Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Hiperpolaryzowany rezonans magnetyczny i spektroskopia płuc 129xe u myszy wentylowanych mechanicznie

1.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/66924

⸱

11 października 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Center for Pulmonary Imaging Research, Division of Pulmonary Medicine, Cincinnati Children's Hospital Medical Center, 2Department of Biomedical Engineering, University of Cincinnati, 3Imaging Research Center, Department of Radiology, Cincinnati Children's Hospital Medical Center, 4Analytical Technology Group, Aurorium, 5Division of Pulmonary, Critical Care, and Sleep Medicine, Department of Internal Medicine, University of Kansas Medical Center, 6Department of Bioengineering, University of Kansas, 7Hoglund Biomedical Imaging Center, University of Kansas Medical Center, 8Department of Pediatrics, University of Cincinnati, 9Division of Pulmonary Medicine, Cincinnati Children's Hospital Medical Center

W tym artykule

Podsumowanie

Hiperspolaryzowany ksenonowy rezonans magnetyczny może określić ilościowo regionalną mikrostrukturę płuc (wymiary przestrzeni powietrznej) i fizjologię (wentylacja i wymiana gazowa) w badaniach translacyjnych i opiece klinicznej. Chociaż jest to trudne, może dostarczyć porównywalnych informacji na temat płuc w badaniach przedklinicznych. Protokół ten opisuje infrastrukturę i procedury potrzebne do wykonywania rutynowego ksenonowego rezonansu magnetycznego płuc u myszy.

Streszczenie

Hiperpolaryzowany (HP) ksenon-129 (129Xe) to wziewny środek kontrastowy do obrazowania metodą rezonansu magnetycznego (MRI) o unikalnych właściwościach spektralnych i fizycznych, które mogą być wykorzystane do ilościowego określenia fizjologii płuc, w tym wentylacji, ograniczonej dyfuzji (rozmiar pęcherzyka płucnego) i wymiany gazowej. U ludzi, jest on stosowany do oceny ciężkości choroby i progresji w różnych zaburzeniach płuc i jest zatwierdzony do użytku klinicznego w Stanach Zjednoczonych i Wielkiej Brytanii. Poza zastosowaniami klinicznymi, zdolność 129Xe MRI do nieinwazyjnej oceny patofizjologii płuc i dostarczania informacji o rozdzielczości przestrzennej jest cenna dla badań przedklinicznych. Wśród modeli zwierzęcych myszy są najczęściej stosowane ze względu na dostępność genetycznie modyfikowanych modeli chorób. W tym przypadku 129Xe MRI jest obiecujący jako minimalnie inwazyjna, wolna od promieniowania i czuła technika podłużnego monitorowania postępu choroby płuc i odpowiedzi na terapię (np. w odkrywaniu leków). Technika ta może zostać rozszerzona na zastosowania przedkliniczne poprzez włączenie aparatu do swobodnego oddychania wyzwalanego rezonansem magnetycznym lub respiratora mechanicznego do dostarczania gazu. W tym miejscu opisujemy kroki i udostępniamy listy kontrolne, aby zapewnić solidne gromadzenie i analizę danych, w tym tworzenie termicznie spolaryzowanego fantomu gazu ksenonowego do kontroli jakości, optymalizacji polaryzacji, obchodzenia się ze zwierzętami (uspokojenie, intubacja, wentylacja i opieka nad myszami) oraz protokołów wentylacji, ograniczonej dyfuzji i danych wymiany gazowej. Podczas gdy przedkliniczny rezonans magnetyczny 129Xe może być stosowany w różnych modelach zwierzęcych (np. szczurach, świniach, owcach), protokół ten koncentruje się na myszach ze względu na wyzwania związane z ich małą anatomią, które są równoważone przez ich przystępność cenową i dostępność wielu modeli choroby.

Wprowadzenie

Mimo że schorzenia płuc pozostają główną przyczyną zachorowalności i śmiertelności na świecie1, w ostatniej dekadzie odnotowano znaczną poprawę wyników leczenia pacjentów. Poprawa ta wynika częściowo z dwóch czynników. Po pierwsze, w III fazie badań klinicznych priorytetem jako punkty końcowe są obecnie zmiany w funkcji płuc, a nie śmiertelność, co przyspiesza badania nad lekami2,3,4,5. Po drugie, postępy w udoskonalaniu modeli zwierzęcych dostarczyły wiedzy na temat mechanizmów chorobowych i pomogły w opracowywaniu terapii6,7. Modele mysie są często preferowane w badaniach translacyjnych, ponieważ oferują one podobieństwo fizjologiczne do ludzi, są przystępne cenowo i charakteryzują się szybkim rozwojem choroby. Inżynieria genetyczna rozszerzyła zakres i jakość dostępnych modeli, a International Mouse Strain Resource dysponuje obecnie ponad 32 0 szczepów myszy8, w porównaniu do zaledwie 4 218 szczepów szczurów (Rat Genome Database9). Modele te otworzyły nowe możliwości badania czynników mechanistycznych oraz odpowiedzi na terapię w szeregu chorób płuc, w tym w przewlekłej obturacyjnej chorobie płuc (COPD)10, mukowiscydozie (CF)1, włóknieniu płuc12,13, nadciśnieniu płucnem14,15 oraz astmie16.

Niestety, badania nad płucami myszy są ograniczone przez dostępne techniki ilościowego określania stopnia rozwoju choroby. Badania często opierają się na procedurach terminalnych, które 1) dostarczają informacji o całym płucach (testy biochemiczne) lub informacji zlokalizowanej (histologia) oraz 2) wymagają badań przekrojowych i dużych prób badawczych. W konsekwencji nie pozwalają one na uchwycenie dynamiki choroby w wymiarze przestrzennym ani czasowym. W przeciwieństwie do nich, nieinwazyjne obrazowanie trójwymiarowe umożliwia ocenę struktury, procesów molekularnych i funkcji płuc w czasie.

Strukturę płuc (np. nieprawidłowości dróg oddechowych i włóknienie śródmiąższowe) można zwizualizować za pomocą obrazowania rezonansem magnetycznym (MRI) z ultra-krótkim czasem echa (UTE) oraz mikrotomografii komputerowej (µCT) o wysokiej rozdzielczości. Informacje funkcjonalne i mechanistyczne (np. wentylacja, perfuzja, metabolizm guza i procesy zapalne) można uzyskać dzięki zastosowaniu egzogennych środków kontrastowych (np. CT z wzmocnieniem ksenonem i UTE z wzmocnieniem tlenem) oraz jonizujących metod medycyny nuklearnej (tj. pozytonowej tomografii emisyjnej [PET] oraz jedno-fotonowej tomografii emisyjnej [SPECT]). Jednak obrazowanie funkcjonalne jest trudne ze względu na niewielki kontrast w stosunku do szumu (szczególnie w przypadku UTE z wzmocnieniem tlenem przy wysokich natężeniach pola magnetycznego stosowanych w MRI przedklinicznym, gdzie T1 ulega wydłużeniu), dostępny bez zastosowania metod jonizujących z poziomach promieniowania wyższymi niż norma. Chociaż obrazowanie tymi metodami jest dobrze tolerowane w modelach zwierzęcych przy zastosowaniu konwencjonalnych dawek, skumulowane promieniowanie może zaburzać wyniki w badaniach nad immunologią, stanami zapalnymi i rakiem płuc17. Z kolei obrazowanie rezonansem magnetycznym (MRI) hiperpolaryzowanym (HP) ksenonem-129 (129Xe) dostarcza małoinwazyjnych, niepromieniujących i wysoce czułych informacji strukturalnych i funkcjonalnych. Mimo że technika ta była wykorzystywana w badaniach przedklinicznych do charakteryzacji stanów takich jak rozedma18,19, włóknienie20, rak płuc21, POChP2 oraz popromienne uszkodzenie płuc23 w jednym lub wielu punktach czasowych, wciąż pozostaje ona niedostatecznie wykorzystywana w warunkach przedklinicznych.

Aby umożliwić rutynowe badania prekliniczne MRI 129Xe, wymagane jest spełnienie kilku warunków wstępnych, w tym uzyskanie instytucjonalnych zgód regulacyjnych, posiadanie urządzenia do hiperpolaryzacji, cewki radiowej (RF) dostrojonej do  129Xe oraz skanera z możliwością obrazowania wielu jąder. Chociaż zaawansowane zastosowania24,25,26,27,28,29,30,31,32,3 wymagają specyficznego dla producenta programowania impulsów, co wykracza poza zakres niniejszego protokołu, podstawowe zastosowania można zrealizować przy niewielkich modyfikacjach oprogramowania. Dlatego skupiamy się na kontroli jakości, zarządzaniu namagnesowaniem, gromadzeniu danych oraz procedurach obsługi zwierząt — w tym wentylacji mechanicznej — które są specyficzne dla  preklinicznego  MRI 129Xe (Rysunek 1).

