Tutaj wprowadzamy ustandaryzowaną procedurę intubacji dotchawiczej poprzez tracheotomię, a następnie torakotomię u szczurów, mającą na celu zwiększenie precyzji i powtarzalności aplikacji nieprzeżywalnych, wymagających inwazyjnej wentylacji i ekspozycji narządów klatki piersiowej w modelach szczurów in vivo.
Artykuł metodologiczny
Intubacja dotchawicza przez tracheotomię, a następnie torakotomia u szczurów w zastosowaniach nieprzeżywalnych
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Intubacja dotchawicza i późniejsza wentylacja są często podstawowymi wymaganiami dla badań translacyjnych na modelach szczurzych dla różnych interwencji, które wymagają kontrolowanego lub wysokiego ciśnienia wentylacji lub dostępu do klatki piersiowej i narządów. Konwencjonalna intubacja wewnątrztchawicza przy użyciu anatomicznie istniejącej drogi przez jamę ustną dobrze nadaje się do eksperymentów z przeżyciem. Jednak procedura ta wiąże się z pewnymi wyzwaniami, w tym ogólnie wyższym poziomem wymaganego doświadczenia i umiejętności technicznych, bardziej zaawansowanym sprzętem oraz większym nakładem czasu związanym z odpowiednimi wskaźnikami niepowodzeń intubacji i powikłań, takich jak perforacja tchawicy, tymczasowe ogólnoustrojowe hipopowodzenie i odpowiedni wyciek z powietrza.
Ten manuskrypt przedstawia zatem szczegółowy protokół intubacji dotchawiczej metodą krok po kroku poprzez tracheotomię w modelach szczurów, u których nie ma szans na przeżycie, gdy wymagana jest gwarantowana intubacja, stały poziom natlenienia, wysokie ciśnienie wentylacji lub otwarta torakotomia.
Protokół podkreśla znaczenie skrupulatnej techniki chirurgicznej dla zapewnienia spójnych i wiarygodnych wyników, szczególnie dla badaczy, którzy są niedoświadczeni lub brakuje im rutyny w technice intubacji wewnątrztchawiczej za pomocą bezpośredniej laryngoskopii. Oczekuje się zatem, że procedura ta zminimalizuje cierpienie zwierząt i niepotrzebne straty zwierząt.
Wprowadzenie
Ogólnie rzecz biorąc, gryzonie są w stanie kompensować niewydolność oddechową znacznie dłużej niż pacjenci. Mogą one pozostać stabilne w krążeniu krążeniowym i wystarczające pod spontaniczną wentylacją przez znacznie dłuższy czas i podczas bardziej inwazyjnych zabiegów, np. nawet poprzez przeszczep wątroby, który jest znany jako jedna z procedur najbardziej stresujących dla krążenia krążeniowo-oddechowego1,2,3.
Jednak intubacja dotchawicza jest podstawowym wymogiem dla badań translacyjnych na modelach szczurzych dla różnych ustawień i interwencji pochodzących z różnych dziedzin biomedycyny i jest niezbędna w dzisiejszym krajobrazie naukowym4,5,6,7,8,9, 10,11. Podczas gdy większość eksperymentalnych badań laboratoryjnych na zwierzętach wykonywanych na szczurach nadal nie wymaga wentylacji inwazyjnej12, istnieją pewne konfiguracje eksperymentalne, które wymagają intubacji i kontrolowanej pomocy w wentylacji. Te konfiguracje eksperymentalne obejmują każdy eksperyment wymagający zabezpieczonych dróg oddechowych, wysokiego ciśnienia wentylacji i laparoskopii lub bezpośredniego dostępu do klatki piersiowej i narządów.
Szczególnie w przypadku wymaganego dostępu do klatki piersiowej i narządów, intubacja dotchawicza jest konieczna, ponieważ zapadnięcie się płuca spowoduje śmiertelną niewydolność oddechową, gdy utraci się podciśnienie w przestrzeni wewnątrzopłucnowej oraz mechanizm wdechu przez mięśnie międzyżebrowe i przeponę13.
