Artykuł metodologiczny

Zachowanie biomodeli świń do badań porównawczych anatomii człowieka

DOI:

10.3791/66646

⸱

30 maja 2025

 ,  ,  ,  , 
1Departamento de Ciencias Básicas Médicas, Facultad de Ciencias de la Salud, Universidad Icesi, 2Departamento de Salud Pública y Medicina Comunitaria, Facultad de Ciencias de la Salud, Universidad Icesi, 3Translational Research Laboratory in Critical Care Medicine (TransLab-CCM), Universidad Icesi

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten artykuł przedstawia protokół zachowania biomodeli świń. Proponowana metoda polega na wykorzystaniu zmodyfikowanego roztworu chilijskiego o obniżonym stężeniu formaliny. Proces konserwacji polega na podawaniu roztworu zarówno przez napełnienie, jak i zanurzenie próbki, a następnie deformizacji i zmiękczenia tkanek za pomocą gliceryny.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nauczanie anatomii człowieka w edukacji medycznej napotyka wyzwania, co wymaga skutecznych alternatyw dla studentów do praktycznego zgłębiania złożoności anatomicznej. Biomodele świń, z ich anatomicznym podobieństwem do ludzi, stanowią obiecujące rozwiązanie. W artykule przedstawiono szczegółowy protokół konserwacji biomodeli świń, odpowiadający na zapotrzebowanie na dostępne i skuteczne metody w badaniach anatomii porównawczej. W protokole tym zaproponowano zastosowanie zmodyfikowanego chilijskiego rozwiązania do konserwacji biomodelu, wykorzystując techniki formalizacji poprzez napełnianie i zanurzenie. Następnie deformalizację uzyskuje się przy użyciu zmodyfikowanego roztworu chilijskiego bez formaldehydu, a następnie procesu zmiękczania gliceryny. Biorąc pod uwagę niedostatek literatury na temat technik konserwacji oraz brak znormalizowanej procedury lub testu do oceny konserwacji tkanek, sugerujemy ocenę jakości tkanek w oparciu o miary odporności i elastyczności. Nasze wyniki wskazują na jakościowo wysoki poziom zachowania tkanek w naszych próbkach. Co więcej, te biomodele są obecnie z powodzeniem wykorzystywane do badań morfologicznych i nauczania anatomii porównawczej człowieka dla studentów medycyny.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nauczanie anatomii w szkołach medycznych często napotyka na przeszkody, takie jak trudności w dostępie do ciał ludzkich w celu przeprowadzenia sekcji oraz brak odpowiednich urządzeń. Ograniczenia te podkreślają potrzebę skutecznych alternatyw, które umożliwią uczniom praktyczne i realistyczne badanie złożoności anatomicznej. W tym kontekście, biomodele świń okazały się obiecującą alternatywą ze względu na ich anatomiczne podobieństwa do ludzi, oferując dostępny i skuteczny sposób uczenia się i nauczania anatomii1.

Techniki konserwacji anatomicznej mają na celu utrzymanie integralności tkanek biologicznych przy jednoczesnej minimalizacji uszkodzeń. Techniki te zostały wykorzystane do celów edukacyjnych, akademickich i badawczych w badaniu anatomii zarówno ludzkiej, jak i weterynaryjnej. Wiele substancji zostało przetestowanych w celu zachowania ciał, narządów i tkanek w ich naturalnym stanie tak długo, jak to możliwe2. Jednak konserwacja i konserwacja próbek anatomicznych pozostaje wyzwaniem, szczególnie w przypadku tych przeznaczonych do badań morfologicznych, gdzie wymagana jest wysoka konserwacja tkanek3.

Mimo że tradycyjnie stosowane rozwiązania są powszechnie dostępne, ograniczenia w codziennej praktyce są oczywiste. Formalina, jedna z najczęściej stosowanych substancji, ma kilka udokumentowanych wad dla konserwacji tkanek. Należą do nich jego drażniący zapach, wysoka toksyczność, związane z tym ryzyko raka i mutagenność dla osób zajmujących się handlem oraz zmiany organoleptyczne, które wywołuje w tkankach, takie jak sztywność i przebarwienia. Zmiany te mogą zmienić postrzeganie właściwości fizjologicznych tkanek podczas badania po fiksacji, potencjalnie utrudniając precyzyjne i dokładne badania morfologiczne4. Badania wykazały, że utrwalenie za pomocą wysokich stężeń formaliny powoduje większy stopień sztywności tkanki5. Alternatywne rozwiązania, takie jak technika balsamowania Thiela, wykazały obiecujące wyniki dzięki lepszemu zachowaniu oryginalnego zabarwienia i giętkości tkanek6. Jednak ta technika jest bardziej kosztowna w porównaniu z innymi rozwiązaniami7. Wyzwania te stanowią okazję do zaprojektowania i przetestowania nowych, przystępnych cenowo technik konserwacji, które nadal umożliwiają nauczanie anatomii na wysokim poziomie.

