Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Mysi model tętniaka aorty brzusznej za pomocą okołoprzybytkowego nacieku chlorku wapnia i elastazy

2.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/66674

⸱

2 sierpnia 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Vascular Surgery, Department of General Surgery, West China Hospital, Sichuan University, 2Key Laboratory of Birth Defects and Related Diseases of Women and Children of MOE, State Key Laboratory of Biotherapy, West China Second University Hospital, Sichuan University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Ten manuskrypt przedstawia protokół tworzenia mysiego modelu tętniaka aorty brzusznej myszy przy użyciu chlorku wapnia i elastazy, łącząc zalety poprzednich metod modelowania. Model ten można wykorzystać do badania mechanizmów patofizjologicznych leżących u podstaw tętniaków aorty brzusznej.

Streszczenie

Tętniak aorty brzusznej (AAA) jest chorobą zagrażającą życiu, związaną z wysoką śmiertelnością. Charakteryzuje się trwałym poszerzeniem aorty brzusznej przy co najmniej 50% wzroście średnicy tętnicy. Wprowadzono różne modele zwierzęce AAA, aby naśladować zmiany patofizjologiczne i badać mechanizmy leżące u podstaw AAA. Wśród tych modeli powszechnie stosuje się modele AAA indukowane chlorkiem wapnia (CaCl2) i elastazą u myszy. Metody te mają jednak pewne ograniczenia. Tradycyjna wewnątrzświetlna perfuzja elastazy trzustkowej (PPE) świń wiąże się z dużą trudnością techniczną i wysokim odsetkiem pęknięć, podczas gdy okołoprzybytkowe podawanie środków ochrony osobistej daje niespójne wyniki. Ponadto w modelu AAA indukowanym przez CaCl2 brakuje ludzkich cech AAA, takich jak zakrzepica tętnic i pęknięcie tętniaka. W związku z tym zaproponowano łączne zastosowanie CaCl2 i PPE jako podejście mające na celu zwiększenie wskaźników sukcesu i wywołanie większego wzrostu średnicy w modelach zwierzęcych AAA. W niniejszym manuskrypcie przedstawiono kompleksowy protokół tworzenia mysiego modelu AAA poprzez naciekanie okołoaortalne PPE i CaCl2 w odcinku podnerkowym aorty brzusznej. Postępując zgodnie z tym protokołem, możemy osiągnąć wskaźnik powstawania AAA na poziomie około 90% przy technicznej prostocie i odtwarzalności. Dalsze eksperymenty ultrasonograficzne i histologiczne potwierdzają, że model ten skutecznie odwzorowuje zmiany morfologiczne i patologiczne obserwowane u ludzkiego tętniaka tętniaka.

Wprowadzenie

Tętniak aorty brzusznej (AAA) jest definiowany jako zwiększenie średnicy aorty brzusznej o więcej niż 50% lub maksymalna średnica aorty przekraczająca 3 cm. Stan ten stanowi poważne zagrożenie dla życia, z około 90% śmiertelnością po pęknięciu tętniaka1,2,3. Obecnie otwarta chirurgiczna naprawa i wewnątrznaczyniowa naprawa aorty (EVAR) są jedynymi dostępnymi interwencjami dla pacjentów z AAA4,5,6. Nie ma jednak wystarczających dowodów na skuteczność leczenia w hamowaniu powstawania tętniaków lub spowalnianiu tempa wzrostu aorty brzusznej u pacjentów, którzy nie mają wskazań chirurgicznych7. Niemniej jednak niespecyficzne leczenie, w tym stały nadzór nad maksymalną średnicą tętniaka, kontrola ciśnienia krwi, terapia przeciwpłytkowa i statyny, są stosowane w celu maksymalnego zmniejszenia ryzyka nagłego pęknięcia tętniaka i potencjalnych zdarzeń sercowo-naczyniowych i neurologicznych. Mimo to rola leków przeciwpłytkowych i statyn w zapobieganiu pęknięciu tętniaka pozostaje kontrowersyjna i wymaga dalszych badań5,7,8,9,10.

