Demonstracja transportu błonowego histydyny za pomocą odwróconych worków jelitowych kóz: eksperymentalne narzędzie pedagogiczne dla studentów

Podsumowanie

Tutaj przedstawiamy niedrogą i powtarzalną metodę demonstrującą transport błonowy histydyny w jelicie kozy. Proces ten zachodzi poprzez kotransport jonów histydyny i sodu, co jest możliwe dzięki gradientowi sodu przez błonę enterocytów. Metoda ta wykorzystuje pedagogikę uczenia się przez doświadczenie, aby lepiej zrozumieć ruch substancji rozpuszczonej przez błony biologiczne.

Streszczenie

Histydyna jest niezbędnym aminokwasem, który jest również prekursorem metabolitów związanych z układem odpornościowym, wentylacją płuc i krążeniem naczyniowym. Wchłanianie histydyny w diecie opiera się w dużej mierze na sprzężonym z sodem transporcie aminokwasów obojętnych przez transporter aminokwasów obojętnych (B^{, 0}AT) obecny na błonie wierzchołkowej enterocytów. Tutaj pokazujemy wchłanianie histydyny przez enterocyty kosmków jelitowych ze światła za pomocą odwróconych worków jelita czczego kóz. Pęcherzyki jelita czczego wystawione na działanie różnych stężeń sodu i histydyny oznaczono w celu określenia stężenia histydyny wewnątrz worków w funkcji czasu. Wyniki wskazują na aktywne wchłanianie histydyny. Zwiększenie stężenia soli skutkowało wyższym wchłanianiem histydyny, co sugeruje symuls wchłaniania sodu i histydyny w odwróconych workach jelitowych kóz. Protokół ten może być stosowany do wizualizacji ruchliwości jelitowej aminokwasów lub innych metabolitów z odpowiednimi modyfikacjami. Proponujemy ten eksperyment jako empiryczne narzędzie pedagogiczne, które może pomóc studentom studiów licencjackich zrozumieć koncepcję transportu membranowego.

Wprowadzenie

Komórki biologiczne są otoczone dwuwarstwą lipidową błony, która oddziela wewnątrzkomórkową cytozol od zawartości zewnątrzkomórkowej. Membrana służy jako półprzepuszczalna bariera, która reguluje ruch substancji rozpuszczonych¹. Na transport przez błony biologiczne ma wpływ współczynnik przepuszczalności substancji rozpuszczonej, który zależy od kilku czynników, w tym stężenia i ładunku substancji rozpuszczonej. Ogólnie rzecz biorąc, substancje rozpuszczone przemieszczają się przez błonę za pomocą trzech mechanizmów (Rysunek 1): Dyfuzja pasywna, dyfuzja ułatwiona i transport aktywny². Prosta dyfuzja to proces, w którym rozpuszczalne, nienaładowane i niepolarne substancje rozpuszczone przechodzą w dół gradientu stężeń przez półprzepuszczalną membranę (Rysunek 1A). Białka błonowe nie pomagają w tym procesie, ponieważ obejmuje on przemieszczanie się substancji rozpuszczonych z obszaru o wyższym stężeniu do regionu o niższym stężeniu. Szybkość dyfuzji jest oparta na prawie Ficka³. Z drugiej strony, ułatwiona dyfuzja jest transportem zależnym od białka, w którym błona pozwala tylko selektywnym substancjom rozpuszczonym przechodzić wzdłuż gradientu stężeń bez wydatkowania energii (Rysunek 1B). Ten rodzaj transportu jest specyficzny i różni się od prostej dyfuzji kinetyką nasycenia.

