Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Budowa ortotopowego modelu ksenoprzeszczepu niedrobnokomórkowego raka płuca naśladującego postęp choroby i predykcję działania leków

2.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/66787

⸱

10 maja 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Thomas J. Long School of Pharmacy, University of the Pacific

W tym artykule

Podsumowanie

To badanie przedstawia ortotopowy model niedrobnokomórkowego raka płuca (NSCLC) oparty na wewnątrzpłucnej inokulacji wielokomórkowych sferoid fluorescencyjnych komórek A549-iRFP. Model podsumowuje kliniczne stadia niedrobnokomórkowego raka płuca i reaguje na cisplatynę, zgodnie z dynamicznym monitorowaniem in vivo fluorescencji na długich falach.

Streszczenie

Niedrobnokomórkowy rak płuca (NSCLC) jest wysoce śmiertelną chorobą o złożonym i niejednorodnym mikrośrodowisku nowotworowym. Obecnie powszechne modele zwierzęce oparte na podskórnej inokulacji zawiesin komórek nowotworowych nie oddają mikrośrodowiska guza w NSCLC. W niniejszym artykule opisujemy mysi ortotopowy model ksenoprzeszczepu raka płuc, który wykorzystuje inokulację wewnątrzpłucną trójwymiarowych wielokomórkowych sferoid (MCS). W szczególności fluorescencyjne ludzkie komórki NSCLC (A549-iRFP) hodowano w 96-dołkowych mikropłytkach o niskim przyczepie z kolagenem przez 3 tygodnie w celu utworzenia MCS, które następnie zaszczepiono międzyżebrowo w lewym płucu nagich myszy atymicznych w celu ustalenia ortotopowego modelu raka płuc.

W porównaniu z oryginalną linią komórkową A549, MCS linii komórkowej A549-iRFP reagował podobnie na leki przeciwnowotworowe. Sygnał fluorescencyjny o dużej długości fali komórek A549-iRFP silnie korelował z powszechnymi markerami wzrostu komórek rakowych, w tym objętością sferoidalną, żywotnością komórek i poziomem białek komórkowych, umożliwiając w ten sposób dynamiczne monitorowanie wzrostu raka in vivo za pomocą obrazowania fluorescencyjnego. Po inokulacji myszom ksenoprzeszczep MCS A549-iRFP niezawodnie przechodził przez fazy bardzo przypominające stadia kliniczne NSCLC, w tym ekspansję guza pierwotnego, pojawienie się sąsiednich guzów wtórnych i przerzuty komórek rakowych do przeciwległego prawego płuca i odległych narządów. Co więcej, model zareagował na wzorcowy lek przeciw rakowi płuc, cisplatynę, z przewidywaną toksycznością i wolniejszym postępem nowotworu. W związku z tym ten mysi ortotopowy model ksenoprzeszczepu NSCLC posłużyłby jako platforma do podsumowania postępu choroby i ułatwienia opracowania potencjalnych leków przeciwnowotworowych.

Wprowadzenie

Wśród wszystkich zaburzeń onkologicznych, rak płuc nie tylko powoduje największą liczbę ofiar śmiertelnych, ale także generuje drugą co do wielkości liczbę nowych pacjentów każdego roku w USA1. Ten niszczycielski nowotwór złośliwy stanowi główną przeszkodę we współczesnej opiece zdrowotnej, domagając się głębszego zrozumienia jego skomplikowanej biologii i bardziej skutecznych metod terapeutycznych2. Niedrobnokomórkowy rak płuca (NSCLC) stanowi 85% przypadków raka płuc i ma tendencję do przekształcania się w guzy lite3. Jednym z największych wyzwań w raku płuc jest dynamiczne i niejednorodne mikrośrodowisko guza, które ma głęboki wpływ na postęp nowotworu i reakcje na interwencje terapeutyczne4,5,6. Głębsze zrozumienie wzajemnych oddziaływań między komórkami nowotworowymi i ich mikrośrodowiskiem na różnych etapach niedrobnokomórkowego raka płuca wymaga udoskonalonych modeli patologicznych, które podsumowują histologiczne cechy progresji niedrobnokomórkowego raka płuca.