Stabilny model zwierzęcy AAA jest niezbędny do badania patogenezy AAA, a liczne metody zostały wprowadzone w celu ustanowienia takiego modelu11,12,13. Obecnie chlorek wapnia (CaCl2), elastaza, angiotensyna II (Ang II), ksenoprzeszczepy i modele transgeniczne są używane do tworzenia modeli AAA gryzoni11,12,13. Wśród nich Ang II jest najczęściej stosowany u myszy, podczas gdy CaCl2 i elastaza są również szeroko stosowane u myszy i szczurów11,12,13,14. Model AAA indukowany przez Ang II jest jedynym modelem zwierzęcym zdolnym do indukowania miażdżycy, który bardzo przypomina ludzką patologię AAA, co jest proste i powtarzalne oraz eliminuje potrzebę laparotomii11,12,13. Jednak w przeciwieństwie do modeli indukowanych przez CaCl2 lub elastazę, miejsce tętniaków indukowanych przez Ang II jest niepewne i często obserwowane w aorcie zstępującej lub aorcie nadnerczowej brzusznej, ze zwiększonym ryzykiem pęknięcia11,12,13,14. Częstość występowania tętniaków w modelu AAA indukowanym przez Ang II u myszy z niedoborem genu może wynosić nawet 100%, podczas gdy tylko u 39% myszy C57BL/6 rozwinęły się tętniaki, a czas i koszt ekonomiczny uzyskania myszy z niedoborem genu są wysokie13,15.

Początkowo wprowadzony przez Gertza i wsp., CaCl2 został wykorzystany do wywołania powstawania tętniaka w tętnicy szyjnej, a później zmodyfikowany przez Chiou i wsp. w celu ustanowienia modelu AAA u myszy16,17. Jednak pomimo swojej zdolności do wywoływania rozpadu włókien elastycznych, zapalenia naczyń i degradacji macierzy zewnątrzkomórkowej, CaCl2 nie ma kilku cech AAA u ludzi, w tym miażdżycy, skrzepliny śródświetlnej (ILT) i pęknięcia tętniaka12,18. Ponadto tempo tworzenia i procentowy wzrost średnicy w okołoaorcie CaCl2 pozostają niestabilne13,19. Początkowy śródświetlny model perfuzji elastazy trzustkowej świń (PPE) do indukcji AAA został opracowany przez Anidjara i in. w 1990 roku, a następnie raport Bhamidipati i wsp. na temat okołoprzybytkowej infiltracji PPE w modelu mysim20,21. Obecnie większość modeli zwierzęcych AAA indukowanych elastazą wykorzystuje protokół Bhamidipati ze względu na jego wykonalność i minimalnie inwazyjny charakter. Należy jednak pamiętać, że częstość występowania i maksymalna średnica AAA mogą się różnić i są na ogół niższe niż w przypadku perfuzji wewnątrzaortalnej PPE. Co więcej, tętniaki wywołane okołoaortalnym zastosowaniem elastazy wykazują tendencję do samoistnego gojenia11,12,20,21,22,23.

Aby rozwiązać te ograniczenia, Tanaka i in. zaproponowali podejście łączone polegające na doświetlnej perfuzji PPE i infiltracji CaCl2 w celu stworzenia modelu AAA u szczurów, co przyniosło zadowalające wyniki24. Ponadto Zhu i wsp. wykazali, że model PPE + CaCl2 oferuje takie korzyści, jak wyższe wskaźniki przeżycia i zwiększone tempo tworzenia tętniaków w porównaniu zarówno z grupą z pojedynczym PPE, jak i grupą PPE + BAPN25. To połączone podejście wykazuje również dobrą stabilność i odtwarzalność. Co więcej, Bi i wsp. z powodzeniem stworzyli model AAA u królika poprzez połączenie okołoaortalnego CaCl2 i inkubacji elastazy. Średni współczynnik dylatacji wynosił 65,3% ± 8,9% w dniu 5, który następnie wzrósł do 86,5% ± 28,7% w dniu 15 i znacznie wzrósł do 203,6% ± 39,1% w dniu 3026. Jednak obecnie nie ma literatury opisującej indukcję AAA u gryzoni poprzez połączenie okołoaortalnego CaCl2 i aplikacji elastazy.

