Artykuł metodologiczny

Mysi model tętniaka aorty brzusznej za pomocą okołoprzybytkowego nacieku chlorku wapnia i elastazy

DOI:

10.3791/66674

⸱

2 sierpnia 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Vascular Surgery, Department of General Surgery, West China Hospital, Sichuan University, 2Key Laboratory of Birth Defects and Related Diseases of Women and Children of MOE, State Key Laboratory of Biotherapy, West China Second University Hospital, Sichuan University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten manuskrypt przedstawia protokół tworzenia mysiego modelu tętniaka aorty brzusznej myszy przy użyciu chlorku wapnia i elastazy, łącząc zalety poprzednich metod modelowania. Model ten można wykorzystać do badania mechanizmów patofizjologicznych leżących u podstaw tętniaków aorty brzusznej.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tętniak aorty brzusznej (AAA) jest chorobą zagrażającą życiu, związaną z wysoką śmiertelnością. Charakteryzuje się trwałym poszerzeniem aorty brzusznej przy co najmniej 50% wzroście średnicy tętnicy. Wprowadzono różne modele zwierzęce AAA, aby naśladować zmiany patofizjologiczne i badać mechanizmy leżące u podstaw AAA. Wśród tych modeli powszechnie stosuje się modele AAA indukowane chlorkiem wapnia (CaCl2) i elastazą u myszy. Metody te mają jednak pewne ograniczenia. Tradycyjna wewnątrzświetlna perfuzja elastazy trzustkowej (PPE) świń wiąże się z dużą trudnością techniczną i wysokim odsetkiem pęknięć, podczas gdy okołoprzybytkowe podawanie środków ochrony osobistej daje niespójne wyniki. Ponadto w modelu AAA indukowanym przez CaCl2 brakuje ludzkich cech AAA, takich jak zakrzepica tętnic i pęknięcie tętniaka. W związku z tym zaproponowano łączne zastosowanie CaCl2 i PPE jako podejście mające na celu zwiększenie wskaźników sukcesu i wywołanie większego wzrostu średnicy w modelach zwierzęcych AAA. W niniejszym manuskrypcie przedstawiono kompleksowy protokół tworzenia mysiego modelu AAA poprzez naciekanie okołoaortalne PPE i CaCl2 w odcinku podnerkowym aorty brzusznej. Postępując zgodnie z tym protokołem, możemy osiągnąć wskaźnik powstawania AAA na poziomie około 90% przy technicznej prostocie i odtwarzalności. Dalsze eksperymenty ultrasonograficzne i histologiczne potwierdzają, że model ten skutecznie odwzorowuje zmiany morfologiczne i patologiczne obserwowane u ludzkiego tętniaka tętniaka.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tętniak aorty brzusznej (AAA) jest definiowany jako zwiększenie średnicy aorty brzusznej o więcej niż 50% lub maksymalna średnica aorty przekraczająca 3 cm. Stan ten stanowi poważne zagrożenie dla życia, z około 90% śmiertelnością po pęknięciu tętniaka1,2,3. Obecnie otwarta chirurgiczna naprawa i wewnątrznaczyniowa naprawa aorty (EVAR) są jedynymi dostępnymi interwencjami dla pacjentów z AAA4,5,6. Nie ma jednak wystarczających dowodów na skuteczność leczenia w hamowaniu powstawania tętniaków lub spowalnianiu tempa wzrostu aorty brzusznej u pacjentów, którzy nie mają wskazań chirurgicznych7. Niemniej jednak niespecyficzne leczenie, w tym stały nadzór nad maksymalną średnicą tętniaka, kontrola ciśnienia krwi, terapia przeciwpłytkowa i statyny, są stosowane w celu maksymalnego zmniejszenia ryzyka nagłego pęknięcia tętniaka i potencjalnych zdarzeń sercowo-naczyniowych i neurologicznych. Mimo to rola leków przeciwpłytkowych i statyn w zapobieganiu pęknięciu tętniaka pozostaje kontrowersyjna i wymaga dalszych badań5,7,8,9,10.

Stabilny model zwierzęcy AAA jest niezbędny do badania patogenezy AAA, a liczne metody zostały wprowadzone w celu ustanowienia takiego modelu11,12,13. Obecnie chlorek wapnia (CaCl2), elastaza, angiotensyna II (Ang II), ksenoprzeszczepy i modele transgeniczne są używane do tworzenia modeli AAA gryzoni11,12,13. Wśród nich Ang II jest najczęściej stosowany u myszy, podczas gdy CaCl2 i elastaza są również szeroko stosowane u myszy i szczurów11,12,13,14. Model AAA indukowany przez Ang II jest jedynym modelem zwierzęcym zdolnym do indukowania miażdżycy, który bardzo przypomina ludzką patologię AAA, co jest proste i powtarzalne oraz eliminuje potrzebę laparotomii11,12,13. Jednak w przeciwieństwie do modeli indukowanych przez CaCl2 lub elastazę, miejsce tętniaków indukowanych przez Ang II jest niepewne i często obserwowane w aorcie zstępującej lub aorcie nadnerczowej brzusznej, ze zwiększonym ryzykiem pęknięcia11,12,13,14. Częstość występowania tętniaków w modelu AAA indukowanym przez Ang II u myszy z niedoborem genu może wynosić nawet 100%, podczas gdy tylko u 39% myszy C57BL/6 rozwinęły się tętniaki, a czas i koszt ekonomiczny uzyskania myszy z niedoborem genu są wysokie13,15.

