Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Ocena cech strukturalnych Triticum aestivum i Zea mays dla różnicowania fotosyntetycznego C3 i C4 przy użyciu przekrojów odręcznych i półcienkich

2.6K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/66843

⸱

12 lipca 2024

 ,  ,  , 
1Institute of Agricultural and Environmental Sciences, Estonian University of Life Sciences, 2Estonian Academy of Sciences

W tym artykule

Podsumowanie

Ocena różnic anatomicznych między przekrojami poprzecznymi liści C3 i C4 pomaga zrozumieć efektywność fotosyntezy. W artykule opisano przygotowanie i badanie przekrojów poprzecznych liści z wolnej ręki i półcienkiej, wraz z zastrzeżeniami dotyczącymi przygotowania dla gatunków roślin uprawnych Triticum aestivum i Zea mays.

Streszczenie

Zwiększona wydajność fotosyntezy C4, w porównaniu do mechanizmu C3, wynika z jej zdolności do koncentracji CO2 w komórkach osłonki pęczka Hisa. Skuteczność fotosyntezyC4 i wewnętrzna efektywność wykorzystania wody są bezpośrednio związane z udziałem mezofilu i komórek liści pęczka Hisa, wielkością i gęstością osłonek pęczka Hisa oraz wielkością, gęstością i grubością ścianki komórkowej komórek osłonki pęczka Hisa. Szybka analiza mikroskopowa tych cech może być przeprowadzana na odręcznych i półcienkich skrawkach przy użyciu konwencjonalnej mikroskopii świetlnej, dostarczając cennych informacji na temat wydajności fotosyntezy w uprawach C4 poprzez identyfikację i badanie określonych typów komórek. Dodatkowo pokazano błędy w przygotowaniu odręcznych i półcienkich przekrojów, które mają wpływ na pomiary anatomiczne i diagnozy typu komórki, a także sposoby uniknięcia tych błędów. To mikroskopowe podejście oferuje skuteczny sposób gromadzenia informacji na temat aklimatyzacji fotosyntetycznej do zmian środowiskowych i pomaga w szybkim badaniu przesiewowym upraw pod kątem przyszłych klimatów.

Wprowadzenie

Fotosynteza to podstawowy proces, w którym energia świetlna jest przekształcana w energię chemiczną, służąc jako kamień węgielny naziemnych sieci troficznych. Większość roślin podąża szlakiem fotosyntezyC3, w którym głównym produktem fotosyntezy jest trójwęglowy związek glicerynianu 3-fosforanu. Fotosynteza C3 wyewoluowała ponad 2 miliardy lat temu w atmosferze obfitującej w CO2 i niskiej w O21. Kluczowy enzym fotosyntetyczny karboksylaza/oksygenaza rybulozo-1,5 bisfosforanu (Rubisco), który wyewoluował w tych warunkach, jest nieoptymalny dla obecnych warunków niskiego poziomu CO2 i wysokiego O2 , ponieważ konkurencyjnie reaguje z O2, inicjując fotooddychanie2. Fotooddychanie to marnotrawna ścieżka, która zużywa energię zamiast ją wytwarzać i uwalniać CO2 jako produkt uboczny. W związku z tym ważne jest, aby utrzymać wysokie stężenie CO2 wokół Rubisco w chloroplastach, aby zapobiec natlenieniu3,4. Ze względu na niezdolność roślin C3 do koncentracji CO2 dochodzi do znacznego spadku CO2 z otaczającego powietrza do chloroplastów, co ogranicza fotosyntezę i wpływa na wzrost roślin i produkcję biomasy2,5,6.

W roślinach C3 fotosynteza jest ograniczona przez wejście CO2 przez aparaty szparkowe, jego dyfuzję przez mezofil i aktywność biochemiczną enzymów fotosyntetycznych. Wnikanie CO2 jest najpierw ograniczone przez przewodność szparkową, która jest kontrolowana przez warunki środowiskowe, takie jak temperatura i wilgotność powietrza. Następnie CO2 dyfunduje przez wewnętrzną fazę gazową i ciekłą liścia do Rubisco7. W roślinachC3 wszystkie etapy fotosyntezy zachodzą w chloroplastach komórek mezofilu, a rośliny muszą utrzymywać stały napływ CO2 z atmosfery do chloroplastów. Zależność dostępności CO2 w chloroplastach od otwartości aparatów szparkowych, architektury mezofilu oraz indywidualnych cech komórek i chloroplastów sprawia, że rośliny są podatne na ograniczenia środowiskowe, które ostatecznie wpływają na fotosyntezę, takie jak niska dostępność wody i wysokie temperatury7,8,9,10, szczególnie podkreślając ich podatność na warunki związane ze zmianami klimatu11.