Ten manuskrypt przedstawia standardowy protokół tworzenia mysiego modelu AAA poprzez połączone użycie okołoprzybytkowego CaCl2 i infiltracji elastazy. W kolejnych rozdziałach przedstawiono szczegółowe zabiegi chirurgiczne oraz przedstawiono reprezentatywne wyniki mysiego modelu AAA.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Protokół eksperymentu na zwierzętach był zgodny z Przewodnikiem Narodowego Instytutu Zdrowia dla Opieki i Użytkowania Zwierząt Laboratoryjnych (NIH Pub No. 86/23, 1985) i został zatwierdzony przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Szpitala Zachodniochińskiego, Uniwersytet Sichuan (Numer Zatwierdzenia 202311300012). Do tego badania wykorzystano od ośmiu do dziesięciu tygodni samców myszy C57 / B6J. Szczegółowe informacje na temat stosowanych odczynników i sprzętu są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Przygotowanie przedoperacyjne

  1. Zaopatrz zwierzęta i nakarm je normalną dietą z czystą wodą w standardowych warunkach (temperatura 24 °C, wilgotność 40%-50%, 12-godzinny cykl jasny-ciemny).
  2. Pokrój wacik na paski o wymiarach 40 mm x 4 mm i wysterylizuj go wraz z nożyczkami, kleszczami i innym sprzętem chirurgicznym.
  3. Umieść zwierzę w komorze indukcyjnej aparatu do znieczulenia i użyj 3%-3,5% izofluranu do szybkiego wywołania znieczulenia (zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami). Dodatkowo należy przepisać butorfanol (1 mg/kg, wstrzyknięcie domięśniowe) jako prewencyjny lek przeciwbólowy.
    1. Wyjmij mysz z komory, gdy przestanie reagować na stymulację bólową, a następnie załóż maskę na mysz i utrzymuj głębokość znieczulenia za pomocą 1%-1,5% izofluranu. Monitoruj częstość i głębokość oddechu co 5-10 minut.
  4. Umieść mysz w pozycji leżącej na poduszce grzewczej, użyj taśmy klejącej, aby unieruchomić kończyny i nałóż maść do oczu, aby zapobiec wysuszeniu.
  5. Użyj golarki elektrycznej lub płynu do depilacji, aby całkowicie usunąć włosy w okolicy brzucha, a następnie zdezynfekuj ten obszar wacikami nasączonymi jodonem i etanolem w ruchach okrężnych co najmniej trzy razy.