Początkowo wprowadzony przez Gertza i wsp., CaCl2 został wykorzystany do wywołania powstawania tętniaka w tętnicy szyjnej, a później zmodyfikowany przez Chiou i wsp. w celu ustanowienia modelu AAA u myszy16,17. Jednak pomimo swojej zdolności do wywoływania rozpadu włókien elastycznych, zapalenia naczyń i degradacji macierzy zewnątrzkomórkowej, CaCl2 nie ma kilku cech AAA u ludzi, w tym miażdżycy, skrzepliny śródświetlnej (ILT) i pęknięcia tętniaka12,18. Ponadto tempo tworzenia i procentowy wzrost średnicy w okołoaorcie CaCl2 pozostają niestabilne13,19. Początkowy śródświetlny model perfuzji elastazy trzustkowej świń (PPE) do indukcji AAA został opracowany przez Anidjara i in. w 1990 roku, a następnie raport Bhamidipati i wsp. na temat okołoprzybytkowej infiltracji PPE w modelu mysim20,21. Obecnie większość modeli zwierzęcych AAA indukowanych elastazą wykorzystuje protokół Bhamidipati ze względu na jego wykonalność i minimalnie inwazyjny charakter. Należy jednak pamiętać, że częstość występowania i maksymalna średnica AAA mogą się różnić i są na ogół niższe niż w przypadku perfuzji wewnątrzaortalnej PPE. Co więcej, tętniaki wywołane okołoaortalnym zastosowaniem elastazy wykazują tendencję do samoistnego gojenia11,12,20,21,22,23.

Aby rozwiązać te ograniczenia, Tanaka i in. zaproponowali podejście łączone polegające na doświetlnej perfuzji PPE i infiltracji CaCl2 w celu stworzenia modelu AAA u szczurów, co przyniosło zadowalające wyniki24. Ponadto Zhu i wsp. wykazali, że model PPE + CaCl2 oferuje takie korzyści, jak wyższe wskaźniki przeżycia i zwiększone tempo tworzenia tętniaków w porównaniu zarówno z grupą z pojedynczym PPE, jak i grupą PPE + BAPN25. To połączone podejście wykazuje również dobrą stabilność i odtwarzalność. Co więcej, Bi i wsp. z powodzeniem stworzyli model AAA u królika poprzez połączenie okołoaortalnego CaCl2 i inkubacji elastazy. Średni współczynnik dylatacji wynosił 65,3% ± 8,9% w dniu 5, który następnie wzrósł do 86,5% ± 28,7% w dniu 15 i znacznie wzrósł do 203,6% ± 39,1% w dniu 3026. Jednak obecnie nie ma literatury opisującej indukcję AAA u gryzoni poprzez połączenie okołoaortalnego CaCl2 i aplikacji elastazy.

Ten manuskrypt przedstawia standardowy protokół tworzenia mysiego modelu AAA poprzez połączone użycie okołoprzybytkowego CaCl2 i infiltracji elastazy. W kolejnych rozdziałach przedstawiono szczegółowe zabiegi chirurgiczne oraz przedstawiono reprezentatywne wyniki mysiego modelu AAA.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół eksperymentu na zwierzętach był zgodny z Przewodnikiem Narodowego Instytutu Zdrowia dla Opieki i Użytkowania Zwierząt Laboratoryjnych (NIH Pub No. 86/23, 1985) i został zatwierdzony przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Szpitala Zachodniochińskiego, Uniwersytet Sichuan (Numer Zatwierdzenia 202311300012). Do tego badania wykorzystano od ośmiu do dziesięciu tygodni samców myszy C57 / B6J. Szczegółowe informacje na temat stosowanych odczynników i sprzętu są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Przygotowanie przedoperacyjne

  1. Zaopatrz zwierzęta i nakarm je normalną dietą z czystą wodą w standardowych warunkach (temperatura 24 °C, wilgotność 40%-50%, 12-godzinny cykl jasny-ciemny).
  2. Pokrój wacik na paski o wymiarach 40 mm x 4 mm i wysterylizuj go wraz z nożyczkami, kleszczami i innym sprzętem chirurgicznym.
  3. Umieść zwierzę w komorze indukcyjnej aparatu do znieczulenia i użyj 3%-3,5% izofluranu do szybkiego wywołania znieczulenia (zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami). Dodatkowo należy przepisać butorfanol (1 mg/kg, wstrzyknięcie domięśniowe) jako prewencyjny lek przeciwbólowy.
    1. Wyjmij mysz z komory, gdy przestanie reagować na stymulację bólową, a następnie załóż maskę na mysz i utrzymuj głębokość znieczulenia za pomocą 1%-1,5% izofluranu. Monitoruj częstość i głębokość oddechu co 5-10 minut.
  4. Umieść mysz w pozycji leżącej na poduszce grzewczej, użyj taśmy klejącej, aby unieruchomić kończyny i nałóż maść do oczu, aby zapobiec wysuszeniu.
  5. Użyj golarki elektrycznej lub płynu do depilacji, aby całkowicie usunąć włosy w okolicy brzucha, a następnie zdezynfekuj ten obszar wacikami nasączonymi jodonem i etanolem w ruchach okrężnych co najmniej trzy razy.

