Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Dynamiczna wieloparametrowa ocena funkcji płytek krwi za pomocą biosensora pojemnościowego

1.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/66783

⸱

2 maja 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Mechanical Engineering, University of Washington

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Protokół dla nowatorskiego dynamicznego wieloparametrowego testu funkcjonalnego płytek krwi przy użyciu biosensora pojemnościowego jest prezentowany tutaj. To podejście, zaprojektowane w półsztywnym mikrośrodowisku w celu zwiększenia znaczenia fizjologicznego, zapewnia trzy parametry wyjściowe wrażliwe na liczbę płytek krwi, siłę stymulacji i szlaki aktywacji.

Streszczenie

Płytki krwi odgrywają fundamentalną rolę w krzepnięciu krwi poprzez szereg regulowanych reakcji, w tym adhezję, rozprzestrzenianie się, wydzielanie ziarniste, agregację i skurcz cytoszkieletu. Jednak obecne testy ograniczają się do częściowej analizy funkcji płytek krwi w warunkach niefizjologicznych. W związku z tym konieczny jest ulepszony test, który odzwierciedla dynamiczny i wieloaspektowy charakter funkcji płytek krwi w warunkach fizjologicznych. W tym kontekście wprowadzono nowatorskie podejście do pomiaru kilku kluczowych parametrów związanych z funkcją płytek krwi w bardziej fizjologicznie istotnym półsztywnym mikrośrodowisku ex vivo w porównaniu z tradycyjnymi testami. Metoda ta wykorzystuje zaawansowany bioczujnik elektryczny, membranowy czujnik pojemnościowy (MCS), który zapewnia unikalny wgląd w proces krzepnięcia dzięki trzem różnym odczytom. Odczyty te są bardzo wrażliwe na zmiany liczby płytek krwi, intensywności stymulacji i określonych szlaków aktywacji. Jako czysto elektryczna platforma detekcyjna, MCS wykazuje znaczny potencjał jako narzędzie diagnostyczne do wykrywania pierwotnych zaburzeń funkcji hemostatycznej, oceny skuteczności leczenia i pogłębiania szerszego zrozumienia roli płytek krwi w hemostazie i zakrzepicy.

Wprowadzenie

Płytki krwi, wyspecjalizowane komórki krwi, odgrywają kluczową rolę w organizowaniu reakcji hemostatycznej w celu zatrzymania krwawienia po urazie oraz w ułatwianiu gojenia naczyń krwionośnych1. Ponadto służą również jako kluczowe mediatory w zakrzepicy, głównej przyczynie zgonów związanych z chorobą zakrzepowo-zatorową na całym świecie2,3,4,5,6. Kiedy dochodzi do urazu naczyniowego, płytki krwi przechodzą szereg złożonych, regulowanych i wieloetapowych procesów funkcjonalnych. Należą do nich adhezja do macierzy wewnętrznej, napływ wewnątrzkomórkowego wapnia wywołujący zmiany konformacyjne płytek krwi, aktywację, wydzielanie granulek, agregację i skurcz cytoszkieletu, ostatecznie tworząc i stabilizując korki hemostatyczne, aby uszczelnić uszkodzone miejsca i zapobiec krwawieniu7,8. Pomimo znacznych postępów w dziedzinie leków przeciwpłytkowych i strategii terapeutycznych9,10,11, ryzyko zakrzepicy utrzymuje się. Leczenie przeciwpłytkowe wiąże się z wyzwaniami, takimi jak ryzyko krwawienia jatrogennego, trudności w osiągnięciu skuteczności przeciwzakrzepowej przy jednoczesnym utrzymaniu hemostazy oraz zmienność reakcji pacjenta, w tym oporność na leki12,13.

Chociaż mechanizmy molekularne rządzące fazami odpowiedzi płytek krwi są dobrze udokumentowane, obecne metody badania funkcji płytek krwi pozostają nieoptymalne. Tradycyjne testy laboratoryjne często zawodzą, ponieważ oceniają tylko ograniczone aspekty aktywności płytek krwi we wczesnym i środkowym stadium, takie jak adhezja, agregacja lub lepkość skrzepów7,14,15,16,17,18. Ta częściowa analiza może prowadzić do niewystarczających informacji. Co więcej, testy te nie oferują jednoczesnej, ciągłej i szybkiej oceny wielu kluczowych elementów funkcjonalnych płytek krwi w jednym teście. W związku z tym ograniczenie to hamuje postęp zarówno w hematologii klinicznej, jak i eksperymentalnej. Z biegiem czasu opracowano mnóstwo czujników impedymetrycznych lub pojemnościowych do różnych zastosowań biomedycznych19,20,21,22,23,24,25,26,27,28.