Biorąc pod uwagę wyzwania wynikające z nieefektywności szlaku C3, jak również ograniczenia w utrzymaniu optymalnego poziomu CO2 i podatności na czynniki środowiskowe, w niektórych roślinach rozwinął się inny szlak, szlak fotosyntezy C4. Charakterystyczne jest, że rośliny C4 mają dwa przestrzennie oddzielone szlaki biochemiczne; początkowe wiązanie CO2 zachodzi w komórkach mezofilu przez karboksylazę fosfoenolopirogronianową, która ma większe powinowactwo do CO2 niż Rubisco, a także nie ma aktywności natleniającej. Utworzony produkt C4 jest dalej transportowany do komórek osłonki wiązki, gdzie jest dekarboksylowany, a CO2 jest ponownie uwalniany i utrwalany przez Rubisco (fotosynteza C3) 12,13,14. Większe powinowactwo karboksylazy PEP do CO2 i grube ściany komórkowe komórek osłonki pęczka Hisa pozwala na stężenie CO2 w komórkach osłonki pęczka His, a tym samym roślinyC4 minimalizują fotooddychanie poprzez przestrzenną segregację wiązania CO2 i cyklu Calvina. Przyjęcie ścieżki C4 pokazuje adaptacyjną reakcję natury na ograniczenia środowiskowe, oferując wgląd w potencjalne strategie poprawy wydajności i odporności upraw w zmieniających się warunkach klimatycznych15.

Wyspecjalizowana anatomia struktury liści w roślinach C4 charakteryzuje się żyłami otoczonymi powiększonymi komórkami osłonki pęczka krwionośnego zawierającymi chloroplasty oraz promienistym układem komórek mezofilu w zewnętrznym pierścieniu tworzącym wzór wokół komórek osłonki pęczka His. Komórki mezofilu znajdują się w bliskiej odległości od komórek osłonki pęczka Hisa, co umożliwia szybki i ciągły transport metabolitów między dwoma typami komórek. Układ tej komórki jest typowy dla roślin C4 i jest określany jako Kranz anatomy16. U gatunkówC3 specjalizacja i rozmieszczenie komórek mezofilu mogą się różnić, ale komórki osłonki pęczka Hisa są wyraźnie mniejsze i mają kilka chloroplastów lub w ogóle nie mają chloroplastów. Specyficzna anatomia Kranza pozwala na koncentrację CO2 w chloroplastach w komórkach osłonki pęczka His, w których znajduje się enzym 3-karboksylujący C Rubisco, skutecznie utrudniając fotooddychanie4, 17, 18. Pomimo pozornie złożonego układu, zmiany te zachodziły niezależnie od siebie wiele razy w ewolucji roślin okrytozalążkowych, co wskazuje, że jest to stosunkowo realna ścieżka ewolucyjna19,20,21, a różne taksony okazały się znajdować na pośrednim etapie między metabolizmem węgla C3 i C4, określanym jako C3-C 4 lub C2, posiadający zdolność koncentracji i ponownego przyswojenia CO222,23,24,25.

Wiele roślin C4 to uprawy o dużym znaczeniu gospodarczym, a genetycznie modyfikowane uprawy C3, takie jak ryż, w celu poprawy ich odporności na zmiany klimatu i zabezpieczenia plonów były przedmiotem zainteresowania w ostatnich dziesięcioleciach26,27. Jednak wysiłki inżynieryjne wymagają szczegółowego zrozumienia wyspecjalizowanej anatomii C4 i tego, jak kontroluje ona fotosyntezę2,28.

