Artykuł metodologiczny

Zmodyfikowany model bólu zapalnego do badania działania przeciwbólowego u myszy

DOI:

10.3791/66701

⸱

15 listopada 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1School of Pharmacy, Key Laboratory of Molecular Pharmacology and Drug Evaluation, Ministry of Education, Collaborative Innovation Center of Advanced Drug Delivery System and Biotech Drugs in Universities of Shandong, Yantai University, 2Department of Neurosurgery, The Third Hospital of Hebei Medical University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj prezentujemy zmodyfikowany model bólu zapalnego z wstrzyknięciem karagenu zarówno tylnej łapy, jak i w celu oceny efektu przeciwbólowego.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Test gorącej płyty jest powszechnie stosowany do oceny wpływu przeciwbólowego na ból zapalny u myszy. Powszechnie stosowany model bólu zapalnego był wywoływany przez doplantacyjne wstrzyknięcie karagenu w jedną tylną łapę. Jednak wyniki naszego laboratorium wykazały, że myszy, którym wstrzyknięto karagen w jedną tylną łapę, podniosły łapy, aby uniknąć nocycepcji termicznej podczas testu gorącej płyty. Ze względu na tę reakcję, poprzednia metoda iniekcji nie może dokładnie odzwierciedlić progu bólu termicznego. Dlatego zbadaliśmy nową metodę, aby uniknąć tego problemu. W niniejszym badaniu zmodyfikowaliśmy poprzednią metodę, wstrzykując karagen w obie tylne łapy, aby ustalić model bólu zapalnego. Wyniki wykazały, że wstrzyknięcie karagenu w obie tylną łapę było wrażliwe i stanowiło lepszą metodę wywoływania bólu zapalnego podczas korzystania z testu gorącej płyty niż wstrzyknięcie pojedynczej tylnej łapy. Na podstawie tych ustaleń zaprojektowaliśmy dalsze eksperymenty, w których myszy z wstrzyknięciem karagenu zarówno do tylnej łapy, jak i do pojedynczej tylnej łapy były leczone dożołądkowo celekoksybem (30 mg / kg). Wyniki testu z gorącą płytą wykazały, że celekoksyb zwiększał próg bólu termicznego u myszy po wstrzyknięciu karagenu do obu tylnych łap, ale nie u myszy z wstrzyknięciem karagenu do pojedynczej tylnej łapy. Podsumowując, opracowaliśmy lepszą metodę indukowania modelu bólu zapalnego w celu oceny działania przeciwbólowego.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ból jest problemem zdrowia publicznego na całym świecie. Jest wywoływany przez szkodliwą stymulację termiczną, mechaniczną lub chemiczną. Trudno jest przeprowadzić badania bólu u ludzi ze względów etycznych. Dlatego wykorzystanie modeli bólu zwierzęcego jest kluczowym podejściem do zrozumienia mechanizmów bólu i badań nad terapiami1. Test gorącej płyty jest szeroko stosowany do oceny nocycepcji termicznej i hiperalgezji2. Obecnie model bólu zapalnego stosowany w teście gorącej płyty jest indukowany za pomocą doplantacyjnego wstrzyknięcia karagenu w jedną tylną łapę. Na przykład, aby zbadać antynocyceptywne działanie mikrosfer obciążonych rotygotyną, przygotowano zwierzęcy model bólu zapalnego poprzez wstrzyknięcie pojedynczej tylnej łapy3. Aby ocenić wpływ inhibitorów o-metylotransferazy katecholowej na nocycepcję termiczną u myszy, karagen podawano w okolicę podeszwową prawej tylnej łapy4. Aby zbadać przeciwbólową rolę ekstraktu z Posidonia oceanica (L.) Delile, przygotowano model bólu zapalnego u myszy poprzez doplantacyjne wstrzyknięcie karagenu w prawą tylną łapę5. Jednak wyniki naszego laboratorium wykazały, że mysz z wstrzyknięciem karagenu do pojedynczej tylnej łapy podniosłaby łapę, aby uniknąć nocycepcji termicznej, która niedokładnie przedłuża reakcję zwierzęcia na bodziec termiczny w teście gorącej płyty. W związku z tym postawiliśmy hipotezę, że model bólu zapalnego z wstrzyknięciem karagenu do pojedynczej tylnej łapy nie może dokładnie odzwierciedlić progu bólu termicznego. Dlatego zoptymalizowaliśmy metodę, wstrzykując karagen w obie tylne łapy, aby ustalić zmodyfikowany model bólu zapalnego.