W związku z tym, ortotopowe modele zwierzęce jawią się jako obiecująca droga do badań nad NSCLC. W przeciwieństwie do powszechnie stosowanych podskórnych modeli ksenoprzeszczepów7, modele ortotopowe zawierają komórki rakowe, które są bezpośrednio inokulowane w narządzie pochodzenia. W przypadku raka płuc oznacza to wszczepienie komórek rakowych bezpośrednio do tkanki płucnej8,9. W związku z tym ortotopowe modele raka płuc lepiej naśladują natywne mikrośrodowisko guza, w tym sąsiednie tkanki, naczynia i składniki odpornościowe, poprawiając w ten sposób ich znaczenie fizjologiczne i kliniczne.

Trójwymiarowe sferoidy wielokomórkowe (MCS) reprezentują kolejne obiecujące podejście do rekapitulacji cech środowiska nowotworowego. Większość nowotworów charakteryzuje się złożonym mikrośrodowiskiem guza, w tym różnymi interakcjami komórka-komórka, macierz zewnątrzkomórkowa oraz gradienty tlenu i składników odżywczych10,11. Tradycyjne hodowle komórkowe 2D nie są wystarczająco złożone przestrzennie i strukturalnie, aby podsumować te specyficzne dla nowotworu cechy12. Natomiast MCS o odpowiedniej wielkości charakteryzują się niejednorodną strukturą z niedotlenionym i martwiczym rdzeniem, który podsumowuje nie tylko mikrośrodowisko wewnątrznowotworowe, ale także fizjologiczną barierę przed przenikaniem leków, co jest głównym mechanizmem oporności na leki w terapii przeciwnowotworowej13,14,15.

Korzystając zarówno z ortotopowych modeli zwierzęcych, jak i technik hodowli MCS, MCS został zaszczepiony myszom z obniżoną odpornością, aby z powodzeniem zbudować ortotopowe modele raka piersi i raka prostaty16,17. W niniejszym artykule przedstawiono szczegółową metodologię konstruowania i charakteryzowania mysiego ortotopowego modelu ksenoprzeszczepu raka płuc. Metoda ta wykorzystuje inokulację dopłucną 3D MCS pochodzącego z fluorescencyjnych ludzkich komórek raka płuc (A549-iRFP)18. Model ten daje wyjątkową możliwość obserwowania progresji raka płuca in vivo w etapach, które są ściśle równoległe do czterech stadiów klinicznych NDRP. Co więcej, rak ksenoprzeszczepu tego modelu zareagował na klinicznie ustalony lek przeciw rakowi płuc, cisplatynę.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Badanie na zwierzętach zostało przeprowadzone za zgodą Instytucjonalnego Komitetu ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt (IACUC) na University of the Pacific (protokoły dotyczące zwierząt 19R10 i 22R10). W niniejszym badaniu wykorzystano osiem samców atypowych myszy nudes w wieku 5–6 tygodni, o masie ciała 20–25 g, karmionych wskazaną dietą dla gryzoni i utrzymywanych w warunkach wolnych od patogenów (SPF). Klatki, ściółkę i wodę pitną autoklawowano i regularnie wymieniano. Schemat inokulacji guza u myszy przedstawiono na Rysunku 1. Szczegółowe informacje na temat wszystkich materiałów i instrumentów użytych w tym protokole znajdują się w Tabeli materiałów.

1. Utworzenie trójwymiarowych MCS komórek A549-iRFP

  1. Inkubować komórki A549-iRFP (ludzki gruczolakorak płuca) w atmosferze nawilżonej z 5% CO2 w temperaturze 37 °C, hodując je w pełnej pożywce wzrostowej DMEM zawierającej 10% płodowej surowicy bydlęcej, 1% penicyliny-streptomycyny oraz 1 µg/mL puromycyny.
  2. Wysiać komórki A549-iRFP do 96-dołkowej mikropłytki do sferoidów o okrągłym dnie i bardzo niskim przywieraniu (ultra-low attachment) z gęstością 4 000 komórek/dołek, używając 100 µL pełnej pożywki wzrostowej uzupełnionej o 0,3% kolagenu.
  3. Wirować mikropłytki przy 300 × g przez 7 min w temperaturze 4 °C, aby ułatwić tworzenie się MCS. Zbadać morfologię MCS pod mikroskopem, aby upewnić się, że po wirowaniu nastąpiła agregacja komórek.
  4. Po 48 h dodać 100 µL pełnej pożywki wzrostowej do każdego dołka, aby uzyskać całkowitą objętość 200 µL pożywki wzrostowej na dołek.
  5. Wymieniać 100 µL pożywki wzrostowej w każdym dołku na świeżą pełną pożywkę wzrostową co drugi dzień.