Celem tego protokołu jest opisanie metodologii stosowanej w Laboratorium Anatomii Universidad Icesi w Cali, Kolumbia, do zachowania biomodeli świń używanych jako narzędzia edukacyjne do porównawczych badań anatomii człowieka.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisana technika została opracowana w pełnej zgodności z wytycznymi Instytucjonalnej Komisji Etyki ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt w Doświadczeniach (CIECUAE) Universidad Icesi, zgodnie z Ustawą 84 z 1989 roku i Uchwałą Rektora nr 847 (9 lipca 2012). Zapewnia to zarówno rzetelność naukową, jak i dobrostan wykorzystywanych zwierząt, minimalizując ich cierpienie. Do badań wykorzystano samce świń rasy Landrace w wieku 3 miesięcy i wadze 15-20 kg. Wymagane odczynniki i sprzęt są wymienione w Tabeli materiałów.

1. Biomodel świni

  1. Ofiara ze zwierzęcia
    1. Przeprowadź ogólną ocenę weterynaryjną i poddaj kwarantannie wybraną próbkę świni przez 24 godziny. Jeśli w tym okresie zwierzę nie wykazuje żadnych objawów, należy przystąpić do eutanazji.
  2. znieczulenie
    1. Znieczulenie podawać domięśniowo za pomocą ketaminy + ksylazyny + atropiny w dawkach odpowiednio 10 mg/kg, 0,5 mg/kg i 0,04 mg/kg mc. (zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami).
      UWAGA: Zapewnij głębokie znieczulenie. Oceń głębokość znieczulenia poprzez badanie fizykalne. Głębokie znieczulenie jest wskazane przez rozszerzoną i wyśrodkowaną źrenicę, brak odruchu powiekowego, depresję odruchu rogówkowego oraz zmniejszoną częstość oddechów, tętno i ciśnienie krwi.
  3. eutanazja
    1. Podawać dożylnie 5 ml pentobarbitalu sodu/difenylohydantoiny (390/50 mg/ml). Po podaniu środka do eutanazji należy osłuchać parametry fizjologiczne zwierzęcia dla gatunku Suis Scrofa: HR, 60-90; FR, 8-18; oraz T° 37-39°C8.
    2. Monitoruj tętno, aż stopniowo spadnie i całkowicie ustanie. Obserwuj natychmiastowe zmiany, takie jak rozluźnienie zwieraczy, błony sinicze i brak reakcji na bodźce organizmu. Uznać eutanazję za zakończoną po 5 minutach osłuchiwania serca bez wykrycia bicia serca.
  4. Przechowywanie i transport
    1. Przetransportuj biomodel świni z sali zabiegowej do laboratorium anatomicznego w ciągu pół godziny od eutanazji, aby zapobiec rozkładowi i namnażaniu się drobnoustrojów, optymalizując w ten sposób konserwację biomodelu.

2. Roztwór konserwujący na bazie chilijskiego roztworu

  1. Przygotowanie zmodyfikowanego roztworu chilijskiego
    1. Użyj zmodyfikowanego chilijskiego roztworu zawierającego etanol, glicerynę, formaldehyd, chlorek benzalkoniowy, esencję aromatyczną kawy i wodę destylowaną. Upewnij się, że roztwór ma pH 7,0.
    2. Przygotuj roztwór konserwujący w zbiorniku o pojemności 50 litrów. Najpierw dodaj do zbiornika 10,6 l wody destylowanej. Następnie dodaj 7,6 l 96% etanolu, 5 l gliceryny, 0,5 l 50% chlorku benzalkoniowego i 0,1 l aromatycznej esencji kawy.
      UWAGA: Patrz Tabela 1 w celu uzyskania wymaganych stężeń i objętości każdego składnika potrzebnego do przygotowania 25 l zmodyfikowanego roztworu chilijskiego.

3. Podawanie zmodyfikowanego chilijskiego roztworu konserwującego

UWAGA: Po przygotowaniu roztworu konserwującego, podawaj go przez napełnienie i zanurzenie.