Tutaj prezentujemy protokół oceny funkcji płytek krwi w multipleksie za pomocą biosensora pojemnościowego. Atrakcyjną cechą proponowanego podejścia jest czułe monitorowanie dynamicznych zmian w szerokim spektrum funkcji płytek krwi na poziomie komórkowym. Przedstawione podejście wykorzystuje bioczujnik składający się z dwóch mikrochipów: górnego chipa silikonowego, który jest jednorazowego użytku, zawierającego studzienkę na próbkę cytrynowanego osocza bogatopłytkowego oraz elektrodę czujnikową pokrytą ludzką fibronektyną w celu ułatwienia adhezji płytek krwi, a także dolny chip krzemowy wielokrotnego użytku zawierający elektrodę referencyjną. Ciągły pomiar dynamicznych zmian pojemności podczas całego procesu krzepnięcia, obejmujący adhezję płytek krwi, aktywację i postaktywację, umożliwia czułą analizę związaną z różnicami w liczbie płytek krwi, poziomach aktywacji płytek krwi i hamowaniu szlaków aktywacji. Kliniczną wykonalność i użyteczność tej metody wykazano przy użyciu odpowiednich próbek ludzkiego osocza, co podkreśla jej potencjał w zakresie solidnej oceny funkcji płytek krwi w warunkach klinicznych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Propozycja badania została zatwierdzona przez Wydział Przedmiotów Ludzkich (HSD) przy Wewnętrznej Komisji Rewizyjnej Uniwersytetu Waszyngtońskiego (UW-IRB; ID badania: STUDY00005211). Wszyscy ochotnicy, którzy wzięli udział w badaniu, wyrazili pisemną świadomą zgodę. Szczegółowe informacje na temat odczynników i sprzętu użytego w tym badaniu są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Etapy produkcji membranowego czujnika pojemnościowego (MCS)

UWAGA: Czujnik MCS został wyprodukowany przy użyciu tradycyjnych technik mikroprodukcji. Ten bioczujnik składał się z górnego (T-) i dolnego (B-) chipa pojemnościowego membrany (MCC). Krótko mówiąc, etapy produkcji są pokazane w Rysunek 1.

  1. Etapy mikroprodukcji dla T-MCC (Rysunek 1A)
    1. Zaprojektuj układ T-MCC za pomocą standardowego oprogramowania CAD do tyczenia 4-calowego podłoża z płytki krzemowej.
    2. Przenieś projekt na fotomaskę ze szkła chromowego, korzystając ze standardowego procesu produkcji maski29,30.
    3. Na czystym, dwustronnie polerowanym podłożu silikonowym (o grubości 400 μm) nanieść Si3N4 o grubości 500 nm przy użyciu standardowej techniki niskociśnieniowego chemicznego osadzania z fazy gazowej (LPCVD)31. Przędzić 12 μm fotorezystu AZ 9260 z prędkością 2000 obr./min przez 25 s za pomocą ręcznej powlekarki wirowej.
    4. Korzystając ze standardowej techniki fotolitografii UV32, uformuj fotorezystor, który polega na naświetleniu fotorezystu za pomocą fotomaski ze szkła chromowanego w nakładce UV i rozwinięciu rezystu w roztworze wywoływacza w celu usunięcia obszaru rezystu naświetlonego promieniami UV.
    5. Ułóż wzór na leżącej poniżej warstwie azotku krzemu o grubości 500 nm za pomocą reaktywnego procesu trawienia jonowego, który odsłania podłoże krzemowe.
    6. Usuń odsłonięte podłoże krzemowe o grubości 400 μm za pomocą standardowego procesu Bosch: Deep Reactive Ion Si Etch process33.
    7. Oblicz żądaną liczbę cykli wytrawiania, aby usunąć 400 μm krzemu.
      UWAGA: Będzie się to różnić w zależności od narzędzia używanego w procesie, ponieważ będą one miały wpływ na szybkość wytrawiania (w tym przypadku było to 1,8 μm / cykl).
    8. Aby zapobiec przypadkowemu wytrawieniu warstwy Si3N4, należy przerwać trawienie na sucho co najmniej 10 μm wcześniej (tj. przy 390 μm). Usunąć pozostały krzem za pomocą tradycyjnego, wysoce selektywnego KOH w temperaturze 80 °C przez 5 minut.
    9. Umieść kolejno 20 nm warstw Cr i 150 nm Au za pomocą procesu parowania wiązką E34 i maski cienia w celu wytworzenia elektrody czujnikowej w T-MCC.
    10. Na tym etapie T-MCC w płytce zostanie połączone za pomocą maleńkich silikonowych uchwytów. Oddziel T-MCC, ostrożnie nakłuwając maleńkie uchwyty.
  2. Etapy mikroprodukcji dla B-MCC (Rysunek 1B)
    1. Na czystym termicznie utlenionym podłożu krzemowym (o grubości 400 μm) osadź warstwy metalu Cr/Au (20 nm, 150 nm) za pomocą maski cienia, podobnie jak w kroku 1.1.9.
    2. Użyj standardowej fotolitografii32 z wyrównaniem tylnej strony, a następnie etapem trawienia na mokro KOH, aby zwolnić B-MCCs.
      UWAGA: T- i B-MCC mają podkładki kontaktowe 2,5 x 1,5 cm.