2. Zabieg chirurgiczny

  1. Umieść mysz pod mikroskopem stereoskopowym. Użyj nożyczek, aby wykonać podłużne nacięcie o długości około 2-2,5 cm wzdłuż linii środkowej brzucha.
  2. Wejdź do jamy otrzewnej przez linea alba (dostęp przezbrzuszny), umieść retraktor, aby odsłonić jamę otrzewnej i umieść jelita i okrężnicę w prawej połowie brzucha za pomocą zwykłej gazy nasączonej solą fizjologiczną.
  3. Wykonaj oddzielenie tkanki łącznej i tłuszczowej przylegającej do aorty brzusznej podnerkowej i żyły głównej dolnej (IVC) za pomocą kleszczy i wacików. Delikatnie rozwarstwij aortę brzuszną i odsłoń szczelinę między aortą brzuszną a leżącą nad nią częścią mięśnia lędźwiowego większego, jak wcześniej wspomniano25.
    1. Włóż wysterylizowane paski wacika do tej szczeliny, bardzo uważając, aby nie uszkodzić tętnicy lędźwiowej lub żyły. Nie jest konieczne izolowanie aorty brzusznej od IVC.
  4. Namocz wacik 0,9 M CaCl2 i umieść go na przydance aorty brzusznej na 15 minut. Podczas procesu infiltracji należy przykryć jamę brzuszną wysterylizowaną gazą.
  5. Delikatnie wyjmij wacik nasączony CaCl2 i przemyj infiltrowany segment 0,9% roztworem soli fizjologicznej.
  6. Rozcieńczyć elastazę do 2 mg/ml (8 j./ml) za pomocąddH2O. Za pomocą strzykawki insulinowej nanieść 50 μl rozcieńczonej elastazy na podnerkowy odcinek aorty brzusznej i owinąć paski wacika, aby zakryć aortę brzuszną i IVC. Użyj wysterylizowanej gazy do przykrycia jamy brzusznej podczas procesu infiltracji. W grupie Sham należy użyć 0,9% soli fizjologicznej, aby zastąpić CaCl2 i PPE.
  7. 15 minut później ostrożnie usuń paski gazy i wacika. Przesuń jelita i okrężnicę z powrotem do ich pierwotnych pozycji, przykryj leczoną aortę krezką i zwilż jelita, aby zapobiec zrostowe.
  8. Zamknij warstwę mięśniową i skórę oddzielnie za pomocą niewchłanialnego szwu polipropylenowego 6-0. Zdezynfekuj obszar operacyjny jodonem powidonu i etanolem.
  9. Umieść mysz na poduszce grzewczej i monitoruj jej stan oddychania, aż odzyska przytomność. Rejestruj czas operacji i liczbę zwierząt doświadczalnych. Karprofen (5 mg/kg mc., podskórnie) należy przepisać jako środek przeciwbólowy pooperacyjny przez co najmniej 3 dni po zabiegu, zgodnie z zaleceniami lekarza weterynarii.

3. Badanie ultrasonograficzne

  1. 21 dni po zabiegu należy przeprowadzić badanie ultrasonograficzne w celu oceny częstości występowania tętniaka tętniaka.
  2. Znieczulij mysz (zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami) i usuń włosy na brzuchu, jak opisano wcześniej.
  3. Umieść mysz na poduszce grzewczej ultrasonografu gryzoni. Zastosuj supulę ultradźwiękową do brzucha i zmierz maksymalną średnicę tętniaka oraz średnicę normalnego odcinka aorty brzusznej.
    1. Oblicz zwiększony procent aorty brzusznej podnerkowej. Kryterium pomyślnego powstania AAA jest to, że maksymalna średnica AAA wzrosła o 50% lub więcej w porównaniu ze średnicą normalnego odcinka podnerkowej aorty brzusznej.
  4. Użyj serwetki, aby zetrzeć pozostałą suplantę ultradźwiękową po badaniu i umieść mysz na poduszce grzewczej, aż w pełni się zregeneruje.