  1. Podawanie przez uzupełnienie zmodyfikowanego chilijskiego roztworu konserwującego
    UWAGA: Do tego zabiegu należy używać odzieży bioasekuracyjnej: półmaski wielokrotnego użytku z filtrami A1P2, okularów bezpieczeństwa biologicznego, jednorazowego fartucha chirurgicznego z długim rękawem, czepka chirurgicznego, legginsów i rękawiczek nitrylowych.
    1. Dostęp chirurgiczny
      1. Wykonaj nacięcie wzdłuż linea alba (za pomocą rękojeści skalpela 4, ostrza 22) od wyrostka mieczykowatego do okolicy łonowej.
      2. Zidentyfikuj podskórną tkankę komórkową i włókna mięśniowe mięśnia prostego brzucha.
        UWAGA: W momencie nacięcia zidentyfikuj skąpą tkankę tłuszczową przylegającą do skóry, znaną jako podskórna tkanka komórkowa, oraz włókna mięśniowe mięśnia prostego brzucha znajdujące się głębiej9.
      3. Ostrożnie przeciąć, aby uzyskać dostęp do otrzewnej, zapewniając jej otwarcie do jamy brzusznej bez uszkadzania wątroby i jelit, które zostaną natychmiast odsłonięte.
      4. Cofnij pętle jelitowe na prawą stronę jamy brzusznej. Zidentyfikuj otrzewną ciemieniową pokrywającą lewą nerkę i naczynia nerkowe. Użyj tych struktur naczyniowych, aby zlokalizować aortę brzuszną.
      5. Znajdź pojawienie się lewej szypułki nerkowej. Usuń otrzewną pokrywającą aortę 5 cm powyżej tętnicy nerkowej.
      6. Po odsłonięciu lewej szypułki nerki należy zmobilizować pętle jelitowe i naciąć otrzewną pokrywającą wnękę. Przeprowadź sekcję przednio-tylną, aby najpierw zidentyfikować żyłę nerkową, która jest większa i znajduje się z przodu.
      7. Zlokalizuj tętnicę nerkową z tyłu, podążając za jej trajektorią do początku w aorcie brzusznej. Na koniec zidentyfikuj miedniczkę nerkową, najbardziej tylną strukturę wnęki9.
      8. Ostrożnie wypreparuj tylną część aorty. Użyj jedwabiu 0/0, aby podwiązać aortę węzłem powyżej poziomu tętnicy nerkowej i innym węzłem 5 cm powyżej.
      9. Natychmiast zacisnąć aortę za pomocą dwóch klamer Kelly'ego na obu końcach izolowanego odcinka aorty.
      10. Naciąć ścianę aorty końcówką nożyczek Metzembaum, wykonując nacięcie o długości około 0,3 cm w przedniej ścianie aorty, uważając, aby jej nie przebić.
      11. Zapnij dystalny koniec, jednocześnie wyjmując zacisk Kelly'ego, aby wprowadzić igłę w kształcie litery L o średnicy 3,2 mm do światła tętnicy. Usuń proksymalny zacisk Kelly'ego i rozpocznij perfuzję zmodyfikowanego chilijskiego roztworu konserwującego.
    2. Perfuzja aorty zmodyfikowanego chilijskiego roztworu konserwującego
    3. Przystąpić do perfuzji zmodyfikowanego chilijskiego roztworu konserwującego.
      UWAGA: Podawać 0,25 l/kg pod ciśnieniem 10 funtów za pomocą pompy perfuzyjnej.
    4. Koniec perfuzji
      1. Po zakończeniu perfuzji roztworu konserwującego wyjmij kaniulę perfuzyjną i zawiąż miejsce wprowadzenia jedwabiem 0/0, aby zapobiec refluksowi roztworu konserwującego. Zamknij brzuch, zszywając nacięcie na kresie białej jedwabiem 0/0.
        UWAGA: Aby ocenić, czy osiągnięto odpowiednią perfuzję, sprawdź ostre wskaźniki wysycenia: wydłużenie kończyn górnych i dolnych, obfitość szyjną i piersiową oraz spływ roztworu przez nozdrza. Przybliżony czas perfuzji to 2 godziny.
  2. Podawanie przez zanurzenie
    UWAGA: Do tego zabiegu należy używać odzieży bioasekuracyjnej: półmaski wielokrotnego użytku z filtrami A1P2, okularów bezpieczeństwa biologicznego, jednorazowego fartucha chirurgicznego z długim rękawem, czepka chirurgicznego, legginsów i rękawiczek nitrylowych.
    1. Podawanie przez zanurzenie zmodyfikowanego chilijskiego roztworu konserwującego
      1. Próbkę świni należy przechowywać w zbiorniku o pojemności 300 litrów wypełnionym tym samym roztworem konserwującym, który opisano w kroku 2.
        UWAGA: Upewnij się, że biomodel jest całkowicie zanurzony przy użyciu około 150 l roztworu. Po zanurzeniu przechowuj biomodel w temperaturze 20 °C przez 6 miesięcy. Wskaźniki odpowiedniego zachowania obejmują brak oznak rozkładu (np. obrzęk ciała, obrzęk, nieprzyjemny zapach, siność i kruchość tkanek).

