosowanie urządzeń NMP serca, ułatwiając szczegółową ocenę przeszczepów serca w okresie konserwacji. W efekcie maksymalizacja użyteczności systemu, który wiąże się ze znacznym obciążeniem finansowym dla opieki nad pacjentem ze względu na transport i wykorzystanie urządzenia29.

Ten protokół demonstruje możliwość zastosowania zarówno pasywnego obciążenia następczego, jak i pasywnego zwiększania ciśnienia LA podczas obciążenia lewej komory. Dzięki walidacji pasywnego obciążenia następczego/zwiększania ciśnienia LA jako metody ładowania, protokół ten zapewnia również łatwy i skuteczny sposób włączania możliwości ładowania do uznanych systemów perfuzji Langendorffa. Co ważne, podkreśla zdolność oceny funkcjonalnej do odkrywania różnic między żywotnymi i niewydolnymi sercami po dłuższym okresie przechowywania (˃6 h).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

To badanie zostało przeprowadzone zgodnie z wytycznymi Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC), Massachusetts General Hospital i Jove's dla zwierząt. Serca (170 - 250 g) pobrano od świń rasy Yorkshire (30 - 35 kg, wiek 3-4 miesiące, płeć mieszana) przy użyciu modelu dawstwa po śmierci mózgu i poddano perfuzji wstecznej (Langendorff) przez 6 godzin przed załadunkiem. Wszystkie przeszczepy były wystawione na działanie zimnego niedokrwienia w czasie około 1 godziny podczas instrumentacji.

1. Konstrukcja systemu

  1. Sprawdź, czy system składa się z komory organowej (11.046 cala x 7.595 cala x 3.095 cala), dwóch zbiorników (4 l i 1 l), jednego natleniacza z podwójnym płaszczem i worka Windkessel (WB). Sprawdź, czy oba zbiorniki zawierają wbudowany środek przeciwpieniący, który eliminuje pienienie.
  2. Sprawdź, czy elementy są bezpiecznie połączone silikonowymi rurkami, przy czym mniejszy zbiornik, WB i komora organowa są w dwóch różnych konfiguracjach (Rysunek 1A) w zależności od modalności perfuzji (tj. Langendorff kontra obciążenie).
    1. Podłącz podstawę komory organowej do górnej części dużego (żylnego) zbiornika za pomocą rurki 3/8 cala. Umieść duży zbiornik poniżej komory organowej, aby umożliwić cyrkulację grawitacyjną perfuzatu z komory do zbiornika.
    2. Podłącz dno dużego zbiornika do portu dopływowego głowicy pompy za pomocą rurki 3/8 cala.
    3. Podłącz port odpływowy głowicy pompy do rurki 3/8 cala wyposażonej w reduktor 3/8 cala do 1/4 cala i rurkę 1/4 cala na drugim końcu. Podłącz 1/4 cala do portu dopływowego oksygenatora.
    4. Zamontuj port odpływowy natleniacza za pomocą rurki 1/4 cala ze złączem Y na końcu. Zamontuj oba końce złącza Y za pomocą rurki 1/4 cala.
    5. Sekwencja 1 - Wzorzec przepływu perfuzacji podczas perfuzji Langendorffa (niebieska przerywana linia w Rysunek 1A)
      1. Zamontuj pierwszy koniec złącza Y za pomocą ekspandera 1/4 cala do 3/8 cala z wbudowanym złączem luer. Podłącz rurkę 3/8 cala do pierwszego portu w dolnej części WB. Podłącz trójdrogowy zawór luer do złącza luer na ekspanderze i wykorzystaj go do dostarczania kroplówki adenozyny.
    6. Sekwencja 2 - Wzorzec przepływu perfuzyjnego podczas perfuzji z ładunkiem (pomarańczowa przerywana linia w Rysunek 1A)
      1. Podłącz drugi koniec złącza Y do górnej części mniejszego (ładującego) zbiornika. Przymocuj Hoffman clamp do rurki i użyj go do kontroli napełnienia zbiornika.
      2. Umieść przewód przelewowy od górnej części zbiornika załadowczego do większego zbiornika.
      3. Dopasuj dno zbiornika załadowczego za pomocą rurki 1/4 cala i podłącz do portu u podstawy komory organowej. Dodaj trójdrogowy zawór luer w połowie długości rurki do dostarczania adenozyny i zawór jednokierunkowy tuż przed dotarciem do komory narządu.
      4. Podłącz drugi koniec portu komory organowej do kaniuli pod kątem prostym.
    7. Umieść worek Windkessel (WB) bezpośrednio nad komorą organową. Zamontuj drugi port przelewowy na dnie WB za pomocą rurki 3/8 cala i podłącz do dowolnego portu dopływowego zbiornika żylnego. Zamocuj zacisk Hoffmana i całkowicie go zamknij, aby zatrzymać płyn przez ten port podczas Langendorffa i wyreguluj w trybie obciążenia, aby modulować ciśnienie w aorcie.
    8. Podłącz trójdrogowy zawór luer do portu przelewowego w górnej części WB i użyj rurki 1/4 cala, aby podłączyć WB do dowolnego portu dolotowego w zbiorniku żylnym. Przymocuj Hoffman clamp do rurki 1/4 cala. Trzymaj zacisk całkowicie zamknięty podczas perfuzji Langendorffa i dostosuj w trybie ładowania, aby modulować ciśnienie w aortach.
    9. Podłącz trzeci port odpływowy na WB do portu aorty w komorze narządowej przez rurkę 3/8 cala, z przerwą w dolnej 3/4 długości na sondę temperatury.