2. Charakterystyka linii A549-iRFP MCS

  1. Obserwować i obrazować morfologię MCS za pomocą mikroskopu oraz oszacować objętość MCS poprzez symulację z wykorzystaniem odniesionego oprogramowania z MATLAB na podstawie obrazów z mikroskopu fazowo-kontrastowego.
    1. Otworzyć jeden obraz MCS w oprogramowaniu ImageJ.
    2. Użyć funkcji Freehand selections, aby zaznaczyć krawędź MCS i dodać ją do ROI Manager.
    3. Kliknąć Edit | Selection | Create Mask.
    4. Kliknąć Edit | Invert.
    5. Kliknąć File | Save As | Tiff.
    6. Otworzyć oprogramowanie ReViSP.
    7. Otworzyć zapisany obraz TIFF, klikając Browse.
    8. Kliknąć Start, aby zakończyć symulację MCS.
  2. Zmierzyć sygnał fluorescencyjny iRFP za pomocą systemu obrazowania w podczerwieni na kanale 700 nm i skwantyfikować sygnał fluorescencyjny za pomocą oprogramowania (np. Image Studio).
    1. Otworzyć oprogramowanie Image Studio.
    2. W karcie Channels wybrać 700 oraz Intensity = 5.
    3. W karcie Scan Controls wybrać 84 µm, Medium, 0.0 mm oraz Flip Image. Pozostałe ustawienia pozostawić domyślne.
    4. Kliknąć Start, aby rozpocząć skanowanie.
  3. Ocenić i skwantyfikować żywotność komórek za pomocą testu żywotności komórek 3D zgodnie z protokołem producenta.
  4. Ocenić i skwantyfikować białko komórkowe za pomocą testu BCA zgodnie z protokołem producenta.

3. Wybór MCS do inokulacji guza

UWAGA: Po wysianiu MCS do mikropłytek do sferoidów i ich hodowli przez 2-3 tygodnie z regularną wymianą pożywki wzrostowej, należy wybrać MCS o następujących odpowiednich charakterystykach do inokulacji nowotworu.

  1. Zaobserwować morfologię MCS pod mikroskopem i wybrać MCS o okrągłym kształcie z ogólnie gładkimi krawędziami, ale z 5-10 chropowatymi wypustkami (strzałki na Rysunku 2F) i średnicą w zakresie 700-800 µm.
  2. Zmierzyć fluorescencję iRFP (patrz krok 2.2) i wybrać MCS, których sygnały fluorescencyjne mieszczą się w granicach jednego odchylenia standardowego od średniej.

4. Inokulacja wewnątrzopłucnowa MCS

UWAGA: Przed pracą ze zwierzętami należy oczyścić stanowisko chirurgiczne oraz narzędzia, używając 70% alkoholu izopropylowego w sprayu. Chirurg powinien przez cały czas trwania zabiegów chirurgicznych nosić sterylne rękawiczki.