Ustanowienie anatomii Kranza C4 jest warunkiem wstępnym do osiągnięcia ambitnego celu, jakim jest wprowadzenie fotosyntezy C4 do upraw C325. Jednak obecna wiedza na temat regulacji anatomii Kranza i metod szybkiego badania przesiewowego jej kluczowych cech anatomicznych jest ograniczona, co utrudnia identyfikację gatunków hybrydowych. Wcześniejsze badania wykazały, że kluczowe cechy regulujące wydajność fotosyntezy w roślinach C3 i C4 obejmują odległość międzynerwową, średnicę kompleksu osłonki pęczka Bun oraz rozmiar komórek osłonki pęczka Hisa14,29. Cechy te można łatwo przesiewać za pomocą przekrojów odręcznych i analizować ilościowo za pomocą przekrojów półcienkich. W tym miejscu opisano metodę oceny cech, które pozwalają na diagnostykę różnicowania anatomicznego C3 i C4 za pomocą swobodnej mikroskopii krzyżowej i świetlnej, a mianowicie obszar osłonki pęczka Hisa, odległość międzynerwowa i częstość żył.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Warunki wzrostu roślin

  1. Wybrać pszenicę (Triticum aestivum L. Var. Pszenica ozima, "Fredis") i kukurydzę (Zea mays L. Var. Saccharata, "Golden Bantam") jako reprezentatywne odpowiednio rośliny C3 i C4. Uprawiaj oba gatunki roślin w kontrolowanej przez środowisko komorze wzrostu z nasion.
  2. Utrzymuj wilgotność względną na poziomie 55% przy temperaturze powietrza 25 °C/18 °C (dzień/noc) przy 12-godzinnym okresie świecenia. Utrzymuj gęstość strumienia fotonów fotosyntetycznych (Q) na powierzchni rośliny na poziomie 1200 μmol/m2/s, aby odzwierciedlić ich naturalne warunki wzrostu. Uprawiaj wszystkie rośliny przy stężeniu CO2 w otoczeniu wynoszącym 400 μmol/mol.
  3. Podlewaj rośliny co 2dni wodą destylowaną i nawozić roztworem Hoaglanda 10 dni po wzejściu siewki. Hoduj rośliny w określonych warunkach przez 60 dni i używaj w pełni rozwiniętych liści do analiz mikroskopowych.

2. Przygotowanie i oglądanie sekcji z wolnej ręki

  1. Wybierz 3 dojrzałe, niestarzejące się liście z każdej rośliny i trzymaj je w wodzie destylowanej. Za pomocą nowej jednostronnej żyletki wykonaj jedno cięcie wyrównujące, aby utworzyć kąt prosty z powierzchnią skrzydła, aby zapewnić, że sekcje są przekrojami poprzecznymi prostopadłymi do powierzchni skrzydła.
  2. Umieść próbkę liścia na szklanej płytce na kawałku wosku dentystycznego, aby ustabilizować próbkę i uniknąć poślizgnięcia. Tnij, przesuwając ostrze prosto w dół na próbce liścia, aby czysto przeciąć komórki. Utrzymuj przekroje w wodzie destylowanej.
  3. Zamontuj próbki na szkiełku podstawowym, umieszczając je na kropli wody i przykrywając szklanym szkiełkiem nakrywkowym do oglądania i obrazowania pod mikroskopem. Unikaj zatrzymywania pęcherzyków powietrza.
  4. Zobacz szkiełko pod złożonym mikroskopem świetlnym w powiększeniu 10x i 20x. Zapisz obrazy zgodnie z przewodnikiem po oprogramowaniu wraz z odpowiednią skalą.