Myszy poddane wstrzyknięciu karagenu obu tylnych łapom nie miały możliwości uniknięcia bodźca termicznego dla obu tylnych łap jednocześnie. Próg bólu zdefiniowano jako czas od umieszczenia myszy na gorącej płycie do polizania przez mysz dowolnej tylnej łapy. Wyniki potwierdziły, że zmodyfikowany model bólu zapalnego jest bardziej odpowiedni do oceny progu temperatury nocyceptywnej. Może to poprawić skuteczność testu gorącej płyty w badaniach i rozwoju leków przeciwbólowych.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół eksperymentalny został zatwierdzony przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt na Uniwersytecie Yantai (No. YTDX20220425). Procedury były zgodne z wytycznymi National Institutes of Health dotyczącymi wykorzystywania zwierząt laboratoryjnych.

1. Zwierzęta

  1. Do eksperymentów użyj samic myszy ICR o wadze 20-25 g.
  2. Pozwól zwierzętom zaaklimatyzować się w środowisku pomieszczenia doświadczalnego przez 3 dni przed rozpoczęciem doświadczeń.
  3. Utrzymuj pomieszczenie eksperymentalne z 12-godzinnym cyklem światła i ciemności i zapewnij myszom swobodny dostęp do wody i karmy.

2. Przygotowanie roztworu karagenu

  1. Zważ 0,1 g karagenu. Dodaj 10 ml wysterylizowanej soli fizjologicznej do probówki.
  2. Dodaj 0,1 g karagenu do probówki i wiruj probówkę przez 30 sekund.
  3. Zebrać 1% wysterylizowany roztwór karagenu.
  4. Przygotuj roztwór karagenu przed eksperymentami.

3. Doplantarne wstrzyknięcie karagenu

  1. Za pomocą strzykawki (0,05 ml, 29 g x 1/2 cala, 0,33 mm × 12,7 mm) wstrzyknąć 1% roztwór karagenu.
  2. Wstrząśnij roztworem karagenu przed wciągnięciem go do strzykawki. Upewnij się, że w strzykawce nie ma pęcherzyków powietrza.
  3. Zdezynfekować miejsce wstrzyknięcia (tylna łapa) 75% alkoholem.
  4. Wstrzyknąć 30 μL6,7 1% roztworu karagenu podskórnie w podeszwową powierzchnię tylnej łapy. W przypadku myszy z grupy kontrolnej wstrzyknij 30 μl soli fizjologicznej.
    1. Wbić igłę ukośnie do góry w poduszkę tylnej łapy. Utrzymać stabilność strzykawki.
    2. Po wstrzyknięciu należy powoli wyjąć strzykawkę i naciskać na miejsce wstrzyknięcia przez 2 sekundy, aby zapobiec wyciekowi.