Chociaż istnieje wiele publikacji na temat metod nieinwazyjnej intubacji wewnątrztchawiczej u gryzoni14,15,16,17, wydaje się, że brakuje protokołów proceduralnych dla inwazyjnej intubacji dotchawiczej za pomocą tracheotomii. Pomimo inwazyjności tego ostatniego, która pozwala na zastosowanie tylko w modelach zwierzęcych, które nie przeżyły, istnieją ogromne zalety intubacji za pomocą tracheotomii. Należą do nich bardziej stroma krzywa uczenia się, wyższe i bardziej trwałe wskaźniki sukcesu, mniej wymagany sprzęt techniczny oraz lepsze możliwości monitorowania sukcesu18,19.
Sukces intubacji jest niezbędny do uzyskania wyniku. Podczas gdy różne fałszywe intubacje, jak również powtarzające się próby intubacji u pacjentów, są wyraźnie związane ze zdarzeniami niepożądanymi i powikłaniami tak poważnymi, jak śmierć20,21, takie zdarzenia są również szkodliwe u zwierząt doświadczalnych. W najlepszym przypadku stanowią one silną zmienną zakłócającą w eksperymencie, ale mogą również prowadzić do niepotrzebnej utraty zwierzęcia. W związku z tym sensowne jest zwiększenie wskaźników powodzenia intubacji kosztem nieinwazyjności, jeśli pozwalają na to warunki i strategia eksperymentalna.
Ten ustandaryzowany protokół intubacji za pomocą tracheotomii chirurgicznej oferuje kilka zalet, w tym zmniejszoną zmienność wskaźników powodzenia intubacji, zminimalizowany wpływ na parametry fizjologii krążeniowo-oddechowej oraz pełną kontrolę i manipulację parametrami. Pomaga w zapewnieniu bezpiecznych dróg oddechowych, szczególnie dla niedoświadczonych badaczy w procedurze intubacji dotchawiczej za pomocą bezpośredniej laryngoskopii, i pozwala badaczom na prowadzenie badań bez przeżycia w ściśle kontrolowanych warunkach. Podkreślamy kluczowe anatomiczne punkty orientacyjne i zapewniamy wgląd w rozwiązywanie typowych problemów napotykanych podczas zabiegu.
Protokół
Wszystkie opisane tutaj działania z udziałem zwierząt zostały zatwierdzone przez instytucjonalną komisję ds. opieki i wykorzystania zwierząt (IACUC) Rady Regionalnej Badenii-Wirtembergi w Karlsruhe w Niemczech. Zwierzęta doświadczalne były prowadzone zgodnie ze standardami instytucjonalnymi, niemieckimi przepisami dotyczącymi wykorzystania i opieki nad zwierzętami oraz dyrektywami Rady Wspólnoty Europejskiej (2010/63/EU), a także zgodnie z wytycznymi ARRIVE; badania przeprowadzono w akredytowanych placówkach. Wykorzystano samce szczurów linii Sprague Dawley z Janvier Labs o masie zamówieniowej 400 g.
1. Przygotowanie procedury (Rysunek 1)
- Przygotować haki chirurgiczne, zginając kaniule pod kątem 135° w odległości 1 cm od końcówki, łącząc je z plastikowymi rurkami perfuzyjnymi za pomocą złącza Luer-lock i przykładając napięcie za pomocą chirurgicznego zacisku typu mosquito (Rycina 1A,B).
- Przygotować aparat do chirurgicznego odsłaniania tkanek u gryzoni.
UWAGA: Poza dostępnością platform komercyjnych, mogą one zostać również w prosty i tani sposób wykonane samodzielnie, tak jak w niniejszym badaniu.- W tym celu należy użyć stalowej płyty o wymiarach 40 cm x 50 cm i grubości 4 mm. Za pomocą wiertła stalowego wywiercić kilka otworów o średnicy 8 mm w wybranych miejscach, które będą służyć jako późniejsze punkty naprężenia. W tych miejscach umieścić pręty mocujące w kształcie litery Y.
- Na wierzchu stalowej płyty aparatu do chirurgicznego odsłaniania tkanek umieścić matę grzewczą w celu zapewnienia wsparcia termicznego.
- Przygotować haki chirurgiczne z przymocowanymi plastikowymi rurkami i chirurgicznymi zaciskami typu mosquito, aby później móc napiąć tkankę podczas chirurgicznego odsłaniania.
- Zdjąć korek z plastikowej strzykawki o pojemności 10 mL z męskim złączem Luer-lock i odciąć proksymalny koniec strzykawki. Wprowadzić część dystalną do worka wentylacyjnego zgodnie z rysunkiem i uszczelnić ją hermetycznie, zakrywając rurką termokurczliwą i delikatnie podgrzewając palnikiem laboratoryjnym (Rycina 1D-F).