3. Przygotowanie przekrojów półcienkich

  1. Wyciąć odcinki o wymiarach około 3 mm x 5 mm z obszarów międzyżebrowych wzdłuż nerwu środkowego z liści zarówno Z. mays, jak i T. aestivum na szklanej płytce, jak w kroku 2.2. Upewnij się, że długość ciętego odcinka biegnie wzdłuż słojów liścia.
  2. Umieścić materiał roślinny w strzykawce z 1 ml buforu utrwalającego (4% aldehydu glutarowego w 0,1 M buforze fosforanowym, pH = 6,9, Tabela 1).
  3. Trzymać strzykawkę pionowo, usunąć powietrze i trzymając palec na końcówce, pompować strzykawkę, aby wytworzyć podciśnienie. Powtarzać tę czynność, aż próbki znajdą się na dnie strzykawki, co wskazuje na pomyślną infiltrację.
  4. Przenieść zawartość strzykawki do oznaczonej szklanej fiolki i przechowywać w temperaturze 4 °C przez 48 godzin przed następnym krokiem (Tabela 2).
  5. Dla każdej fiolki delikatnie usunąć utrwalacz za pomocą pipety i dodawać bufor fosforanowy, aż próbka zostanie pokryta. Pozostaw na 30 min. Powtórz ten krok 3 razy.
  6. Usunąć bufor fosforanowy za pomocą pipety i dodawać tetratlenek osmu (UWAGA), aż próbka zostanie pokryta. Próbki i inna materia organiczna zmienią kolor na. Używaj podwójnych rękawiczek. Pozostaw na 1 godzinę.
  7. Usunąć poprzedni roztwór za pomocą pipety i zalać próbki wodą destylowaną. Pozostaw na 30 minut Powtórz ten krok 3 razy i użyj podwójnych rękawiczek.
  8. Usunąć poprzedni roztwór za pomocą pipety i przykryć próbki roztworem wody destylowanej i etanolu w proporcji 50/50. Pozostaw na 30 min. Powtórzyć ten krok z destylowanymi roztworami woda-etanol w następujących seriach: 30/70, 20/80, 10/90 i 2x przy 100 % etanolu. Próbki w każdym z tych roztworów można pozostawić na noc w temperaturze 4 °C.
  9. Usunąć poprzedni roztwór za pomocą pipety i przykryć próbki 1/3 roztworem żywicy i etanolu. Umieścić próbki na płycie mieszalnika i pozostawić na 2 godziny. Powtórzyć ten krok z roztworami żywicy i etanolu w następujących seriach: 1/2, 1/1, 2/1, 3/1 i 2x przy 100% żywicy. Próbki w każdym z tych roztworów można pozostawić na noc w temperaturze 4 °C.
  10. Przykryj wnęki płaskiej formy do zatapiania (16 wgłębień, wymiary wnęki: 14 dł. x 4,8 szer. x 3 gł. (mm)) 100% żywicą i umieść próbki na jednym końcu wnęki. Przygotuj papierowe etykiety ołówkiem dla każdej próbki i umieść je na drugim końcu wnęki.
  11. Całkowicie wypełnij wszystkie wnęki 100% żywicą i wyprostuj próbki i etykiety, jeśli się przesunęły. Przykryj formę folią do zatapiania i polimeryzuj w piekarniku zgodnie z wytycznymi dotyczącymi żywicy akrylowej.
  12. Umieść spolimeryzowany blok z próbką w uchwycie na próbkę ultramikrotomu. Przytnij blok za pomocą szorstkiego noża do szkła, aż tkanka stanie się widoczna, a nadmiar żywicy zostanie usunięty.
  13. Półcienkie odcinki należy ciąć poprzecznie (1 μm) za pomocą noża szklanego lub diamentowego. Zbierz skrawki za pomocą metalowej pętli zaszczepiającej z powierzchni wody i umieść je na szklanym szkiełku. Wysuszyć szkiełko na płycie grzejnej (60 °C), aby przymocować sekcje do szkła.
  14. Zabarwić stałe sekcje błękitem toluidynowym (1% roztwór wodny) przez 5 sekund, a następnie spłukać wodą destylowaną i ponownie wysuszyć na płycie grzejnej.
    UWAGA: Upewnij się, że proces utrwalania chemicznego odbywa się pod wyciągiem. Noże szklane należy okresowo wymieniać, aby zapewnić ostre cięcia, które pozwalają na uzyskanie sekcji bez rozdarć i zniekształceń.