Aktywny transport to zależny od białka transport cząsteczek w kierunku przeciwnym do ich gradientu stężenia, tj. z obszaru o niższym stężeniu do obszaru o wyższym stężeniu za pomocą ATP lub gradientów jonów (Rysunek 1C). Kiedy transporter hydrolizuje ATP, transport ten jest określany jako pierwotny transport aktywny (Rysunek 1C; lewy panel). Inną formą transportu aktywnego jest wtórny transport aktywny (Rysunek 1C; prawy panel). W wtórnym transporcie aktywnym substancje rozpuszczone są przemieszczane w oparciu o gradient elektrochemiczny. Ma to miejsce, gdy białko transportowe sprzęga ruch jonu (zwykle Na⁺) w dół jego gradientu stężeń z ruchem innej cząsteczki lub jonu w kierunku przeciwnym do jego gradientu stężenia. Ten rodzaj ruchu substancji rozpuszczonej może być kotransportem (Symport), w którym zarówno substancja rozpuszczona, jak i jon poruszają się w tym samym kierunku lub wymianą (antyport), w którym to przypadku substancja rozpuszczona i jon poruszają się w przeciwnych kierunkach.

Aminokwasy i monosacharydy z pożywienia są wchłaniane w jelicie cienkim. Jelito cienkie można funkcjonalnie podzielić na trzy segmenty: dwunastnicę, jelito kręte i jelito kręte (Ryc. 2). Wchłanianie substancji rozpuszczonej zachodzi w całym jelicie cienkim, przy czym maksymalne wchłanianie zachodzi w jelicie czczym i na bliższym końcu jelita krętego. Enterocyty jelitowe są komórkami spolaryzowanymi, a ścisłe połączenia łączące dwie sąsiednie komórki tworzą dwa odrębne miejsca błony - podstawno-boczne i wierzchołkowe miejsce błony (Ryc. 2). Absorpcja substancji rozpuszczonych w świetle generowanych przez trawienie zachodzi w miejscu błony wierzchołkowej⁴.

Transport histydyny w enterocytach jelitowych na błonie wierzchołkowej jest przykładem wtórnego aktywnego symportu, który jest zależny od sodu. Na końcu podstawno-bocznym histydyna wchodząca do enterocytów przesuwa się w dół gradientu stężeń do krążenia wrotnego wątroby. Wewnątrzkomórkowe stężenia sodu w enterocytach utrzymują się na poziomie 12 mmol/L¹, czyli mniej niż stężenia zewnątrzkomórkowe/świetlne, ze względu na aktywne wypompowywanie sodu z komórki przez Na⁺ K ⁺ ATPazę znajdującą się na błonie podstawno-bocznej (Rysunek 3). Na błonie wierzchołkowej enterocytów B⁰AT i transporter aminokwasów obojętnych sodu (SNAT) 5 są głównymi transporterami, które nie tylko transportują histydynę, ale także aminokwasy, takie jak asparagina i glutamina, w kotransporcie zależnym od sodu^5,6. Inne białko transportowe o nazwie Transporter Dużych Aminokwasów (LAT)1 obecne na błonie podstawno-bocznej enterocytów transportuje przez błonę duże neutralne aminokwasy, takie jak leucyna, tryptofan, tyrozyna i fenyloalanina7.

Mając na celu nauczanie koncepcji transportu membranowego zintegrowanej z technikami takimi jak spektrofotometria i rutynowe testy biochemiczne poprzez pedagogikę uczenia się przez doświadczenie, konieczne jest opracowanie metodologii, które mogą nie tylko zademonstrować koncepcję w łatwych do zrozumienia terminach, ale także umożliwić partycypacyjne uczenie się dla studentów studiów licencjackich. Obecnie studenci mają do dyspozycji ograniczone zasoby do praktycznego zaangażowania w naukę takich pojęć biochemii. W tym miejscu przedstawiamy prosty protokół demonstracji transportu histydyny przez błonę jelitową kozy, który jest łatwy do odtworzenia w laboratoriach licencjackich i może być dostosowany do oceny transportu innych metabolitów. Co ważniejsze, metoda wykorzystuje niedrogie materiały w laboratorium licencjackim, umożliwiając w ten sposób naukę przez doświadczenie nawet w najprostszych warunkach laboratoryjnych.

Protokół

Cały protokół wraz ze wszystkimi krokami jest przedstawiony jako schemat ideowy w Rysunek 4. Metoda została zaadaptowana z poprzedniego badania z użyciem jelit szczurów⁸. Eksperyment został przeprowadzony zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi. Próbki użyte w tym badaniu zostały pozyskane od komercyjnego dostawcy.

