Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Beznapięciowy model nośny martwicy kości głowy kości udowej wywołanej steroidami u szczurów

1.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/66883

⸱

27 września 2024

 ,  ,  ,  , 
1Graduate School, Beijing University of Chinese Medicine, 2Beijing Key Lab of Immune-Mediated Inflammatory Diseases, China-Japan Friendship Hospital, 3Department of Orthopedic and Joint Surgery, China-Japan Friendship Hospital

W tym artykule

Podsumowanie

Protokół pokazuje budowanie prostego i opłacalnego modelu treningu szczurów z obciążeniem dla indukowanej steroidami martwicy kości głowy kości udowej za pomocą elastycznej taśmy terapeutycznej.

Streszczenie

W przeciwieństwie do ludzi, szczury to zwierzęta, które chodzą na czworakach, podczas gdy ludzie to zwierzęta dwunożne, które stoją, a biodra są poddawane ogromnemu naciskowi podczas chodzenia i stania. W modelach martwicy głowy kości udowej wywołanej steroidami u szczurów często konieczne jest symulowanie charakterystyki biomechanicznej ludzkiego biodra pod wyższym ciśnieniem. Niektórzy uczeni próbują naśladować stan nacisku na ludzkie biodra, zmuszając szczury do przenoszenia określonego ciężaru, ale przymocowanie przedmiotu nośnego do szczura jest trudne. Szczury mogą łatwo uwolnić się od unieruchomienia, a przyklejenie ciężaru do szczurów taśmą klejącą spowoduje, że szczury uduszą się lub umrą z powodu niedrożności jelit. Nasza grupa badawcza użyła elastycznej taśmy terapeutycznej do przeprowadzenia beznapięciowego unieruchomienia przedmiotów obciążonych u szczurów, tak aby szczury mogły swobodnie oddychać i nie wyrywały się z unieruchomienia w warunkach obciążenia. W porównaniu ze zwykłym modelem szczura martwicy głowy kości udowej wywołanej steroidami, stwierdziliśmy, że ta interwencja obciążająca może pogorszyć postęp martwicy głowy kości udowej u szczurów.

Wprowadzenie

Podawanie glikokortykosteroidów jest najczęstszym czynnikiem ryzyka nieurazowej martwicy kości głowy kości udowej (ONFH)1. Liczne dowody sugerują, że oprócz glikokortykosteroidów, obciążenie ciśnieniowe stawu biodrowego u pacjentów jest również związane z występowaniem ONFH. Czynniki takie jak masa ciała i intensywność pracy fizycznej są uznawane za czynniki ryzyka dla ONFH2. Wiele badań klinicznych wykazało ścisły związek między obciążeniem stawu biodrowego a czasem i częstością wymiany stawu3,4,5,6. Dlatego ustalenie modelu, który odzwierciedla związek między nośnością a martwicą kości głowy kości udowej wywołaną steroidami (SONFH), jest ważne dla kompleksowego zbadania tego stanu.

Duże dwunożne ptaki, takie jak strusie i emu, służą jako dobre modele do symulacji obciążenia stawów biodrowych, przypominając obciążenie ludzkich nóg7,8. Jednak utrzymanie dużych gatunków ptaków jest wyzwaniem, a związane z tym koszty badań są wysokie. Szczurze modele z spontanicznym nadciśnieniem tętniczym9,10 mogą wykazywać wyższe wskaźniki ONFH, ale obciążenie komorą ciśnieniową w szpiku generowane przez samoistne nadciśnienie różni się znacznie od ciśnienia mechanicznego i nie nadaje się do badania wpływu ciśnienia mechanicznego na SONFH.

Małe modele zwierzęce są powszechnie używane w badaniach nad SONFH. Jednak czworonożne mają dolne obciążenie stawów biodrowych, a ich modele bioder nie mogą symulować biomechanicznego środowiska ludzkich stawów biodrowych podczas chodzenia dwunożnego. Modele unieruchamiania pojedynczej kończyny11 i modele częściowego odciążenia12 są powszechne, ale oba zmniejszają obciążenie kończyny. Ponieważ ludzie są organizmami dwunożnymi ze znacznymi obciążeniami kończyn dolnych podczas stania i chodzenia, zmniejszenie obciążenia w tych modelach zmniejsza związek między modelami zwierzęcymi a chorobami ludzkimi.