4. Pobieranie aorty brzusznej i eksperymenty patologiczne

  1. Ofiarować mysz w wyniku przedawkowania izofluranu następnego dnia po badaniu ultrasonograficznym (zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami).
  2. Otwórz klatkę piersiową i jamę brzuszną i przeprowadź perfuzję z 1x PBS przez lewą komorę, aż płuca i wątroba staną się białe, postępując zgodnie z procedurą opisaną w poprzedniej literaturze27.
  3. Użyj suwmiarki cyfrowej, aby zmierzyć zewnętrzną średnicę aorty podnerkowej. Pobrać podnerkową aortę brzuszną pod mikroskopem stereoskopowym i przechowywać naczynie w 4% paraformaldehydzie przez 24-48 godzin.
  4. Usuń tkankę łączną i tłuszczową otaczającą aortę brzuszną. Osadź aortę w parafinie, aby przygotować sekcje, tnąc je na plastry 3-5 μm, jak opisano wcześniej18,28.
  5. Wykonaj barwienie hematoksyliną i eozyną (H&E), trichromem Massona i Elastic-Van Gieson (EVG) na odparafinowanych plastrach za pomocą odpowiednich zestawów do barwienia zgodnie z instrukcjami producenta.
    1. Analizuj strukturę naczyń i stan zapalny za pomocą barwienia H&E, obserwuj degradację macierzy zewnątrzkomórkowej (ECM) i włókien kolagenowych za pomocą barwienia trichromem Massona oraz badaj włókna elastyczne za pomocą barwienia EVG.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym badaniu, łącznie 24 myszy zostały włączone i losowo przydzielone: odpowiednio 12 w grupie Sham i 12 w grupie PPE + CaCl2. Wszystkie dane są przedstawione jako średnie ± odchylenia standardowe, chyba że zaznaczono inaczej. Średni czas pracy wynosił 55,67 min ± 4,08 min. Nie stwierdzono zgonów śródoperacyjnych ani pęknięć tętniaków, a wskaźnik przeżycia w ciągu 21 dni po operacji wynosił 100%. Nie zaobserwowano poważnych zrostów jelitowych ani powikłań związanych z rozwarstwieniem aorty brzusznej.

W grupie PPE + CaCl2, 11 z 12 myszy (91,67%) rozwinęło AAA po 21 dniach od operacji, podczas gdy w grupie Shama nie zaobserwowano tworzenia się tętniaka. Średnia maksymalna średnica wewnętrzna aorty brzusznej podnerkowej wynosiła 1,29 mm ± 0,18 mm w grupie PPE + CaCl2, w porównaniu do 0,50 mm ± 0,04 mm w grupie Sham. Średni procentowy wzrost średnicy wewnętrznej aorty brzusznej podnerkowej w grupie PPE + CaCl2 wynosił 99,50% ± 25,42%. Średnia maksymalna średnica zewnętrznej aorty podnerkowej wynosiła 1,49 mm ± 0,19 mm w grupie PPE + CaCl2, w porównaniu do 0,61 mm ± 0,04 mm w grupie Sham.

Reprezentatywne obrazy aorty brzusznej w grupach Sham i PPE + CaCl2 pod stereomikroskopem i ultrasonografem zostały pokazane w Rysunek 1A,B. Wyniki analizy statystycznej średniej maksymalnej średnicy wewnętrznej i zewnętrznej aorty brzusznej podnerkowej w grupach PPE + CaCl2 i Sham przedstawiono w Rysunek 1C,D. Dalsze badanie histologiczne z barwieniem H&E wykazało pogrubienie ściany aorty i naciekanie komórek zapalnych w grupie PPE + CaCl2, natomiast barwienie trichromem Massona wykazało degradację macierzy zewnątrzkomórkowej i odkładanie się włókien kolagenowych w ścianie aorty. Barwienie EVG wykazało rozpad włókien elastycznych (Rysunek 1E).

figure-results-1
Rysunek 1: Wyniki modelu AAA myszy ustalonego przez okołoprzybytkowy CaCl2 i infiltrację elastazą. (A) Reprezentatywne obrazy prawidłowej aorty brzusznej i AAA pod mikroskopem stereoskopowym. (B) Poprzeczne i podłużne obrazy ultrasonograficzne aorty brzusznej w grupie Sham i PPE + CaCl2. (C) Analiza statystyczna maksymalnej średnicy wewnętrznej aorty brzusznej podnerkowej w grupie Sham i PPE + CaCl2, ****p < 0,0001. (D) Porównanie zewnętrznej średnicy aorty podnerkowej w grupie Sham i PPE + CaCl2, ****p < 0,0001. (E) Obrazy barwienia H&E, Masson i EVG aorty brzusznej. Podziałka skali: 50 μm. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badania nad mechanizmami molekularnymi AAA wymagają stabilnego modelu zwierzęcego. W związku z tym od czasu jego początkowego opracowania przez Economou i in. w latach sześćdziesiątych XX wieku powstało wiele modeli zwierzęcych AAA29. Wśród tych modeli, CaCl2 jest często stosowany u gryzoni ze względu na jego opłacalność, prostotę techniczną i niezawodną odtwarzalność. Wykazano jednak, że okołonaczyniowy naciek CaCl2 jest niestabilny w tworzeniu AAA. Bi i wsp. oraz Freestone i wsp. stwierdzili, że tylko u około 60% szczurów rozwinął się AAA, nawet gdy kryterium powstawania AAA zdefiniowano jako 20% wzrost w porównaniu z normalnym odcinkiem aorty brzusznej. W obu badaniach stwierdzono, że nie zaobserwowano powstania tętniaka po pojedynczej inkubacji okołoaortalnej 0,5 mol/L CaCl2 przez 20 minut 13,19,26,30.