UWAGA: Noś rękawiczki podczas tego eksperymentu.

1. Przygotowanie odwróconych worków Jejunum

1. Wstępnie potraktuj i oczyść kozie jelito czcze.
   1. Zaopatrz się w wnętrzności świeżo złożonej w ofierze zdrowej kozy od licencjonowanego sprzedawcy.
   2. Umieść wnętrzności w wystarczającej ilości 1x bufor fosforanowy soli fizjologicznej (PBS), tak aby były całkowicie zanurzone do czyszczenia.
   3. Oddziel jelito cienkie od jelita grubego i upewnij się, że zewnętrzna tkanka łączna została usunięta za pomocą nożyczek.
   4. Delikatnie przepłukać jelito cienkie 1x PBS za pomocą strzykawki o pojemności 10 ml, upewniając się o usunięciu niestrawionego materiału pokarmowego, aby uzyskać pustą torebkę jelita cienkiego. Powtórz ten proces co najmniej trzy razy, aby skutecznie oczyścić.
      UWAGA: Unikaj używania nadmiernej siły lub igieł podczas spłukiwania. Użycie siły może spowodować przebicie ścian jelita, a tym samym uszkodzenie enterocytów jelitowych.
   5. Zmierz całkowitą długość jelita cienkiego za pomocą linijki, aby uzyskać trzy części: dwunastnicę (1/4 jelita cienkiego), a pozostałą część podzieloną równomiernie na jejunum i jelito kręte.
   6. Kontynuuj eksperyment, używając części Jejunum.
2. Przygotuj odwrócone Jejunum.
   1. Oczyść część jelita czczego, usuwając całą tkankę łączną za pomocą ostrza.
   2. Pokrój jelito czcze na porcje o długości 12-15 cm, umyj 1x PBS i umieść na szalce Petriego zawierającej PBS.
   3. Odwróć części jelita czczego za pomocą szklanego pręta, aby umożliwić odsłonięcie części kosmków na zewnątrz.
      UWAGA: Unikaj używania szklanego pręta o ostrych krawędziach. Ponadto średnica pręta szklanego nie powinna być większa niż średnica worka.
      UWAGA: W tym momencie można uwidocznić kosmki pod mikroskopem świetlnym (Rysunek 4).
   4. Delikatnie przepłucz odwrócone części jelita czczego 1x PBS.
   5. Sprawdź, czy nie ma wycieków z boków odwróconego jelita czczego.
   6. Pokrój odwrócone części jelita czczego na woreczki o długości 5 cm.
   7. Zawiąż jeden koniec sznurkiem i ponownie sprawdź, czy na zawiązanym końcu nie ma widocznych wycieków, wypełniając woreczki PBS.
   8. Zawiąż drugi koniec, aby utworzyć pusty odwrócony worek z kosmkami na zewnętrznej powierzchni.
   9. Ponownie sprawdź, czy nie ma wycieków zewnętrznych, poklepując odwrócony worek na bibule filtracyjnej.
3. Zrównoważ odwrócone woreczki w 1x PBS.
   1. Kontynuuj eksperyment tego samego dnia lub przechowuj woreczki przez noc w 1x PBS w temperaturze 4 °C.

2. Eksperymentalna konfiguracja transportu histydyny

1. Zebrać dwa zestawy po trzy probówki o pojemności 50 ml zgodnie z różnymi stężeniami chlorku sodu, jak podano w tabeli 1.
2. Zanurz przygotowane worki jelitowe w określonych probówkach na 30 minut i 60 minut dla każdego z zestawów.
3. Po upływie wyznaczonego czasu opróżnij roztwór z worka w oddzielnej probówce mikrowirówkowej o pojemności 1,5 ml i oznacz objętość.
4. Zassać płyn do wnętrza woreczka za pomocą strzykawki o pojemności 2 ml. Alternatywnie odwiąż jeden koniec woreczka i zbierz zawartość do świeżej probówki o pojemności 1,5 ml.
5. Oznaczyć 0,1 ml pobranych próbek do oszacowania histydyny i obliczyć stężenie przy użyciu wykresu wzorcowego.