Do tej pory w obrazowaniu 129Xe u małych zwierząt stosowano trzy bezpieczne dla MR metody podawania gazu, z których każda ma swoje zalety i wady: oddychanie swobodne, sterowane tłokiem oraz oparte na spadku ciśnienia. Oddychanie swobodne pozwala na spontaniczną inhalację bez ryzyka urazu związanego z intubacją lub tracheostomią, ale zużywa znacznie więcej gazu hiperpolaryzowanego (HP) i może wprowadzać artefakty ruchowe34,35. Komercyjne urządzenia sterowane tłokiem są samokalibrujące i łatwe w obsłudze zaraz po wyjęciu z opakowania, lecz mogą być prohibitywnie drogie36. Podejście oparte na spadku ciśnienia, zastosowane w niniejszej pracy, jest dobrze opisane w literaturze, modułowe, konfigurowalne i sterowane kodem open-source37,38,39,40. Ponadto jest ono kosztowo efektywne, zazwyczaj kosztując mniej niż 10 tys. USD i wymagając kilku tygodni poświęconych na budowę. Respirator oparty na spadku ciśnienia podaje 129Xe z worka z dawką znajdującego się w ciśnieniowym kanistrze, monitorując jednocześnie ciśnienie w drogach oddechowych intubowanej myszy.

figure-introduction-1
Rycina 1Przegląd protokołu rutynowego pobierania ksenonu-129 (129Obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego (MRI) z użyciem ksenonu (Xe) u myszy. (A) Kroki konfiguracji wstępnej. (Uwaga: programowanie skanera jest specyficzne dla każdego producenta i nie zostało opisane w niniejszym protokole). (B) Etapy gromadzenia codziennych danych dotyczących zapewnienia jakości (QA) oraz danych o zwierzętach. (C) Kroki prowadzące do pomyślnego zakończenia eksperymentu i analizy danych. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ilustracji.

W niniejszej pracy zbieramy i analizujemy trzy powszechne klasy danych MRI 129Xe: wentylację, obrazowanie dyfuzyjne (rozmiar pęcherzyków i przestrzeni powietrznej) oraz wymianę gazową. Obrazy wentylacji przedstawiają rozkład wdychanego gazu 129Xe. Obszary płuc z ograniczonym przepływem powietrza pojawiają się jako ciemne na obrazach gazu HP, a patologię ilościowo określa się poprzez objętość wadliwej wentylacji. U ludzi procent wad wentylacji (VDP) wykazuje wysoką powtarzalność41,42 oraz wysoką czułość w wykrywaniu niedrożności dróg oddechowych w chorobach takich jak POChDP43,4,45 i astma46,47.

Ograniczoną dyfuzję atomów 129Xe w przestrzeni powietrznej można zmierzyć za pomocą pozornego współczynnika dyfuzji (ADC), który służy jako wskaźnik wielkości przestrzeni powietrznej. ADC oblicza się poprzez pozyskanie obrazu bazowego (b0) bez ważenia dyfuzyjnego oraz jednego lub więcej obrazów pozyskanych w obecności ważenia dyfuzyjnego indukowanego przez gradienty bipolarne (bN). Podwyższony ADC odzwierciedla zwiększenie wielkości przestrzeni powietrznej wynikające z procesów starzenia lub przebudowy rozedmowej18,48. Ponadto zastosowanie obrazów o wielu wartościach b (≥4) pozwala na obliczenie bardziej szczegółowych informacji morfometrycznych (np. średniej długości przerwy, MLI)49,50.

Wymianę gazową można scharakteryzować poprzez 1) rozpuszczalność 129Xe w tkance błony kapilarnej, osoczu i erytrocytach (RBCs) oraz 2) the >przesunięcie chemiczne w kierunku pola słabego o 20 ppm dla 129Xe po rozpuszczeniu w tych przedziałach. Zarówno dane spektroskopowe, jak i obrazowe dostarczają informacji na temat chorób serca i płuc (np. nadciśnienia płucnego i niewydolności lewej komory serca51,52,53). Podczas gdy wiele gatunków (ludzie, psy i szczury) wykazuje unikalne piki widmowe pochodzące z każdego przedziału, u myszy brakuje unikalnego sygnału z erytrocytów ze względu na różnice w oddziaływaniach w miejscu wiązania hemoglobiny z ksenonem. Zamiast tego wszystkie rozpuszczone komponenty u myszy łączą się w jeden sygnał.54Można jednak zaobserwować wyraźny rezonans RBC u myszy transgenicznych wykazujących ekspresję ludzkiej hemoglobiny, takich jak te wykorzystywane w modelach anemii sierpowatej54Ogólnie rzecz biorąc, rozpuszczone 129Spektroskopia i obrazowanie z wykorzystaniem ksenonu dostarczają unikalnych informacji na temat patofizjologii krążeniowo-oddechowej u myszy55,56.

Przed przystąpieniem do realizacji niniejszego protokołu konieczna jest znajomość informacji wstępnych na temat skanera MRI, wentylacji mechanicznej oraz technik obchodzenia się z myszami, wymaganych w badaniach nad tymi zwierzętami. Przed rozpoczęciem badań na zwierzętach wszystkie procedury muszą zostać zatwierdzone przez lokalną Instytucjonalną Komisję ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC)57. Ponieważ całkowity moment magnetyczny dostępny w płucach myszy jest z natury niski (np. objętość oddechowa ~250 µL), rozmiar voxela musi być 100 razy mniejszy niż u ludzi, aby uzyskać równoważną anatomicznie rozdzielczość. Częstotliwość oddychania myszy jest również niezwykle wysoka (>10 oddechów/minutę). W związku z tym procedury wstrzymywania oddechu pojedynczego, zazwyczaj stosowane w obrazowaniu ludzi, są niewykonalne. Zamiast tego, w obrębie każdego oddechu można zastosować jedynie kilka wzbudzeń RF, zatem obrazy 129Xe muszą być kodowane w ciągu od kilkunastu do kilkuset oddechów. Może być wymagane programowanie impulsów, aby umożliwić zewnętrzne wyzwalanie akwizycji oraz prawidłowe zapętlenie warstw, kodowania fazowego i/lub obrazów ważonych dyfuzją, przy jednoczesnym zrównoważeniu stosunku sygnału do szumu (SNR), rozdzielczości i czasu skanowania. W tym przypadku respirator generuje impuls logiczny tranzystor-tranzystor (TTL) raz na oddech w celu wyzwolenia akwizycji danych (Rysunek 2).

figure-introduction-2
Rycina 2Reprezentatywna wentylacja mechaniczna i czas akwizycji danych. (AWentylacja kontrolowana przez użytkownika może uruchamiać akwizycję danych w końcowej fazie wdechu, podczas wstrzymania oddechu lub w końcowej fazie wydechu.BW przypadku tej sekwencji 3D z wentylacją radialną użytkownik definiuje całkowitą liczbę nabytych projekcji oraz liczbę projekcji na jeden oddech.C) W przypadku obrazowania 2D z dyfuzyjnym ważeniem obrazu, selektywnego dla warstwy, użytkownik definiuje kolejność warstw, obrazów dla danej wartości b oraz kodowania fazy. Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Aby zapewnić niezawodną wentylację i podawanie  129Xe, wymagane są solidne procedury sedacji i intubacji. W każdym badaniu należy uwzględnić efekty wtórne każdego środka anestetycznego – w tym zmiany w wentylacji minutowej, częstości akcji serca (HR) oraz ciśnieniu krwi58,59,60,61,62,63,64,65,6. Choć w przedklinicznym MRI z wykorzystaniem gazów HP stosowano różne środki uspokajające, my używamy mieszaniny ketaminy, ksylazyny i acepromazyny ze względu na jej dostępność, efektywność kosztową, niezawodność i czas działania67,68. Po sedacji zwierzęta muszą zostać zaintubowane w celu zapewnienia skutecznej wentylacji mechanicznej. Intubacja myszy jest trudna ze względu na mały rozmiar ich anatomii, dlatego kluczowe jest gruntowne przeszkolenie w tej technice. Zachęcamy badaczy do zapoznania się z opublikowanymi protokołami wideo69,70. Ponieważ większość komercyjnych kaniul do intubacji zawiera stal nierdzewną, przedstawiamy technikę wykonania bezymetalowych (tj. kompatybilnych z MRI i gazami HP), klinowatych kaniul, które można dostosować do średnicy dróg oddechowych, aby stworzyć szczelne zamknięcie ze ścianą tchawicy myszy.