4. Test płyty grzejnej

  1. Test płyty grzejnej przeprowadzić 3 godziny po wstrzyknięciu dopodeszwowym.
  2. Oczyść i zdezynfekuj powierzchnię płyty grzejnej.
  3. Uruchom urządzenie z płytą grzejną. Kliknij przycisk Tryb temperatury. Kliknij STAŁA, aby ustawić temperaturę na 55 ± 0.2 °C.
  4. Kliknij przycisk Rozpocznij eksperyment i kliknij ZASIĘG. Wyjmij mysz z pojemnika na mieszkanie. Delikatnie chwyć jego pień. Umieść mysz na środku płyty grzejnej. Kliknij przycisk START.
  5. Obserwuj i zapisuj czas lizania lewej tylnej łapy (w przypadku myszy z wstrzyknięciem pojedynczej tylnej łapy) lub tylnej łapy (w przypadku myszy z wstrzyknięciem obu tylnych łap) w odpowiedzi na stymulację cieplną. Naciśnij pedał płyty grzejnej, aby zobaczyć godzinę na ekranie płyty grzejnej. Zdefiniuj próg bólu jako czas od umieszczenia myszy na gorącej płycie do polizania tylnej łapy.
  6. Ustaw limit 60 s dla testu płyty grzejnej4,8,9. Zapisz próg bólu wynoszący 60 s, jeśli limit zostanie osiągnięty.
    UWAGA: Wyczyść urządzenie z płytą grzejną 75% alkoholem przed umieszczeniem następnej myszy, aby uniknąć możliwej stronniczości spowodowanej resztkowym zapachem poprzedniej myszy.

5. Przygotowanie 1,5 mg/ml zawiesiny celekoksybu

  1. Przyjmować 1 kapsułkę zawierającą 200 mg celekoksybu. Weź zawartość kapsułki i zmiel ją na proszek.
  2. Dodać 0,5% karboksymetylocelulozy sodu. Ostateczna objętość to 13,3 ml. Jest to zawiesina sklepowa celekoksybu.
  3. Weź 1 ml zawiesiny sklepowej celekoksybu. Dodać 9,0 ml 0,5% karboksymetylocelulozy sodu, aby otrzymać 1,5 mg/ml zawiesiny celekoksybu.
  4. Myszom należy podać dożołądkowo 0,2 ml/10 g zawiesiny celekoksybu.
    UWAGA: Wybierz igłębnik o długości 4,0-4,5 cm dla myszy o wadze 20-25 g.

6. Ocena zmodyfikowanego modelu bólu zapalnego

  1. Losowo podziel samice myszy ICR na trzy grupy: kontrolną, modelową i celekoksyb.
  2. Wstrzyknąć podskórnie 30 μl 1% roztworu karagenu w podeszwową powierzchnię tylnej łapy (pojedyncza tylna łapa lub obiema tylna łapa). W przypadku myszy z grupy kontrolnej wstrzyknij 30 μl soli fizjologicznej.
  3. Po wstrzyknięciu karagenu lub soli fizjologicznej należy natychmiast wykonać zabieg. Celekoksyb należy podawać dożołądkowo w dawce 30 mg/kg mc. myszom w grupie celekoksybu. Dla myszy w grupie kontrolnej i modelowej podawać dożołądkowo 0,5% karboksymetylocelulozy sodu.
  4. Przeprowadzić test na płycie grzejnej (sekcja 2) po 3 godzinach od wstrzyknięcia karagenu.

7. Metody statystyczne

  1. Przedstawić wyniki doświadczalne jako średnią ± odchylenie standardowe. Przeprowadź test rozkładu normalności za pomocą statystycznego testu dopasowania Kołmogorowa-Smirnowa.
  2. Przeanalizuj porównanie między dwiema grupami za pomocą niesparowanego testu t. Wykonaj porównania wielu grup, korzystając z jednokierunkowej analizy wariancji, a następnie testu Dunnetta. Rozważmy wartość p < 0,05 istotną statystycznie.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Próg bólu w modelach bólu zapalnego
Próg bólu w modelu bólu zapalnego z wstrzyknięciem karagenu w jedną tylną łapę wynosił 32,23 ± 11,11 s, podczas gdy próg bólu w grupie kontrolnej wynosił 27,73 ± 7,08 s. W porównaniu z grupą kontrolną, próg bólu w modelu iniekcji z pojedynczą tylną łapą nie wykazał znaczącego zmniejszenia (p > 0,05, Figura 1A). Próg bólu w modelu bólu zapalnego z wstrzyknięciem karagenu do obu tylnych łap wynosił 21,84 ± 5,63 s, podczas gdy próg bólu w grupie kontrolnej wynosił 28,21 ± 8,61 s. W porównaniu z grupą kontrolną, próg bólu w modelu iniekcji zarówno tylnej łapy, jak i znacznie się zmniejszył (p < 0,05, Rysunek 1B).