2. Przygotowanie systemu perfuzyjnego

  1. Przygotować perfuzat bazowy składający się z 0,96% buforu Krebsa-Henseleit, 9,915 mM dekstranu, 25 mM wodorowęglanu sodu, 1,054 mM albuminy surowicy bydlęcej, 1% paciorkowca Pen, 0,13% insuliny, 0,02% hydrokortyzonu, 0,5% heparyny i 2,75 mM chlorku wapnia. Doprowadzić objętość do 4 l za pomocą wody destylowanej.
  2. Konfiguracja systemu perfuzyjnego
    1. Wypłucz wszystkie przewody, elementy systemu i zbiorniki wodą destylowaną i podłącz ponownie we właściwej kolejności (Rysunek 1A).
    2. Umieść worek Windkessel między dwiema płytami akrylowymi i dokręć go za pomocą zestawu śruba-sprężyna (rysunek uzupełniający 1).
    3. Podłącz trójdrogowy zawór luer do połączenia luer portu aorty i portu przedsionkowego komory narządu (Rysunek 1B). Podłącz dwa czujniki ciśnienia do skrzynki narządowej, jeden na zaworze podłączonym do portu aorty w górnej części komory narządu, a drugi na zaworze podłączonym do portu przedsionkowego w dolnej części komory narządu.
    4. Skalibruj czujniki ciśnienia, otwierając je na powietrze (ciśnienie 0 mmHg) i ustawiając ten odczyt na 0 w urządzeniu rejestrującym.
    5. Podłącz dwa czujniki przepływu do przewodów systemowych. Podłącz czujnik mierzący przepływ aorty do rurki 3/8 cala łączącej balans bieli z portem aortalnym. Podłącz czujnik mierzący przepływ przedsionkowy do rurki łączącej zbiornik załadowczy z portem przedsionkowym.
    6. Podłącz sondę temperatury do rurki 3/8 cala łączącej balans bieli z portem aortalnym. Podłącz rurkę odpowietrzającą do trzeciego portu zaworu przymocowanego do portu aorty i utrzymuj go otwartym przez cały czas. Podłącz drugi koniec przewodu do dowolnego dopływu zbiornika żylnego.
    7. Podłącz wymiennik ciepła do natleniacza i ustaw go na 38 °C. Podłącz przewód 100% tlenu do portu dopływu gazu na natleniaczu. Włącz tlen do 0,5 l/min.
  3. Gruntowanie systemu
    1. Dodać 2 litry perfuzatu do systemu za pomocą komory organowej. Włączyć pompę pulsacyjną i pozwolić perfuzatowi krążyć (pomijając zbiornik załadowczy), aż perfuzat zostanie natleniony do minimum pO2 wynoszącego 400 mmHg, a temperatura osiągnie ~35 °C.
    2. Pozwól perfuzatowi krążyć i wypełnij wszystkie elementy systemu, aby usunąć powietrze. Masuj rurki zawierające resztki pęcherzyków powietrza, aby je usunąć. Następnie usuń powietrze uwięzione w porcie aorty, zwiększając ciśnienie poprzez częściowe zablokowanie odpływu płynu i zwiększenie natężenia przepływu pompy. Ten wzrost ciśnienia przepchnie powietrze przez rurkę przedmuchującą/odpowietrzającą.
    3. Pozostawić perfuzat do cyrkulacji, aż osiągnie żądaną temperaturę (37 °C, monitorowaną w sposób ciągły za pomocą sondy temperatury), przeprowadzić wstępną ocenę parametrów biochemicznych w celu zapewnienia prawidłowego stężenia jonów (Tabela 1) i odpowiedniego natlenienia.
      UWAGA: Odczytaj poziomy jonów i pH po doprowadzeniu roztworu do temperatury (37 °C) i odpowiednim natlenieniu.