2. Zabieg chirurgiczny

  1. Umieść mysz pod mikroskopem stereoskopowym. Użyj nożyczek, aby wykonać podłużne nacięcie o długości około 2-2,5 cm wzdłuż linii środkowej brzucha.
  2. Wejdź do jamy otrzewnej przez linea alba (dostęp przezbrzuszny), umieść retraktor, aby odsłonić jamę otrzewnej i umieść jelita i okrężnicę w prawej połowie brzucha za pomocą zwykłej gazy nasączonej solą fizjologiczną.
  3. Wykonaj oddzielenie tkanki łącznej i tłuszczowej przylegającej do aorty brzusznej podnerkowej i żyły głównej dolnej (IVC) za pomocą kleszczy i wacików. Delikatnie rozwarstwij aortę brzuszną i odsłoń szczelinę między aortą brzuszną a leżącą nad nią częścią mięśnia lędźwiowego większego, jak wcześniej wspomniano25.
    1. Włóż wysterylizowane paski wacika do tej szczeliny, bardzo uważając, aby nie uszkodzić tętnicy lędźwiowej lub żyły. Nie jest konieczne izolowanie aorty brzusznej od IVC.
  4. Namocz wacik 0,9 M CaCl2 i umieść go na przydance aorty brzusznej na 15 minut. Podczas procesu infiltracji należy przykryć jamę brzuszną wysterylizowaną gazą.
  5. Delikatnie wyjmij wacik nasączony CaCl2 i przemyj infiltrowany segment 0,9% roztworem soli fizjologicznej.
  6. Rozcieńczyć elastazę do 2 mg/ml (8 j./ml) za pomocąddH2O. Za pomocą strzykawki insulinowej nanieść 50 μl rozcieńczonej elastazy na podnerkowy odcinek aorty brzusznej i owinąć paski wacika, aby zakryć aortę brzuszną i IVC. Użyj wysterylizowanej gazy do przykrycia jamy brzusznej podczas procesu infiltracji. W grupie Sham należy użyć 0,9% soli fizjologicznej, aby zastąpić CaCl2 i PPE.
  7. 15 minut później ostrożnie usuń paski gazy i wacika. Przesuń jelita i okrężnicę z powrotem do ich pierwotnych pozycji, przykryj leczoną aortę krezką i zwilż jelita, aby zapobiec zrostowe.
  8. Zamknij warstwę mięśniową i skórę oddzielnie za pomocą niewchłanialnego szwu polipropylenowego 6-0. Zdezynfekuj obszar operacyjny jodonem powidonu i etanolem.
  9. Umieść mysz na poduszce grzewczej i monitoruj jej stan oddychania, aż odzyska przytomność. Rejestruj czas operacji i liczbę zwierząt doświadczalnych. Karprofen (5 mg/kg mc., podskórnie) należy przepisać jako środek przeciwbólowy pooperacyjny przez co najmniej 3 dni po zabiegu, zgodnie z zaleceniami lekarza weterynarii.

3. Badanie ultrasonograficzne

  1. 21 dni po zabiegu należy przeprowadzić badanie ultrasonograficzne w celu oceny częstości występowania tętniaka tętniaka.
  2. Znieczulij mysz (zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami) i usuń włosy na brzuchu, jak opisano wcześniej.
  3. Umieść mysz na poduszce grzewczej ultrasonografu gryzoni. Zastosuj supulę ultradźwiękową do brzucha i zmierz maksymalną średnicę tętniaka oraz średnicę normalnego odcinka aorty brzusznej.
    1. Oblicz zwiększony procent aorty brzusznej podnerkowej. Kryterium pomyślnego powstania AAA jest to, że maksymalna średnica AAA wzrosła o 50% lub więcej w porównaniu ze średnicą normalnego odcinka podnerkowej aorty brzusznej.
  4. Użyj serwetki, aby zetrzeć pozostałą suplantę ultradźwiękową po badaniu i umieść mysz na poduszce grzewczej, aż w pełni się zregeneruje.