- Skrócić i ściąć pod kątem cewniki dożylne o różnych rozmiarach, a następnie wprowadzić drut prowadzący z zestawu cewników tętniczych z elastyczną końcówką do cewnika o rozmiarze najlepiej dopasowanym do wielkości danego zwierzęcia (prawdopodobnie 14 G) w celu późniejszego zastosowania techniki Seldingera22,23 podczas intubacji (Rycina 1G,H).
Rycina 1: Układ eksperymentalny. (A) Zgięta kaniula połączona z rurką perfuzyjną, wykorzystana jako hak do stabilizacji preparatu chirurgicznego. (B) Hak do stabilizacji z zaciskiem umieszczony w metalowym pręcie mocującym. (C) Uspokojone zwierzę przed interwencją. (D) Worek wentylacyjny z neonatologii. (E-F) Szczelne mocowanie strzykawki Luer-lock do worka wentylacyjnego za pomocą rurki termokurczliwej. (G) Skrócone i ścięte cewniki dożylne o różnych rozmiarach z drutem prowadzącym z zestawu cewnika tętniczego do techniki Seldingera. (H) Ostateczna konstrukcja wykonana na zamówienie. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
2. Znieczulenie i analgesja
- Zanurzyć szczura w znieczuleniu, stosując wybrany środek.
UWAGA: W tym przypadku znieczulenie i analgezję wprowadzono przy użyciu ketaminy 10% (100 mg/ml), ksylazyny 2% (20 mg/ml), karprofenu 50 mg/ml oraz izofluranu. Jako roztwory zapasowe do aplikacji zastosowano rozcieńczenie 1:10 ksylazyny i karprofenu.- Wprowadź zwierzę w stan znieczulenia, umieszczając je w komorze indukcyjnej wypełnionej 100% tlenem z przepływem 5 l/min, uzupełnionym o 4% (obj.) izofluranu podawanego za pomocą waporyzatora.
- Po uzyskaniu utraty przytomności wyjąć zwierzę z komory indukcyjnej i wstrzyknąć mu (dostawowo) ketaminę w dawce 100 mg/kg masy ciała oraz ksylazynę w dawce 4 mg/kg masy ciała.
UWAGA: W przypadku zwierzęcia o masie 400 mg odpowiada to 40 mg ketaminy (0,4 ml oryginalnego roztworu) oraz 1,6 mg ksylazyny (0,08 ml oryginalnego roztworu lub 0,8 ml roztworu w stężeniu 1:10). - Umieść zwierzę z powrotem w komorze indukcyjnej wypełnionej izofluranem, aż do momentu wystąpienia efektu po iniekcji domięśniowej.
- Zapewnij odpowiednią głębokość znieczulenia, sprawdzając brak reakcji szczura na mocne ściśnięcie palca u stopy.
- Nanieść maść okulistyczną do oczu.
- Ocena i utrzymywanie głębokości znieczulenia podczas operacji.
- Gdy działanie narkotyczne zacznie słabnąć w czasie (mniej więcej co godzinę), należy wstrzyknąć zwierzęciu podskórnie (s.c.) dodatkową dawkę 50 mg/kg masy ciała ketaminy oraz 1 mg/kg masy ciała ksylazyny. Dla zwierzęcia o masie 400 mg odpowiada to 20 mg ketaminy (0,2 ml pierwotnego roztworu) i 0,4 mg ksylazyny (0,2 ml roztworu 1:10).
- Zapewnić dodatkowe znieczulenie przed torakotomią poprzez podskórny wtrysk karprofenu w dawce 5 mg/kg masy ciała. W przypadku zwierzęcia o masie 400 mg odpowiada to 2 mg karprofenu (0,04 ml roztworu wyjściowego lub 0,4 ml roztworu w rozcieńczeniu 1:10).
3. Przygotowanie chirurgiczne (Rysunek 2)
- Nasyć krwiobieg zwierzęcia tlenem, podając 100% tlen do inhalacji za pomocą transnasalnej maski neonatologicznej (Rycina 2A).