3. Pobieranie przeszczepów serca

  1. Uspokoić zwierzęta za pomocą domięśniowego wstrzyknięcia atropiny (0,04 mg/kg), telazolu (4,4 mg/kg) i ksylazyny (2,2 mg/kg).
  2. Po podaniu środków uspokajających przenieś zwierzęta na salę operacyjną i uzyskaj dostęp żylny za pomocą linii dożylnej umieszczonej w dowolnym uchu.
  3. Podawać bolus Propofolu (0,16-0,33 mg/kg) przez linię dożylną i testować szkodliwe bodźce 3 minuty po wstrzyknięciu. Jeśli nie występują żadne odruchy, zaintubuj zwierzę i utrzymuj znieczulenie poprzez ciągłą inhalację izofluranu (3%-5%) i dożylnie fentanylu (5-20 μg/kg/h) w razie potrzeby.
  4. Po zaintubowaniu umieść mankiet uciskowy w jednej z przednich kończyn i podłącz czujnik EKG na wierzchołku dolnej wargi w celu monitorowania saturacji tlenem.
  5. Rozpocznij kroplówkę z solą fizjologiczną i podawaj ją przez linię dożylną ucha. Umieść serwetę chirurgiczną na brzusznej części zwierzęcia.
  6. Podać dożylnie bolus cytrynianu fentanylu (5 μg/kg) w ramach przygotowań do sternotomii.
  7. Wykonaj pionowe nacięcie między wcięciem mostka a mieczykiem mieczykowatym za pomocą skalpela z 10 ostrzami (~25 cm). Po nacięciu użyj elektrokoagulacji, aby podzielić podskórną tkankę tłuszczową i powięź, aż do dotarcia do mostka.
  8. Po odsłonięciu oddziel przylegający osierdzie od mostka, wykonując wycięcie palca w ogonowej części mostka. Aby to zrobić, połóż palec na grzbietowej stronie mostka i oddziel przylegającą tkankę między mostkiem a wnętrznościami.
  9. Włóż dłuto w ogonową stronę mostka. Przykładając siłę do dłuta skierowanego ku niebu, użyj młotka, aby przesunąć dłuto przez kość mostka.
  10. Po zakończeniu sternotomii środkowej, określonej przez całkowite oddzielenie mostka (od wycięcia mieczykowatego do wcięcia mostkowego), umieść retraktor mostka i otwórz go aż do pełnego odsłonięcia.
  11. Naciąć osierdzia czaszkowo nożyczkami Metzenbauma, aż aorta i tętnica płucna będą widoczne.
  12. Umieść dwa szwy sznurkowe torebki (4-0 Prolene) na aorcie i zabezpiecz za pomocą sidła z opaską uciskową. Uważaj, aby szwy przechodziły przez środkową warstwę aorty, ale nie przez światło. Szwy powierzchowne nie utrzymają kaniuli korzenia aorty na miejscu, a głębokie szwy spowodują krwawienie z aorty.
  13. Podaj bolus heparyny (100 j./kg) przez ucho dożylnie i pozwól mu krążyć przez 3 minuty.
  14. Włóż kaniulę korzenia aorty 9F prostopadle do aorty między szwy sznurka torebki i zabezpiecz, delikatnie zaciskając werbel opaski uciskowej. Upewnij się, że wokół miejsca kaniulacji nie ma wycieków. Pozwól, aby linia kardioplegii kaniuli korzenia aorty została odpowietrzena, pozwalając krwi wypłynąć z aorty.
  15. Podłącz worek z roztworem kardioplegicznym do złącza luer lock. Zwiększ ciśnienie w worku kardioplegijnym za pomocą worka ciśnieniowego, aby uzyskać 80 mmHg podczas płukania. Podłącz pompę perystaltyczną do drugiej linii kaniuli korzenia aorty i użyj jej do pobrania 1 l krwi bezpośrednio z aorty.
  16. Oddziel czerwone krwinki za pomocą urządzenia do odzyskiwania krwi (czerwone krwinki są odwirowywane i przemywane solą fizjologiczną). Dodaj czerwone krwinki do systemu perfuzyjnego po osiągnięciu przez niego pożądanej temperatury.
  17. Po zebraniu wystarczającej ilości krwi użyj krzyża przezklatkowego, aby zacisnąć aortę i otworzyć linię kardioplegii, aby przepłukać narząd.
  18. Natychmiast po zaciśnięciu krzyżowym i rozpoczęciu płukania należy odpowietrzyć serce przez 5 cm nacięcie na uszku lewego przedsionka i całkowicie przecinając żyłę główną dolną. W tym czasie dodaj lód do jamy klatki piersiowej, aby obniżyć temperaturę narządu.
  19. Po udanym odpowietrzeniu należy utwardzić lub związać żyłę główną górną, aby zapobiec przedostawaniu się ciepłej krwi z głowy do schłodzonego serca.
  20. Po przepłukaniu serca 1 litrem roztworu do kardioplegii podziel wielkie naczynia, w tym aortę, główną tętnicę płucną, żyły główne górne i dolne oraz obustronne żyły płucne. Na tym kończy się eksplantat serca. Wyjmij serce z jamy.
    UWAGA: Utrzymuj jak największą długość wielkich naczyń przymocowanych do przeszczepu. Przeciąć żyły płucne jak najbliżej płuc.
  21. Zawiń narząd w gąbkę do laparotomii i umieść go na lodzie.