3. Ocena histydyny za pomocą reakcji Pauly'ego

1. Przygotuj krzywą wzorcową dla histydyny.
   1. Przygotować roztwory o różnych stężeniach histydyny, jak wskazano w Tabeli 2, używając roztworów podstawowych histydyny (5 mM) i wody.
   2. Dodać kwas sulfanilowy (0,5 ml) i azotan sodu (0,5 ml) do każdej probówki.
   3. Inkubować probówki przez 5 minut w temperaturze pokojowej, a następnie dodać po 1 ml węglanu sodu i etanolu do każdej probówki.
   4. Inkubować probówki przez 20 minut w temperaturze pokojowej (~20 °C) i zanotować absorbancję przy długości fali 490 nm.
   5. Wykreślić standardową krzywą absorbancji w funkcji stężenia histydyny.
      UWAGA: Ten test na histydynę opiera się na właściwości histydyny do tworzenia związku diazowego (Rysunek 5).

Wyniki

Eksperymentalny proces demonstrowania mobilności jelitowej histydyny poprzez wchłanianie histydyny przez kosmki jelitowe do światła odwróconych worków jest zilustrowany w Rysunek 4, Tabela 1 i Tabela 2. Przeprowadzono trzy niezależne konfiguracje eksperymentalne, a reprezentatywne dane przedstawiono w Rysunek 6.

W podanych warunkach eksperymentalnych, oszacowanie histydyny za pomocą reakcji Pauly'ego było zgodne z prawem Lamberta Beera do 300 μM (Rysunek 6A). Ten test na histydynę opiera się na sprzężeniu między aminokwasami a jonem diazonium w odczynniku. Odczynnik Pauly'ego zawiera kwas sulfanilowy rozpuszczony w stężonym kwasie solnym. Kwas ten ulega diazotyzacji w obecności azotanu sodu i HCl. Sól diazoniowa p-fenylodiazosulfonianu reaguje z cząsteczkami histydyny w warunkach alkalicznych, tworząc kompleks o barwie od ciemnoczerwonej/pomarańczowej do żółtej, który można odczytać spektrofotometrycznie przy długości fali 490 nm (Rysunek 5) < klasa sup = "xref">9. Można zauważyć, że ten test jest podawany przez histydynę i tyrozynę. Test zastosowany w tym badaniu jest nieznacznie zmodyfikowaną wersją oryginalnej reakcji, tak jak azotan sodu jest stosowany bezpośrednio w temperaturze pokojowej (~20 °C), a nie azotyn sodu w warunkach schłodzenia⁹.

Pozytywna reakcja Pauly'ego zaobserwowana z próbką odzyskaną z wnętrza odwróconych worków ilustruje wchłanianie histydyny przez kosmki jelitowe. Rysunek 6B pokazuje korelację między wychwytem histydyny a stężeniami sodu w enterocytach jelita czczego. Wzrost wchłaniania histydyny wraz ze wzrostem czasu inkubacji z 30 do 60 minut wskazuje na wtórny transport aktywny.