- Po 5 min zamień transnasalną maskę neonatologiczną na konstrukcję z neonatologicznego worka wentylacyjnego z męską plastikową końcówką strzykawki Luer-lock, zgodnie z opisem powyżej, i podawaj tlen w nadmiarze, trzymając końcówkę strzykawki blisko nozdrzy zwierzęcia (Rycina 2B).
- Wykonaj środkowe cięcie skóry w obrębie klatki piersiowej i szyi na żądaną długość, a następnie odsłoń pole operacyjne, używając haków chirurgicznych (Rycina 2C,D).
- Kontynuuj preparację, wykonując tępe rozczepianie powięzi szyjnej za pomocą cienkich nożyczek. Odsłoń mięsień mostkowo-obojczykowy oraz mięśnie podhyjoidealne i przesuń mięsień podhyjoidealny pośrodkowy w prawo po rozczepianiu błony bocznej od strony lewej (Rycina 2E-G).
- Wykonaj tępe rozczepianie w kierunku tchawicy oraz tunelizację tchawicy za pomocą kleszczyków Overholta (Rycina 2H-I).
- Zabeziecz tchawicę pętlą z silikonowej taśmy naczyniowej, a następnie wykonaj podwójną pętlę na dystalnym odcinku tchawicy za pomocą nici wielonitkowej w celu późniejszej fiksacji kaniuli endotrachealnej (Rycina 2J-N).
Rysunek 2: Przygotowanie tchawicy. (A) Inhalacja tlenu za pomocą maski. (B) Przejście z maski na strzykawkę z męskim złączem Luer-lock do podawania tlenu. (C) Nacięcie skóry w okolicy szyjno-klatkowej. (D) Preparacja przez powięź szyjną. (E) Odsłonięcie mięśnia mostkowo-obojczykowego i mięśnia podhyzalnego. (F) Lateralizacja mięśnia podhyzalnego przyśrodkowego. (G) Rozdzielenie tępe narzędziem w kierunku tchawicy. (H) Tworzenie tunelu wokół tchawicy za pomocą kleszczyków Overholta. (I) Założenie pętli z silikonowej taśmy naczyniowej na tchawicę. (J-N) Podwójne owinięcie tchawicy w kierunku ogonowym za pomocą wieloniciowej nici chirurgicznej w celu późniejszej stabilizacji kaniuli endotrachealnej. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
4. Procedura intubacji (Rysunek 3)
- Wydłużić tchawicę w kierunku ogonowym, używając szczypiec atraumatycznych (Ryc. 3A,B).
- Wykonać częściowe nacięcie tchawicy na 180° obwodu za pomocą nożyczek (Ryc. 3C-F).
- Wprowadzić do tchawicy prowadnicę Seldingera elastycznym końcem (Ryc. 3G-H), a następnie wprowadzić do tchawicy, prowadząc po drucie Seldingera, zmodyfikowany cewnik dożylny o odpowiedniej średnicy (Ryc. 3I-N).
- Usunąć prowadnicę Seldingera (Ryc. 3O), połączyć końcówkę Luer-lock cewnika tchawiczego ze zmodyfikowanym workiem do wentylacji i rozpocząć delikatną, ochronną dla płuc wentylację manualną o wysokiej częstotliwości i niskiej objętości oddechowej (Ryc. 3P). Kontynuować wentylację manualną do momentu wykonania medianowej torakotomii i pełnego odsłonięcia płuca.
- Związać wcześniej założony szew blokujący za pomocą węzła ślizgowego, aby zapobiec ucieczce powietrza i przypadkowemu wysunięciu cewnika (Ryc. 3Q-T).
Rysunek 3: Intubacja endotrachealna poprzez tracheotomię. (A) Sytuacja początkowa po przygotowaniu. (B) Wydłużenie tchawicy w kierunku ogonowym za pomocą kleszczyków atraumatycznych. (C-F) Częściowe nacięcie tchawicy na 180° obwodu. (G,H) Wprowadzenie prowadnika Seldingera do tchawicy. (I-M) Wprowadzenie zmodyfikowanego cewnika dożylnego do tchawicy pod kontrolą prowadnika Seldingera. (N-O) Usunięcie prowadnika Seldingera. (P) Połączenie Luer-lock cewnika tchawiczego ze zmodyfikowanym workiem wentylacyjnym. (Q-T) Zawiązanie wcześniej umieszczonego szwu blokującego w celu uniknięcia przypadkowego usunięcia cewnika. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
5. Wentylacja manualna i medianowa torakotomia (Rycina 4)
- Rozpocząć torakotomię pośrodkową od wyrostka mieczowatego, używając tępych i stabilnych nożyczek chirurgicznych (Rysunek 4A,B), a następnie kontynuować cięcie w kierunku kranialnym przez mostek. Podczas posuwania nożyczek pod mostkiem oraz w trakcie cięcia należy zawsze przerywać wentylację na kilka sekund, aby uniknąć urazu płuc (Rysunek 4C-E).