Ponieważ obrazy 129Xe są gromadzone przez wiele cykli oddechowych, ustawienia respiratora mają kluczowe znaczenie. Strategie wentylacji ochronnej muszą być starannie rozważone, aby zapobiec uszkodzeniu płuc71,72,73,74. W szczególności stosowanie niskiej objętości oddechowej (TV), umiarkowanego dodatniego końca ciśnienia wydechowego (PEEP) oraz manewrów rekrutacji pęcherzyków płucnych (RMs) zmniejsza ryzyko uszkodzenia płuc indukowanego wentylacją u pacjentów ludzkich i w modelach zwierzęcych75,76,7,78,79,80,81. W niniejszej pracy zalecamy prostą technikę, która jest zgodna z wentylacją mechaniczną 129Xe z metodą spadku ciśnienia, jest bezpieczna i zapewnia wystarczający stosunek sygnału do szumu (SNR) obrazu 129Xe. Konkretnie, PEEP stosujemy poprzez dodanie komercyjnego zaworu PEEP do linii wydechowej respiratora. Aby przeprowadzić RMs, linia wydechowa musi zostać zamknięta, tak aby zwierzę otrzymało wiele wdechów bez wydechów, aż do osiągnięcia docelowego ciśnienia i czasu trwania.

W całym tekście podajemy ogólne ustawienia wentylacji, jednak zaleca się zapoznanie z literaturą w celu dostosowania ich do konkretnych celów badania82,83. Oprócz monitorowania szczytowego ciśnienia wdechowego podczas wentylacji mechanicznej, istotne jest monitorowanie temperatury zwierzęcia, co można przeprowadzić przy użyciu standardowych metod pomiaru temperatury u myszy. Choć nie jest to wymagane do obrazowania, monitorowanie częstotliwości akcji serca za pomocą elektrokardiogramu (EKG) może być korzystne; EKG może wskazać, czy zwierzę budzi się z sedacji, otrzymało przedawkowaną dawkę leku lub jest w stanie stresu, co pozwala badaczowi na interwencję.

Opisany protokół został opracowany w celu gromadzenia danych dotyczących 3D radialnej wentylacji 129Xe61, danych 2D GRE z dyfuzyjnym ważeniem76 oraz dynamicznych danych wymiany gazowej uzyskanych metodą spektroskopii impulsowej. Protokół ten ma na celu wypełnienie luki między badaniami przedklinicznymi na modelach małych zwierząt a potencjałem MRI 129Xe w pogłębianiu naszej wiedzy na temat schorzeń płuc.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie opisane tutaj metody zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt (IACUC) w Cincinnati Children's Hospital Medical Center.

1. Wstępne przygotowanie miejsca

  1. Utworzenie i przetestowanie fantomu gazowego z termicznie spolaryzowanym 129Xe (Rysunek 3).
    1. Przygotować naczynie z borokrztanu (~60 mL), zawór tłokowy z przednim uszczelniającym pierścieniem O oraz szlifowany trzpień z borokrzanu, wszystkie przystosowane do pracy pod ciśnieniem do 150 psig. Upewnić się, że nie ma części magnetycznych. Przymocować złączkę ściskaniową do szklanego trzpienia. Dokręcić, aby uzyskać szczelność gazową.
    2. Podłączyć naczynie do pompy próżniowej i zbiornika z tlenem zgodnie z Rysunkiem 3A. Odessać powietrze z naczynia do ciśnienia absolutnego poniżej 10 mTorr.
    3. Napełnić naczynie tlenem do ciśnienia 1,5 atm, aby zredukować T1 129Xe z > 30 min do ~2 s (przy natężeniu pola magnetycznego 7 T; dla skanera 9,4 T użyć tlenu pod ciśnieniem 1,6 atm). Uszczelnić naczynie.
      UWAGA: Dla wyższych natężeń pola wymagane będzie nieco wyższe ciśnienie parcjalne tlenu, aby osiągnąć T1≤ 2 s84.
    4. Napełnić nieprzepuszczalny dla gazów zbiornik 40 mL ksenonu wzbogaconego izotopowo (85% 129Xe).
      UWAGA: Można również użyć ksenonu o naturalnym składzie izotopowym (26% 129Xe), ale konieczne będzie zwiększenie liczby uśrednień sygnału, aby zniwelować około 3-krotny spadek SNR.
    5. Podłączyć naczynie do zbiornika z 129Xe. Odessać powietrze z przewodów do ciśnienia absolutnego poniżej 10 mTorr.
    6. Napełnić laboratoryjny naczyniowy Dewar z ciekłym N2 o otwartym wlewie do ~90%. Zanurzyć dno naczynia (~5 cm) w ciekłym azocie, aby skondensować O2 i wytworzyć próżnię (Rysunek 3B). Podczas zanurzenia otworzyć zawór, aby 129Xe ze zbiornika mógł wpłynąć do naczynia (Rysunek 3C).
    7. Zamknąć zawór tłokowy, powoli wyciągając trzpień, aż otwór wlotowy w tłoku znajdzie się za pierścieniem O. Natychmiast po przejściu otworu za pierścień O, dokręcić ręcznie, aby uszczelnić naczynie. Wyjąć naczynie z ciekłego azotu i pozwolić mu odtajać.
      UWAGA: Po odtajaniu ciśnienie w naczyniu wzrośnie do ~4,5 atm (2 atm O2 + 2,5 atm 129Xe).
    8. Zabezpieczyć szklane elementy (np. włożyć naczynie do wyłożonego pojemnika z rury z polichlorku winylu (PVC), Rysunek 3D).
      UWAGA: Przy odpowiedniej konserwacji fantom może utrzymywać ciśnienie przez dekadę lub dłużej.
    9. Zmierzyć T1 fantomu (np. używając spektroskopowej sekwencji regeneracji wstecznej). Potwierdzić, że T1 < 2 s dla skanerów 7 T. Monitorować sygnał i T1 w czasie w celu zapewnienia kontroli jakości (QA).

figure-protocol-1
Rysunek 3Tworzenie polaryzacji termicznej 129phantom z gazem Xe, prowadzony zgodnie z protokołem szczegółowo opisanym w kroku 1.1. The O2 i 129Ciśnienia parcjalne Xe można zmieniać w celu dostosowania T1 aby uzyskać odpowiednie 129Xe T1 czasy i natężenie sygnału przy danej natężeniu pola84. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

  1. Przeprowadź zapewnienie jakości przy użyciu fantomu gazowego o polaryzacji termicznej (Tabela 1 i Rysunek 4).
    1. Umieść cewkę do 129Xe w izocentrum magnesu i wycentruj fantom gazowy 129Xe wewnątrz cewki. W pojedynczej sekwencji wzbudzenia i akwizycji ("single pulse"), ustaw częstotliwość roboczą tak, aby odpowiadała przybliżonej częstotliwości gazu 129Xe w fantomie (~83,07 MHz przy 7T).
    2. Wycentruj częstotliwości akwizycji i wzbudzenia na częstotliwość Larmora 129Xe i używaj tej częstotliwości dla wszystkich skanów 129Xe służących do kalibracji fantomu i kontroli jakości. Parametry eksperymentalne dla wszystkich skanów QA znajdują się w Tabeli 1. Potwierdź wycentrowanie fantomu za pomocą lokalizatora fantomu (Rysunek 4A).
    3. Przeprowadź eksperyment nutacji w celu skalibrowania kąta odchylenia: Zakładając, że SNR jest wystarczający, użyj pojedynczych impulsów RF z odstępem czasu repetycji (TR) > 5 x T1. Dla każdej akwizycji stopniowo zwiększaj moc RF, aż sygnał spadnie do zera i zacznie się odwracać. Standard zastosowany w tym przypadku to: liczba impulsów = 65; TR = 10 s; czas trwania impulsu = 125 µs; moc RF = 1-13,8 W, zwiększana o 0,2 W
    4. Wykonaj transformację Fouriera i ustaw fazę pierwszego widma (tj. widma pozyskanego przy najniższej mocy RF). Zastosuj tę samą fazę dla wszystkich widm. Przedstaw widma rzeczywiste jako funkcję mocy impulsu RF (Rysunek 4B).
    5. Moc, która powoduje zniknięcie piku (tj. minimalną wysokość piku), odpowiada kątowi odchylenia 180°. Uzyskaj kąt odchylenia 90˚, stosując tę samą moc przy połowie długości impulsu potrzebnej do uzyskania kąta 180˚. Jeśli oprogramowanie skanera na to pozwala, ustaw tę referencyjną moc i długość impulsu dla 90° do późniejszego skalowania kąta odchylenia.
    6. Użyj pojedynczego impulsu do shimowania poprzez minimalizację szerokości połówki maksymalnej (FWHM) widma 129Xe (TR ~ 1 s). W razie potrzeby ponownie wycentruj częstotliwość po shimowaniu. Zapisz wartość szerokości połówki maksymalnej.
    7. Wykonaj skan QA 129Xe (Tabela 1 i Rysunek 4C). Zapisz dane QA: SNR, średni sygnał z fantomu oraz odchylenie standardowe szumu.