2. Biofunkcjonalizacja czujnika pojemnościowego

UWAGA: Krótko mówiąc, ten krok polega na pokryciu elektrody T-MCC ludzką fibronektyną (Fn), aby ułatwić przyczepianie płytek krwi do czujnika.

  1. Przed nałożeniem powłok biomolekularnych należy oczyścić elektrodę czujnikową plazmą tlenową przez 45 s przy mocy 100 W.
  2. Dodać 1-dodekanetiol (1 mM) w etanolu o 200-procentowym procencie do dołka próbki na T-MCC.
  3. Umieść T-MCC w pojemniku wypełnionym suchym azotem, szczelnie zamkniętym i owiniętym parafilmem na 24-48 godzin.
  4. Spłucz powierzchnię złota wodą dejonizowaną i 200-procentowym etanolem, a następnie wysusz azotem w temperaturze pokojowej. Na tym etapie należy przechowywać czujniki w temperaturze 2-8 °C w suchej atmosferze azotu do następnych kroków.
  5. Dodać roztwór Fn w roztworze soli fizjologicznej buforowanym fosforanami (PBS, 50 μg/ml) do studzienki na 12 godzin przed pomiarem i inkubować w temperaturze 37 °C przez 2-8 godzin.

3. Konfiguracja czujnika pojemności

UWAGA: Rysunek 2 przedstawia zdjęcie układu eksperymentalnego.

  1. Użyj miernika LCR z mikropozycjonerami i sondami igłowymi, aby nawiązać kontakt elektryczny z czujnikiem.
  2. Zastosuj plastikowe uchwyty wydrukowane w 3D (patrz tabela materiałów), aby bezpiecznie umieścić T- i B-MCC. Dolne oprawowanie jest wyposażone w ograniczniki na osi x-y, aby zapewnić precyzyjne wyrównanie T-MCC nad B-MCC w celu utworzenia kondensatora.
    UWAGA: Wszystkie użyte drukarki 3D pochodziły z Uniwersytetu Waszyngtońskiego.
  3. Zastosuj sygnał sinusoidalny (0,5 V) przy 100 kHz i częstotliwości próbkowania 8 Hz.

4. Przygotowanie cytrynowanego osocza bogatopłytkowego (c-PRP)

UWAGA: Wszystkie próbki krwi pochodziły od ochotników, którzy wzięli udział w tym badaniu. Żaden z uczestników nie miał wcześniej znanych nieprawidłowości płytek krwi lub zaburzeń krzepnięcia i nie przyjmowali żadnych leków płytkowych, w tym niesteroidowych leków przeciwzapalnych (NLPZ), w ciągu dwóch tygodni poprzedzających pobranie próbki. Licencjonowany flebotomista przeprowadził pobieranie krwi za pomocą igły 21 G do standardowych probówek z cytrynianem 3,2%. Pierwszy 1 ml został wyrzucony, aby uniknąć zanieczyszczenia czynnikiem tkankowym. Próbki transportowano w styropianowym pojemniku, a wszystkie pomiary wykonano w ciągu 6 godzin od pobrania krwi.