- Uzyskać dostęp do klatki piersiowej za pomocą chirurgicznych haków preparacyjnych i usunąć błony surowicze mediastinum (Rysunek 4F-H).
- Kontynuować wentylację manualną z pożądaną częstotliwością i objętością oddechową oraz rozszerzyć monitorowanie (np. poprzez wprowadzenie pomiaru ciśnienia tętniczego wewnątrzarterialnego, instalację centralnego cewnika żylnego lub cewnika tętnicy płucnej, w zależności od celu lub odpowiedniego pytania badawczego) (Rysunek 4I-L).
Rycina 4: Wentylacja manualna i torakotomia pośrodkowa. (A) sytuacja początkowa po intubacji. (B-E) Torakotomia pośrodkowa rozpoczynająca się od wyrostka mieczykowatego.(F-I) Ekspozycja klatki piersiowej przy użyciu chirurgicznych haków preparacyjnych. (J) Końcowy układ podczas wentylacji. (K-L) proces wentylacji manualnej. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
6. Eutanazja
- Przeprowadź eutanazję poprzez gwałtowną kardiektomię ostrym narzędziem (nożyczkami) u głęboko znieczulonego zwierzęcia.
Wyniki
Intubację endotrachealną poprzez tracheotomię, a następnie torakotomię, przeprowadzono u 10 samców szczurów (średnia masa 405 ± 30 g) w badaniach nieprzeżywalnych. Procedurę wykonał rezydent chirurgii w drugim roku specjalizacji. Odsetek sukcesu, zdefiniowany jako przeżycie powyżej 20 min intubacji i wentylacji, wyniósł 100%. Średni czas trwania przygotowania i procedury intubacji, od nacięcia skóry do unieruchomienia rurki intubacyjnej, wynosił 6:55 ± 0:53 min (Tabela 1).
| Liczba wykorzystanych zwierząt | 10 |
| Masa ciała (średnia i odchylenie standardowe) | 405 ± 30 g |
| Wskaźnik sukcesu intubacji | 100% |
| Czas trwania procedury (średnia i odchylenie standardowe) | 6:55 ± 0:53 min |
| Średnie wysycenie tlenem | 96% |
| Minimalne wysycenie tlenem | 92% |
Tabela 1: Reprezentatywne wyniki. Reprezentatywne wyniki protokołu przeprowadzonego u 10 zwierząt.
Saturację monitorowano za pomocą jednorazowego samozamykającego się pulsoksymetru umieszczonego na tylnej łapie; nie spadła ona poniżej 92%. Wentylację spontaniczną ograniczano do momentu nacięcia przepony. Wszystkie szczury przeżyły wymagane 20 min pomiarów eksperymentalnych, aż do zamierzonej eutanazji przeprowadzonej poprzez gwałtowną, ostrą kardiektomię (Rycina 5).
Rycina 5: Obwodowe nasycenie tlenem. Obwodowe nasycenie tlenem mierzone przez cały czas trwania procedury. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Dyskusja
W samych Stanach Zjednoczonych około 110 milionów szczurów i myszy jest wykorzystywanych w eksperymentach na zwierzętach rocznie24. Chociaż nie można znaleźć wiarygodnych statystyk, znaczny odsetek z nich otrzyma wspomaganą wentylację, zwłaszcza w dziedzinie badań nad pulmonologicznym i kardiologią, a także anestezjologią. Większość tych zwierząt przechodzi nieinwazyjną intubację wewnątrztchawiczą, co wiąże się z szeregiem wyzwań. Należą do nich wolniejsze krzywe uczenia się, wyższe wskaźniki niepowodzeń intubacji, większa liczba ponownych intubacji i związane z tym powikłania oddechowe, a także nietrzymanie oddechu25. Nieinwazyjna intubacja będzie zatem na ogół wymagała bardziej doświadczonego personelu badawczego, bardziej zaawansowanych technologii, takich jak światłowody, kapnometria i respiratory mechaniczne, oraz większych zasobów finansowych i materialnych26. Cały aspekt intubacji jest zatem znaczącym czynnikiem zakłócającym, istotnym w późniejszej analizie statystycznej i międzyosobniczej heterogeniczności wyników. Jednak nieinwazyjna intubacja wewnątrztchawicza jest często jedyną wykonalną opcją w projektach eksperymentów podłużnych.