Co więcej, obecnie w istniejącej literaturze nie ma zgody co do optymalnego stężenia nacieku CaCl2, czasu ekspozycji i czasu trwania obserwacji11. W związku z tym model AAA indukowany elastazą jest drugim najczęściej wykorzystywanym modelem gryzoni do badania AAA. Jednak doaortalny wlew środków ochrony osobistej wiąże się z wysoką śmiertelnością okołooperacyjną i pooperacyjną, sięgającą nawet 40%. Ponadto zaobserwowano znaczące rozbieżności płci w modelu AAA wywołanym przez PPE, przy czym samice myszy wykazywały znacznie niższy procentowy wzrost średnicy aorty w porównaniu z ich męskimi odpowiednikami 11,20,25,31,32,33.

Aby rozwiązać te problemy, wprowadzono zmodyfikowaną wersję modelu AAA indukowanego elastazą, obejmującą infiltrację elastazy okołonaczyniowej, jako wykonalną i mniej inwazyjną alternatywę. Należy jednak zauważyć, że tempo i średnica powstawania tętniaka przy użyciu tego podejścia były mniej stabilne niż w przypadku perfuzji śródświetlnej PPE 11,12,21,22. Dlatego naukowcy zaproponowali połączenie okołoprzybytkowego CaCl2 i inkubacji elastazy w celu ustalenia AAA u królików, co okazało się proste, skuteczne i powtarzalne26.

Tymczasem w innym badaniu ustanowiono model AAA u szczurów, łącząc perfuzję PPE i inkubację CaCl2 , wykazując, że model PPE + CaCl2 ma wysokie wskaźniki przeżycia, wysokie wskaźniki tworzenia tętniaków i dobrą odtwarzalność25. Jednak obecnie nie ma literatury dotyczącej stosowania infiltracji okołoaortalnej PPE + CaCl2 w celu ustalenia AAA u myszy i jego wyników.

W artykule wskazano, że częstość występowania AAA i procentowy wzrost średnicy aorty przy zastosowaniu tego protokołu pozostały stabilne bez zgonów okołooperacyjnych, co potwierdzono badaniami ultrasonograficznymi i histologicznymi. Co więcej, protokół ten skutecznie indukuje zmiany morfologiczne i patologiczne podobne do tych obserwowanych u ludzkiego AAA. Co więcej, średni czas operacji dla tego protokołu był ograniczony do mniej niż 1 godziny, w tym 15 minut infiltracji CaCl2 i 15 minut inkubacji PPE. Ten protokół chirurgiczny jest solidny i łatwy do wdrożenia przy użyciu łatwo dostępnych materiałów. Zalety te sugerują jego potencjalne zastosowanie w przyszłych badaniach podstawowych.

Istnieją rozbieżności w tempie rozwoju tętniaka w modelach zwierzęcych AAA indukowanych PPE lub CaCl2, a obecne modele indukowane chemicznie nie mogą zagwarantować 100% skuteczności w ustaleniu AAA 11,12,13. Chociaż zmiany patologiczne związane z AAA, takie jak przewlekłe zapalenie, grubość błony wewnętrznej/środkowej, rozpad elastyczny, zwapnienie i skrzepliny wewnątrzświetlnej, można zaobserwować po naciekaniu PPE lub CaCl2, rozszerzenie aorty lub powstanie tętniaka może mieć tendencję do samoistnego gojenia, ponieważ okres stosowania substancji chemicznej jest ograniczony i nie zapewnia ciągłej aktywności po ustaniu bodźca12, Lokal mieszkalny 23. Co więcej, procedura chirurgiczna mająca na celu ustalenie AAA nie może być całkowicie ustandaryzowana, co prowadzi do potencjalnych różnic w stopniu odsłonięcia aorty brzusznej, co może mieć wpływ na powstawanie tętniaka. Jednak nawet u myszy, u których modelowanie się nie powiodło, średnica aorty brzusznej nadal wykazywała znaczne 44% rozszerzenie, co wskazuje, że metoda ta może wywołać znaczne powiększenie aorty brzusznej, chociaż nie zawsze może spełniać kryteria diagnostyczne tętniaka aorty brzusznej.