  1. Odwirować próbkę krwi pełnej o masie 200 x g przez 10 minut w temperaturze 20 °C w celu uzyskania c-PRP.
  2. Przenieść c-PRP do sterylnego pojemnika i przeprowadzić liczbę płytek krwi. W przypadku badań nad inhibitorami należy inkubować c-PRP z predefiniowanym stężeniem leku w buforze Tyrode'a (szczegółowe informacje znajdują się w sekcji Wyniki).

5. Test czynnościowy płytek

krwi

UWAGA: Schemat prezentowanego testu czynnościowego płytek krwi jest pokazany w Rysunek 3.

  1. Zamontuj T- i B-MCC w oprawach wydrukowanych w 3D.
  2. Mierzyć podstawowy pomiar pojemności przez 5 minut, a następnie dodać 45 μl c-PRP do dołka próbki w T-MCC.
  3. Odczekaj 30 minut, aż płytki krwi przylgną do elektrody pokrytej Fn w T-MCC.
  4. Ostrożnie usunąć 30 μl c-PRP, nie dotykając płytek krwi przyczepionych do membrany, a następnie natychmiast uzupełnić buforem Tyrode. Powtórz mycie co najmniej 5 razy w odstępie 20 sekund, aby upewnić się, że po aktywacji na elektrodzie czujnikowej nie wylądują żadne dodatkowe płytki krwi lub makroagregaty.
  5. Dodać 10 μl roztworu agonisty (trombiny lub ADP) o żądanym stężeniu. Odczekaj 80 minut czasu równowagi.

6. Dane i analiza statystyczna dla markerów sygnałowych

UWAGA: Pojemność jest mierzona w sposób ciągły od kroków 5.2-5.5.

  1. Dla sygnału pojemnościowego w fazie adhezji (krok 5.3) zmierz maksymalną zmianę pojemności po 30-minutowym czasie równowagi, który jest określany jako ΔCadh.
  2. Podobnie w przypadku fazy aktywacji (krok 5.5) zmierz maksymalną zmianę pojemności, która jest określana jako akt Δ C, oraz nachylenie krzywej w zakresie 200-300 s po aktywacji, co jest określane jako działanie S.
  3. Użyj analizy wariancji (ANOVA) z post-hoc Tukeya, aby porównać wyniki między grupami. Użyj Shapiro-Wilk Goodness of Fit do analizy rozkładu normalnego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Celem niniejszej pracy jest przeprowadzenie dynamicznej oceny funkcji płytek krwi. Zgodnie z opisanym powyżej protokołem przygotowano roztwór c-PRP, a następnie naniesiono płytki krwi na pokrytą Fn elektrodę w T-MCC. Wolno pływające płytki krwi zostały usunięte podczas etapu płukania, po czym dodano agonistę w celu aktywacji przytwierdzonych płytek. Szczegółowe wyniki i dyskusję można znaleźć w naszym poprzednim raporcie28.

Rycina 4A przeds...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W badaniu tym opracowano pionierską nowatorską, opartą na pojemności metodę oceny funkcji płytek krwi, która ocenia zarówno adhezję, jak i dynamikę płytek krwi po aktywacji w jednym urządzeniu, co stanowi pierwszy zgłoszony przypadek takiego podejścia. Nowatorski protokół eksperymentalny wprowadza stosunkowo prostą technikę przeciwdziałania skutkom tworzenia fibryny i czynników krzepnięcia w osoczu poprzez procedurę wymłukiwania. Skutkuje to pomiarami zdolnymi do rozpoznania różnych czynników wpływających na funkcję płyt...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak sprzecznych interesów.