4. Przygotowanie do przeszczepu

  1. Przetnij gałęzie łuku aorty, aby utworzyć jedną drogę odpływu. Przełóż kaniulę aorty przez ten przewód i zabezpiecz opaską zaciskową i jedwabnym szwem 4-0 (Rysunek 2).
  2. Umieść dwubiegunowy drut stymulacyjny na tylnej ścianie prawej komory. Przeciąć żyły płucne, aby utworzyć pojedynczy przewód dopływowy do lewego przedsionka.
  3. Utwórz dwa szwy prolinowe 4-0 z torebką przez obwód lewego odcinka przedsionka. Zabezpiecz szwy za pomocą wnyków z opaską uciskową i pozostaw rozwiązane do momentu załadunku.
  4. Zamknij lewy wyrostek przedsionka za pomocą prostego ciągłego szwu (4-0 Prolene). Zapisz początkową masę serca.

5. Odrodzenie przeszczepu serca

  1. Zaciśnij rurkę 3/8 cala tuż przed portem aorty, aby zatrzymać przepływ perfuzatu. Ustaw serce tak, aby tylna ściana była skierowana w stronę operatora. Ustawić komorę organową pod kątem około 20°.
    UWAGA: Ta pozycja perfuzji przeszczepu została wybrana w celu zwiększenia pasywnego drenażu i jest zgodna z wcześniej opublikowanymi danymi wykazującymi znaczną poprawę funkcji w porównaniu do wiszącego 26.
  2. Umieść kaniulę aorty pod kątem 90° od portu aorty i powoli odblokuj linię aorty. Odpowietrzyć kaniulę aorty poprzez postępujący przepływ do niej perfuzatu.
  3. Powoli zmniejszaj kąt w kaniuli aortalnej, aż znajdzie się w jednej linii z portem aorty i będzie całkowicie połączony z linią aorty.
  4. Po całkowitym połączeniu delikatnie masuj serce, aby zapobiec wzdęciom spowodowanym wypełnieniem lewej komory. W tym okresie należy przewietrzyć lewą komorę przez otwarty lewy przedsionek.
  5. Jednocześnie należy monitorować ciśnienie w aorcie i utrzymywać je w dopuszczalnym zakresie (30 - 40 mmHg).
  6. Rozpocząć akwizycję danych i uruchomić kroplówkę adenozyny z szybkością 333 μl/min
    UWAGA: Adenozyna (2 mg/ml) jest dodawana do protokołu perfuzji w celu naśladowania obecnych warunków klinicznej perfuzji. Należy jednak podkreślić, że związane z tym rozszerzenie naczyń krwionośnych może nasilać niepożądany obrzęk narządów30,31,32.
  7. Podłącz przewody stymulacji do skrzynki stymulacji i ustaw ją na 60 uderzeń na minutę jako stymulację zapasową.
  8. Jeśli występuje migotanie, defibryluj serce za pomocą łopatek o ciśnieniu 30 J. Dostarcz tyle wstrząsów, ile potrzeba, aż do uzyskania rytmicznych skurczów.
  9. Gdy już pojawi się uporządkowany rytm (przyspieszony lub wewnętrzny), przerwij ręczne odpowietrzanie i umieść przewody EKG bezpośrednio na sercu za pomocą igieł haczykowych.
  10. Dokręć na torbie Windkessel, aż przebieg wyświetlany z czujnika ciśnienia w aortze będzie naśladował falę sinusoidalną. Serce perfekcyjne w konfiguracji Langendorffa przez 6 godzin, jak opisano wcześniej33.