Szczególnie ważne jest to, że protokół ten obejmuje kilka kluczowych etapów. Przede wszystkim konieczne jest odpowiednie odsłonięcie podnerkowej aorty brzusznej podczas tworzenia mysiego modelu AAA. Maksymalizacja separacji tkanki łącznej i tłuszczowej otaczającej aortę brzuszną ułatwia lepszą infiltrację CaCl2 i elastazy do środkowej warstwy aorty brzusznej podnerkowej, zwiększając w ten sposób szybkość powstawania tętniaków22. Co więcej, może być łatwiej oddzielić tkankę łączną i tłuszczową po infiltracji CaCl2. Dlatego, jeśli początkowa sekcja otaczającej tkanki nie jest zadowalająca, zaleca się kontynuowanie oddzielania tkanki łącznej przylegającej do aorty brzusznej po infiltracji CaCl2. Jednak odsłonięcie aorty brzusznej niesie ze sobą nieodłączne ryzyko uszkodzenia tętnicy lędźwiowej i żyły, co może prowadzić do poważnego krwawienia i śmiertelnych skutków podczas lub po operacji. Dlatego należy zachować najwyższą ostrożność podczas usuwania tkanki łącznej i tłuszczowej wokół aorty brzusznej. Kolejnym ważnym krokiem w tym protokole jest oddzielenie aorty brzusznej od żyły głównej dolnej (IVC). Wcześniejsze badania i wyniki eksperymentów konsekwentnie wskazują, że to, czy należy wypreparować IVC z aorty brzusznej, czy nie, nie ma wpływu na powstawanie tętniaka, co czyni go zbędnym w tej procedurze18,22.

To badanie ma kilka ograniczeń. Po pierwsze, brakuje danych wyjściowych dotyczących częstości występowania tętniaków i zmian patologicznych w aorcie brzusznej w różnych punktach czasowych. Ponadto nie oceniano poziomów ważnych biomarkerów zaangażowanych w rozwój AAA, takich jak MMP2, MMP9, TIMP1 i SMA. Po drugie, metoda ta nie była wcześniej stosowana u myszy i brakuje jej porównań przekrojowych z innymi powszechnie stosowanymi modelami, zwłaszcza tymi obejmującymi sam PPE lub CaCl2 , w celu oceny powstawania tętniaków i cech patologicznych. Po trzecie, AAA indukowane tą metodą nie ma kilku cech ludzkiego AAA, w tym miażdżycy i zakrzepicy śródściennej. Ponadto stężenia CaCl2 i elastazy stosowane w tej metodzie, a także czas infiltracji różnią się nieznacznie od tych stosowanych w poprzednich badaniach. Autorzy zamierzają odpowiedzieć na te pytania poprzez badania eksperymentalne w przyszłych badaniach.

Kolejnym ograniczeniem tego protokołu jest jego zastosowanie do większych modeli zwierzęcych, takich jak świnie lub psy. Obecnie poszczególne środki chemiczne, takie jak elastaza, kolagenaza lub CaCl2, nie wykazały zdolności do wywoływania 50% rozszerzenia aorty brzusznej u zwierząt innych niż gryzonie, z wyjątkiem królików. Tylko kombinacje chemikaliów i angioplastyka lub inne zabiegi chirurgiczne wykazały potencjał indukowania powstawania tętniaków u psów i świń 11,34. Wcześniejsze badania wykazały również, że tętniaki wykazywały oznaki regeneracji podczas 5-miesięcznej obserwacji w modelu AAA królika indukowanego elastazą35. Chociaż Bi i in. wykazali indukcję AAA u królików przy użyciu tego protokołu, potrzebne są dalsze badania, aby określić jego ważność i długoterminowe wyniki u świń lub psów26.

Ostatnie ograniczenie dotyczy włączenia tylko samców myszy, ponieważ indukowanie AAA u samic myszy za pomocą elastazy wiązało się z niższymi wskaźnikami powstawania tętniaków i procentem rozszerzenia aorty 11,13,33,36. Jednak badania przeprowadzone przez Xue i wsp. wykazały, że okołonaczyniowe stosowanie samej elastazy skutkowało 90% częstością występowania AAA u samic myszy. Sugeruje to, że protokół ten może być również skuteczny u samic myszy22, chociaż uzasadnione są dalsze badania w celu potwierdzenia jego skuteczności. Należy również zauważyć, że uszkodzenie struktury naczynia i włókien elastycznych występuje tylko po stronie naciekanej przez CaCl2 i elastazę, a zmiany patologiczne nie pojawiają się po stronie przylegającej do żyły głównej dolnej (IVC) ze względu na ich bliskie sąsiedztwo. Jednak, jak wspomniano wcześniej, czynniki te nie wpływają na częstość występowania AAA ani na procentowy wzrost rozmiaru aorty brzusznej podczas rozwoju AAA.