  1. Zanurz każdą mysz w narkozie poprzez wstrzyknięcie dootrzewnowo (IP) 80 mg/kg ketaminy i 12 mg/kg ksylazyny; uciśnij łapy myszy pęsetą, aby upewnić się, że znieczulenie jest pełne.
  2. Wstrzyknij podskórnie 0,05 mg/kg chlorowodorku buprenorfiny w celu złagodzenia bólu.
  3. Nałóż maść oftalmiczną na oczy, aby zapobiec ich wysychaniu.
  4. Umieść mysz w pozycji grzbietowej na podgrzewaczu na podczerwień i przymocuj kończyny w pozycji rozciągniętej za pomocą taśm.
    UWAGA: Zapewnij wsparcie termiczne znieczulonej myszy przez cały czas trwania procedury chirurgicznej.
  5. Zdezynfekuj skórę na grzbiecie, przecierając ją naprzemiennie jodyną i alkoholem, co najmniej po trzy razy.
  6. Wykonaj nacięcie o długości 0,5-1 cm za pomocą nożyczek chirurgicznych na lewej stronie grzbietu (Rysunek 1B). Ostrożnie rozdziel pęsetą tkankę mięśniową i tłuszczową, aż do momentu, gdy widoczna będzie ściana klatki piersiowej i ruchy płuc.
  7. Przenieś jedną wybraną MCS z mikropłytki do szklanej szalki Petriego zawierającej lodowaty PBS, używając pipety.
  8. Załóż igłę 20 G na szklaną strzykawkę 100 µL, schłodź je wcześniej na lodzie i pobierz 20 µL schłodzonej mieszaniny PBS i Matrigel (1:1 v/v).
  9. Użyj strzykawki, aby szybko zasysać jedną MCS z szalki Petriego w minimalnej objętości mieszaniny PBS-Matrigel, utrzymując MCS w metalowej części igły.
    UWAGA: Mocno trzymaj strzykawkę i tłok, aby zapobiec wysunięciu się MCS z igły.
  10. Ostrożnie wprowadź igłę pionowo między dwa żebra na głębokość ok. 3 mm i powoli wstrzyknij całe 20 µL mieszaniny PBS i Matrigel zawierającej MCS.
    UWAGA: Unikaj nadmiernej siły podczas wprowadzania igły, aby nie uszkodzić płuc, naczyń krwionośnych lub serca.
  11. Ostrożnie wyjmij igłę i nałóż na ranę maść z potrójnym antybiotykiem.
  12. Zamknij nacięcie za pomocą klipsów chirurgicznych, które należy usunąć po 2 tygodniach.
    UWAGA: Nie zszywaj nacięcia, ponieważ szwy mogą zakłócać obrazowanie fluorescencyjne. Myszy nude są w stanie zagoić się naturalnie po operacji.
  13. Umieść zwierzę na podgrzewaczu na podczerwień i przykryj chusteczkami laboratoryjnymi, aby utrzymać temperaturę ciała. Monitoruj zwierzę przez co najmniej 30-60 min, aż się obudzi i zacznie prawidłowo poruszać.
  14. Wstrzykuj podskórnie 0,05 mg/kg chlorowodorku buprenorfiny co 8 h przez pierwsze 48 h w celu złagodzenia bólu.

5. Monitorowanie pooperacyjne

  1. Mierz masę ciała co 3-4 dni.
  2. Mierz sygnał fluorescencyjny iRFP z ksenoprzeszczepu guza co 3-4 dni w systemie obrazowania małych zwierząt na kanale 700 nm w czterech pozycjach: lewej, prawej, grzbietowej i brzusznej, podczas gdy myszy są utrzymywane w narkozie poprzez inhalację izofluranu (przepływ: 1,5-2 L/min tlenu zawierającego 1,5% izofluranu) przez 2-3 min.
    UWAGA: Przed umieszczeniem zwierzęcia na stacji obrazowania należy oczyścić system obrazowania małych zwierząt za pomocą sprayu z 70% alkoholu izopropylowego. Chirurg powinien nosić sterylne rękawiczki przez cały czas trwania procedur chirurgicznych.
  3. Ilościowo określ netto intensywność fluorescencji nowotworu ksenoprzeszczepionego in vivo przy użyciu oprogramowania (np. Image Studio).
    1. Użyj stałego prostokąta (A1, 200 x 125 pikseli) jako okna próbkowania dla obszaru klatki piersiowej myszy.
    2. Użyj funkcji free-hand, aby obrysować kształt myszy w obrębie prostokąta (A1) i zmierz intensywność fluorescencji (F1) w obszarze A1.
    3. Użyj drugiego, mniejszego prostokąta (A2, 25 x 40 pikseli), aby zmierzylić fluorescencję tła (F2) myszy w obszarze uda.
    4. Użyj równania (1), aby obliczyć netto intensywność fluorescencji nowotworu ksenoprzeszczepionego u każdej myszy:
      Równanie netto intensywności fluorescencji F1-F2×A1/A2; wzór do analizy fluorescencji.     (1)