Przeciwbólowe działanie celekoksybu w różnych modelach bólu zapalnego
W modelu bólu zapalnego z wstrzyknięciem karagenu do pojedynczej tylnej łapy próg bólu w grupie celekoksybu (27,01 ± 10,98 s) nie wykazał istotnego wzrostu w porównaniu z grupą modelową (29,77 ± 13,97 s, p > 0,05). Zgodnie z powyższymi wynikami, próg bólu w grupie modelowej nie wykazał znaczącego obniżenia w porównaniu z progiem grupy kontrolnej (30,94 ± 14,54 s), co wskazuje, że wstrzyknięcie karagenu w pojedynczą tylną łapę nie wywołało modelu bólu zapalnego (Figura 2A). W modelu bólu zapalnego z wstrzyknięciem karagenu do obu tylnych łap próg bólu w grupie modelowej (15,61 ± 4,85 s) znacznie się obniżył w porównaniu z grupą kontrolną (23,55 ± 3,96 s, p < 0,05). W porównaniu z grupą modelową, próg bólu w grupie celekoksybu (20,29 ± 3,10 s) był znacznie obniżony (Figura 2B).

figure-results-1
Rysunek 1: Progi bólu w modelach bólu zapalnego. (Średnia ± odchylenie standardowe, n = 15). (A) Próg bólu w modelu bólu zapalnego z wstrzyknięciem karagenu do pojedynczej tylnej łapy. (B) Próg bólu w modelu bólu zapalnego z wstrzyknięciem karagenu do obu tylnych łap, (#P<0.05). Proszę kliknąć tutaj aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-2
Rysunek 2: Przeciwbólowe działanie celekoksybu w różnych modelach bólu zapalnego (średnia ± odchylenie standardowe, n = 14). (A) Przeciwbólowe działanie celekoksybu w modelu bólu zapalnego z wstrzyknięciem karagenu do pojedynczej tylnej łapy. (B) Przeciwbólowe działanie celekoksybu w modelu bólu zapalnego z wstrzyknięciem karagenu w obie tylne łapy, ( #P<0.05, *P<0.05). Proszę kliknąć tutaj aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ból jest reakcją ochronną wywołaną uszkodzeniem lub urazem tkanki. Ma to jednak również negatywny wpływ na jakość życia10. W związku z tym opracowywanie skutecznych leków przeciwbólowych i badanie mechanizmów bólu pozostają aktywnymi obszarami badań. Metody oceny bólu odgrywają kluczową rolę w opracowywaniu leków przeciwbólowych. Wstrzyknięcie karagenu do pojedynczej tylnej łapy jest klasyczną metodą testu na gorącej płycie. Prezentowany tutaj zmodyfikowany model indukowany przez wstrzyknięcie karagenu do obu tylnych łap zapewnia wiarygodny sposób badania skuteczności potencjalnych środków terapeutycznych w łagodzeniu bólu.