6. Obciążenie przeszczepu serca

  1. Podłącz kaniulę pod kątem prostym do portu przedsionkowego komory narządu. Po podłączeniu zacisnąć kaniulę i wpuścić płyn do zbiornika załadowczego, zwalniając zacisk Hoffmana w przewodzie między natleniaczem a zbiornikiem załadowczym.
  2. Napełnij zbiornik załadowczy, aż ciśnienie osiągnie 15 - 20 mmHg. Zwiększ wydajność pompy, aby utrzymać zarówno ciśnienie w aorcie, jak i przedsionkach.
  3. Włóż połowę metalowej końcówki pod kątem prostym do lewego przedsionka z końcówką skierowaną w stronę wyrostka. To umieszczenie najbardziej konsekwentnie promuje kompetencje zastawki mitralnej.
  4. Włóż czujnik ciśnienia do lewej komory, aby zarejestrować ciśnienie w lewej komorze. Zwolnij zacisk na kaniuli i pozwól, aby lewy przedsionek się wypełnił.
  5. Po odpowietrzeniu użyj wcześniej założonych szwów i wnyków z opaską uciskową, aby całkowicie zamknąć otwór lewego przedsionka. W razie potrzeby wyreguluj kaniulę i werble, aby zminimalizować wyciek płynu.
  6. Po zabezpieczeniu kaniuli w lewym przedsionku należy całkowicie zatrzymać wsteczną perfuzję do aorty, zaciskając linię od oksygenatora do WB.
  7. Przesunąć kroplówkę adenozyny z przewodu prowadzącego do balansu bieli do przewodu między zbiornikiem załadowczym a portem przedsionkowym.

7. Koniec perfuzji

  1. Rejestruj odczyty biochemiczne, tętno, przepływ w aortach/przedsionkach i ciśnienie co 30 minut przez czas trwania eksperymentu (10 godzin). Uzyskaj odczyty biochemiczne z linii przedsionkowej w celu pomiaru dopływu i bezpośrednio z tętnicy płucnej w celu odczytów odpływu.
  2. Pod koniec perfuzji przerwij akwizycję danych, wyjmij serce i wyrzuć je.
  3. Zmobilizuj niezamocowane części systemu do dużego zlewu, zdemontuj, spłucz i wyczyść dużą ilością wody.
  4. Gdy w elementach nie będą widoczne żadne resztki krwi, zmontuj system ponownie. Dodaj duże ilości wody do systemu przez komorę narządową i około 100 ml płynnego alkalicznego detergentu, który będzie krążył z wodą.
  5. Gdy detergent zostanie dobrze wymieszany z wodą, clamp przewody systemowe, aby wszystkie zbiorniki były napełnione roztworem detergentu.
  6. Odłącz natleniacz od reszty systemu i ponownie spłucz wodą, aby usunąć całe mydło.
  7. Po całkowitym usunięciu mydła wysusz natleniacz, przepuszczając powietrze przez dopływ płynu z najwyższą możliwą prędkością.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Serca od 4 świń rasy Yorkshire (30 - 35 kg) zostały pobrane i przechowywane za pomocą NMP w układzie Langendorffa przez 6 h przed 4 h ciągłego obciążenia. Warunek eksperymentalny ten wybrano, ponieważ 6 h jest średnim klinicznym czasem przechowywania (5,1 ± 0,7 h)34. Przez dodanie 4 dodatkowych godzin ciągłego obciążenia (łącznie 10 h czasu ex vivo), oczekiwano pewnego stopnia niewydolności serca, ponieważ wcześniej zgłoszono wyraźną korelację między czasem perfuzji a spadkiem funkcji mię...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Perfuzja maszyny Normothermicznej jest potężną metodą konserwacji i oceny narządów, która wywarła ogromny wpływ na dziedzinę transplantacji serca, rozszerzając pulę dawców dorosłych serc36. Ekspansja ta jest wynikiem możliwości wykorzystania obecnie niewielkiej puli serc wcześniej uważanych za nienadające się do przeszczepu. Perfuzja maszynowa Normothermic zachowuje przeszczepy serca w stanie bicia, oferując możliwość oceny zarówno funkcjonalnej, jak i metabolicznej. Jednak pomimo swojego potencja...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