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Charakterystyka linii A549-iRFP MCS
Sferoidy A549-iRFP (MCS) zostały pomyślnie wyhodowane w mikropłytkach do sferoidów przy zastosowaniu kolagenu i wirowania. Gdy MCS osiągnęły średnicę około 500 µm Po 1 tygodniu zarówno MCS A549, jak i MCS A549-iRFP poddano działaniu różnych leków przeciwnowotworowych i ich formulacji przez 3 dni, a następnie utrzymywano w pożywce wzrostowej wolnej od leków przez kolejne 4 dni. MCS A549-iRFP wykazały wzorzec odpowiedzi ściśle odzwierciedlający odpowiedź komórek maci...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Konstrukcja MCS A549-iRFP jest prostą i wysoce powtarzalną procedurą laboratoryjną i może być przełożona na tworzenie MCS dla wielu linii komórkowych. MCS wygenerowany za pomocą wirowania i kolagenu wykazuje bardziej integralną i solidną strukturę podobną do guza w ciągu 3-4 dni. Ta metoda zapewnia tworzenie wytrzymałych sferoid, które zachowują swoją integralną strukturę przez dłuższy czas, zwykle 2-3 tygodnie lub nawet dłużej, aż zaczną pojawiać się małe pączki. Stosując wirowanie i kolagen, ustandaryzowaliśmy tworzeni...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do zadeklarowania konfliktu interesów.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez granty SAAG i SEED z Uniwersytetu Pacyfiku. Dziękujemy dr. Williamowi Chanowi za udzielenie dostępu do systemu Odyssey Infrared Imaging 205 oraz dr. Johnowi Liveseyowi za udzielenie dostępu do czytnika płytek SpectraMax iD3. Dziękujemy dr Melanie Felmlee za porady techniczne dotyczące protokołów leczenia zwierząt.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
100 &mikro; L Szklana strzykawkaHamiltonCzęść / REF #80601
Igła 20 GThermo Fisher Scientific Inc.14 826D
96-dołkowa mikropłytka sferoidalna o bardzo niskim stopniu mocowania Corning15-100-173
A549-iRFPImanis Nauki Przyrodnicze CL082-STAN
AIN-93M Dieta dla dojrzałych gryzoni Badania dietetyczne, Inc.
Atymyczna naga myszCharles River Laboratories, Inc.Kod szczepu: 490; homozygotyczny
BCAPierce23227
Chlorowodorek buprenorfinyPatterson Weterynaryjnynumer NDC: 42023-179-05
Test żywotności komórek CellTiter-Glo 3DPromegaG9683
KolagenGibcoA1064401 
DMEMCorningMT10013CV
Płodowa surowica bydlęca (FBS)Cytiva HyCloneSH3039603
ImageJNarzędzie open source (https://imagej.net/ij/)N/A
Image Studio LI-CORWersja 5.2
IsofluranePatterson Weterynaryjnynumer NDC: 17033-0091-25
KetaminaPatterson Weterynaryjnynumer NDC: 50989-0161-06
Mikroskop Numer modelu Keyence: BZ-X710
MatrigelCorningCB-40234
Odyssey Infrared Imaging 205 System LI-CORNumer modelu: 9140
PBS
Pearl Trilogy LI-CORNumer modelu: 9430
Penicylina-Streptomycyna CorningMT30002CI
PuromycinThermo Fisher Scientific Inc.
Oprogramowanie ReViSP firmy MATLAB Narzędzie open source na Sourceforge (https://sourceforge.net/projects/revisp/)Nie dotyczy
klipsów chirurgicznych - AutoClip SystemFine Science Tools12020-00
XylazinePatterson VeterinaryNDC Numer: 61133-6017-01
D10012M System obrazowania małych zwierząt Corning MT21040CV AAJ67236XF