Alternatywą jest tracheostomia w celu uzyskania wymaganego długoterminowego dostępu do tchawicy w eksperymentach podłużnych lub tracheotomia chirurgiczna w przypadku "jednorazowego użytku" w eksperymentach bez przeżycia. Chociaż dostępne są protokoły dotyczące techniki mikrochirurgicznej tracheostomii u szczurów27, obecnie nie ma protokołów intubacji dotchawiczej za pomocą tracheotomii w modelach szczurów, które nie przeżyły.
Opisana tutaj standaryzowana procedura intubacji dotchawiczej za pomocą tracheotomii i późniejszej torakotomii u szczurów stanowi zatem cenną metodę dla badaczy zajmujących się badaniami nad przeżyciem. Ta procedura nie wymaga ani wykwalifikowanego personelu, ani intensywnego szkolenia. Ma wskaźnik powodzenia intubacji, który jest znacznie wyższy niż intubacja wewnątrztchawicza i pozwala na znacznie bardziej kontrolowane kroki proceduralne.
Do ograniczeń prezentowanych technik należy przede wszystkim inwazyjność zabiegu, a co za tym idzie, wyłączna kompatybilność z eksperymentami nieprzeżywalnymi. Ze względu na duże ubytki skóry i tkanek miękkich, a także przetokę tchawicy po nacięciu, ekstubacja i rekonwalescencja po tej procedurze nie są ani możliwe, ani zalecane, zwłaszcza w połączeniu z torakotomią.
Rozwiązując typowe problemy napotykane podczas zabiegu, chcielibyśmy zwrócić uwagę na następujące punkty i zalecenia: należy przygotować sprzęt i leki tak szeroko, jak to możliwe. Eksperymentator powinien skrupulatnie przeprowadzić kontrolę hemostatyczną, starannie przygotowując się i używając nieurazowych wacików. Eksperymentator powinien przygotować tchawicę na długości co najmniej 0,5 cm, aby umożliwić wystarczającą ruchomość i użyć silikonowej pętli naczynia, aby nie stracić tchawicy po nacięciu, ponieważ może to spowodować zachłyśnięcie i uduszenie, gdy tchawica zostanie utracona w głębokości tkanki z powodu zjawiska tła. Tchawicę należy naciąć tylko częściowo jednym wyraźnym pociągnięciem nożyczek. Idealnie byłoby naciąć 180° obwodu. Poniżej tego poziomu może to spowodować niepowodzenie intubacji. Powyżej tego może dojść do pęknięcia tchawicy z cofnięciem się obu końców w głąb tkanki, a następnie uduszeniem. Podczas wiązania szwu polifilamentowego w celu zabezpieczenia rurki intubacyjnej należy użyć węzła przesuwnego, aby zapewnić wystarczającą szczelność, aby uniknąć wycieku powietrza lub przypadkowego przemieszczenia rurki, jednocześnie unikając niezamierzonego zamknięcia rurki. Pozostawienie drutu Seldinger na miejscu podczas szycia pozwala uniknąć niezamierzonego zamknięcia. Podczas wykonywania wentylacji manualnej za pomocą worka wentylacyjnego należy bezwzględnie unikać barotraumy płuc przy dużych objętościach oddechowych. Zamiast tego należy raczej dążyć do wentylacji chroniącej płuca, o wysokiej częstotliwości i niskim oddechu, zwłaszcza gdy torakotomia nie została wykonana i nie można ocenić objętości płuc wizualnie.