DV jest pracownikiem i założycielem VentriFlo, Inc., Pelham, NH i posiada wnioski patentowe związane z tym badaniem. Więcej informacji można znaleźć na stronie https://ventriflo.com/patents/. SNT posiada wnioski patentowe związane z tym badaniem i zasiada w Naukowej Radzie Doradczej Sylvatica Biotech Inc., firmy zajmującej się opracowywaniem technologii konserwacji narządów. Wszystkie konkurujące ze sobą interesy są zarządzane przez MGH and Partners HealthCare zgodnie z ich polityką dotyczącą konfliktu interesów. AR i AAO otrzymują fundusze na badania od Paragonix Technologies Inc.

Podziękowania

Z wdzięcznością dziękujemy za finansowanie SNT z amerykańskiego Narodowego Instytutu Zdrowia (K99/R00 HL1431149; R01HL157803; R01DK134590; R24OD034189), Narodowej Fundacji Nauki w ramach grantu nr EEC 1941543, Claflin Distinguished Scholar Award w imieniu Komitetu Wykonawczego MGH ds. Badań oraz Polsky Family Award for Leaders in Surgery. Potwierdzamy finansowanie badań AAO przez Fundację Rodziny Hassenfeld, Komitet Wykonawczy ds. Badań MGH oraz Centrum Różnorodności i Integracji MGH. Potwierdzamy finansowanie badań GO przez Sarnoff Cardiovascular Research Foundation.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Kran 4-drogowy Kowalstwo Medyczne 
4-0 Nici prolenowe Ethicon 8711
5-0 Szyjdrobne narzędzia naukowe18020-50
Łącznik aortalny VentriFLO Inc Wykonana na zamówienie
kaniula korzenia aortyMedtronic Inc 10012
Albumina surowicy bydlęcejSigmaA7906
Chlorek wapniaSigmaC7902
Oszczędzacz komórek Medtronic Inc Wkłady ATLG
Cell Saver Medtronic Inc ATLS00
DextranSigma31389
EKG przewody nasierdziowe VentriFLO Inc 
Stojak i wsporniki na sprzęt na zamówienie VentriFLO Inc 
Zewnętrzny rozrusznik serca wykonany na zamówienie Medtronic Inc 5392
Rurki stożkowe Falcon High Clarity 50 mlSondy przepływu Fisher Scientific14-432-22
 TranSonic Sytems inc 1828
Heparyna sodowa do wstrzykiwańMedplusG-0409-2720-0409-2721
Dotleniacz z pustych włókien i dożylny  ReseviorMedtronic Inc BBP241Affinity Pixie, 1L
HTP 1500  Pompa do terapii cieplnejHTP6826619
InsulinaHumulin RMGH Apteka
Iworx System Akwizycji danychIworxIX-RA-834
Bufor Krebs-Henseleit SigmaK3753
Filtr leukocytówHaemoneticsSB1E
Komora narządowaVentriFLO Inc Przewody
stymulacyjne na zamówienie BiopolarMedtronic Inc 6495
Penicylina-StreptomycynaThermoFisher Scientific15140122
Przetworniki ciśnienia IworxBP100
Pompa pulsacyjnaVentriFLO Inc 2100-0270
Rury PVC Medtronic Inc 
Kaniula z metalową końcówką kątową 20FMedtronic Inc 67318
Bikarbonian soduSigma5761
Standardowa pompa strzykawkowa PHD ULTRA CPHarvard Aparatus88-3015
Zestaw opasek uciskowych 7w Medtronic Inc 79006
Skrzynka przepływowa TranSonicSytems Inc T402
Resevior Medtronic Inc CB841Affinity Fusion, 4L
z torbą KesselVentriFLO Inc Adapter Y wykonany na zamówienie
Medtronic Inc Numer katalogowy: 10005
MX9341LHY10Z49R9