W niniejszym badaniu stwierdziliśmy, że myszy, którym wstrzyknięto karagen do pojedynczej tylnej łapy, nie wykazały obniżenia progu bólu. Jednak w innych badaniach metoda ta doprowadziła do znacznego obniżenia progu bólu w teście gorącej płyty11,12. Rozbieżność w wynikach między poprzednimi badaniami a niniejszym badaniem można wytłumaczyć różnymi gatunkami zwierząt użytymi w doświadczeniach 13,14,15,16. Innym możliwym wyjaśnieniem jest to, że zaobserwowaliśmy, że myszy z wstrzyknięciem karagenu do pojedynczej tylnej łapy często podnoszą wstrzykniętą łapę lub lekko nadepną na płytkę, aby uniknąć bodźca termicznego. Ocena progu bólu wymaga obserwacji typowej reakcji nocyceptywnej polegającej na lizaniu lub potrząsaniu wstrzykniętą łapą. W ten sposób uzyskaliśmy wynik negatywny, wskazujący, że próg bólu modelu po wstrzyknięciu karagenu do pojedynczej tylnej łapy nie zmniejszył się znacząco. Myszy, którym wstrzyknięto karagen do obu tylnych łap, nie były w stanie uniknąć bodźca termicznego poprzez uniesienie łapy lub lekkie nadepnięcie na płytkę. Próg bólu uznano za lizanie lub potrząsanie tylną łapą, odzwierciedlając rzeczywistą reakcję nocyceptywną myszy.

Aby zweryfikować wyższość zmodyfikowanego modelu bólu zapalnego, myszy z zastrzykami karagenu z pojedynczej tylnej łapy lub obu tylnych łap leczono celekoksybem podawanym dożołądkowo. Zgodnie z hipotezą tego badania, celekoksyb wywierał działanie przeciwbólowe w zmodyfikowanym modelu bólu zapalnego, ale nie wykazywał żadnych efektów w modelu z wstrzyknięciem karagenu do pojedynczej tylnej łapy. Odkrycie to wykazało, że zmodyfikowany model bólu zapalnego jest wiarygodny w badaniach przesiewowych potencjalnych leków przeciwbólowych.

W tym badaniu istnieją ograniczenia. W testach na gorącej płycie wykorzystano wiele różnych szczepów myszy. Różne szczepy myszy mogą wykazywać różne reakcje na bodźce termiczne. W obecnym eksperymencie wykorzystano tylko myszy ICR do przetestowania hipotezy. W związku z tym, czy zmodyfikowana metoda dokładnie i konsekwentnie wykrywa progi bólu u innych szczepów myszy w teście na płycie grzejnej, pozostaje do ustalenia. Ponadto nie zaprojektowaliśmy eksperymentu pilotażowego w celu oceny progu bólu myszy, a tym samym nie wykluczyliśmy żadnych zwierząt o wysokim progu bólu. Ograniczenie to można jednak również uznać za zaletę obecnej zmodyfikowanej metody. Nie tylko upraszcza proces testu przeciwbólowego, ale także odzwierciedla zakres odpowiedzi myszy w teście gorącej płyty. Ponadto pomiar objętości tylnej łapy pomoże potwierdzić indukcję stanu zapalnego i zweryfikować działanie przeciwbólowe niesteroidowych leków przeciwzapalnych (NLPZ). Jednak nasze doświadczenie pokazało, że nie jest łatwo zmierzyć objętość łapy myszy. Łapa myszy jest zbyt mała, aby uzyskać dokładną wartość. W związku z tym niniejsze badanie nie miało na celu zbadania zmiany objętości łapy po zapaleniu.

Podsumowując, postępując zgodnie z krokami opisanymi powyżej, model bólu zapalnego z wstrzyknięciem karagenu do obu tylnych łap pozwala w wiarygodny sposób określić progi termonocyceptywne myszy. Ponadto po podaniu leków przeciwbólowych statystycznie stwierdzono wzrost progu bólu. Zmodyfikowany model bólu zapalnego jest przydatny do badań przesiewowych potencjalnych leków przeciwbólowych. Ponadto metoda ta może być wykorzystywana do badań nad biologią bólu, opracowywania nowych leków i leczenia klinicznego, a także do dostarczania nowych pomysłów i rozwiązań w zakresie leczenia bólu.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych potencjalnie sprzecznych interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy dr Lesley McCollum z Liwen Bianji (Edanz) (www.liwenbianji.cn), za zredagowanie angielskiego tekstu szkicu tego rękopisu.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Waga elektroniczna AL204Yuheng Battery Co., Ltd YH-400A
KarboksymetylocelulozaTianjin Chemical Co., Ltd 
CarrageenanSigma, MO, Stany Zjednoczone29H0715
CelecoxibPfizer Inc.
Płyta grzewcza UGO Ltd. Co., WłochyPB-200 
ICR samice myszyJinan Pengyue  Co., Ltd.
Sól fizjologiczna KelunPharmaceutical Co., Ltd 
202103268142838SCXK20220007H51021157