4. Obrazowanie próbek

  1. Obrazowanie świeżych skrawków liści
    1. Skonfiguruj złożony mikroskop świetlny z dołączonym oprogramowaniem zgodnie z instrukcją.
    2. Umieść szklane szkiełko na stoliku. Wyreguluj okular i view przekrój pod kątem 10x, aby uzyskać przegląd, a następnie przy obiektywach 20x i 40x.
    3. Przy każdym celu poruszaj się po kanale na żywo, skup się na obszarze zainteresowania i zlokalizuj komórki osłonki pęczka wokół żyły.
    4. Po ustawieniu fokusu kliknij przycisk Zamroź i dodaj skalę, naciskając przycisk Pasek skali na karcie Narzędzia. Zapisz obraz w programie . Format TIF do analizy obrazu.
  2. Obrazowanie skrawków nasączonych żywicą
    1. Zainstaluj automatyczny mikroskop świetlny w połączeniu z dołączonym oprogramowaniem na komputerze.
    2. Załaduj przezroczysty kanał i umieść szkiełko na stoliku mikroskopu. Skoncentruj się na przekroju za pomocą 40-krotnego powiększenia obiektywu i dostosuj jasność, aby wszystkie struktury komórkowe były widoczne.
    3. Ustaw obszar lokalizacji sekcji za pomocą funkcji nawigatora, aby upewnić się, że cała sekcja jest zobrazowana, a następnie kliknij przycisk Zszyj.
    4. Kliknij Gotowe, a następnie Start, aby umożliwić mikroskopowi zobrazowanie całej sekcji. Otwórz oprogramowanie do analizy obrazu i otwórz kafelki wykonane przez mikroskop.
    5. Korzystając z funkcji Wyrównaj, upewnij się, że kafelki nie zachodzą na siebie. Po wygenerowaniu obrazu dostosuj położenie, jasność i obrót za pomocą karty Dopasuj.
    6. Wydrukuj skalę na obrazie przed zapisaniem w programie . w formacie TIF.
  3. Pomiary anatomiczne za pomocą oprogramowania ImageJ
    1. Otwórz oprogramowanie ImageJ i załaduj obraz, przeciągając go do okna.
    2. Za pomocą narzędzia Linia skalibruj skalę w następujący sposób: Narysuj linię nad podziałką liniową, wybierz opcję Analizuj > Ustaw skalę, zmień znaną odległość na długość podziałki liniowej i zmień jednostkę długości na odpowiednią jednostkę.
    3. Zmierz potencjalną cechę, wybierając narzędzie Linia, rysując linię w poprzek obszaru zainteresowania i naciskając M.
    4. Aby dokonać pomiarów powierzchni, wybierz narzędzie Zaznaczanie wielokątów i obrysuj interesującą Cię tkankę. Zakończ, naciskając M. Pomiary są wyświetlane jako wyskakujące okienko, które można skopiować do arkusza kalkulacyjnego w celu dalszej analizy danych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Rycina 1A przedstawia prawidłową orientację liścia podczas przygotowywania przekrojów zarówno do analizy na świeżo, jak i do mikroskopii świetlnej. Metodę wycinania świeżych przekrojów przy użyciu jednostronnej żyletki i arkusza wosku dentystycznego pokazano na Rycini 1B. Uzyskane przekroje przedstawiono na Rycini 1C.

Rysunek 2 przedstawia przekroje wykonane ręcznie reprezent...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W tym artykule omawiamy zarówno ilościowe, jak i jakościowe metody pomiaru anatomii liści oraz sposoby ich optymalizacji. Ponadto metodologię tę stosuje się do reprezentatywnych gatunków roślin uprawnych w celu określenia, które cechy anatomiczne są najbardziej przydatne w rozróżnieniu przekrojów C3 i C4 . Zrozumienie tych cech jest niezbędne, ponieważ gatunki hybrydowe, określane jako fotosyntezaC2 , stają się coraz bardziej obiecującą drogą badań. Do tej pory zidentyfikowano tylko jeden...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Podziękowania