4. Pobieranie aorty brzusznej i eksperymenty patologiczne

  1. Ofiarować mysz w wyniku przedawkowania izofluranu następnego dnia po badaniu ultrasonograficznym (zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami).
  2. Otwórz klatkę piersiową i jamę brzuszną i przeprowadź perfuzję z 1x PBS przez lewą komorę, aż płuca i wątroba staną się białe, postępując zgodnie z procedurą opisaną w poprzedniej literaturze27.
  3. Użyj suwmiarki cyfrowej, aby zmierzyć zewnętrzną średnicę aorty podnerkowej. Pobrać podnerkową aortę brzuszną pod mikroskopem stereoskopowym i przechowywać naczynie w 4% paraformaldehydzie przez 24-48 godzin.
  4. Usuń tkankę łączną i tłuszczową otaczającą aortę brzuszną. Osadź aortę w parafinie, aby przygotować sekcje, tnąc je na plastry 3-5 μm, jak opisano wcześniej18,28.
  5. Wykonaj barwienie hematoksyliną i eozyną (H&E), trichromem Massona i Elastic-Van Gieson (EVG) na odparafinowanych plastrach za pomocą odpowiednich zestawów do barwienia zgodnie z instrukcjami producenta.
    1. Analizuj strukturę naczyń i stan zapalny za pomocą barwienia H&E, obserwuj degradację macierzy zewnątrzkomórkowej (ECM) i włókien kolagenowych za pomocą barwienia trichromem Massona oraz badaj włókna elastyczne za pomocą barwienia EVG.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W niniejszym badaniu wzięto udziałem łącznie 24 myszy, które przydzielono losowo: odpowiednio 12 do grupy Sham oraz 12 do grupy PPE + CaCl2. Wszystkie dane przedstawiono jako średnie ± odchylenia standardowe, chyba że zaznaczono inaczej. Średni czas operacji wynosił 55,67 min ± 4,08 min. Nie odnotowano zgonów śródoperacyjnych ani pęknięć tętniaków, a przeżywalność w ciągu 21 dni po zabiegu wyniosła 100%. Nie zaobserwowano ciężkich zrostów jelitowych ani powikłań związanych z dyssekcją aorty brzusznej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Badania nad mechanizmami molekularnymi AAA wymagają stabilnego modelu zwierzęcego. W związku z tym od czasu jego początkowego opracowania przez Economou i in. w latach sześćdziesiątych XX wieku powstało wiele modeli zwierzęcych AAA29. Wśród tych modeli, CaCl2 jest często stosowany u gryzoni ze względu na jego opłacalność, prostotę techniczną i niezawodną odtwarzalność. Wykazano jednak, że okołonaczyniowy naciek CaCl2 jest niestabilny w tworzeniu AAA. Bi i wsp. oraz Freestone ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują, że badanie zostało przeprowadzone przy braku jakichkolwiek powiązań handlowych lub finansowych, które mogłyby być interpretowane jako potencjalny konflikt interesów.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez Narodowe Fundacje Nauk Przyrodniczych Chin (nr 82300542, 81770471), Sichuan Science and Technology Program (nr 2022YFS0359, 2019JDRC0104) oraz Post-Doctor Research Project, West China Hospital, Sichuan University (nr 2023HXBH108). Organy finansujące nie odegrały żadnej roli w projektowaniu badania, gromadzeniu, analizie i interpretacji danych oraz pisaniu manuskryptu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Aparat anestezjologicznyRWDR550
ButorfanolJiangsu Hengrui Pharmaceutical Co., Ltd220608BP1ml: 1mg
C57BL / 6JGpt Samce myszyGemPharmatechN000013
Chlorek wapniaSigma AldrichC4901100 g
KarprofenMCEHY-B1227100 mg
Dietadla chowDossy Experimental Animals Co.Ltd
suwmiarka cyfrowaGreenerIP54
EtanolJinhe Pharmaceutical Co.Ltd53968275%/500 mL
Zestaw do barwienia EVGSolarbioG1597
GraphPad PrismGraphpadVer 9.0.0
H& E Zestaw do barwieniaServicebioG1076
Strzykawka insulinowaBD2143420
IzofluranRWDR510-22-4100 ml
Zestaw do barwienia MassonServicebioG1006
Sól fizjologiczna normalnaServicebioG4702500 ml
ParaformaldehydBiosharpBL539A4%/500 ml
PBS, 1xServicebioG4202500 mL
Elastaza trzustkowa wieprzowaSigma AldrichE1250100 mg
Povidine JodineYongan Pharmaceutical Co.Ltd5%/100 mg
Prolene Polipropylenowy szewEthicon LLC8709H
System ultrasonograficzny gryzoniMikroskopVevo 3100LT
OlympusSZ61
Ultradźwiękowy CouplantKepplerKL-250250 g
stereoskopowy Fujifilm