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Deuis, J. R., Dvorakova, L. S., Vetter, I. Methods used to evaluate pain behaviors in rodents. Front Mol Neurosci. 10, 284(2017).
  2. Menéndez, L., Lastra, A., Hidalgo, A., Baamonde, A. Unilateral hot plate test: a simple and sensitive method for detecting central and peripheral hyperalgesia in mice. J Neurosci Methods. 113 (1), 91-97 (2002).
  3. Li, T., et al. Rotigotine-loaded microspheres exerts the antinociceptive effect via central dopaminergic system. Eur J Pharmacol. 910, 174443(2021).
  4. Kambur, O., et al. Inhibitors of catechol- O -methyltransferase sensitize mice to pain. Br J Pharmacol. 161 (7), 1553-1565 (2010).
  5. Micheli, L., et al. Efficacy of Posidonia oceanica extract against inflammatory pain: In vivo studies in mice. Mar Drugs. 19 (2), 48(2021).
  6. McCarson, K. E. Models of inflammation: Carrageenan- or complete Freund's adjuvant (CFA)-induced edema and hypersensitivity in the rat. Curr Protoc Pharmacol. 70, 5.4.1-5.4.9 (2015).
  7. Fehrenbacher, J. C., Vasko, M. R., Duarte, D. B. Models of Inflammation: Carrageenan- or Complete Freund's Adjuvant (CFA)-Induced Edema and Hypersensitivity in the Rat. Curr Protoc Pharmacol. Chapter 5 (Unit 5.4), (2012).
  8. Asl, M. K., Nazariborun, A., Hosseini, M. Analgesic effect of the aqueous and ethanolic extracts of clove. Avicenna J Phytomed. 3 (2), 186-912 (2013).
  9. Wang, Y. Analgesic effects of glycoproteins from Panax ginseng root in mice. J Ethnopharmacol. 148 (3), 946-950 (2013).
  10. Zia, F. Z., et al. Are psychedelic medicines the reset for chronic pain? Preliminary findings and research needs. Neuropharmacology. 233, 109528(2023).
  11. Sałat, K., Furgała, A., Sałat, R. Evaluation of cebranopadol, a dually acting nociceptin/orphanin FQ and opioid receptor agonist in mouse models of acute, tonic, and chemotherapy-induced neuropathic pain. Inflammopharmacology. 26 (2), 361-374 (2018).
  12. Wang, J., et al. Anti-inflammatory and analgesic actions of bufotenine through inhibiting lipid metabolism pathway. Biomed Pharmacother. 140, 111749(2021).
  13. Gong, L., et al. Antinociceptive and anti-inflammatory potentials of Akebia saponin D. Eur J Pharmacol. 845, 85-90 (2019).
  14. Deng, J., et al. Comparison of analgesic activities of aconitine in different mice pain models. PloS One. 16 (4), e0249276(2021).
  15. Penn, N. W. Potentiation of morphine analgesic action in mice by beta-carotene. Eur J Pharmacol. 284 (1-2), 191-193 (1995).
  16. Akkol, E. K., Güvenç, A., Yesilada, E. A comparative study on the antinociceptive and anti-inflammatory activities of five Juniperus taxa. J Ethnopharmacol. 125 (2), 330-336 (2009).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Inflammatory Pain ModelHot Plate TestCarrageenan InjectionAnalgesic EffectThermal Pain ThresholdBoth Hind Paw InjectionSingle Hind Paw InjectionCelecoxib TreatmentPain Threshold MeasurementICR Mice

Powiązane artykuły