Oferując szczegółową i powtarzalną metodologię, protokół ten ułatwia standaryzację procedur eksperymentalnych, poprawiając wiarygodność danych i porównywalność między badaniami. W rezultacie metoda ta przyczynia się do udoskonalenia technik naukowych w badaniach przedklinicznych, ostatecznie zwiększając znaczenie translacyjne wyników w dziedzinie fizjologii, farmakologii, chirurgii i nauk biomedycznych.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Autorzy dziękują, że usługa przechowywania danych SDS@hd wspierana przez Ministerstwo Nauki, Badań i Sztuki Badenii-Wirtembergii (MWK) oraz Niemiecką Fundację Badawczą (DFG) poprzez granty INST 35/1314-1 FUGG i INST 35/1503-1 FUGG. Ponadto autorzy wyrażają wdzięczność za wsparcie ze strony NCT (Narodowe Centrum Chorób Nowotworowych w Heidelbergu, Niemcy) poprzez ustrukturyzowany program podoktorski i program Chirurgii Onkologicznej. Wyrażamy również uznanie dla wsparcia ze środków państwowych zatwierdzonego przez Sejm Kraju Związkowego Badenii-Wirtembergii dla Innovation Campus Health + Life Science Alliance Heidelberg Mannheim w ramach ustrukturyzowanego programu postdoc dla Alexandra Studiera-Fischera: Sztuczna inteligencja w zdrowiu (AIH) - współpraca DKFZ, EMBL, Uniwersytet w Heidelbergu, Szpital Uniwersytecki w Heidelbergu, Szpital Uniwersytecki w Mannheim, Centralny Instytut Zdrowia Psychicznego, oraz Instytut Badań Medycznych im. Maxa Plancka. Ponadto dziękujemy za wsparcie ze strony DKFZ Hector Cancer Institute przy Uniwersyteckim Centrum Medycznym w Mannheim. Na opłatę za publikację dziękujemy za wsparcie finansowe Deutsche Forschungsgemeinschaft w ramach programu finansowania "Open Access Publikationskoste" oraz Uniwersytetu w Heidelbergu.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Ambu Spur II Jednorazowy worek wentylacyjny dla noworodków | Meier Medizintechnik | 335 102 000 | Worek wentylacyjny |
| BD Microlance 3 kaniula 20 G | BD (Beckton, Dickinson) | 301300 | Kaniula |
| BD Microlance Discardit II 20 mL Strzykawka | BD (Beckton, Dickinson) | 300296 | Plastikowa strzykawka |
| Pręty mocujące | Legefirm | 500343896 | Kamertony używane jako metalowe pręty mocujące w kształcie litery Y |
| Rurka termokurczliwa | Sekesoer | RSG-400 | Rurka termokurczliwa |
| Cewnik dożylny | BD (Beckton, Dickinson) | 393230 | BD Venflon Pro Safety cewnik dożylny 14 G; skracany za pomocą nożyczek; alternatywnie można użyć 16 G lub 18 G Rurka |
| perfuzorowa z tworzywa sztucznego | M. Schilling GmbH | S702NC150 | Rurka łącząca COEX 150 cm |
| Szew polifilamentowy | COVIDIEN | CL331 | Polifilamentowy szew chirurgiczny zalecany o wytrzymałości od 1 do 2; igłę można usunąć |
| Poduszka grzewcza Royal Gardineer Rozmiar S, 20 Watt | Gardineer | IP67 | Poduszka grzewcza |
| Seldinger | VYGON | 115.798 | Metalowa prowadnica z zestawu do prowadzenia tętniczego |
| Silikonowa opaska do naczyń | SERAG WIESSNER | SL26 | Silikonowa opaska pętelkowa do naczyń 2,5 mm czerwona |
| Spraque Dawley szczury | Janvier Labs | Samce szczurów o wadze 400 gramów | |
| Blacha stalowa | Maschinenbau Feld GmbH | C010206 | Blacha ocynkowana, 40 x 50 cm, grubość 4,0 mm |
Bibliografia
- Czigany, Z., et al. Limb remote ischemic conditioning of the recipient protects the liver in a rat model of arterialized orthotopic liver transplantation. PLoS One. 13 (4), e0195507(2018).
- Czigány, Z., et al. Improving research practice in rat orthotopic and partial orthotopic liver transplantation: A review, recommendation, and publication guide. Eur Surg Res. 55 (1-2), 119-138 (2015).
- Nagai, K., Yagi, S., Uemoto, S., Tolba, R. H. Surgical procedures for a rat model of partial orthotopic liver transplantation with hepatic arterial reconstruction. J Vis Exp. 73, e4376(2013).