To badanie ma na celu stworzenie prostego i opłacalnego modelu treningu z obciążeniem, aby zbadać wpływ treningu z obciążeniem na wywołaną sterydami martwicę kości głowy kości udowej u szczurów. Obecnie modele szczurów są wykorzystywane do badania indukowanej steroidami martwicy kości głowy kości udowej13,14, ale nadal nie ma modelu, który mógłby zapewnić długotrwałe, bezpieczne utrwalenie przy minimalnym zakłóceniu ruchu, co jest również stosunkowo proste i niedrogie. W tym badaniu zastosowano materiał mocujący o wysokiej przyczepności, przyjmując mocowanie bez naprężeń, co utrzymuje mobilność szczurów i zmniejsza cierpienie, a nawet śmierć spowodowane niewłaściwym mocowaniem.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Protokół jest zgodny z etycznymi wytycznymi ustalonymi przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) na Pekińskim Uniwersytecie Medycyny Chińskiej, numer protokołu BUCM-4-2022062001-2109. W protokole wykorzystuje się szczury Sprague Dawley (SD) (SCXK(Jing)2019-0008), w wieku 8-10 tygodni i o wadze 200 g-250 g.

1. Trening adaptacyjny

  1. Szczury albinosy mają zazwyczaj zasięg widzenia mniejszy niż 60 cm15. Podczas procesu modelowania umieść szczury w nieprzezroczystych klatkach i trzymaj je jak najdalej od szczurów niemodelowanych (przynajmniej inne szczury powinny znajdować się poza maksymalnym zasięgiem wzroku modelowanych szczurów), aby zapobiec doświadczaniu przez nie stresu traumatycznego.
  2. Włącz zasilanie i ustaw bieżnię na 10 m/min z nachyleniem 0°. Umieść szczury na bieżni i upewnij się, że ruchy są tak delikatne, jak to tylko możliwe, aby uniknąć stresu. Nie stosuj dodatkowej stymulacji; Szczury w naturalny sposób czołgają się do przodu, ponieważ nie są zaznajomione z otoczeniem.
  3. Szkolenie trwa 15 minut. Po treningu posprzątaj kał i mocz pozostawiony przez szczury i spryskaj alkoholem, aby wyeliminować zapach zwierząt. Następnie przygotuj następnego szczura do treningu.
    UWAGA: Jeśli szczur odmawia chodzenia po bieżni przez 5 minut, wyklucz go z badania.
  4. Kontynuuj trening adaptacyjny do końca 1 tygodnia.

2. Pomiar maksymalnej nośności u szczurów

  1. Przygotuj dwie probówki, haczyk i zapięcie pętelkowe o długości około 80 cm. Umieść stalowe kulki w probówkach, upewniając się, że początkowa łączna waga probówek, haczyka i zapięcia na pętelkę wynosi 150 g. Przygotuj probówki o różnej masie całkowitej w odstępach co 10 g, przy czym maksymalna waga to 350 g.
  2. Badacz używa obu rąk do przypinania szczurów za pomocą rękawiczek (Rysunek 1). Inny badacz umieszcza probówkę na grzbiecie szczura około 1 cm od linii środkowej grzbietu. Ponieważ ten krok nie wymaga ruchu szczura, wykonaj mocowanie, po prostu owijając zapięcie na rzep wokół szczura bez użycia dodatkowych środków w celu zabezpieczenia rurki.
  3. Zmieniaj rurkę, aż zostanie osiągnięta maksymalna waga szczura. Kiedy szczur osiąga maksymalną wagę, nie może ustać na nogach, gdy jest szturchany lub eksperymentator odchodzi. Zmniejsz wagę o 10 g, aby szczur mógł stać. Ta waga reprezentuje maksymalną nośność szczura.