Bibliografia

  1. Khush, K. K., et al. The international thoracic organ transplant registry of the international society for heart and lung transplantation: Thirty-fifth adult heart transplantation report-2018; Focus Theme: Multiorgan Transplantation. J Heart Lung Transplant. 37 (10), 1155-1168 (2018).
  2. Colvin, M., et al. OPTN/SRTR 2018 Annual Data Report: Heart. Am J Transplant. 20, Suppl s1 340-426 (2020).
  3. Truby, L. K., Rogers, J. G. Advanced heart failure: Epidemiology, diagnosis, and therapeutic approaches. JACC Heart Fail. 8 (7), 523-536 (2020).
  4. Bakhtiyar, S. S., et al. Survival on the heart transplant waiting list. JAMA Cardiol. 5 (11), 1227-1235 (2020).
  5. Jou, S., et al. Heart transplantation: advances in expanding the donor pool and xenotransplantation. Nat Rev Cardiol. 21 (1), 25-36 (2023).
  6. Higuita, M. L., et al. Novel imaging technologies for accurate assessment of cardiac allograft performance. Curr Transplantat Rep. 10 (3), 100-109 (2023).
  7. Pinnelas, R., Kobashigawa, J. A. Ex vivo normothermic perfusion in heart transplantation: a review of the TransMedics((R)) Organ Care System. Future Cardiol. 18 (1), 5-15 (2022).
  8. Bryner, B. S., Schroder, J. N., Milano, C. A. Heart transplant advances: Ex vivo organ-preservation systems. JTCVS Open. 8, 123-127 (2021).
  9. Pahuja, M., et al. Overview of the FDA's Circulatory System Devices Panel virtual meeting on the TransMedics Organ Care System (OCS) Heart-portable extracorporeal heart perfusion and monitoring system. Am Heart J. 247, 90-99 (2022).
  10. Hamed, A., et al. 19: serum lactate is a highly sensitive and specific predictor of post cardiac transplant outcomes using the organ care system. J Heart Lung Transplant. 28 (2), 71(2009).
  11. Cernic, S., et al. Lactate during ex-situ heart perfusion does not predict the requirement for mechanical circulatory support following donation after circulatory death (DCD) heart transplants. J Heart Lung Transplant. 41 (9), 1294-1302 (2022).
  12. Messer, S. J., et al. Functional assessment and transplantation of the donor heart after circulatory death. J Heart Lung Transplant. 35 (12), 1443-1452 (2016).
  13. Sommer, W., et al. Hemodynamic and functional analysis of human DCD hearts undergoing Normothermic ex vivo perfusion. Thoracic Cardiovascular Surg. 66 (01), 268(2018).
  14. Lewis, J. K., et al. The Grand Challenges of Organ Banking: Proceedings from the first global summit on complex tissue cryopreservation. Cryobiology. 72 (2), 169-182 (2016).
  15. Ribeiro, R. V. P., et al. A pre-clinical porcine model of orthotopic heart transplantation. J Vis Exp. (146), e59197(2019).
  16. Ribeiro, R., et al. Contractility versus metabolic cardiac assessment during ex situ heart perfusion: a pre-clinical transplant study. J Heart Lung Transplant. 38 (4), S240(2019).
  17. Ribeiro, R. V. P., et al. Comparing donor heart assessment strategies during ex situ heart perfusion to better estimate posttransplant cardiac function. Transplantation. 104 (9), 1890-1898 (2020).
  18. Gellner, B., et al. The implementation of physiological afterload during ex situ heart perfusion augments prediction of posttransplant function. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 318 (1), H25-H33 (2020).
  19. Kung, E. O., Taylor, C. A. Development of a physical Windkessel module to re-create in vivo vascular flow impedance for in vitro experiments. Cardiovasc Eng Technol. 2 (1), 2-14 (2011).
  20. Pigot, H., et al. A novel nonlinear afterload for ex vivo heart evaluation: Porcine experimental results. Artif Organs. 46 (9), 1794-1803 (2022).
  21. Hill, A. J., et al. In vitro studies of human hearts. Ann Thorac Surg. 79 (1), 168-177 (2005).
  22. Saito, S., et al. Mitral valve motion assessed by high-speed video camera in isolated swine heart. Eur J Cardiothorac Surg. 30 (4), 584-591 (2006).
  23. Rosenstrauch, D., et al. Ex vivo resuscitation of adult pig hearts. Tex Heart Inst J. 30 (2), 121-127 (2003).
  24. Hatami, S., et al. Normothermic ex situ heart perfusion in working mode: Assessment of cardiac function and metabolism. J Vis Exp. (143), e58430(2019).