Rysunek 1: Różne rodzaje transportu membranowego. Schemat przedstawiający różne rodzaje membranowych systemów transportowych. (A) Dyfuzja bierna. (B) Ułatwiona dyfuzja. (C) Pierwotny transport aktywny (po lewej) i wtórny transport aktywny (po prawej). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 2: Organizacja enterocytów w kosmkach jelitowych. Rysunek ten skupia się na jelicie cienkim i ilustruje trzy odrębne części, tj. dwunastnicę, jelito kręte i jelito kręte. Jelito cienkie ma ponadto pewne przypominające palce wypustki zwane kosmkami, które zwiększają powierzchnię wchłaniania spożytego pokarmu. Mikrokosmki mają komórki zwane enterocytami, które zawierają specyficzne transportery do wchłaniania aminokwasów. Ścisłe połączenia zapobiegają przemieszczaniu się substancji rozpuszczonych między komórkami. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 3: Enterocyt z transporterami aminokwasów. Kreskówka przedstawia jeden enterocyt przedstawiający końce wierzchołkowe i podstawno-boczne. Koniec wierzchołkowy ma transportery, takie jak białka B⁰AT i SNAT5, a błona podstawno-boczna zawiera transporter LAT1. Razem białka te są odpowiedzialne za wychwyt histydyny ze światła jelita do krążenia wrotnego. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 4: Schematyczne przedstawienie protokołu demonstrującego transport błonowy histydyny za pomocą odwróconych worków w jelicie kozim. Jelita kozie zostały pobrane, wstępnie poddane obróbce i oczyszczone zgodnie z opisem. Krótko mówiąc, wycięto jelito czcze i przygotowano odwrócone worki. Worki te wykorzystano do przygotowania eksperymentu mającego na celu ilościowe określenie wychwytu histydyny w różnych stężeniach soli. Kosmki oglądano w 400-krotnym powiększeniu za pomocą mikroskopu świetlnego. Szczegółowa procedura znajduje się w tekście. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 5: Reakcja na metodę Pauly'ego. Test Pauly'ego polega na tworzeniu jonów diazoniowych w odczynniku zawierającym kwas sulfanilowy w stężonym kwasie solnym. W warunkach alkalicznych histydyna reaguje z solą diazonium, w wyniku czego powstaje związek o czerwonym zabarwieniu, którego absorbancję można zmierzyć przy 490 nm za pomocą spektrofotometru. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek 6: Oszacowanie histydyny metodą Pauly'ego. (A) Standardowa krzywa dla histydyny. Reakcji Pauly'ego poddano różne stężenia histydyny w zakresie 0-300 μM, a powstały kompleks zmierzono na długości fali 490 nm. (B) Transport histydyny w workach jelitowych obserwowano przez 30 min i 60 min w obecności 150 mM (stała czerń) i 200 mM NaCl (stała szara) roztworu soli. Stężenie histydyny wewnątrz odwróconych worków oszacowano za pomocą krzywej standardowej (Rysunek 6A). Wartości są podawane w odniesieniu do kontroli (0 mM NaCl). Przeprowadzono trzy powtórzenia techniczne, w wyniku których przedstawiono reprezentatywne dane. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Tabela 1: Eksperymentalne ustawienie ruchomości jelitowej histydyny. Poniższa tabela przedstawia inkubację worków jelitowych w różnych stężeniach chlorku sodu w dwóch punktach czasowych. Kliknij tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Tabela 2: Przygotowanie krzywej wzorcowej dla histydyny. Poniższa tabela przedstawia różne etapy i składniki reakcji Pauly'ego ze znanymi stężeniami histydyny w zakresie od 0 do 300 μM. Kliknij tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Dyskusja

Transport membranowy jest jednym z najbardziej podstawowych pojęć nauczanych studentom studiów licencjackich wszystkich głównych dyscyplin nauk biologicznych, podstawowych lub stosowanych. Tradycyjnie, ruch przez błony był wizualizowany przy użyciu metabolitów znakowanych izotopami promieniotwórczymi. Jednak metody te są niezwykle niebezpieczne i niewykonalne w nauczaniu lub uczeniu się. Chociaż uczenie się przez doświadczenie jest najlepszą techniką pedagogiczną do zrozumienia tak złożonych koncepcji, jest to wyzwanie, które jest dodatkowo potęgowane przez brak infrastruktury, drogie barwniki/metabolity na bazie fluorescencji i, co najważniejsze, zakaz eksperymentów z sekcjami na zwierzętach. W związku z tym istnieje potrzeba opracowania narzędzi i alternatywnych metod, które są nie tylko bezpieczne, ale także niedrogie i wykonalne w warunkach laboratoryjnych na studiach licencjackich. W tym miejscu opracowano nowatorską metodę nauczania transportu membranowego dla studentów studiów licencjackich. Opisany protokół, adaptacja Agara i in. 1954⁸, demonstruje jednokierunkowy aktywny transport błonowy histydyny przez komórki jelita koziego. Badanie to zostało podjęte w celu zademonstrowania zastosowania testu opartego na kolorymetrii do wizualizacji wchłaniania histydyny przez błony jelitowe. Jest prosty, powtarzalny i zrozumiały dla studentów i można go wykonać w dowolnym środowisku laboratoryjnym.