figure-protocol-2
Rysunek 4Kontrola jakości przed skanowaniem. (A) Lokalizator fantoma w płaszczyźnie koronarnej, wykonany w sekwencji GRE 2D o niskiej rozdzielczości, zapewnia wycentrowanie fantoma w magnesie. (B) Eksperyment nutacji w celu ustawienia kąta 90°˚ impuls wykazuje minimum (peak ujemny) w 180° tętno. (C) Po lokalizacji i kalibracji kąta odchylenia należy przeprowadzić akwizycję obrazu QA 2D GRE o wyższej rozdzielczości. Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Skrócona nazwa protokołuOpis sekwencjiTR (ms)TE (ms)Średnie / PowtórzeniaKąt odchylenia (˚)Rozmiar macierzy lub Npunktypole widzenia (mm2)BW RF (kHz)Grubość warstwy / plastra (mm)Czas trwania skanowania
Pojedynczy impulsRejestracja impulsów10001 / 1602048101 s
Lokalizator fantomowy2D GRE2003.720 / 14860 × 32120 × 483602 min
Kalibracja kąta odchyleniaAkwizycja impulsu70001 / 652020485.127,5 min
129Kontrola jakości Xe 2D GRE (dwuwymiarowa sekwencja gradientowego echa)50003.38 / 19032232234021 min

Tabela 1: Parametry sekwencji zapewnienia jakości kalibracji fantoma. TR = czas repetycji, TE = czas echa, Npunkty = liczba punktów, FOV = pole widzenia, BW = szerokość pasma. Prosimy o kliknięcie tutaj, aby pobrać tę tabelę.

  1. polaryzacja płaska (Rysunek 5A, B).
    1. Wybierz spolaryzowane 129Objętość Xe i czas akumulacji: 40 ml w 15 min jest wartością optymalną dla tego protokołu (Rysunek 5) lecz można go łatwo dostosować do innych zastosowań i urządzeń.
    2. Zakładając znaną objętość martwą wewnątrz hiperpolaryzatora (np. Vobjętość martwa = 80 ml), oblicz szybkość przepływu (FKsenon w SLM) dla dozowanej objętości Vpożądany, 129frakcja gazu Xe f, oraz czas akumulacji takceleracja:
      figure-protocol-3     (1)
      UWAGA: Choć dłuższy czas produkcji zazwyczaj pozwala uzyskać wyższą polaryzację, może on nie być praktyczny dla in vivo obrazowanie. Użyj odpowiedniego modelu dla hiperpolaryzatora85,86,87,88 aby określić szybkość przepływu, która zrównoważy czas produkcji i polaryzację. W tym przypadku wykorzystano model J. W. Plummera i wsp.89 (Rysunek 5A) został zastosowany. Ma to zastosowanie w przypadku polaryzatorów przepływu ciągłego i nie dotyczy hiperpolaryzatorów przepływu zatrzymanego90.
    3. Spolaryzuj gaz zgodnie z tymi parametrami, zmierz polaryzację za pomocą urządzenia komercyjnego lub własnej konstrukcji i porównaj ją z przewidywaną polaryzacją dla QA.
    4. Zmierz stratę polaryzacji podczas transportu. Jeśli polaryzacja spadnie o wystarczająco dużą wartość (np. >10%), zbuduj magnetyczne etui transportowe, aby chronić polaryzację podczas transportu. Zobacz Plik uzupełniający 1Zarządzanie polaryzacją podczas transportu i Rysunek uzupełniający 1.

figure-protocol-4
Rycina 5: Zarządzanie polaryzacją. (A) Polaryzacja oraz objętość produktu są funkcją czasu akumulacji i szybkości przepływu. Worek z 40 ml gazu zapewnia wysoką polaryzację początkową (~35%) przez 20 min. Choć użycie 1 l gazu może wydawać się korzystne, spowoduje ono niższą polaryzację początkową (~20%).B) Po około 15 minutach wentylacji, partia 1 litra HP 129Ksenon uległby wyczerpaniu do <polaryzacja na poziomie 10% przy pozostałej objętości gazu wynoszącej 60 ml116W związku z tym, stosując kilka worków o pojemności 40 ml z 129Ksenon utrzymuje wyższą średnią polaryzację dostarczoną. C) Miejsca, w których pole główne i pole osłonowe przecinają się (czerwone pole w pozycji (N,N,N)), mogą powodować szybką relaksację HP. 129Charakterystyka pola rozproszonego magnesu pomaga w identyfikacji bezpiecznych stref, w których można umieścić zbiorniki z HP 129Xe może zostać umieszczony bez szybkiej relaksacji (zielony obszar w pozycji (0,0,n)). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej figury.

Plik uzupełniający 1: Zarządzanie polaryzacją podczas transportu. Aby pobrać ten plik, kliknij tutaj.

  1. Pomiar T zależny od położenia1 z HP 129Ksenon w polu brzegowym (Rycina 5C).
    1. Należy wyznaczyć punkty odniesienia o znanych odległościach i pozycjach względem izocentrum magnesu w wymiarach X, Y i Z. Należy oznaczyć izocentrum oraz kolejne pozycje od n do N. Liczba badanych pozycji będzie zależeć od dostępnej przestrzeni.
    2. Zhiperpolaryzować niewielką objętość 129Xe (~250 ml) i przenieś go do pomieszczenia sterowania MRI. Napełnij dużą strzykawkę (50-100 ml) za pomocą 129Xe i umieść go w izocentrum magnesu (pozycja 1 w Rysunek 5C). Odtworzyć ok. 1˚ impuls o kącie odchylenia do pomiaru sygnału.
    3. Pozostaw strzykawkę w tej pozycji przez ok. 10 min, a następnie zarejestruj kolejne widmo. Powtarzaj pomiar sygnału co 10 min, aż sygnał spadnie o co najmniej 1 T.1 (tj. sygnał spadł do poziomu ok. 1/3 wartości początkowej).
    4. Rozpocznij nowy T1 eksperyment z nową strzykawką zawierającą 129Xe poprzez powtórzenie kroku 1.4.2.
    5. Przenieś strzykawkę do nowej pozycji (np. pozycji n w Rycina 5C) i pozostawić w tym miejscu na 10 min. Zwrócić strzykawkę do izocentrum w celu pozyskania dodatkowych ~1˚ spektrum kąta odchylenia.
    6. Powtórz ten proces: przesuń strzykawkę do pozycji n, odczekaj 10 min, przywróć ją do izocentrum i ponownie zmierz sygnał, aż spadnie on o co najmniej 1 T1.
    7. Powtórz kroki 1.4.4 - 1.4.6 dla pozostałych pozycji referencyjnych obejmujących kierunki X, Y i Z.
    8. Sygnał początkowy (S0) ulegnie monoeksponencjalnemu rozpadowi w ciągu n Impulsy RF z θ kąt odchylenia. Dopasuj sygnał (S) jako funkcja czasu (t) w polu brzegowym, aby obliczyć T1 na każdej pozycji:
      figure-protocol-5     (2)
    9. Zidentyfikuj pozycję z wystarczającą ilością T1 (>20 min) przez 129Umiejscowienie zbiornika z ksenonem (Xe).
  2. Tworzenie bezymentalnych kaniul intubacyjnych (Rysunek 6).
    1. Należy przygotować dwa żylne cewniki do stałego utrzymania wykonane z politetrafluoroetylenu (PTFE) złączy Luer. Igły należy wyrzucić do pojemnika na odpady ostre.
      ​UWAGA: Dla myszy >Dla zwierząt o masie 25 g należy stosować kaniule 18 G i 20 G. Dla mniejszych zwierząt należy stosować kaniule 20 G i 22 G.
    2. Odetnij złączki Luer z cewników. Wsuń mniejszy cewnik w górny koniec większego cewnika, aby utworzyć dłuższą kaniulę o bardziej ostrym zwężeniu. Otnij kompozytową kaniulę do długości ok. 4,6 cm, wykonując skośne cięcie końcówki. bez podstawy Luer (Rysunek 6A, B).
    3. Odetnij szerszy koniec 200 µL końcówkę pipety do długości ok. 2,6 cm (Rycina 6C).
    4. Pokryć wnętrze końcówki pipety ogólnym środkiem rozdzielczym do form. Użyć drugiej końcówki pipety włożonej do środka, aby cienko rozprowadzić środek rozdzielczy. Wypełnić końcówkę pipety acetoksyliczną wulkanizującą pastą silikonową (Rycina 6D, E).
    5. Zatkać kaniulę drutem 2 G, tak aby wystawał on z obu jej końców. Przewlecz kaniulę przez silikon znajdujący się w końcówce pipety. Wysuń rurkę około 7 mm poza koniec końcówki pipety (Rycina 6F, G).
    6. Nasunąć rurkę kaniuli na szerszą stronę końcówki pipety, przechodząc przez plastikowy męski konektor Luer, i skleić oba elementy za pomocą żywicy epoksydowej. Odciąć fragment rurki wystający poza konektor Luer (Rycina 6H).
    7. Należy odczekać do wyschnięcia żywicy epoksydowej (>24 h), a następnie ostrożnie wyjmij silikonową kaniulę intubacyjną z formy na końcówkę pipety. Wyjmij drut z kaniuli, upewniając się, że rurka nie została niedrożna (Rycina 6I).
    8. Aby wykonać uchwyt ułatwiający intubację, połącz rurkę (1/16" lub 1/8") do żeńskiego złącza Lutera. Po przygotowaniu do intubacji należy połączyć to żeńskie złącze Lutera z męską kaniulą intubacyjną Lutera. Element ten można łatwo odłączyć po intubacji (Rycina 6J).
    9. Dezynfekuj przed każdym użyciem u zwierząt: przemyj zewnętrzną stronę kaniuli 70% alkoholem. Przemyj drut 20 G środkiem dezynfekcyjnym, a następnie przećznij go przez kaniulę, aby zdezynfekować jej wnętrze i upewnić się, że nie występują żadne zatory.