Podsumowując, manuskrypt ten przedstawia nowatorski, bezpieczny, stabilny i powtarzalny mysi model AAA, wykazujący wysoką częstość występowania AAA, znaczne rozszerzenie aorty brzusznej i zmiany patofizjologiczne przypominające te obserwowane u ludzi. Pomimo swoich ograniczeń, ten mysi model AAA ma ogromny potencjał w zakresie badania mechanizmów molekularnych leżących u podstaw AAA i opracowywania skutecznych podejść terapeutycznych dla pacjentów z tym schorzeniem.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują, że badanie zostało przeprowadzone przy braku jakichkolwiek powiązań handlowych lub finansowych, które mogłyby być interpretowane jako potencjalny konflikt interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez Narodowe Fundacje Nauk Przyrodniczych Chin (nr 82300542, 81770471), Sichuan Science and Technology Program (nr 2022YFS0359, 2019JDRC0104) oraz Post-Doctor Research Project, West China Hospital, Sichuan University (nr 2023HXBH108). Organy finansujące nie odegrały żadnej roli w projektowaniu badania, gromadzeniu, analizie i interpretacji danych oraz pisaniu manuskryptu.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Aparat anestezjologicznyRWDR550
ButorfanolJiangsu Hengrui Pharmaceutical Co., Ltd220608BP1ml: 1mg
C57BL / 6JGpt Samce myszyGemPharmatechN000013
Chlorek wapniaSigma AldrichC4901100 g
KarprofenMCEHY-B1227100 mg
Dietadla chowDossy Experimental Animals Co.Ltd
suwmiarka cyfrowaGreenerIP54
EtanolJinhe Pharmaceutical Co.Ltd53968275%/500 mL
Zestaw do barwienia EVGSolarbioG1597
GraphPad PrismGraphpadVer 9.0.0
H& E Zestaw do barwieniaServicebioG1076
Strzykawka insulinowaBD2143420
IzofluranRWDR510-22-4100 ml
Zestaw do barwienia MassonServicebioG1006
Sól fizjologiczna normalnaServicebioG4702500 ml
ParaformaldehydBiosharpBL539A4%/500 ml
PBS, 1xServicebioG4202500 mL
Elastaza trzustkowa wieprzowaSigma AldrichE1250100 mg
Povidine JodineYongan Pharmaceutical Co.Ltd5%/100 mg
Prolene Polipropylenowy szewEthicon LLC8709H
System ultrasonograficzny gryzoniMikroskopVevo 3100LT
OlympusSZ61
Ultradźwiękowy CouplantKepplerKL-250250 g
stereoskopowy Fujifilm