Bibliografia

  1. Chaikof, E. L., et al. The Society for Vascular Surgery practices guidelines on the care of patients with an abdominal aortic aneurysm. J Vasc Surg. 67 (1), 2-77 (2018).
  2. Johnston, K. W., et al. Suggested standards for reporting on arterial aneurysms. Subcommittee on reporting standards for arterial aneurysms, ad hoc committee on reporting standards, society for vascular surgery and north American chapter, international society for cardiovascular surgery. J Vasc Surg. 13 (3), 452-458 (1991).
  3. Bown, M. J., Sutton, A. J., Bell, P. R. F., Sayers, R. D. A meta-analysis of 50 years of ruptured abdominal aortic aneurysm repair. Br J Surg. 89 (6), 714-730 (2002).
  4. Erbel, R., et al. Esc guidelines on the diagnosis and treatment of aortic diseases: Document covering acute and chronic aortic diseases of the thoracic and abdominal aorta of the adult. The task force for the diagnosis and treatment of aortic diseases of the European Society of Cardiology (ESC). Eur Heart J. 35 (41), 2873-2926 (2014).
  5. Wanhainen, A., et al. Editor's choice - European Society for Vascular Surgery (ESVS) 2019 clinical practice guidelines on the management of abdominal aorto-iliac artery aneurysms. Eur J Vasc Endovasc Surg. 57 (1), 8-93 (2019).
  6. Veith, F. J., Ohki, T., Lipsitz, E. C., Suggs, W. D., Cynamon, J. Treatment of ruptured abdominal aneurysms with stent grafts: A new gold standard. Semin Vasc Surg. 16 (2), 171-175 (2003).
  7. Golledge, J., Thanigaimani, S., Powell, J. T., Tsao, P. S. Pathogenesis and management of abdominal aortic aneurysm. Eur Heart J. 44 (29), 2682-2697 (2023).
  8. Wanhainen, A., et al. Editor's choice -- European Society for Vascular Surgery (ESVS) 2024 clinical practice guidelines on the management of abdominal aorto-iliac artery aneurysms. Eur J Vasc Endovasc Surg. 67 (2), 192-331 (2024).
  9. Golledge, J., et al. Lack of an effective drug therapy for abdominal aortic aneurysm. J Intern Med. 288 (1), 6-22 (2020).
  10. Li, R., Liu, Y., Jiang, J. Research advances in drug therapy for abdominal aortic aneurysms over the past five years: An updated narrative review. Int J Cardiol. 372, 93-100 (2023).
  11. Lysgaard Poulsen, J., Stubbe, J., Lindholt, J. S. Animal models used to explore abdominal aortic aneurysms: A systematic review. Eur J Vasc Endovasc Surg. 52 (4), 487-499 (2016).
  12. Sénémaud, J., et al. Translational relevance and recent advances of animal models of abdominal aortic aneurysm. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 37 (3), 401-410 (2017).
  13. Patelis, N., et al. Animal models in the research of abdominal aortic aneurysm development. Physiol Res. 66 (6), 899-915 (2017).
  14. Golledge, J., Krishna, S. M., Wang, Y. Mouse models for abdominal aortic aneurysm. Br J Pharmacol. 179 (5), 792-810 (2022).
  15. Deng, G. G., et al. Urokinase-type plasminogen activator plays a critical role in angiotensin II-induced abdominal aortic aneurysm. Circ Res. 92 (5), 510-517 (2003).
  16. Gertz, S. D., Kurgan, A., Eisenberg, D. Aneurysm of the rabbit common carotid artery induced by periarterial application of calcium chloride in vivo. J Clin Invest. 81 (3), 649-656 (1988).
  17. Chiou, A. C., Chiu, B., Pearce, W. H. Murine aortic aneurysm produced by periarterial application of calcium chloride. J Surg Res. 99 (2), 371-376 (2001).
  18. Zhang, S., Cai, Z., Zhang, X., Ma, T., Kong, W. A calcium phosphate-induced mouse abdominal aortic aneurysm model. J Vis Exp. (189), e64173(2022).