Podziękowania

Autorzy wyrażają swoją wdzięczność dr Moritzowi Stolli i dr Jasonowi Ackerowi za ich cenne dyskusje i pomoc techniczną. Wyrażają również uznanie dla Biology Imaging Facility na Uniwersytecie Waszyngtońskim za jego infrastrukturę i wsparcie. Prace te otrzymały częściowe dofinansowanie z CoMotion Innovation Fund na Uniwersytecie Waszyngtońskim (grant nr 682548, D.Y.G.).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
1-DodekanetiolSigma-Aldrich, MO, USA471364-100ML1 mM
200-proof etanolSigma-Aldrich, MO, U.S.AEX0276-1
Drukarka 3DShenzhen Creality 3D Technology Co, Ltd.Ender-3 V3
Materiał do druku 3DHATCHBOX 3D, CA, USA3D PLA-1KG-1.75
Adenozyna 5′-difosforanSigma Aldrich, USA01905-250MG-FADP
Aspiryna Sigma-Aldrich, MO,A2093-100G
Głębokie reaktywne trawienie jonoweOmega Engineering, Inc.SPTS Rapier DRIE
DimetylosulfotlenekSigma-Aldrich, MO, U.S.AD8418-50ML
DMSO Wysokopróżniowe systemy osadzaniaCHA SEC-600
Ludzka fibronektynaSigma-Aldrich, MO,CLS356008-1EAFn
KOHSigma-Aldrich, MO,P1767-250G
LCR miernik Keithley Instruments, Inc., OH, USA UchwytyKeithley EL 4980AL
LCRSignatone Corporation, CA, USASCA-50-4
System wyrównywania masekABM, U.S.A., Inc.ABM/6/350/NUV/DCCD/SA
MikropozycjonerySignatone, CA, USA SondaS-725
Signatone Corporation, Kalifornia,SCAT5T-412.5 μ m radius
Sól fizjologiczna buforowana fosforanamiSigma-Aldrich, MO, U.S.AP4474-1LPBS, pH 7,4
Reaktywne trawienie jonowePlasma-Therm, USARIE Vision 320
podłoże krzemoweWafer World IncSKU# 1766
Standardowe rurki cytrynianowe 3,2%Tiger Medical, NJ, USACovidien / Cardinal Health 8881340478 Monoject
ThrombinEnzyme Research Laboratories, USAHT 1002a
Sigma-Aldrich, MO, USAPHR2788-400MG
Tyrode' s bufferBoston Bioproducts, USABSS-375
UV photoresistAZ materiały elektroniczne, Karolina Północna, USAAZ 926015um
USA USA USA miernika igłowa USA Tikagrelor,