Autorzy doceniają Program Unii Europejskiej H2020 (projekt GAIN4CROPS, GA nr 862087). Centrum Doskonałości AgroCropFuture Agroecology i nowe uprawy w przyszłych klimatach jest finansowane przez Ministerstwo Edukacji i Badań Naukowych Estonii. Pragniemy podziękować profesor Evelin Loit-Harro za dostarczenie nasion T. aestivum i Z. mays, Pauli Palmet i Vaiko Vainola za pomoc w przygotowaniu przekrojów liści oraz João Paulo de Silva Souza za pomoc w analizie. Wszystkie obrazy zostały uzyskane z zakładu mikroskopii Estońskiego Uniwersytetu Przyrodniczego w ramach różnych projektów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Wodorofosforan disodowy dwuwodny (Na2HPO42H2O) czystyPENTA, CZ10028-24-7
Folia do zatapiania, grubość 7,8 mil, 8 x 12,5, (203 x 318mm)ACLAR, US10501-10
Etanol, abs. 100% a.r.Chem-Lab NV, BECL00.0505.1000Niebezpieczeństwo: Wysoce łatwopalna ciecz i pary.
System obrazowania EVOS Invitrogen FL Auto 2Thermo Fisher Scientific, USA
Płaska forma PTFE z metalową ramą, 16 wnękPELCO, US10501
Szklana fiolka 2 mlVWR Life Science, US548-0045
50% roztwór aldehydu glutarowegoVWR Life Science, US23H2856331Niebezpieczeństwo: Śmiertelne w przypadku wdychania. Działa toksycznie po połknięciu. Powoduje poważne oparzenia skóry i uszkodzenia oczu. Może powodować podrażnienie dróg oddechowych. Nosić rękawice ochronne, odzież ochronną, ochronę oczu i twarzy.
Nóż diamentowyHisto Diatome, US
LEICA EM UC7Leica Wiedeń, AT
LR Biała żywica twardaMikroskopia elektronowa Sciences, US14383Niebezpieczeństwo: Powoduje podrażnienie skóry. Działa drażniąco na oczy Może powodować podrażnienie dróg oddechowych. Może powodować senność lub zawroty głowy Nosić rękawice ochronne, odzież ochronną, ochronę oczu i twarzy.
Szkiełka mikroskopoweNormax, PT5470308A
Nikon Eclipse E600 i Nikon DS0Fi1 5 MPNikon Corporation, JP
Osmium Tetroxide (OsO4)Agar Scientific Ltd, GBR1019Niebezpieczeństwo: Śmiertelne w przypadku połknięcia, kontaktu ze skórą lub wdychania. Powoduje poważne oparzenia skóry i uszkodzenia oczu Nosić podwójne rękawice ochronne, odzież ochronną, ochronę oczu i twarzy.
Pipety i końcówki do pipetThermo Scientific, FIKJ16047
Diwodorofosforan sodu dwuwodny (NaH2PO4 . 2H2O) czystyPENTA, CZ13472-35-0
Strzykawka 10 mlEcoject, DE20010
Błękit toluidynowy, ogólnego przeznaczeniaFisher Scientific, GB2045836