3. Przygotowanie obciążenia

  1. Ponieważ podczas treningu wymagane jest bezpieczne mocowanie, zabezpiecz przedmioty za pomocą elastycznej taśmy terapeutycznej o długości 1-1,5 m w zależności od wielkości szczura, która ma silną przyczepność. Użyj gliny, aby dostosować wagę probówek, aby zmniejszyć kołysanie ładunku.
  2. Po zważeniu wagi probówek i przedmiotów mocujących, dodaj odpowiednią ilość gliny do probówek, aby dostosować je do docelowej wagi. Użyj szklanego pręta do mieszania, aby równomiernie rozprowadzić glinę w probówkach. Glina skoncentrowana na jednym końcu probówki może powodować jej łatwe odklejanie się podczas treningu.
  3. Dostosuj całkowitą wagę regulowanych probówek i gliny do 50% maksymalnej nośności szczura (Rysunek 1A). Przekroczenie tej wagi utrudni szczurowi ukończenie treningu. Nie reguluj ponownie ciężaru ładunku do końca eksperymentu.

4. Ustalenie indukowanej steroidami martwicy kości w modelu głowy kości udowej

  1. Użyj metody metyloprednizolonu w połączeniu z lipopolisacharydem (LPS+MPS) do ustanowienia modelu SONFH16,17. Wykonać dootrzewnowe wstrzyknięcie LPS (20 μg/kg) za pomocą standardowej igły w linię środkową brzucha szczura raz na 24 godziny, w sumie 2 wstrzyknięcia.
  2. Po ostatnim wstrzyknięciu LPS należy wstrzyknąć MPS (40 mg/kg) w jednostronny mięsień pośladkowy 24 godziny po regularnym karmieniu i kontynuować wstrzyknięcia co 24 godziny, naprzemiennie między dwoma obszarami pośladkowymi, w sumie trzy wstrzyknięcia.

5. Beznapięciowe unieruchomienie przy przenoszeniu ciężaru za pomocą elastycznej taśmy terapeutycznej i treningu na bieżni