figure-protocol-6
Rysunek 6: Tworzenie obrazowania MRI oraz HP 129Kaniule do intubacji myszy kompatybilne z Xe. Kanule te są wykonane z cewników żylnych, końcówek do pipet oraz silikonowego uszczelniacza, zgodnie z opisem w kroku 1.5. Prosimy o kliknięcie tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ilustracji.

2. Codzienna zbiórka danych

UWAGA: Patrz Plik uzupełniający 2: Lista kontrolna QA skanowania przedklinicznego.

Plik uzupełniający 2: Lista kontrolna QA skanowania przedklinicznego. Prosimy kliknąć tutaj, aby pobrać ten plik.

  1. Przeprowadź codzienną kontrolę jakości skanera i przygotuj respirator (Rycina 4).
    1. Używając fantomów, uruchom protokoły QA na skanerze (patrz Tabela 1 w celu uzyskania parametrów skanowania QA oraz Krok 1.2 w celu zapoznania się z etapami codziennej kontroli jakości).
    2. Zkalibruj respirator zgodnie z metodą J. Nouls et al.38. Patrz Plik uzupełniający 3: Kalibracja respiratora, Rycina uzupełniająca 2 oraz Rycina uzupełniająca 3.
    3. Ustaw parametry respiratora do obrazowania w fazie końca wdechu (Tabela 2). Umieść legowisko dla zwierzęcia na podstawie skanera, a moduł podtrzymywania życia (tj. elementy respiratora mechanicznego) na stole obok skanera.
    4. Uruchom system ogrzewania zwierząt dedykowany dla danej lokalizacji. Ustaw grzałkę na 35.5 - 40 °C, włącz obieg powietrza i umieść wąż doprowadzający powietrze w odległości ok. 5" od miejsca, w którym spoczywać będzie głowa zwierzęcia, aby wstępnie ogrzać otwór skanera.
Parametr wentylacjiZalecenia dla HP 129Xe MRIUwagi
Objętość oddechowa (TV)8–10 mL/kg idealnej masy ciałaUmiarkowana TV; niska TV wymaga wyższej BR, co może powodować artefakty ruchowe na obrazach
Dodatnie ciśnienie końcowowydechowe (PEEP)2–6 cmH2O
Częstotliwość oddechów (BR)80–120 br/min
Manewry rekrutacyjne (RMs)~35 cmH2O przez 6 s co 5 min
Czas trwania wentylacji; Pozycja< 6 h; na plecachPozycja na plecach dla lepszej widoczności ruchu klatki piersiowej
Frakcja tlenu w mieszaninie wdechowej (FIO2)0,3–0,5Zapobieganie hipoksji u myszy w znieczuleniu
Stosunek czasu wdechu do wydechu (I:E)1:2–1:4
Stosunek czasu wdechu do całkowitego czasu cyklu0,2–0,4
Wentylacja minutowa≥0,57 mL·g-1·min-1
Nasze standardy:
BR = 80 br/min, czas wdechu = 20 ms, FIO2 = 0,3
Obrazowanie w końcowej fazie wdechu: wstrzymanie oddechu = 20 ms, opóźnienie wyzwalacza = 20 ms po rozpoczęciu wdechu
Obrazowanie podczas wstrzymania oddechu: wstrzymanie oddechu = 250 ms, opóźnienie wyzwalacza = 250 ms po rozpoczęciu wdechu
Obrazowanie w końcowej fazie wydechu: wstrzymanie oddechu = 20 ms, opóźnienie wyzwalacza = 650 ms po rozpoczęciu wdechu

Tabela 2: Zalecane ustawienia respiratora dla 129Obrazowanie ksenonem. Parametry można dostosować do konkretnych celów badania i warunków eksperymentalnych117,118,119,120,121,122,123,124. Prosimy kliknąć tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Plik uzupełniający 3: Kalibracja respiratora. Prosimy kliknąć tutaj, aby pobrać ten plik.

  1. Podaj zwierzęciu środek uspokajający i przeprowadź intubację.
    1. Włącz inkubator do 27.7 °C i/lub elektryczną podkładkę grzewczą do 37.7 °CZważ i zapisz masę ciała zwierzęcia. Oblicz dawkę środka uspokajającego na podstawie masy ciała. Patrz Tabela 3 dla typowego schematu dawkowania.
    2. Wstrzyknąć środek uspokajający do jam brzusznej. Odnotować czas wstrzyknięcia i ustawić czasomierz do następnej dawki środka uspokajającego.
      UWAGA: Należy wykonać pozostałe kroki w sekcji 2 (Codzienne gromadzenie danych) tak szybko, jak to możliwe, aby zminimalizować czas sedacji oraz ryzyko przedawkowania.
    3. Nanieść lubrykant do oczu na oczy zwierzęcia, a następnie umieść zwierzę w klatce na podkładce grzewczej lub w inkubatorze, aby zapobiec hipotermii.
    4. Potwierdź całkowite uśpienie zwierzęcia, wykonując test ucisku palca stopy 10–15 min po wstrzyknięciu środka usypiającego.68Przeprowadzić intubację zgodnie z procedurami opisanymi przez Das i wsp.69.
      UWAGA: Artykuł Das i wsp.69 towarzyszy mu szczegółowa demonstracja wideo opisanej techniki. Kroki postępowania są następujące:
    5. Zawieś zwierzę w pozycji na plecach za zęby na skośnej desce. Użyj depresora do języka dla gryzoni, aby wysunąć język.
    6. Aby zapewnić widoczność strun głosowych, należy dostarczyć światło białe za pomocą kabla światłowodowego wprowadzonego do kaniuli intubacyjnej lub za pomocą silnego źródła światła umieszczonego na zewnątrz gardła. Kaniulę należy wprowadzić na głębokość mniejszą niż 5 mm poza struny głosowe.
    7. Należy upewnić się, że kaniula znajduje się w tchawicy, a nie w przełyku, podłączając ją do odcinka rurki zawierającego małą kroplę wody. Jeśli kropla wody porusza się w rytmie oddechów zwierzęcia, położenie kaniuli jest prawdopodobnie prawidłowe.

OdczynnikDawkaŚcieżkaCzas trwaniaKomentarze
Substancje wziewne
IzofluranIndukcja: 4%–5%
Utrzymanie: 1%–
3% lub do uzyskania pożądanego efektu		WziewnyPodczas przepływu ciągłego• Wymaga użycia skalibrowanego parownika
Preparaty do iniekcji
Zalecane: ketamina + ksylazyna + acepromazyna90 + 9 + 3 mg/kgDoszytny20–60 min• Powoduje podatność na hipotermię
• W przypadku wielokrotnego podawania dawek zaleca się przejście na mieszaninę ketaminy i ksylazyny, aby zapobiec przedawkowaniu.
• Powoduje drżenie podczas ustępowania działania. W przypadku obrazowania należy ściśle przestrzegać harmonogramu dawkowania.
• Może powodować bradykardię
Ketamina + ksylazyna90 + 9 mg/kgDosadjeczniowo20–40 min• Patrz powyżej (Ketamina + ksylazyna + acepromazyna)
Pentobarbital50–70 mg/kgDosyciewny20–60 min• Obniża częstość oddechów i ruchomość
• Koszty mogą być zbyt wysokie.
• Produkt klasy farmaceutycznej może być niedostępny
Zastrzeżenie: Są to wytyczne ogólne. Przed ich wdrożeniem należy skonsultować się z lekarzem weterynarii w celu uzyskania dalszych informacji.