4. Roztwór deformujący na bazie roztworu chilijskiego

  1. Przygotowanie roztworu do deformolizacji
    1. Użyj zmodyfikowanego chilijskiego roztworu zawierającego etanol, glicerynę, chlorek benzalkoniowy, esencję aromatyczną kawy i wodę destylowaną. Upewnij się, że roztwór ma pH 7,0.
  2. Przygotować roztwór do deformolizacji w zbiorniku o pojemności 50 l. Najpierw dodaj 11,1 l wody destylowanej, następnie 7,8 l 96% etanolu, 5 l gliceryny, 1 l 50% chlorku benzalkoniowego i 0,1 l aromatycznej esencji kawy.
    UWAGA: Patrz Tabela 2 w celu uzyskania wymaganych stężeń i objętości każdego składnika potrzebnego do przygotowania 25 l zmodyfikowanego roztworu chilijskiego wolnego od formaldehydu.

5. Deformacja

UWAGA: Do tej procedury używaj odzieży bezpieczeństwa biologicznego: półmaski wielokrotnego użytku z filtrami A1P2, okularów bezpieczeństwa biologicznego, jednorazowego fartucha chirurgicznego z długim rękawem, czepka chirurgicznego, legginsów i rękawiczek nitrylowych.

  1. Podawanie przez zanurzenie w niezawierającym formaldehydu modyfikowanym chilijskim roztworze konserwującym
    1. Pod koniec 6-miesięcznego okresu konserwacji w zanurzeniu przenieś biomodel do 300-litrowego zbiornika wypełnionego niezawierającym formaldehydu modyfikowanym chilijskim roztworem konserwującym. Przechowuj biomodel przez 4 tygodnie.
      UWAGA: Upewnij się, że biomodel jest całkowicie zanurzony przy użyciu około 150 l roztworu.

6. Zmiękczanie gliceryny

  1. Bezpośrednio po procesie deformolizacji zanurz biomodel w roztworach o rosnących stężeniach gliceryny rozcieńczonej w wodzie: 50%, 70% i 90% gliceryny. Utrzymuj biomodel w każdym stężeniu przez jeden tydzień.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Celem tego protokołu jest przedstawienie skutecznej i realnej techniki, która pozwala na zachowanie biomodeli świń do porównawczego nauczania anatomii człowieka. Obecnie nie ma ustandaryzowanych metod ani testów do oceny zachowania modelu. W związku z tym ogólne zachowanie modelu oceniono za pomocą wskaźników wypełnienia roztworu i oznak rozkładu po zakończeniu protokołu na próbkach. Ponadto, aby obiektywnie ocenić przydatność biomodeli do celów dydaktycznych i badawczych, zaplanowano porównanie cech tkanek wybranych str...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tradycyjnie, badania anatomiczne opierały się na ludzkich zwłokach; Jednak wyzwania związane z pozyskiwaniem tych próbek doprowadziły do zbadania alternatywnych metod. Biomodele świń okazały się cennymi narzędziami do badania anatomii człowieka, oferując podobieństwa anatomiczne, które ułatwiają uczenie się i jego ekstrapolację do zastosowań medycznych u ludzi 12,13,14,15. Chociaż techniki kons...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wyrażamy wdzięczność Wydziałowi Podstawowych Nauk Medycznych oraz Biuru Badawczemu Universidad Icesi za ich wsparcie w tych badaniach.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Chlorek benzalkoniowyProté cnica Ingenierí a PROQUAT BC 50/80Numer CAS. 68424-85-1
EtanolNie dotyczyNie dotyczyEtanol 96%
FormaldehydAlbor quí micosNie dotyczyFormaldehyd
GlicerynaNie dotyczyNie dotyczy
Pompa iniekcyjnaDis&aaostry; nchezSpecjalny wtryskiwacz YA-02Pompa iniekcyjna
Kleszcze Kelly'egoNie dotyczyNie dotyczyKleszcze Kelly'ego
Nożyczki MetzembaumNie dotyczyNożyczki Metzembaum
Igła&aaostry; nchezLcanule L canule Skalpel
Nie dotyczyNie dotyczyRękojeść skalpela 4/ Ostrze skalpela 22
Szew  JedwabNie dotyczyNie dotyczySzew Jedwab 0/0
gliceryny Dis