Model odwróconego worka jelitowego został po raz pierwszy opracowany przez Wilsona i Wisemana¹⁰, który później został ulepszony w celu zwiększenia żywotności tkanek. Mechanizmy i kinetyka wchłaniania leków zostały wyjaśnione za pomocą odwróconych worków jelitowych¹¹. Do zalet tego modelu należy duża powierzchnia do absorpcji; Jednak żywotność tkanek jest jednym z parametrów ograniczających. Doniesiono, że tkanka jelitowa pozostaje żywotna i aktywna metabolicznie w warunkach fizjologicznych przez ~2 h¹¹. Innym potencjalnym zastrzeżeniem tego podejścia, które należy wziąć pod uwagę, jest niemożność usunięcia błony śluzowej mięśni i błony surowiczej z preparatów odwróconego worka. Wiązanie niektórych związków z warstwą mięśniową może ograniczać lub niedocenić transport tych związków. Chociaż model odwróconego worka jelitowego jest zarówno wrażliwy, jak i specyficzny, na wyniki może wpływać wiele czynników. Niektóre takie czynniki obejmują wiek, płeć, gatunek, dietę i stan chorobowy zwierzęcia, a także segment jelita używany do analizy (jelito kręte, jejunum, dwunastnica i okrężnica). Czynniki środowiskowe, takie jak pH, napowietrzenie i temperatura, również wpłynęłyby na wyniki¹².

Wykazano, że opóźnienie w pobraniu jelita i stan zwierzęcia (żywy/martwy) wpływa na aktywny transport w dwunastniczych odcinkach jelita szczura. Pobieranie próbek od znieczulonych zwierząt zapewnia minimalne opóźnienia czasowe, co pozwala uniknąć pogorszenia jakości transportera¹³. Jednak w świetle zakazu przeprowadzania sekcji zwłok zwierząt na uniwersytetach, w naszym zestawie doświadczalnym wykorzystano jelita świeżo ofiarowanych zwierząt. Chociaż protokół ten może być z powodzeniem stosowany do ustalenia jakościowego wychwytu metabolitu przez enterocyty, jego zastosowanie w badaniach dotyczących kinetyki transportu błonowego jest ograniczone. Najważniejszym etapem tego protokołu jest pomyślne przygotowanie szczelnych worków jelitowych z żywotnymi enterocytami. Delikatna natura i żywotność kosmków i enterocytów stanowią wyzwanie, któremu można sprostać dzięki praktyce. Ponadto, biorąc pod uwagę, że materiał wyjściowy nie pochodzi z żadnej wsobnej, syngenicznej populacji zwierząt, zmienność wyników między doświadczeniami jest istotną wadą. Problem ten można przezwyciężyć za pomocą wielu powtórzeń pochodzących od tego samego zwierzęcia. Mając na uwadze powyższe rozważania, metoda przedstawiona w niniejszym opracowaniu powinna być ściśle stosowana jako narzędzie pedagogiczne w praktycznym kształceniu na poziomie licencjackim.

Przedstawiony protokół został z powodzeniem wykorzystany do zademonstrowania transportu histydyny. Jednokierunkowy wychwyt zarówno sodu, jak i histydyny do odwróconych woreczków wskazuje na symportowy typ wtórnego transportu aktywnego. Wchłanianie jelitowe aminokwasów obojętnych odbywa się zgodnie z kinetyką wektorową, która zależy od gradientu stężeń ustawionego przez ATPazę Na+ K +. Podobny układ utrzymuje wewnątrzkomórkowy ujemny potencjał błonowy i zewnątrzkomórkowe stężenie sodu wynoszące 150 mM. Oba te czynniki napędzają aktywny transport obojętnych aminokwasów przez B⁰AT na końcu wierzchołkowym, a następnie ruch z enterocytów na końcu podstawno-bocznym przez LAT1. Co ciekawe, przy wyższych stężeniach soli (200 mM) nie było istotnej różnicy w absorpcji w funkcji czasu. W tym miejscu nie możemy komentować powodu takiej obserwacji; jednakże ten sam układ doświadczalny może zostać rozszerzony o wiele stężeń sodu ze zmiennymi punktami czasowymi i kontrole z 150 mM chlorku choliny, aby wykazać transport zależny od sodu i możliwy udział wynikający z nasycenia.