Tabela 3: Typowy zestaw środków znieczulających dla myszy. Prosimy o kliknięcie tutaj, aby pobrać tę tabelę.

  1. Wentyluj zwierzę (Tabela 2).
    1. Podłącz zwierzę do respiratora za pomocą konektora Luer na kaniuli intubacyjnej. Monitoruj ruchy przepony i szczytowe ciśnienie wdechowe (~10-12 cm H2O dla objętości oddechowej 10 mL/kg masy ciała). Jeśli ciśnienie lub ruchy oddechowe są nieprawidłowe, ostrożnie skoryguj kąt ustawienia szyi i głębokość wprowadzenia kaniuli w razie potrzeby.
    2. Upewnij się, że kaniula intubacyjna jest szczelna, wykonując manewr rekrutacyjny: zablokuj wydech (np. palcem, zamykając port wydechowy), tak aby zwierzę wykonało kilka wdechów bez wydechów.
      UWAGA: Jeśli ciśnienie w drogach oddechowych osiągnie szczytowe ciśnienie wdechowe 35 cmH2O w czasie ~6 s, uszczelnienie dróg oddechowych jest wystarczające. W przeciwnym razie zapoznaj się z sekcją rozwiązywania problemów.
    3. Przywróć normalny wydech. Wykonuj manewry rekrutacyjne pomiędzy skanami oraz co ~5 min poza czasem skanowania, aby utrzymać podatność płuc i zapobiec atelektozie. Podłącz zawór PEEP do linii wydechowej. Ustaw PEEP na 4 cmH2O. Zaobserwuj wzrost szczytowego ciśnienia wdechowego o tę wartość.
    4. Po udanej intubacji zaplanuj i zainicjuj produkcję HP 129Xe, dostosowując to do harmonogramu powtarzania dawek środka sedatywnego, aby zapobiec przebudzeniu się zwierzęcia podczas skanowania. Monitoruj temperaturę ciała przez cały czas trwania eksperymentu.
  2. Akwizycja danych: Pozyskanie obrazów wentylacyjnych.
    UWAGA: Kroki akwizycji danych  2.4, 2.5 oraz 2.6 mogą być wykonywane w dowolnej kolejności
    1. Ustaw respirator zgodnie z Tabelą 2 dla obrazowania w fazie końca wdechu.
    2. Wczytaj następujące protokoły ustawień: lokalizator protonowy zwierzęcia, pojedynczy impuls do centrowania częstotliwości gazu w płucach myszy oraz lokalizator 129Xe zwierzęcia. Parametry skanowania znajdują się w Tabeli 4.
    3. Ustaw zwierzę w izocentrum i potwierdź za pomocą lokalizacji protonowej, że jama klatki piersiowej znajduje się w centrum pola widzenia. W przypadku użycia cewek jednoczęstotliwościowych zastąp cewkę protonową cewką RF dostrojoną do 129Xe.
    4. Zarejestruj polaryzację 129Xe i przetransportuj ją do skanera MRI. Patrz Plik uzupełniający 4: Lista kontrolna QA polaryzacji ksenonu.
    5. Umieść worek z 129Xe w kanistrze respiratora i zamknij go. Podłącz kanister do linii respiratora i poczekaj, aż w kanistrze wytworzy się ciśnienie (3 - 6 psig).
    6. Rozpocznij mechaniczną wentylację 129Xe. Przy każdej aktywacji wentylacji 129Xe pozwól zwierzęciu wykonać ~5 oddechów przed rozpoczęciem skanu, aby wymienić funkcjonalną pojemność resztkową płuc.
      UWAGA: Pomiędzy skanami 129Xe przełącz na mieszankę N2/O2, aby oszczędzać gaz hiperpolaryzowany.
    7. Używając pojedynczego impulsu, dostrój częstotliwość roboczą do częstotliwości rezonansowej gazowego 129Xe in vivo (~83,07 MHz przy 7 T). Skopiuj częstotliwość do wszystkich kolejnych skanów 129Xe w fazie gazowej. Wykonaj lokalizację 129Xe, aby potwierdzić, że płuca znajdują się w izocentrum.
    8. Wczytaj i uruchom radialną sekwencję wentylacyjną 129Xe. Monitoruj szczytowe ciśnienie wdechowe.
      UWAGA: Jeśli gaz 129Xe skończy się przed zakończeniem protokołu, szczytowe ciśnienie wdechowe gwałtownie spadnie. Worek 40 mL 129Xe może służyć do wentylacji myszy o masie 30 g przez ~24 min przy wentylacji 70% 129Xe z częstotliwością 80 oddechów na minutę i objętością oddechową 10 mL/kg idealnej masy ciała.
    9. Po zakończeniu skanu przełącz wentylację na mieszankę N2/O2 i usuń pusty worek z 129Xe.
    10. W przypadku obrazowania w fazie końca wydechu zmień czas wstrzymania oddechu oraz opóźnienie wyzwalacza zgodnie z Tabelą 2 i powtórz kroki 2.4.2 - 2.4.9.
    11. Wyeksportuj surowe dane ze skanera.
Skrócona nazwa protokołuOpis sekwencjiWyzwalaczTR (ms)TE (ms)PowtórzeniaKąt odchylenia (˚) Rozmiar macierzy lub  Nptspole widzenia (mm)2)BW RF (kHz)Grubość warstwy/plastra (mm)Czas trwania skanowania
Pojedynczy impulsAkwizycja impulsowa (faza gazowa)Opcjonalnie10001602048101 s
Lokalizator zwierząt2D GRETak501.716064232232560 s
Wentylacja radialnaRadialny obrazowanie 3D z wieloma echamiTak20Patrz opis13061322332.053016 min
Jednopulsowa faza rozpuszczonaAkwizycja impulsowa (faza rozpuszczona)Nie8019051210.3580 ms
Dynamiczna spektroskopia fazy rozpuszczonej.Nabywanie impulsowe (faza rozpuszczona)Nie5010009051210.550 s
Obrazowanie z dyfuzyjnym ważeniem2D GRETak12.28.144564232231.518 min


Tabela 4: In vivo parametry sekwencji. Opisana wcześniej trójwymiarowa radialna sekwencja wentylacyjna z wieloma echami39 pozyskuje obrazy dla 6 czasów echa. Wyniki przedstawiono dla obrazu z pierwszego echa (TE = 1,12 ms, Rycina 7). Prosimy kliknąć tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Plik uzupełniający 4: Lista kontrolna QA polaryzacji ksenonu. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

  1. Akwizycja danych: Przeprowadzenie dynamicznej spektroskopii fazy rozpuszczonej.
    1. Ustawić respirator zgodnie z Table 2 dla obrazowania podczas wstrzymania oddechu. Ustawić BR na 10 breaths/min. Przygotować nową woreczkę z 129Xe zgodnie z krokami 2.4.2 - 2.4.5.
    2. Rozpocząć mechaniczną wentylację 129Xe. Wczytać i uruchomić pojedynczy impuls, aby dostosować częstotliwość roboczą do częstotliwości fazy rozpuszczonej (~83,084 MHz przy 7 T). Skopiować częstotliwość roboczą do dynamicznej spektroskopii fazy rozpuszczonej.
      UWAGA: W przypadku myszy z hemoglobiną typu dzikiego będzie to pojedynczy pik54.
    3. Wczytać i uruchomić sekwencję dynamicznej spektroskopii wycentrowaną na częstotliwości fazy rozpuszczonej w płucach zwierzęcia. Po zakończeniu skanowania przełączyć wentylację na mieszaninę N2/O2 i usunąć pusty woreczek 129Xe. Eksportować surowe dane ze skanera.
  2. Akwizycja danych: Pozyskanie obrazów ważonych dyfuzyjnie.
    1. Ustawić respirator zgodnie z Table 2 dla obrazowania podczas wstrzymania oddechu. Przygotować nową woreczkę z 129Xe zgodnie z krokami 2.4.2 - 2.4.7.
    2. Wczytać i uruchomić sekwencję ważoną dyfuzyjnie. Po zakończeniu skanowania przełączyć wentylację na mieszaninę N2/O2 i usunąć pusty woreczek 129Xe. Eksportować surowe dane ze skanera.