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Gonzalez, L. M., Moeser, A. J., Blikslager, A. T. Porcine models of digestive disease: the future of large animal translational research. Transl Res. 166 (1), 12-27 (2015).
  2. Guerra, J. A. B. Historia de la preservación de cadáveres humanos. Morfolia. 1, 3(2009).
  3. Balta, J. Y., Cronin, M., Cryan, J. F., O'Mahony, S. M. Human preservation techniques in anatomy: A 21st century medical education perspective. Clin Anat. 28 (6), 725-734 (2015).
  4. Bernardini, L., Barbosa, E., Charão, M. F., Brucker, N. Formaldehyde toxicity reports from in vitro and in vivo studies: A review and updated data. Drug Chem Toxicol. 45 (3), 972-984 (2022).
  5. Theeuwes, H. P., van Riel, M., Lange, J. F., Kleinrensink, G. J. A new model for training on human specimens in surgical-anatomical skills labs. Anat Physiol Biochem Int J. 3 (1), 0013-0017 (2017).
  6. Rakuša, M., Šaherl, L. K. Thiel embalming method used for anatomy dissection as an educational tool in teaching human anatomy, in research, and in training in comparison of different methods for long term preservation. Folia Morphol. 82 (3), 449-456 (2023).
  7. Hammer, N., et al. Comparison of modified Thiel embalming and ethanol-glycerin fixation in an anatomy environment: Potentials and limitations of two complementary techniques. Anat Sci Educ. 8 (1), 74-85 (2015).
  8. Jackson, P. G. G., Cockcroft, P. D., Elmhurst, S. Clinical examination of farm animals: Wiley Online Library. , (2002).
  9. Delaney, C. P. Netter's surgical anatomy and approaches. E-Book: Netter's Surgical Anatomy and Approaches E-Book. , Elsevier Health Sciences. (2020).
  10. Agache, P. G., Monneur, C., Leveque, J. L., De Rigal, J. Mechanical properties and Young's modulus of human skin in vivo. Arch Dermatol Res. 269, 221-232 (1980).
  11. McKee, C. T., Last, J. A., Russell, P., Murphy, C. J. Indentation versus tensile measurements of Young's modulus for soft biological tissues. Tissue Eng Part B Rev. 17 (3), 155-164 (2011).
  12. Echarte, O. Z. Evaluación del nuevo dispositivo Surgicric para cricotiroidotomía de emergencia en un modelo porcino. Rev Electr AnestesiaR. 8 (12), 2(2016).
  13. Vargas, D., et al. Caracterización de las arterias coronarias en corazón de porcino como modelo anatómico didáctico en estudiantes del área de la salud. Morfolia. 12 (1), 56-74 (2020).
  14. Fernández-Trujillo, L., et al. El biomodelo porcino en la investigación médica traslacional: del biomodelo al humano en trasplante pulmonar. Biomédica. 39 (2), 300-313 (2019).
  15. Villate, M. A. M., Méndez, J. D. B., Echeverry, J. E. P. Anatomía quirúrgica del ojo: Revisión anatómica del ojo humano y comparación con el ojo porcino. Morfolia. 8 (3), 21-44 (2016).
  16. Kocbek, L., Rakuša, M. Thiel's embalming method: Review of the literature and our institute's experience. Acta Med Biotechnol. 10 (2), 34-42 (2017).
  17. Guerrero Guzmán, C. C., et al. Restoration and conservation of anatomic pieces. Anat Cell Biol. 52 (3), 255-261 (2019).
  18. Balta, J. Y., Lamb, C., Soames, R. W. A pilot study comparing the use of Thiel- and formalin-embalmed cadavers in the teaching of human anatomy. Anat Sci Educ. 8 (1), 86-91 (2015).
  19. Hayashi, S., et al. History and future of human cadaver preservation for surgical training: From formalin to saturated salt solution method. Anat Sci Int. 91, 1-7 (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Anatomia por wnawczakonserwacja biomodelitechniki formalinizacjizmodyfikowany roztw r chilijskikonserwacja tkanekzmi kczanie glicerynbadania morfologiczneedukacja medyczna
Film wkrótce dostępny

Powiązane artykuły