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Chaikof, E. L., et al. The Society for Vascular Surgery practices guidelines on the care of patients with an abdominal aortic aneurysm. J Vasc Surg. 67 (1), 2-77 (2018).
  2. Johnston, K. W., et al. Suggested standards for reporting on arterial aneurysms. Subcommittee on reporting standards for arterial aneurysms, ad hoc committee on reporting standards, society for vascular surgery and north American chapter, international society for cardiovascular surgery. J Vasc Surg. 13 (3), 452-458 (1991).
  3. Bown, M. J., Sutton, A. J., Bell, P. R. F., Sayers, R. D. A meta-analysis of 50 years of ruptured abdominal aortic aneurysm repair. Br J Surg. 89 (6), 714-730 (2002).
  4. Erbel, R., et al. Esc guidelines on the diagnosis and treatment of aortic diseases: Document covering acute and chronic aortic diseases of the thoracic and abdominal aorta of the adult. The task force for the diagnosis and treatment of aortic diseases of the European Society of Cardiology (ESC). Eur Heart J. 35 (41), 2873-2926 (2014).
  5. Wanhainen, A., et al. Editor's choice - European Society for Vascular Surgery (ESVS) 2019 clinical practice guidelines on the management of abdominal aorto-iliac artery aneurysms. Eur J Vasc Endovasc Surg. 57 (1), 8-93 (2019).
  6. Veith, F. J., Ohki, T., Lipsitz, E. C., Suggs, W. D., Cynamon, J. Treatment of ruptured abdominal aneurysms with stent grafts: A new gold standard. Semin Vasc Surg. 16 (2), 171-175 (2003).
  7. Golledge, J., Thanigaimani, S., Powell, J. T., Tsao, P. S. Pathogenesis and management of abdominal aortic aneurysm. Eur Heart J. 44 (29), 2682-2697 (2023).
  8. Wanhainen, A., et al. Editor's choice -- European Society for Vascular Surgery (ESVS) 2024 clinical practice guidelines on the management of abdominal aorto-iliac artery aneurysms. Eur J Vasc Endovasc Surg. 67 (2), 192-331 (2024).
  9. Golledge, J., et al. Lack of an effective drug therapy for abdominal aortic aneurysm. J Intern Med. 288 (1), 6-22 (2020).
  10. Li, R., Liu, Y., Jiang, J. Research advances in drug therapy for abdominal aortic aneurysms over the past five years: An updated narrative review. Int J Cardiol. 372, 93-100 (2023).
  11. Lysgaard Poulsen, J., Stubbe, J., Lindholt, J. S. Animal models used to explore abdominal aortic aneurysms: A systematic review. Eur J Vasc Endovasc Surg. 52 (4), 487-499 (2016).
  12. Sénémaud, J., et al. Translational relevance and recent advances of animal models of abdominal aortic aneurysm. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 37 (3), 401-410 (2017).
  13. Patelis, N., et al. Animal models in the research of abdominal aortic aneurysm development. Physiol Res. 66 (6), 899-915 (2017).
  14. Golledge, J., Krishna, S. M., Wang, Y. Mouse models for abdominal aortic aneurysm. Br J Pharmacol. 179 (5), 792-810 (2022).
  15. Deng, G. G., et al. Urokinase-type plasminogen activator plays a critical role in angiotensin II-induced abdominal aortic aneurysm. Circ Res. 92 (5), 510-517 (2003).
  16. Gertz, S. D., Kurgan, A., Eisenberg, D. Aneurysm of the rabbit common carotid artery induced by periarterial application of calcium chloride in vivo. J Clin Invest. 81 (3), 649-656 (1988).
  17. Chiou, A. C., Chiu, B., Pearce, W. H. Murine aortic aneurysm produced by periarterial application of calcium chloride. J Surg Res. 99 (2), 371-376 (2001).
  18. Zhang, S., Cai, Z., Zhang, X., Ma, T., Kong, W. A calcium phosphate-induced mouse abdominal aortic aneurysm model. J Vis Exp. (189), e64173(2022).
  19. Isenburg, J. C., Simionescu, D. T., Starcher, B. C., Vyavahare, N. R. Elastin stabilization for treatment of abdominal aortic aneurysms. Circulation. 115 (13), 1729-1737 (2007).
  20. Anidjar, S., et al. Elastase-induced experimental aneurysms in rats. Circulation. 82 (3), 973-981 (1990).
  21. Bhamidipati, C. M., et al. Development of a novel murine model of aortic aneurysms using peri-adventitial elastase. Surgery. 152 (2), 238-246 (2012).
  22. Xue, C., Zhao, G., Zhao, Y., Chen, Y. E., Zhang, J. Mouse abdominal aortic aneurysm model induced by perivascular application of elastase. J Vis Exp. (180), e63608(2022).
  23. Origuchi, N., et al. Aneurysm induced by periarterial application of elastase heals spontaneously. Int Angiol. 17 (2), 113-119 (1998).
  24. Tanaka, A., Hasegawa, T., Zhi, C., Okita, Y., Okada, K. A novel rat model of abdominal aortic aneurysm using a combination of intraluminal elastase infusion and extraluminal calcium chloride exposure. J Vasc Surg. 50 (6), 1423-1432 (2009).
  25. Zhu, J. X., et al. Establishment of a new abdominal aortic aneurysm model in rats by a retroperitoneal approach. Front Cardiovasc Med. 9, 808732(2022).
  26. Bi, Y., et al. Development of a novel rabbit model of abdominal aortic aneurysm via a combination of periaortic calcium chloride and elastase incubation. PLoS One. 8 (7), e68476(2013).
  27. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. J Vis Exp. (65), e3564(2012).
  28. Ishida, Y., et al. Prevention of CaCl2-induced aortic inflammation and subsequent aneurysm formation by the CCL3-CCR5 axis. Nat Commun. 11 (1), 5994(2020).
  29. Economou, S. G., Taylor, C. B., Beattie, E. J., Davis, C. B. Persistent experimental aortic aneurysms in dogs. Surgery. 47, 21-28 (1960).
  30. Freestone, T., Turner, R. J., Higman, D. J., Lever, M. J., Powell, J. T. Influence of hypercholesterolemia and adventitial inflammation on the development of aortic aneurysm in rabbits. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 17 (1), 10-17 (1997).
  31. Carsten, C. G., et al. Elastase is not sufficient to induce experimental abdominal aortic aneurysms. J Vasc Surg. 33 (6), 1255-1262 (2001).
  32. Yue, J., Yin, L., Shen, J., Liu, Z. A modified murine abdominal aortic aneurysm rupture model using elastase perfusion and angiotensin II infusion. Ann Vasc Surg. 67, 474-481 (2020).
  33. Ailawadi, G., et al. Gender differences in experimental aortic aneurysm formation. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 24 (11), 2116-2122 (2004).
  34. Furubayashi, K., et al. The significance of chymase in the progression of abdominal aortic aneurysms in dogs. Hypertens Res. 30 (4), 349-357 (2007).
  35. Bi, Y., et al. Performance of a modified rabbit model of abdominal aortic aneurysm induced by topical application of porcine elastase: 5-month follow-up study. Eur J Vasc Endovasc Surg. 45 (2), 145-152 (2013).
  36. Wu, X. F., Zhang, J., Paskauskas, S., Xin, S. J., Duan, Z. Q. The role of estrogen in the formation of experimental abdominal aortic aneurysm. Am J Surg. 197 (1), 49-54 (2009).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Model t tniaka aorty brzusznej u myszyinfiltracja chlorkiem wapniaaplikacja periadwentycjalnapodnerkowa aorta brzusznapogrubienie ciany aortydegradacja macierzy zewn trzkom rkowejpomiar ultrad wi kowybadanie histologiczne

Powiązane artykuły