Bibliografia

  1. Erb, T. J., Zarzycki, J. A short history of RubisCO: the rise and fall (?) of Nature's predominant CO2 fixing enzyme. Curr Opinion Biotechnol. 49, 100-107 (2018).
  2. Smith, E. N., et al. Improving photosynthetic efficiency toward food security: Strategies, advances, and perspectives. Mol Plant. 16 (10), 1547-1563 (2023).
  3. Nisbet, E. G., et al. The age of Rubisco: the evolution of oxygenic photosynthesis. Geobiology. 5 (4), 311-335 (2007).
  4. Boretti, A., Florentine, S. Atmospheric CO2 concentration and other limiting factors in the growth of C3 and C4 plants. Plants. 8 (4), 92(2019).
  5. Elferjani, R., et al. A meta-analysis of mesophyll conductance to CO2 in relation to major abiotic stresses in poplar species. J Exp Botany. 72 (12), 4384-4400 (2021).
  6. Knauer, J., et al. Contrasting anatomical and biochemical controls on mesophyll conductance across plant functional types. New Phytol. 236 (2), 357-368 (2022).
  7. Tosens, T., Niinemets, Ü, Westoby, M., Wright, I. J. Anatomical basis of variation in mesophyll resistance in eastern Australian sclerophylls: news of a long and winding path. J Exp Botany. 63 (14), 5105-5119 (2012).
  8. Ehleringer, J. R., Monson, R. K. Evolutionary and ecological aspects of photosynthetic pathway variation. Ann Rev Ecol Syst. 24 (1), 411-439 (1993).
  9. Niinemets, Ü, Díaz-Espejo, A., Flexas, J., Galmés, J., Warren, C. R. Role of mesophyll diffusion conductance in constraining potential photosynthetic productivity in the field. J Exp Botany. 60 (8), 2249-2270 (2009).
  10. Flexas, J., et al. Mesophyll diffusion conductance to CO2: An unappreciated central player in photosynthesis. Plant Sci. 193 - 194, 70-84 (2012).
  11. Walker, B. J., VanLoocke, A., Bernacchi, C. J., Ort, D. R. The costs of photorespiration to food production now and in the future. Ann Rev Plant Biol. 67 (1), 107-129 (2016).
  12. Kanai, R., Edwards, G. E. The biochemistry of C 4 photosynthesis. C4 Plant Biol. , 49-87 (1999).
  13. Sage, R. F., Sage, T. L., Kocacinar, F. Photorespiration and the evolution of C4 photosynthesis. Ann Rev Plant Biol. 63 (1), 19-47 (2012).
  14. Lundgren, M. R., Osborne, C. P., Christin, P. A. Deconstructing Kranz anatomy to understand C4 evolution. J Exp Botany. 65 (13), 3357-3369 (2014).
  15. Furbank, R., Kelly, S., Von Caemmerer, S. Photosynthesis and food security: the evolving story of C4 rice. Photosyn Res. 158 (2), 121-130 (2023).
  16. Dengler, N. G., Nelson, T. Leaf structure and development in C4 plants. C4 Plant Biol. , 133-172 (1999).
  17. Leegood, R. C. Roles of the bundle sheath cells in leaves of C3 plants. J Exp Botany. 59 (7), 1663-1673 (2007).
  18. Mallmann, J., et al. The role of photorespiration during the evolution of C4 photosynthesis in the genus Flaveria. eLife. 3, e02478(2014).
  19. Edwards, E. J., et al. The origins of C4 grasslands: Integrating evolutionary and ecosystem science. Science. 328 (5978), 587-591 (2010).
  20. Sage, R. F. The evolution of C 4 photosynthesis. New Phytol. 161 (2), 341-370 (2004).
  21. Ludwig, M., Busch, F. A., Khoshravesh, R., Covshoff, S. Editorial: Understanding C4 evolution and function. Fron Plant Sci. 12, 774818(2021).
  22. Stata, M., Sage, T. L., Sage, R. F. Mind the gap: the evolutionary engagement of the C4 metabolic cycle in support of net carbon assimilation. Curr Opinion Plant Biol. 49, 27-34 (2019).
  23. Sage, R. F., Khoshravesh, R., Sage, T. L. From proto-Kranz to C4 Kranz: building the bridge to C4 photosynthesis. J Exp Botany. 65 (13), 3341-3356 (2014).
  24. Lyu, M. J. A., et al. The coordination of major events in C4 photosynthesis evolution in the genus Flaveria. Sci Rep. 11 (1), 15618(2021).
  25. Lundgren, M. R. C2 photosynthesis: a promising route towards crop improvement. New Phytol. 228 (6), 1734-1740 (2020).
  26. Ermakova, M., Danila, F. R., Furbank, R. T., Von Caemmerer, S. On the road to C4 rice: advances and perspectives. Plant J. 101 (4), 940-950 (2020).
  27. Yadav, S., Mishra, A. Ectopic expression of C4 photosynthetic pathway genes improves carbon assimilation and alleviate stress tolerance for future climate change. Physiol Mol Biol Plants. 26 (2), 195-209 (2020).
  28. Schuler, M. L., Mantegazza, O., Weber, A. P. M. Engineering C4 photosynthesis into C3 chassis in the synthetic biology age. Plant J. 87 (1), 51-65 (2016).
  29. Simpson, C. J. C., Singh, P., Sogbohossou, D. E. O., Eric Schranz, M., Hibberd, J. M. A rapid method to quantify vein density in C4 plants using starch staining. Plant, Cell Environ. 46 (9), 2928-2938 (2023).