  19. Isenburg, J. C., Simionescu, D. T., Starcher, B. C., Vyavahare, N. R. Elastin stabilization for treatment of abdominal aortic aneurysms. Circulation. 115 (13), 1729-1737 (2007).
  20. Anidjar, S., et al. Elastase-induced experimental aneurysms in rats. Circulation. 82 (3), 973-981 (1990).
  21. Bhamidipati, C. M., et al. Development of a novel murine model of aortic aneurysms using peri-adventitial elastase. Surgery. 152 (2), 238-246 (2012).
  22. Xue, C., Zhao, G., Zhao, Y., Chen, Y. E., Zhang, J. Mouse abdominal aortic aneurysm model induced by perivascular application of elastase. J Vis Exp. (180), e63608(2022).
  23. Origuchi, N., et al. Aneurysm induced by periarterial application of elastase heals spontaneously. Int Angiol. 17 (2), 113-119 (1998).
  24. Tanaka, A., Hasegawa, T., Zhi, C., Okita, Y., Okada, K. A novel rat model of abdominal aortic aneurysm using a combination of intraluminal elastase infusion and extraluminal calcium chloride exposure. J Vasc Surg. 50 (6), 1423-1432 (2009).
  25. Zhu, J. X., et al. Establishment of a new abdominal aortic aneurysm model in rats by a retroperitoneal approach. Front Cardiovasc Med. 9, 808732(2022).
  26. Bi, Y., et al. Development of a novel rabbit model of abdominal aortic aneurysm via a combination of periaortic calcium chloride and elastase incubation. PLoS One. 8 (7), e68476(2013).
  27. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. J Vis Exp. (65), e3564(2012).
  28. Ishida, Y., et al. Prevention of CaCl2-induced aortic inflammation and subsequent aneurysm formation by the CCL3-CCR5 axis. Nat Commun. 11 (1), 5994(2020).
  29. Economou, S. G., Taylor, C. B., Beattie, E. J., Davis, C. B. Persistent experimental aortic aneurysms in dogs. Surgery. 47, 21-28 (1960).
  30. Freestone, T., Turner, R. J., Higman, D. J., Lever, M. J., Powell, J. T. Influence of hypercholesterolemia and adventitial inflammation on the development of aortic aneurysm in rabbits. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 17 (1), 10-17 (1997).
  31. Carsten, C. G., et al. Elastase is not sufficient to induce experimental abdominal aortic aneurysms. J Vasc Surg. 33 (6), 1255-1262 (2001).
  32. Yue, J., Yin, L., Shen, J., Liu, Z. A modified murine abdominal aortic aneurysm rupture model using elastase perfusion and angiotensin II infusion. Ann Vasc Surg. 67, 474-481 (2020).
  33. Ailawadi, G., et al. Gender differences in experimental aortic aneurysm formation. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 24 (11), 2116-2122 (2004).
  34. Furubayashi, K., et al. The significance of chymase in the progression of abdominal aortic aneurysms in dogs. Hypertens Res. 30 (4), 349-357 (2007).
  35. Bi, Y., et al. Performance of a modified rabbit model of abdominal aortic aneurysm induced by topical application of porcine elastase: 5-month follow-up study. Eur J Vasc Endovasc Surg. 45 (2), 145-152 (2013).
  36. Wu, X. F., Zhang, J., Paskauskas, S., Xin, S. J., Duan, Z. Q. The role of estrogen in the formation of experimental abdominal aortic aneurysm. Am J Surg. 197 (1), 49-54 (2009).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Model tętniaka aorty brzusznej u myszyinfiltracja chlorkiem wapniaaplikacja periadwentycjalnapodnerkowa aorta brzusznapogrubienie ściany aortydegradacja macierzy zewnątrzkomórkowejpomiar ultradźwiękowybadanie histologiczne
Mysi model tętniaka aorty brzusznej za pomocą okołoprzybytkowego nacieku chlorku wapnia i elastazy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.