  1. Zaznacz linię środkową grzbietu szczura na wysokości 1-2 cm po obu stronach; jest to punkt odniesienia dla obciążenia. Upewnij się, że znaki są odpowiednio umieszczone, aby szczur nie przewracał się ani nie utrudniał ruchów podczas treningu na bieżni.
  2. Gdy jeden z badaczy naprawia szczura za pomocą rękawiczek, umieść jedną rękę pod pachą szczura, aby zabezpieczyć przednią kończynę i szczękę, podczas gdy druga ręka zabezpiecza tylne kończyny i ogon. Unikaj nadmiernej siły, aby zapobiec stresowi lub uduszeniu (Rysunek 1B).
  3. Przyklej elastyczną taśmę terapeutyczną do probówki bez wywierania napięcia, aby zabezpieczyć ładunek na grzbiecie szczura. W trakcie nawijania nie rozciągaj elastycznej taśmy terapeutycznej, aby uzyskać mocowanie bez naprężeń.
    UWAGA: Elastyczna taśma terapeutyczna zastosowana w tym modelu przeznaczona jest do oklejania taśmą podczas intensywnych aktywności fizycznych, zapewniając wysoką przyczepność i elastyczność18. Ze względu na swoją wysoką elastyczność znacznie zmniejsza wpływ na ruch szczura podczas czołgania się.
  4. Poproś drugiego badacza, aby przymocował probówkę do grzbietu szczura równolegle do kręgosłupa szczura, z pozycją mocowania opartą na wykonanych oznaczeniach, tj. 1-2 cm od linii środkowej po obu stronach grzbietu szczura.
  5. Aby zminimalizować cierpienie szczura, zmniejszyć wpływ na ruch szczura i zmniejszyć śmiertelność spowodowaną fiksacją, wykonuj fiksację bez stosowania napięcia. Przyklej probówkę o dostosowanej wadze do elastycznej taśmy terapeutycznej, a następnie owiń probówkę wokół ciała szczura techniką bez naprężeń.
  6. Zapewnij unieruchomienie bez napięć i utrzymuj oryginalną długość elastycznej taśmy terapeutycznej bez rozciągania, aby zapobiec wszelkim niekorzystnym skutkom na oddychanie i ruch szczura (Rysunek 1C).
  7. Po owinięciu probówki wokół ciała szczura, umieść szczura na otwartej przestrzeni lub w pojedynczej klatce, monitorując jego oddech i kierunek. Jeśli pojawią się oznaki szybkiego oddechu lub otwarcia ust, natychmiast puść szczura, aby zapobiec uduszeniu.
    1. Idealne unieruchomienie pozwala szczurowi na swobodne poruszanie się i wykonywanie czynności, takich jak picie, podnoszenie kończyn przednich i karmienie (Rysunek 1D). Jeśli unieruchomienie jest niezadowalające, zwolnij tymczasowo i ponownie unieruchamij po 20 minutach, aby zminimalizować stres u szczura spowodowany powtarzającymi się bodźcami unieruchomienia.
  8. Włącz zasilanie i ustaw bieżnię na 1 m/min z nachyleniem 0°. Czas treningu na bieżni wynosi 30 min. Delikatnie przenieś szczura na bieżnię i rozpocznij odliczanie.
  9. Nie należy zapewniać szczurowi dodatkowej stymulacji. Jeśli szczur nie może ukończyć 30-minutowego treningu, umieść go w klatce na 10-minutowy odpoczynek bez zdejmowania fiksacji.
    UWAGA: Elastyczna taśma terapeutyczna zastosowana w tym badaniu ma doskonałą rozciągliwość i przyczepność. Przy prawidłowym zabezpieczeniu bez naprężenia, długotrwałe mocowanie nie spowoduje odłączenia probówki ani nie spowoduje uduszenia i śmierci szczura.
  10. Po treningu posprzątaj kał i mocz pozostawiony przez szczury i spryskaj alkoholem, aby wyeliminować zapach zwierząt.
  11. Unikaj tego, aby powyższe kroki były widoczne dla innych szczurów i obchodź się ze zwierzętami tak delikatnie, jak to możliwe, aby zapobiec wokalizacji zwierząt, powodując w ten sposób traumatyczny stres u innych szczurów.
  12. Natychmiast uwolnij szczura z fiksacji po zakończeniu treningu (Rysunek 1E). Podczas uwalniania użyj palców, aby docisnąć futro szczura, aby je chronić, minimalizując utratę sierści podczas uwalniania (Rysunek 1F).

6. Grupowanie zwierząt

  1. Aby zbadać wpływ treningu z obciążeniem na SONFH, losowo podziel 60 szczurów na cztery grupy.
  2. W grupie kontrolnej nie należy ustalać powszechnego modelu martwicy kości głowy kości udowej wywołanej steroidami (SONFH) ani wykonywać treningu z obciążeniem. W grupie Control+Load należy wykonywać wyłącznie trening z obciążeniem, bez ustalania indukowanej steroidami martwicy kości w modelu głowy kości udowej. W grupie Model należy ustalić tylko martwicę kości w modelu głowy kości udowej wywołaną steroidami. W grupie Model+Load należy wykonać trening z obciążeniem po ustaleniu indukowanej steroidami martwicy kości w modelu głowy kości udowej.

7. Eutanazja i pobieranie próbek

  1. Umieść szczury w komorze eutanazji małych zwierząt i wstrzyknij wystarczającą ilość dwutlenku węgla, aby osiągnąć stężenie wyższe niż 5%. Gdy szczury stracą przytomność, należy podać dawkę 0,3 ml/kg masy ciała 20% roztworu chlorku potasu, w sumie 20 ml, we wstrzyknięciu dosercowym.
  2. Monitoruj oddech i bicie serca szczurów, aby upewnić się, że nie odczuwają bólu ani dyskomfortu podczas eutanazji. Potwierdź zgon, sprawdzając, czy nie ma oddechu i bicia serca. Rozpyl alkohol, aby usunąć wszelkie zapachy.
  3. Po eutanazji należy wyciąć okolicę biodra szczura i usunąć głowę kości udowej, zachowując nienaruszoną kość udową. Po wstępnym leczeniu należy wykonać badanie mikrotomografią komputerową, a następnie barwienie hematoksyliną-eozyną (HE).