- Jahshan, F., et al. A novel rat model for assessment of laryngotracheal injury following transoral intubation. Int J Pediatr Otorhinolaryngol. 113, 4-10 (2018).
- Lamoureux, L., Radhakrishnan, J., Gazmuri, R. J. A rat model of ventricular fibrillation and resuscitation by conventional closed-chest technique. J Vis Exp. 98, 52413(2015).
- Wang, Z., et al. Autoinducer-2 of streptococcus mitis as a target molecule to inhibit pathogenic multi-species biofilm formation in vitro and in an endotracheal intubation rat model. Front Microbiol. 7, 88(2016).
- Jahshan, F., et al. A novel rat model for tracheal mucosal damage assessment of following long term intubation. Int J Pediatr Otorhinolaryngol. 128, 109738(2020).
- Rivard, A. L., et al. Rat intubation and ventilation for surgical research. J Invest Surg. 19 (4), 267-274 (2006).
- Na, N., Zhao, D. Q., Huang, Z. Y., Hong, L. Q. An improved method for rat intubation and thymectomy. Chin Med J (Engl). 124 (17), 2723-2727 (2011).
- Cicero, L., Fazzotta, S., Palumbo, V. D., Cassata, G., Lo Monte, A. I. Anesthesia protocols in laboratory animals used for scientific purposes. Acta Biomed. 89 (3), 337-342 (2018).
- Fuentes, J. M., et al. Videoendoscopic endotracheal intubation in the rat: A comprehensive rodent model of laparoscopic surgery. J Surg Res. 122 (2), 240-248 (2004).
- Bryda, E. C. The mighty mouse: The impact of rodents on advances in biomedical research. Mo Med. 110 (3), 207-211 (2013).
- Lazopoulos, A., et al. Open thoracotomy for pneumothorax. J Thorac Dis. 7 (S1), S50-S55 (2015).
- Rendell, V. R., Giamberardino, C., Li, J., Markert, M. L., Brennan, T. V. Complete thymectomy in adult rats with non-invasive endotracheal intubation. J Vis Exp. 94, 52152(2014).
- Thomas, J. L., et al. Endotracheal intubation in mice via direct laryngoscopy using an otoscope. J Vis Exp. 86, 50269(2014).
- Nelson, A. M., Nolan, K. E., Davis, I. C. Repeated orotracheal intubation in mice. J Vis Exp. 157, 60844(2020).
- Das, S., Macdonald, K., Chang, H. Y., Mitzner, W. A simple method of mouse lung intubation. J Vis Exp. 73, e50318(2013).
- Massick, D. D., et al. Quantification of the learning curve for percutaneous dilatational tracheotomy. Laryngoscope. 110 (2 Pt 1), 222-228 (2000).
- Giugliano, G., et al. Learning curve for translaryngeal tracheotomy in head and neck surgery. Laryngoscope. 111 (4 Pt 1), 628-633 (2001).
- Mort, T. C. Emergency tracheal intubation: Complications associated with repeated laryngoscopic attempts. Anesth Analg. 99 (2), 607-613 (2004).
- Hasegawa, K., et al. Association between repeated intubation attempts and adverse events in emergency departments: An analysis of a multicenter prospective observational study. Ann Emerg Med. 60 (6), 749-754.e742 (2012).
- Titu, I. M., Delaca, G. B., Teterea, F., Ciulic, S. A., Palade, E. Percutaneous tracheostomy using the Seldinger technique. Multimed Man Cardiothorac Surg. 2023, (2023).
- Garry, B. P., Bivens, H. E. The Seldinger technique. J Cardiothorac Anesth. 2 (3), 403(1988).
- Carbone, L. Estimating mouse and rat use in American laboratories by extrapolation from animal welfare act-regulated species. Sci Rep. 11 (1), 493(2021).
- Su, C. S., et al. Efficacious and safe orotracheal intubation for laboratory mice using slim torqueable guidewire-based technique: Comparisons between a modified and a conventional method. BMC Anesthesiol. 16, 5(2016).
- Clary, E. M., O'halloran, E. K., De La Fuente, S. G., Eubanks, S. Videoendoscopic endotracheal intubation of the rat. Lab Anim. 38 (2), 158-161 (2004).
- Ghali, M. G. Z. Microsurgical technique for tracheostomy in the rat. MethodsX. 5, 61-67 (2018).
Przedruki i uprawnienia