Bibliografia

  1. Siegel, R. L., Miller, K. D., Jemal, A. Cancer statistics. CA Cancer J Clin. 70 (1), 7-30 (2020).
  2. Bray, F., et al. Global cancer statistics 2018: Globocan estimates of incidence and mortality worldwide for 36 cancers in 185 countries. CA Cancer J Clin. 68 (6), 394-424 (2018).
  3. Travis, W. D., Brambilla, E., Riely, G. J. New pathologic classification of lung cancer: Relevance for clinical practice and clinical trials. J Clin Oncol. 31 (8), 992-1001 (2013).
  4. Ducote, T. J., et al. Using artificial intelligence to identify tumor microenvironment heterogeneity in non-small cell lung cancers. Lab Invest. 103 (8), 100176(2023).
  5. Lim, Z. F., Ma, P. C. Emerging insights of tumor heterogeneity and drug resistance mechanisms in lung cancer targeted therapy. J Hematol Oncol. 12 (1), 134(2019).
  6. Wang, D. C., Wang, W., Zhu, B., Wang, X. Lung cancer heterogeneity and new strategies for drug therapy. Annu Rev Pharmacol Toxicol. 58, 531-546 (2018).
  7. Peterson, J. K., Houghton, P. J. Integrating pharmacology and in vivo cancer models in preclinical and clinical drug development. Eur J Cancer. 40 (6), 837-844 (2004).
  8. Madero-Visbal, R. A., et al. Bioluminescence imaging correlates with tumor progression in an orthotopic mouse model of lung cancer. Surg Oncol. 21 (1), 23-29 (2012).
  9. Mclemore, T. L., et al. Novel intrapulmonary model for orthotopic propagation of human lung cancers in athymic nude mice. Cancer Res. 47 (19), 5132-5140 (1987).
  10. Zanoni, M., et al. 3d tumor spheroid models for in vitro therapeutic screening: A systematic approach to enhance the biological relevance of data obtained. Sci Rep. 6, 19103(2016).
  11. Kim, J. B. Three-dimensional tissue culture models in cancer biology. Semin Cancer Biol. 15 (5), 365-377 (2005).
  12. Chaicharoenaudomrung, N., Kunhorm, P., Noisa, P. Three-dimensional cell culture systems as an in vitro platform for cancer and stem cell modeling. World J Stem Cells. 11 (12), 1065-1083 (2019).
  13. Mehta, G., Hsiao, A. Y., Ingram, M., Luker, G. D., Takayama, S. Opportunities and challenges for use of tumor spheroids as models to test drug delivery and efficacy. J Control Release. 164 (2), 192-204 (2012).
  14. Huang, B. W., Gao, J. Q. Application of 3d cultured multicellular spheroid tumor models in tumor-targeted drug delivery system research. J Control Release. 270, 246-259 (2018).
  15. Hirschhaeuser, F., et al. Multicellular tumor spheroids: An underestimated tool is catching up again. J Biotechnol. 148 (1), 3-15 (2010).
  16. Sethi, P., et al. 3d tumor tissue analogs and their orthotopic implants for understanding tumor-targeting of microenvironment-responsive nanosized chemotherapy and radiation. Nanomedicine. 11 (8), 2013-2023 (2015).
  17. Valta, M. P., et al. Spheroid culture of lucap 136 patient-derived xenograft enables versatile preclinical models of prostate cancer. Clin Exp Metastasis. 33 (4), 325-337 (2016).
  18. Huang, Y., et al. Intrapulmonary inoculation of multicellular spheroids to construct an orthotopic lung cancer xenograft model that mimics four clinical stages of non-small cell lung cancer. J Pharmacol Toxicol Methods. , 10.1016/j.vascn.2020.106885 106885(2020).
  19. Lemjabbar-Alaoui, H., Hassan, O. U., Yang, Y. W., Buchanan, P. Lung cancer: Biology and treatment options. Biochim Biophys Acta. 1856 (2), 189-210 (2015).
  20. Detterbeck, F. C., Boffa, D. J., Kim, A. W., Tanoue, L. T. The eighth edition lung cancer stage classification. Chest. 151 (1), 193-203 (2017).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Sferoidy wielokomórkowemikrośrodowisko guzainokulacja wewnątrz płucnaobrazowanie fluorescencyjnekomórki A549-iRFPprzewidywanie odpowiedzi na lekimonitorowanie progresji guzatechnika operacyjna zwierząt
Budowa ortotopowego modelu ksenoprzeszczepu niedrobnokomórkowego raka płuca naśladującego postęp choroby i predykcję działania leków
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.