8. Barwienie Hematoksyliną-Eozyną

  1. Po zakończeniu modelowania należy poddać szczury eutanazji. Usuń kości udowe w celu barwienia HE.
  2. Namocz kości udowe szczura w 4% paraformaldehydzie przez 24 godziny, aby zachować tkanki biologiczne jako próbki. Namocz próbki kości udowej szczura w 5% kwasie mrówkowym w celu odwapnienia przez 5 dni.
  3. Próbki należy podzielić na plastry o grubości 5 μm w celu barwienia HE.
    UWAGA: Puste luki odnoszą się do sytuacji w tkance kostnej19, gdzie luki, które normalnie powinny zawierać osteocyty, są pozbawione tych komórek. Jest to ważny wskaźnik do oceny zdrowia tkanki kostnej. W patologicznym procesie martwicy kości niedostateczne ukrwienie może spowodować śmierć osteocytów, prowadząc do pustych luk. W diagnostyce i ocenie martwicy kości liczba i rozkład pustych luk są ważnymi parametrami do pomiaru ciężkości choroby20,21.
    1. Próbki kości udowej szczura należy umieścić w stopionej parafinie (56-60 °C), w razie potrzeby najpierw mocząc w parafinie o niskiej temperaturze topnienia, a następnie stopniowo przenosząc do parafiny o wyższej temperaturze topnienia, każdorazowo przez około 1 godzinę, aby zapewnić dokładną infiltrację tkanki parafiną.
    2. Przygotuj foremki do zatapiania i wlej do nich rozpuszczoną parafinę na odpowiednią głębokość. Po namoczeniu pobrać próbki tkanek z parafiny za pomocą kleszczy, usunąć nadmiar parafiny i umieścić je w foremkach. Schłodzić do temperatury pokojowej, aby zestalić parafinę, tworząc bloki parafinowe.
    3. Za pomocą mikrotomu parafinowego pokrój osadzone bloki parafiny na odcinki o grubości 5 μm.
  4. Piecz próbki kości udowej szczura z dołączonymi plastrami w podgrzewaczu do szkiełek przez 1 godzinę, aby zwiększyć przyczepność między plastrami a szkiełkiem nakrywkowym i zmniejszyć unoszenie się podczas kolejnych procesów barwienia.
  5. Zanurz upieczone plastry kolejno w czystym ksylenie, aby usunąć parafinę, a następnie wykonaj serię odwodnień przez absolutny etanol, gradientowy etanol (100%, 95%, 80%, 70%) i wodę, na 2 minuty każdy, kończąc proces deparafinowania i ponownego uwodnienia.
  6. Zanurz odparafinowane plastry w roztworze barwiącym hematoksylinę i barwij przez 10 minut. Spłucz bieżącą wodą, aby usunąć niezwiązaną hematoksylinę.
  7. Zanurz skrawki barwione hematoksyliną w roztworze barwiącym eozynę i barwij na 2 minuty, aby zabarwić cytoplazmę i tkankę łączną. Spłukać 1% roztworem kwasu octowego w celu utrwalenia efektu barwienia.
  8. Zanurz plastry kości udowej szczura sekwencyjnie w 70%, 80%, 90%, 95% i 100% etanolu, z każdym gradientem przez 2 minuty, stopniowo usuwając wilgoć.
  9. Zanurz plastry kości udowej szczura w czystym ksylenie, aby uzyskać przezroczystość, a następnie spłucz bieżącą wodą w celu usunięcia ksylenu. Nałożyć neutralną żywicę montażową, zakrywając szkiełka, delikatnie postukając, aby usunąć pęcherzyki powietrza i pozwalając medium montażowemu zestalić się, aby zakończyć proces montażu.
  10. Korzystając z pakietu randomizr w R, wybierz 30 szkiełek barwionych HE dla każdej grupy i przydziel po 15 slajdów dwóm badaczom. Nie informując ich o grupach, poproś badaczy o obliczenie wskaźnika pustych luk w szkiełkach i zebranie wyników do analizy statystycznej.