  25. Xin, L., et al. A new multi-mode perfusion system for ex vivo heart perfusion study. J Med Syst. 42 (2), 25(2017).
  26. Hatami, S., et al. The position of the heart during normothermic ex situ heart perfusion is an important factor in preservation and recovery of myocardial function. ASAIO J. 67 (11), 1222-1231 (2021).
  27. Abicht, J. M., et al. Large-animal biventricular working heart perfusion system with low priming volume-comparison between in vivo and ex vivo cardiac function. Thorac Cardiovasc Surg. 66 (1), 71-82 (2018).
  28. Schechter, M. A., et al. An isolated working heart system for large animal models. J Vis Exp. (88), e51671(2014).
  29. Alamouti-Fard, E., et al. Normothermic regional perfusion is an emerging cost-effective alternative in donation after circulatory death (DCD) in heart transplantation. Cureus. 14 (6), e26437(2022).
  30. TransMedics, Inc. TransMedics Organ Care System OCS Heart User Guide. , (2021).
  31. Messerli, F. H. Vasodilatory edema: a common side effect of antihypertensive therapy. Curr Cardiol Rep. 4 (6), 479-482 (2002).
  32. Headrick, J. P., et al. Adenosine and its receptors in the heart: regulation, retaliation and adaptation. Biochim Biophys Acta. 1808 (5), 1413-1428 (2011).
  33. Watanabe, M., Okada, T. Langendorff perfusion method as an ex vivo model to evaluate heart function in rats. Methods Mol Biol. 1816, 107-116 (2018).
  34. Isath, A., et al. Ex vivo heart perfusion for cardiac transplantation allowing for prolonged perfusion time and extension of distance traveled for procurement of donor hearts: An initial experience in the United States. Transplant Direct. 9 (3), e1455(2023).
  35. Hatami, S., et al. Myocardial functional decline during prolonged ex situ heart perfusion. Ann Thorac Surg. 108 (2), 499-507 (2019).
  36. Villanueva, J. E., et al. Expanding donor heart utilization through machine perfusion technologies. Curr Transplantat Rep. 9 (4), 219-226 (2022).
  37. Niederberger, P., et al. Heart transplantation with donation after circulatory death: what have we learned from preclinical studies. Circulation: Heart Failure. 12 (4), e005517(2019).
  38. Hassan, O. K. A., Higgins, A. R. The role of multimodality imaging in patients with heart failure with reduced and preserved ejection fraction. Curr Opin Cardiol. 37 (3), 285-293 (2022).
  39. Sandefur, C. C., Jialal, I. Atrial Natriuretic Peptide. StatPearls Publishing. , Treasure Island, FL. (2024).
  40. Buttner, P., et al. Role of NT-proANP and NT-proBNP in patients with atrial fibrillation: Association with atrial fibrillation progression phenotypes. Heart Rhythm. 15 (8), 1132-1137 (2018).
  41. Kohl, P., Hunter, P., Noble, D. Stretch-induced changes in heart rate and rhythm: clinical observations, experiments and mathematical models. Prog Biophys Mol Biol. 71 (1), 91-138 (1999).
  42. Safar, M. E., Lévy, B. I. Resistance vessels in hypertension. Comp Hypertension. , 145-150 (2007).
  43. Belz, G. G. Elastic properties and Windkessel function of the human aorta. Cardiovasc Drugs Ther. 9 (1), 73-83 (1995).
  44. Heward, S. J., Widrich, J. Coronary perfusion pressure. StatPearls Publishing. , Treasure Island, FL. (2019).
  45. Conway, J. Clinical assessment of cardiac output. Eur Heart J. 11, Suppl I 148-150 (1990).
  46. Stonko, D. P., et al. A technical and data analytic approach to pressure-volume loops over numerous cardiac cycles. JVS-Vascular Science. 3, 73-84 (2022).
  47. D'Alessandro, D. A., et al. Hemodynamic and clinical performance of hearts donated after circulatory death. J Am Coll Cardiol. 80 (14), 1314-1326 (2022).
  48. Joseph, S. M., et al. Acute decompensated heart failure: contemporary medical management. Tex Heart Inst J. 36 (6), 510-520 (2009).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Perfuzja ex vivoocena przeszczepu sercaperfuzja Langendorffakomora Windkesselpomiary hemodynamiczneobciążenie lewej komorywskaźniki żywotności przeszczepuperfuzja mięśnia sercowego
Obciążenie serca za pomocą pasywnego zwiększania ciśnienia w lewym przedsionku i pasywnego obciążenia następczego do oceny przeszczepu
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.