Bibliografia

  1. George, J. N. Platelets. Lancet. 355 (9214), 1531-1539 (2000).
  2. Wendelboe, A. M., Raskob, G. E. Global burden of thrombosis: Epidemiologic aspects. Circ Res. 118 (9), 1340-1347 (2016).
  3. Heit, J. A. Epidemiology of venous thromboembolism. Nat Rev Cardiol. 12 (8), 464-474 (2015).
  4. Moran, A. E., et al. The global burden of ischemic heart disease in 1990 and 2010: The global burden of disease 2010 study. Circulation. 129 (14), 1493-1501 (2014).
  5. Campbell, B. C. V., et al. Ischaemic stroke. Nat Rev Dis Primers. 5 (1), 70(2019).
  6. Ruggeri, Z. M. Platelets in atherothrombosis. Nat Med. 8 (11), 1227-1234 (2002).
  7. Harrison, P. Platelet function analysis. Blood Rev. 19 (2), 111-123 (2005).
  8. Van Der Meijden, P. E. J., Heemskerk, J. W. M. Platelet biology and functions: New concepts and clinical perspectives. Nat Rev Cardiol. 16 (3), 166-179 (2019).
  9. Bhatt, D. L., Topol, E. J. Scientific and therapeutic advances in antiplatelet therapy. Nat Rev Drug Discov. 2 (1), 15-28 (2003).
  10. Mcfadyen, J. D., Schaff, M., Peter, K. Current and future antiplatelet therapies: Emphasis on preserving hemostasis. Nat Rev Cardiol. 15 (3), 181-191 (2018).
  11. Michelson, A. D. Advances in antiplatelet therapy. Hematology Am Soc Hematol Educ Program. 2011, 62-69 (2011).
  12. Sweeny, J. M., Gorog, D. A., Fuster, V. Antiplatelet drug 'resistance'. Part 1: Mechanisms and clinical measurements. Nat Rev Cardiol. 6 (4), 273-282 (2009).
  13. Mega, J. L., Simon, T. Pharmacology of antithrombotic drugs: An assessment of oral antiplatelet and anticoagulant treatments. Lancet. 386 (9990), 281-291 (2015).
  14. Carr, M. E. Development of platelet contractile force as a research and clinical measure of platelet function. Cell Biochem Biophys. 38 (1), 55-78 (2003).
  15. Gresele, P., Bury, L., Mezzasoma, A. M., Falcinelli, E. Platelet function assays in diagnosis: An update. Expert Rev Hematol. 12 (1), 29-46 (2019).
  16. Pakala, R., Waksman, R. Currently available methods for platelet function analysis: Advantages and disadvantages. Cardiovasc Revasc Med. 12 (5), 312-322 (2011).
  17. Paniccia, R., Priora, R., Liotta, A. A., Abbate, R. Platelet function tests: A comparative review. Vasc Health Risk Manag. 11, 133-148 (2015).
  18. Rand, M. L., Leung, R., Packham, M. A. Platelet function assays. Transfus Apher Sci. 28 (3), 307-317 (2003).
  19. Alafeef, M., Dighe, K., Moitra, P., Pan, D. Rapid, ultrasensitive, and quantitative detection of sars-cov-2 using antisense oligonucleotides directed electrochemical biosensor chip. ACS Nano. 14 (12), 17028-17045 (2020).
  20. Chowdhury, A. D., Takemura, K., Li, T. C., Suzuki, T., Park, E. Y. Electrical pulse-induced electrochemical biosensor for hepatitis e virus detection. Nat Commun. 10 (1), 3737(2019).
  21. Park, J. H., et al. Capacitive biosensor based on vertically paired electrodes for the detection of sars-cov-2. Biosens Bioelectron. 202, 113975(2022).
  22. Qureshi, A., Pandey, A., Chouhan, R. S., Gurbuz, Y., Niazi, J. H. Whole-cell based label-free capacitive biosensor for rapid nanosize-dependent toxicity detection. Biosens Bioelectron. 67, 100-106 (2015).
  23. Rassaei, L., Mathwig, K., Kang, S., Heering, H. A., Lemay, S. G. Integrated biodetection in a nanofluidic device. ACS Nano. 8 (8), 8278-8284 (2014).
  24. Wang, L., et al. A sensitive DNA capacitive biosensor using interdigitated electrodes. Biosens Bioelectron. 87, 646-653 (2017).
  25. Zhurauski, P., et al. Sensitive and selective affimer-functionalized interdigitated electrode-based capacitive biosensor for her4 protein tumor biomarker detection. Biosens Bioelectron. 108, 1-8 (2018).
  26. Pourang, S., et al. Assessment of fibrinolytic status in whole blood using a dielectric coagulometry microsensor. Biosens Bioelectron. 210, 114299(2022).
  27. Sekar, P. K., et al. Simultaneous multiparameter whole blood hemostasis assessment using a carbon nanotube-paper composite capacitance sensor. Biosens Bioelectron. 197, 113786(2022).
  28. P, K. S., et al. Comprehensive multiparameter evaluation of platelet function using a highly sensitive membrane capacitance sensor. Biosens Bioelectron. 228, 115192(2023).
  29. Franssila, S. Introduction to microfabrication. , 2nd edn, John Wiley & Sons. (2010).
  30. Syed Rizvi, S. R. Handbook of photomask manufacturing technology. , CRC Press. (2018).
  31. Yota, J., Hander, J., Saleh, A. A. A comparative study on inductively-coupled plasma high-density plasma, plasma-enhanced, and low pressure chemical vapor deposition silicon nitride films. J Vacuum Sci Technol A. 18 (2), 372-376 (2000).
  32. Thompson, L. F. An introduction to lithography. ACS Symp Series. 219, 1-13 (1983).
  33. Laermer, F., Urban, A. Challenges, developments and applications of silicon deep reactive ion etching. Microelectron Eng. 67 - 8, 349-355 (2003).
  34. Harsha, K. S. Principles of vapor deposition of thin films. , Elsevier. eBook ISBN: 9780080480312 (2005).
  35. Lea-Henry, T. N., Carland, J. E., Stocker, S. L., Sevastos, J., Roberts, D. M. Clinical pharmacokinetics in kidney disease: Fundamental principles. Clin J Am Soc Nephrol. 13 (7), 1085-1095 (2018).
  36. Offermanns, S. Activation of platelet function through g protein-coupled receptors. Circ Res. 99 (12), 1293-1304 (2006).
  37. Trejo-Velasco, B., et al. Impact of comorbidities and antiplatelet regimen on platelet reactivity levels in patients undergoing transcatheter aortic valve implantation. J Cardiovasc Pharmacol. 78 (3), 463-473 (2021).
  38. Violi, F., Pignatelli, P., Basili, S. Nutrition, supplements, and vitamins in platelet function and bleeding. Circulation. 121 (8), 1033-1044 (2010).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Czujnik pojemności błonowejadhezja płytek krwiaktywacja płytek krwiagregacja płytek krwiocena hemostazyosocze bogate w płytki krwielektryczna platforma sensorycznaaktywacja trombiną
Dynamiczna wieloparametrowa ocena funkcji płytek krwi za pomocą biosensora pojemnościowego
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.