9. Analiza mikrotomografii komputerowej

  1. Po zakończeniu modelowania należy poddać szczury eutanazji. Usuń kości udowe w celu barwienia Hematoxylin-Eozyna.
  2. Namocz kości udowe szczura w 4% paraformaldehydzie przez 24 godziny, aby zachować tkanki biologiczne jako próbki. Umieść kości udowe szczura w małym urządzeniu do mikrotomografii komputerowej przeznaczonym dla zwierząt.
  3. Ustaw warunki skanowania mikrotomografii komputerowej w następujący sposób: napięcie promieniowania rentgenowskiego: 80 kV, prąd: 100 μA, czas pojedynczej ekspozycji: 50 ms, rozdzielczość skanowania: 25 μm. Wykonuj skany w odstępach 0,5°, skupiając się na kości beleczkowej od spodu chrząstki do górnej części nasady jako obszarze zainteresowania.
  4. Zdefiniuj obszar nad szyjką kości udowej szczura jako obszar zainteresowania.
  5. Wykonaj rekonstrukcję płaszczyzny koronalnej wyników skanowania za pomocą urządzenia microCT oraz zbierz pomiary morfometryczne kości wygenerowane przez wbudowane oprogramowanie urządzenia microCT. Zapisz następujące obserwowane wskaźniki: całkowita objętość (TV), procent objętości kości (BV/TV), stosunek powierzchni kości do objętości (BS/BV), grubość struktury (Tb.Th), separacja struktur (Tb.Sp), liczba kości (Tb.N), gęstość kości (BD).

10. Analiza statystyczna

  1. Przedstaw dane jako średnią ± odchylenie standardowe (SD). Przeprowadzanie analiz statystycznych na potrzeby mikrotomografii komputerowej i ilościowych ocen histologicznych przy użyciu testu t dla próby niezależnej. Uznaj, że wartość p < 0,05 jest statystycznie istotna.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Analiza histopatologiczna
Barwienie hematoksyliną i eozyną wykazało, że w grupie kontrolnej (Control) oraz w grupie kontrolnej z obciążeniem (Control+Load) belki kostne były nienaruszone i regularnie rozmieszczone. W lakunach kostnych obecne były komórki śródbłonka naczyń krwionośnych, a ich morfologia była pękata. W przeciwieństwie do nich, w grupie modelowej (Model) oraz w grupie modelowej z obciążeniem (Model+Load) zaobserwowano pęknięte i nieuporządkowane belki kostne wraz ze znacznie większą lic...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Obecnie różne zwierzęta, takie jak króliki25, szczury26, myszy27, świnie28, brojlery29, strusie8 i emu30 mogą być wykorzystywane do tworzenia modeli martwicy głowy kości udowej. Wśród nich najczęściej używanymi gatunkami są szczury, myszy i króliki. Szczur, jako model martwicy głowy kości udowej, ma wiele zalet. Szczury są łatwe do karmienia i rozmnażania,...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autor deklaruje, że nie ma konfliktów interesów, powiązań ani współpracy, które mogłyby potencjalnie wpłynąć na obiektywność lub wyniki tych badań.

Podziękowania

To badanie jest niezależnym badaniem i nie otrzymało żadnego finansowania.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Probówka wirówkowa o pojemności 15 mlCorning, USA430791
Koralik ze stali nierdzewnej 5 mmGelisen, Chiny5 mm
Kwas octowyMerck KGaA, Niemcy64-19-7
Alkohol bezwodnyMerck KGaA, Niemcy64-17-5
glinianapapeteria Mincai, Chiny102
Szkiełko nakrywkoweServicebio,ChinyWMWD-1818
Płaska butelka ciśnieniowa 10mlBEHNCKE, ChinyMD10ml
Kwas mrówkowyMacklin Biochemical , Chiny64-18-6
Zestaw do barwienia HESolarbio, ChinyG1120
HistoCore AUTOCUTLeica, Niemcy149AUTO00C1
Taśma Kinesio (elastyczna taśma terapeutyczna)Fuluo medycyna,ChinyCL1819
LipopolisacharydSolarbio,ChinyL8880
Lipopolisacharydy (LPS)Selleck,USAS7850 
Ręczne pudełko do eutanazji dwutlenkiem węglaYuyan, ChinyLC-500-S1
Metyloprednizolon  bursztynian sodu, MPSAbMole, ChinyM25573
MicroCT&nbsp; Hiscan,Chiny  Żywica neutralna Hiscan VM Pro
Pekin Zhongshan Golden Bridge Biotechnology l , ChinyZLI-9555
Serwis parafinowybio, ChinyWGHB-319213129
ParaformaldehydServicebio, ChinyG1101-500ML
Chlorek potasuMacklin Biochemical , Chiny  7447-40-7
SlideServicebio, ChinyWG6012
Bieżnia dla szczurów i  myszyLitc Life Science, USA801
XyleneMacklin Biochemical , Chiny  Numer katalogowy: 1330-20-7