Zasadniczo, odwrócone pęcherzyki jelita czczego od kóz / świni / szczura / myszy mogą być wykorzystane do wykazania wchłaniania jelitowego różnych metabolitów dietetycznych, pod warunkiem, że istnieje test biochemiczny do oszacowania. Dodatkowo można również przeanalizować wpływ innych składników, które mogą potencjalnie zakłócać wchłanianie jelitowe lub inhibitory transportu błonowego. Odwrócone worki są skutecznie wykorzystywane jako narzędzie w badaniach farmaceutycznych do badania wchłaniania leków in vitro , metabolizmu jelitowego leków oraz roli transportera w wchłanianiu leków. Wreszcie, technika ta jest przykładem demonstracji ex vivo transportu błonowego i nie opiera się na ekstrakcie bezkomórkowym (in vitro), ale na próbce tkanki. Jednak ta zaleta jest równoważona przez dostępność niezakażonych jelit kóz/świń/szczurów, które mogą być czynnikiem ograniczającym.

Wśród wielu narzędzi pedagogicznych dostępnych dla nauczyciela w celu usprawnienia procesu uczenia się, uczenie się przez doświadczenie lub "uczenie się przez działanie" to filozofia i metodologia nauczania, która jest najbardziej postępową i skuteczną metodą nauczania, która daje uczniom możliwość uzyskania całościowego zrozumienia tematów wykładów. Uczenie się przez doświadczenie zapewnia praktyczne zaangażowanie uczniów, a także instruktora, który zapewnia wsparcie i mentoring podczas tego aktywnego procesu uczenia się¹⁴. Służy jako doskonała alternatywa dla tradycyjnego nauczania teoretycznego w klasie, szczególnie w przypadku niektórych ciężkich i integracyjnych koncepcji, takich jak transport membranowy, które uczniom często trudno jest sobie wyobrazić. Takie ćwiczenia zachęcałyby również do interaktywnego i opartego na współpracy uczenia się zarówno od rówieśników, jak i mentorów. Niniejsza inicjatywa jest krokiem naprzód w kierunku tworzenia i umożliwiania uczenia się, które jest nie tylko pouczające, ale także niezapomniane i może być transformujące dla ucznia, znacząco wpływając na ogólne doświadczenie uczenia się.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Probówki do mikrowirówek 1,5 ml	TARSONS	500020
10 ml probówki	BOROSIL	9800U04
50 ml sterylne probówki Falcon	TARSONS	546041
500 ml zlewka	BOROSIL	10044977
500 ml kolba stożkowa	BOROSIL	691467
D-Glucose	SRL	42738
Cyfrowy spektrofotometr	SYSTRONICS	2710
Etanol	EMSURE	1009831000
Finpipettes	THERMOFISHER	4642090
Szklany pręt mieszadła	BOROSIL	9850107
L-histydyna	SRL	17849
NaCl	SRL	41721
Rękawice nitrylowe	KIMTECH	112-4847
Szalka Petriego	TARSONS	460090
Sól fizjologiczna buforowana fosforanami (pH 7,4)	SRL	95131
Końcówki do pipet	ABDOS	P10102
Węglan sodu	SRL	89382
Azotan sodu	SRL	44618
Fosforan sodu dwuzasadowy (bezwodny)	SRL	53046
Fosforan sodu jednozasadowy (bezwodny)	SRL	22249
Kwas sulfanilowy	Zobacz materiał SRL	15354