  30. Upadhyay, P., Agrawal, N., Yadav, P. K., Patel, R. The evolutionary path from C3 to C4 photosynthesis: A review. Int J Curr Microbiol Appl Sci. 9 (1), 748-762 (2020).
  31. Hewitson, T. D., Wigg, B., Becker, G. J. Tissue preparation for histochemistry: Fixation, embedding, and antigen retrieval for light microscopy. Histol Prot. 611, 3-18 (2010).
  32. Kalve, S., Saini, K., Vissenberg, K., Beeckman, T., Beemster, G. Transverse sectioning of Arabidopsis thaliana leaves using resin embedding. Bio Prot. 5 (18), 1592(2015).
  33. Whitehill, J. G. A., et al. Histology and cell wall biochemistry of stone cells in the physical defence of conifers against insects. Plant, Cell Environ. 39 (8), 1646-1661 (2016).
  34. Yeung, E. C. The use of histology in the study of plant tissue culture systems-Some practical comments. In Vitro Cell Dev Biol- Plant. 35 (2), 137-143 (1999).
  35. Lee, K. J. D., Knox, J. P. Resin embedding, sectioning, and immunocytochemical analyses of plant cell walls in hard tissues. Plant Cell Morpho. 1080, 41-52 (2014).
  36. Spurr, A. R. A low-viscosity epoxy resin embedding medium for electron microscopy. J Ultrastr Res. 26 (1-2), 31-43 (1969).
  37. Coste, R., et al. Unveiling the impact of embedding resins on the physicochemical traits of wood cell walls with subcellular functional probing. Compos Sci Technol. 201, 108485(2021).
  38. De Smet, I., et al. An easy and versatile embedding method for transverse sections. J Microsc. 213 (1), 76-80 (2004).
  39. Khoshravesh, R., Lundsgaard-Nielsen, V., Sultmanis, S., Sage, T. L. Light microscopy, transmission electron microscopy, and immunohistochemistry protocols for studying photorespiration. Photorespiration. 1653, 243-270 (2017).
  40. Verhertbruggen, Y., Walker, J. L., Guillon, F., Scheller, H. V. A comparative study of sample preparation for staining and immunodetection of plant cell walls by light microscopy. Front Plant Sci. 8, 1505(2017).
  41. Rodríguez, J. R., Turégano-López, M., DeFelipe, J., Merchán-Pérez, A. Neuroanatomy from mesoscopic to nanoscopic scales: An improved method for the observation of semithin sections by high-resolution scanning electron microscopy. Front in Neuroanat. 12, 14(2018).
  42. Veromann-Jürgenson, L. L., Brodribb, T. J., Niinemets, Ü, Tosens, T. Variability in the chloroplast area lining the intercellular airspace and cell walls drives mesophyll conductance in gymnosperms. J Exp Botany. 71 (16), 4958-4971 (2020).
  43. Sonawane, B. V., Koteyeva, N. K., Johnson, D. M., Cousins, A. B. Differences in leaf anatomy determines temperature response of leaf hydraulic and mesophyll CO2 conductance in phylogenetically related C4 and C3 grass species. New Phytol. 230 (5), 1802-1814 (2021).
  44. Hatch, M. D., Agostino, A., Jenkins, C. Measurement of the leakage of CO2 from bundle-sheath cells of leaves during C4 photosynthesis. Plant Physiol. 108 (1), 173-181 (1995).
  45. Kromdijk, J., Ubierna, N., Cousins, A. B., Griffiths, H. Bundle-sheath leakiness in C4 photosynthesis: a careful balancing act between CO2 concentration and assimilation. J Exp Botany. 65 (13), 3443-3457 (2014).
  46. Wang, Y., et al. Increased bundle-sheath leakiness of CO2 during photosynthetic induction shows a lack of coordination between the C4 and C3 cycles. New Phytol. 236 (5), 1661-1675 (2022).
  47. Johnson, J. E., Field, C. B., Berry, J. A. The limiting factors and regulatory processes that control the environmental responses of C3, C3-C4 intermediate, and C4 photosynthesis. Oecologia. 197 (4), 841-866 (2021).
  48. Sage, R. F. C4 photosynthesis in terrestrial plants does not require Kranz anatomy. Trend Plant Sci. 7 (7), 283-285 (2002).
  49. Voznesenskaya, E. V., et al. Proof of C4 photosynthesis without Kranz anatomy in Bienertia cycloptera (Chenopodiaceae). Plant J. 31 (5), 649-662 (2002).
  50. Koteyeva, N. K., Voznesenskaya, E. V., Berry, J. O., Cousins, A. B., Edwards, G. E. The unique structural and biochemical development of single cell C4 photosynthesis along longitudinal leaf gradients in Bienertia sinuspersici and Suaeda aralocaspica (Chenopodiaceae). J Exp Botany. 67 (9), 2587-2601 (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Fotosynteza C3fotosynteza C4komórki pochewy wiązkowejprzekroje wykonywane ręczniemikroskopia świetlnaanatomia Kranzaanaliza w programie ImageJ
Ocena cech strukturalnych Triticum aestivum i Zea mays dla różnicowania fotosyntetycznego C3 i C4 przy użyciu przekrojów odręcznych i półcienkich
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.