Bibliografia

  1. Konarski, W., et al. Avascular necrosis of femoral head-overview and current state of the art. Inl J Environ Res Public Health. 19 (12), 7348(2022).
  2. Tan, B., et al. Epidemiological study based on China osteonecrosis of the femoral head database. Ortho Surg. 13 (1), 153-160 (2020).
  3. Algarni, A. D., Al Moallem, H. M. Clinical and radiological outcomes of extracorporeal shock wave therapy in early-stage femoral head osteonecrosis. Adv Ortho. 2018, 7410246(2018).
  4. Huang, Z., et al. Chinese herbal Huo-Gu formula for the treatment of steroid-associated osteonecrosis of femoral head: A 14-year follow-up of convalescent SARS patients. J Ortho Transl. 23, 122-131 (2020).
  5. Tomaru, Y., et al. Concentrated autologous bone marrow aspirate transplantation versus conservative treatment for corticosteroid-associated osteonecrosis of the femoral head in systemic lupus erythematosus. J Rural Med. 16 (1), 1-7 (2021).
  6. Wu, W., et al. Prognostic analysis of different morphology of the necrotic-viable interface in osteonecrosis of the femoral head. Int Ortho. 42 (1), 133-139 (2018).
  7. Troy, K. L. R., Lundberg, H. J., Conzemius, M. G., Brown, T. D. Habitual hip joint activity level of the penned EMU (Dromaius novaehollandie). Iowa Ortho J. 27, 17(2007).
  8. Jiang, W., Wang, P., Wan, Y., Xin, D., Fan, M. A simple method for establishing an ostrich model of femoral head osteonecrosis and collapse. J Ortho Surg Res. 10, 1-10 (2015).
  9. Murata, M., Kumagai, K., Miyata, N., Osaki, M., Shindo, H. Osteonecrosis in stroke-prone spontaneously hypertensive rats: effect of glucocorticoid. J Ortho Sci. 12 (3), 289-295 (2007).
  10. Drescher, W., et al. Enhanced constriction of supplying arteries-A mechanism of femoral head Necrosis in Wistar rats. Ann Anat. 192 (1), 58-61 (2010).
  11. Friedman, M. A., Zhang, Y., Wayne, J. S., Farber, C. R., Donahue, H. J. Single limb immobilization model for bone loss from unloading. J Biomech. 83, 181-189 (2019).
  12. Gadomski, B. C., et al. Partial gravity unloading inhibits bone healing responses in a large animal model. J Biomech. 47 (12), 2836-2842 (2014).
  13. Peng, P., Nie, Z., Sun, F., Peng, H. Glucocorticoids induce femoral head necrosis in rats through the ROS/JNK/c-Jun pathway. FEBS Open bio. 11 (1), 312-321 (2021).
  14. Yan, Y. Q., Pang, Q. J., Xu, R. J. Effects of erythropoietin for precaution of steroid-induced femoral head necrosis in rats. BMC Musculoskel Dis. 19, 1-7 (2018).
  15. Dean, P. Are rats short-sighted? Effects of stimulus distance and size on visual detection. Quat J Exp Psychol Sec B. 33 (2), 69-76 (1981).
  16. Fu, D., et al. Proper mechanical stress promotes femoral head recovery from steroid-induced osteonecrosis in rats through the OPG/RANK/RANKL system. BMC Musculoskel Dis. 21, 281(2020).
  17. Wan, F., et al. Effect of glucocorticoids on miRNA expression spectrum of rat femoral head microcirculation endothelial cells. Gene. 651, 126-133 (2018).
  18. Alahmari, K. A., et al. The effect of Kinesio taping on cervical proprioception in athletes with mechanical neck pain-a placebo-controlled trial. BMC Musculoskel Dis. 21, 1-9 (2020).