3. Zakończenie eksperymentu

  1. Wybudzenie zwierzęcia.
    1. Wyciągnij kaniulę intubacyjną bezpośrednio z pyska zwierzęcia. Jeśli zwierzę nie zacznie natychmiast oddychać samoistnie, zastosuj lekkie uciśnięcia klatki piersiowej. W razie dostępności podaj niewielki strumień tlenu medycznego w okolicy pyska zwierzęcia, aby wspomóc wybudzanie z sedacji.
    2. Gdy zwierzę zacznie oddychać stabilnie i samodzielnie, a jeśli zwierzę zostało poddane sedacji na okres >Po 2 h podać podskórnie 0,5–1 ml soli fizjologicznej, aby zapobiec odwodnieniu.
    3. Przenieś zwierzę do osobnej klatki. Umieść klatkę w inkubatorze lub na macie grzewczej.
      UWAGA: Zwierzęta pod wpływem środków sedacyjnych są narażone na kanibalizm i nie mogą być umieszczane w klatce z innymi osobnikami do czasu pełnego powrotu do sprawności (t.j. do momentu samodzielnego poruszania się). Zwierzęta poddane sedacji nie są w stanie regulować temperatury ciała. Należy co kilka minut sprawdzać temperaturę zwierzęcia, dotykając go grzbietem dłoni.
    4. Należy uważnie monitorować zwierzę do momentu powrotu odruchu prostowania (tj. do czasu, gdy będzie ono w stanie samodzielnie przejść z pozycji na plecach do pozycji brzusznej).
    5. Usuń zwierzę z podgrzewacza, gdy będzie już w stanie poruszać się samodzielnie. Umieść zwierzę z powrotem w klatce z pozostałymi osobnikami.
      UWAGA: jeśli zwierzę nie ma współlokatorów w klatce, jest bardziej podatne na hipotermię wywołaną sedacją. Należy zapewnić zwierzęciu dodatkową ściółkę, a jeśli istnieje taka możliwość, pozostawić je na noc w inkubatorze.
    6. Mierz masę ciała zwierzęcia raz w tygodniu przez 2 tygodnie w celu monitorowania jego stanu zdrowia.
      ​UWAGA: Jeśli zwierzę odniosło obrażenia jamy ustnej lub przełyku w wyniku intubacji, może przestać przyjmować pokarm. Jeśli zwierzę straci >w przypadku utraty 20% początkowej masy ciała, należy skonsultować z lekarzem weterynarzem kwestię eutanazji.
  2. Analiza obrazów wentylacji (Rycina 7).
    1. Wczytaj surowe dane do platformy programistycznej. Pobierz otwartoźródłowy framework rekonstrukcyjny dla obrazów niekartezjańskich.91.
    2. Zrekonstruuj obrazy zgodnie z instrukcjami otwartoźródłowego frameworka. Znormalizuj pierwszy punkt na każdej projekcji radialnej.39.
    3. Wysegmentuj miąższ płuc na obrazach, uwzględniając woksele o niskiej lub zerowej 129Sygnał Xe. Nie uwzględniać dużych dróg oddechowych. Wysegmentować szum tła na obrazie, z wyłączeniem płuc, dróg oddechowych oraz artefaktów obrazowania.
      UWAGA: Obraz lokalizacyjny protonów może pomóc w wyznaczeniu granic miąższu.
    4. Oblicz SNR (stosunek sygnału do szumu) korzystując ze wzoru:
      figure-protocol-7     (3)
    5. Ilościowe określenie zaburzeń wentylacji.
      UWAGA: Zaproponowano różne metody ilościowego określania zaburzeń wentylacji w modelach zwierząt laboratoryjnych. Metody analizy pozostają obszarem otwartym na dalsze badania, jednak do podejść łatwych w implementacji należą: (i) półilościowa segmentacja manualna92, (ii) Metoda histogramowa wykorzystująca sygnał z tchawicy do normalizacji sygnału z miąższu47oraz (iii) segmentacja całkowitej objętości płuc (TLV) oraz określenia progu sygnału (np. <60% całkowitej objętości płuc średnio) w celu podziału płuc na objętość uszkodzoną i objętość płuc wentylowanych (VV). Ilościowo określić VDP93,94 zgodnie z:
      figure-protocol-8     (4)
  3. Analiza dynamicznej spektroskopii fazy rozpuszczonej (Rycina 8).
    1. Wczytaj surowe dane do platformy programistycznej. Wykonaj szybką transformację Fouriera i przeprowadź korekcję fazy widm (w przypadku tej aplikacji wystarczająca jest jednoczesna manualna korekcja fazy rzędu zerowego).
    2. Obliczanie standardowych danych rezonansu magnetycznego jądra (NMR)95,96SNR, szerokość połówkowa maksymalna, polecałka, przesunięcie chemiczne i faza obu pikúw.
    3. Z danych dotyczących wielkości podziel amplitudę sygnału widma rozpuszczonego przez amplitudę sygnału widma gazowego dla każdego powtórzenia, aby wyznaczyć stosunek fazy rozpuszczonej do gazowej w czasie.
  4. Analiza obrazów ważonych dyfuzyjnie (Rycina 9).
    1. Wczytaj surowe dane do platformy programistycznej. Wysegmentuj miąższ płucny b0 obraz jak w kroku 3.2.3. Oblicz stosunek sygnału do szumu (SNR) dla każdego obrazu o danej wartości b.
    2. Oblicz stosunek wartości sygnału do szumu, SVNR0, poprzez podzielenie sygnału w każdym wokselu obrazu b0 obrazu przez odchylenie standardowe szumu obrazu. Wykluczyć woksele o SVNR0 < 2,5-krotność szumu obrazu97.
      UWAGA: SVNR0 jest miarą pojedynczego woksela, podczas gdy SNR miąższu jest miarą dla całych płuc.
    3. Oblicz Koniugat lek-przeciwciało poprzez dopasowanie spadku sygnału do wartości b (bi) zgodnie z równaniem 598,99:
      figure-protocol-9     (5)

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Obrazy wentylacji

Jeśli procedury przygotowania zwierząt i wentylacji zostaną prawidłowo wdrożone, trójwymiarowe obrazowanie radialne może skutecznie uchwycić wzorce wentylacyjne, gdy akwizycja danych odbywa się podczas wdechowego lub wydechowego etapu cyklu (Rysunek 7). Chociaż obrazy te są gromadzone przez wiele oddechów, opisana tutaj metoda jest podobna do metody obrazowania pojedynczego oddechu stosowanej u ludzi. Wynika to z faktu, że wszyst...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Hiperspolaryzowany rezonans magnetyczny 129Xe staje się wyrafinowaną i potężną techniką badania mikrostruktury i funkcji płuc w małych modelach zwierzęcych. Protokół ten ma na celu ukierunkowanie wstępnego przygotowania miejsca i opisanie procedur eksperymentalnych potrzebnych do ilościowego określenia wentylacji, dyfuzji i wymiany gazowej w płucach myszy za pomocą HP 129Xe. Kluczowe warunki wstępne dla eksperymentów obejmują ustanowienie fantomu gazu 129Xe i zapewnienie, że do zwierzęcia...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Peter Niedbalski jest konsultantem w firmie Polarean Imaging, Plc.

Podziękowania

Autorzy wyrażają serdeczną wdzięczność Jerry'emu Dalke za bycie światłem przewodnim w budowie wentylatorów. Chcielibyśmy podziękować Carterowi McMasterowi za uwarzenie gazu HP 129Xe. Chcielibyśmy również podziękować dr Matthew Willmeringowi i dr Juanowi Parra-Roblesowi za ich prowokujące do myślenia dyskusje naukowe. Figury utworzone za pomocą BioRender.com. Praca ta została sfinansowana przez National Institutes of Health (nr grantu: NHLBI R01HL143011, R01HL151588)