  19. Shidara, K., et al. Strain-specific differences in the development of bone loss and incidence of osteonecrosis following glucocorticoid treatment in two different mouse strains. J Ortho Transl. 16, 91-101 (2019).
  20. Lv, Y., et al. A novel model of traumatic femoral head necrosis in rats developed by microsurgical technique. BMC Musculoskel Dis. 23 (1), 374(2022).
  21. Yu, H., et al. Icariin promotes angiogenesis in glucocorticoid-induced osteonecrosis of femoral heads: In vitro and in vivo studies. J Cell Mol Med. 23 (11), 7320-7330 (2019).
  22. Kim, H. K., Morgan Bagley, S., Kostenuik, P. RANKL inhibition: a novel strategy to decrease femoral head deformity after ischemic osteonecrosis. J Bone Mine Res. 21 (12), 1946-1954 (2006).
  23. Weinstein, R. S., Jilka, R. L., Parfitt, A. M., Manolagas, S. C. Inhibition of osteoblastogenesis and promotion of apoptosis of osteoblasts and osteocytes by glucocorticoids. Potential mechanisms of their deleterious effects on bone. J Clin Invest. 102 (2), 274-282 (1998).
  24. Kapfer, S. A. The effects of hyperbaric exposure on bone cell activity in the rat: implications for the pathogenesis of dysbaric osteonecrosis. , Yale University. (1995).
  25. Jiang, X., et al. Puerarin facilitates osteogenesis in steroid-induced necrosis of rabbit femoral head and osteogenesis of steroid-induced osteocytes via miR-34a upregulation. Cytokine. 143, 155512(2021).
  26. Peng, P., Nie, Z., Sun, F., Peng, H. Glucocorticoids induce femoral head necrosis in rats through the ROS/JNK/c-Jun pathway. FEBS Open bio. 11 (1), 312-321 (2021).
  27. Chen, C. Y., et al. Glucocorticoid-induced loss of beneficial gut bacterial extracellular vesicles is associated with the pathogenesis of osteonecrosis. Sci Adv. 8 (15), 8335(2022).
  28. Gorios Filho, A., et al. Experimental model study of ischemic necrosis induction of the growing femoral head. Acta Ortop Bras. 30 (2), e247996(2022).
  29. Wilson, F. D., et al. A field study of histologic and bacteriologic characterization of femoral head separation and femoral head necrosis. Avian Dis. 64 (4), 571-581 (2020).
  30. Fan, M., et al. Comparisons of emu necrotic femoral head micro structure repaired in two different methods. Acta Acad Med Sinicae. 38 (1), 16-21 (2016).
  31. Naito, S., et al. Femoral head necrosis and osteopenia in stroke-prone spontaneously hypertensive rats (SHRSPs). Bone. 14 (5), 745-753 (1993).
  32. Omokawa, S., Tamai, S., Ohneda, Y., Mizumoto, S., Yamamoto, S. A histopathological study on the femoral head necrosis in spontaneously hypertensive rats (SHR). Nihon Seikeigeka Gakkai Zasshi. 66 (1), 69-82 (1992).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

martwica głowy kości udowejszczurowy model obciążeniowyimmobilizacja beznapięciowaelastyczna taśma terapeutycznatrening na bieżniiniekcja lipopolisacharyduiniekcja metyloprednizolonumaksymalna zdolność do przenoszenia obciążeńbiomechanika stawu biodrowego szczura
Beznapięciowy model nośny martwicy kości głowy kości udowej wywołanej steroidami u szczurów
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.