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Strzykawka 1 mlfisher scientificNr katalogowy14-955-464https://www.fishersci.com/shop/products/sterile-syringes-single-use-12/14955464
10 mL cylinder z podziałkąCole-Parmer  UX-34502-69https://www.coleparmer.com/i/cole-parmer-essentials-graduated-cylinder-glass-hexagonal-base-10-ml-2-pk/3450269?PubID=UX&persist=true&ip=no&
_source=1& gclid=CjwKCAi
A6KWvBhAREiwAFPZM7h3do
-ssjascARuVviKd7V7kC5ztdIB6
_70DnMr-K3qk9RKeJ7-IrhoCeT
0QAvD_BwE
18 G - cewniki dożylne PFTE (niesterylne)Terumo SurfloSROX1832CAhttps://www.shopmedvet.com/product/iv-catheter-18-x-1-25inch?r=GSS17&p=GSS17&utm_source=
google& utm_medium=google_
zakupy& _source=1& gclid=
CjwKCAiA0bWvBhBjEiwAtEsoW
4oTvZkAgWQCda6ocVtQlulVrG
2536FNbu5soMVSFN8xK_g1Uh
pXIRoCGwoQAvD_BwE 20
G - cewniki żylne PFTE (niesterylne)Terumo SurfloSROX2051CAhttps://www.shopmedvet.com/product/iv-catheter-20-x-2inch?r=GSS17&p=GSS17&utm_source
=google& utm_medium=google_
zakupy& _source=1& gclid=
CjwKCAiA0bWvBhBjEiwAtEsoW
87ggCkgToD_XF_UgpQBTpmN
dgSNfCml6TkDKlW8k27Dq_daR
itPuhoCnBQQAvD_BwE
22 G - cewniki dożylne PFTE (niesterylne)Terumo SurfloSROX2225CAhttps://www.shopmedvet.com/product/iv-catheter-22-x-1inch?r=GSS17&p=GSS17&utm_source=
google& utm_medium=google_
zakupy& _source=1& gclid
=CjwKCAiA0bWvBhBjEiwAtEso
W9IM6mpee6m7e-lBfR8dZhSN
KYbMUs7qgEU4gYCRTW_rJAs
W_lGkthoCm30QAvD_BwE
400 mL worki przetrząsaczJensen Inert ProductsGST-001S-3507TJCNA
60 mL strzykawkafisher scientificNumer katalogowy14-955-461https://www.fishersci.com/shop/products/sterile-syringes-single-use-12/14955461
70% alkoholuCole-ParmerUX-80024-34https://www.coleparmer.com/i/labchem-isopropyl-alcohol-70-v-v-500-ml/8002434?PubID=UX&persist=true&ip=
no& _source=1& gclid=CjwKC
AiA6KWvBhAREiwAFPZM7gGh
p8g7MBHBBKadaRCAwfEMgV
gna5fhYRsuXIuqoqOiToCC4fem
nhoCGMEQAvD_BwE
Dewar do ciekłego azotuTerra Universal4LDBhttps://www.laboratory-equipment.com/tw-4ldb-liquid-nitrogen-dewar-ic-biomedical.html?srsltid=AfmBOooxwMtOA1Z2TweR
P8V5Iy5EvYT3alZuzoiY
3UF3Ib9RgFnDxVTfWP0
Odświeżanie smaru do oczu ODŚWIEŻ PO POŁUDNIUhttps://www.refreshbrand.com/Products/refresh-pm
Lampa światłowodowaAmScopeHL250-AYhttps://amscope.com/products/hl250-ay?tw_source=google
& tw_adid=& tw_campaign=
16705014684& _source=
1& gclid=CjwKCAiA6KWvBhA
REiwAFPZM7p-DpyvHJaGxR
pAD1385hzGf1oPdKHHLFDR
Sp8yrtxry11SNJeJnKxoCtAoQ
AvD_BwE
GaussmeterApex MagnesyGMHT201https://www.apexmagnets.com/magnets/accessories/ht-digital-gaussmeter-with-peak-hold-can-display-gauss-or-tesla
Naczynie szklane (fantomowe)Ace Glass8648-24https://aceglass.com/results.php?t=8648-24&t=8648-24
Poduszka grzewczaOffice Depot9206211      Pure Enrichment PureRelief Express Designer Series Poduszka grzewcza 12 x 15 Palm Aqua - Office Depot
HiperpolaryzatorPolarean9820https://polarean.com/xenon-mri-platform/
Płyta do intubacjiHallowell EMC000A3467https://hallowell.com/product/rodent-tilting-workstand/
Materiały do intubacjiLista części opublikowana gdzie indziejNAhttps://app.jove.com/t/50318/a-simple-method-of-mouse-lung-intubation
Cylinder ksenonowy wzbogacony izotopowoIzotopy Linde XE-129(1%)N2(10%)HE CGMP 302SZNA
Ciekły azotLindeNI LC160-22https://www.lindedirect.com/store/product-detail/nitrogen_n2_nitrogen_liquid
_lc160_22_psi_ni_lc160_22
/ni-LC160-22?cat_id=sklep& node=b89
Męski poślizg luerCole-ParmerUX-21943-27https://www.coleparmer.com/i/diba-omnifit-t-series-solvent-waste-cap-adapter-polypropylene-male-luer-slip-x-1-16-id-hose-barb-5-pk/2194327
ManometrGrainger3T294https://www.grainger.com/product/3T294?gucid=N:N:PS:
Płatne:GGL:CSM-2295:4P7A1P:
20501231& _source=1& gclid
=CjwKCAiAi6uvBhADEiwAWiyR
dltxrPJmmcm0bFiYLuPrB25HV
QFdEfKMBqvgJBNdQUs3DZ7b
TLr8CRoCanAQAvD_BwE&
gclsrc=aw.ds
Wentylator Miniventharvard apparatus73-0044https://www.harvardapparatus.com/minivent-ventilator-for-mice-single-animal-volume-controlled-ventilators.html
Dziurkacz do uszu myszyfisher scientific13-812-201https://www.fishersci.com/shop/products/fisherbrand-animal-ear-tag-punch/13812201
Depresor języka myszyNarzędzia medyczneVRI-617https://medical-tools.com/shop/rodent-tongue-depressor.html
Waga dla myszyCole-ParmerUX-11712-12https://www.coleparmer.com/i/adam-equipment-cqt2000-core-portable-balance-2000g-x-1g-220-v/1171212?PubID=UX&persist=true&ip=no&
_source=1& gclid=CjwKCAiA6K
WvBhAREiwAFPZM7iYnAG5Ilc
Z5DZWrdJ6wcLDZSCSfNJHOH
m2PQOpyyWe0TjFa75R3tBoCjB
sQAvD_BwE
Skaner MRI System poziomy Bruker7T Biospechttps://www.bruker.com/de/products-and-solutions/preclinical-imaging/mri/biospec.html
MultimetrHome Depot1007898529https://www.homedepot.com/p/Klein-Tools-600-Volt-Digital-Multi-Meter-Manual-Ranging-MM325/320822947
Naturalna obfitość ksenonuIzotopy Linde Igła UN 2036NA
   fisher scientific305194https://www.fishersci.com/shop/products/bd-general-use-precisionglide-hypodermic-needles-20/148266C?keyword=true
Bezpieczny uchwyt na strzykawkęfisher scientificNC2703873https://www.fishersci.com/shop/products/ndlsafe-ii-syr-uncap-deca/NC2703873#?keyword=needlesafe
Butla z azotemLindeNI MKhttps://www.lindedirect.com/store/product-detail/nitrogen_n2_nitrogen_nf_k/ni-m-k?cat_id=shop&node=b89
Butla tlenowaLindeOX M-Khttps://www.lindedirect.com/store/product-detail/oxygen_o2_oxygen_usp_k/ox-m-k?cat_id=shop&node=b90
Czujnik tlenuApogee instrumentsMO-200https://www.apogeeinstruments.com/mo-200-oxygen-sensor-with-handheld-meter/
Czujnik tlenu inline flowheadApogee instrumentsAO-002https://www.apogeeinstruments.com/ao-002-oxygen-meter-sensor-flow-through-head/
Zawór PEEPHallowell EMC000A6556Ahttps://hallowell.com/product/adjustable-peep-valve-with-exhaust-port-range-5-20cm-disposable/
Końcówki do pipetfisher scientificNumer katalogowy.02-707-108Fisherbrand Rack-Stack Oszczędzające miejsce końcówki: 101-1000 L standard; Niebieski; Objętość: |
Zawór nurnikowy Fisher Scientific Ace glass8648-20https://www.aceglass.com/results.php?t=8648
Cewka przedklinicznaDoty scientificna zamówieniehttps://dotynmr.com/products/bmax-xy-low-e/
Regulatory ciśnieniaCole-ParmerUX-98202-11https://www.coleparmer.com/i/cole-parmer-single-stage-regulator-1500-scfh-capacity-346-cga-fitting/9820211?PubID=UX&persist=true&ip=no&
_source=1& gclid=CjwKCAi
A6KWvBhAREiwAFPZM7pruR
xCAiaj52nA_8Y1nveQZRsD6B
f0QO65o2DKFYqRoz0PopSkX
QxoCxqcQAvD_BwE
Wentylator spadkowyLista części opublikowana gdzie indziejNAhttps://sites.duke.edu/driehuyslab/resources/
rura PVC do fantomowegoHome Depot193682https://www.homedepot.com/p/IPEX-1-2-in-x-10-ft-White-PVC-SCH-40-Potable-Pressure-Water-Pipe-30-05010HD/319692959
System ogrzewania zwierząt SAISAIIModel 1030https://i4sa.com/product/model-1030-monitoring-gating-system/
SalineFarris Laboratories Inc.0409488820-1https://www.farrislabs.com/products/bacteriostatic-sodium-chloride-0-9-30ml-bottle?variant=42807174824167¤cy
=USD& utm_medium=product_
synchronizacja& utm_source=Google& utm_
content=sag_organic& utm_
kampania=sag_organic& utm_
kampania=gs-2021-09-24& utm
_source=google& utm_medium
=smart_campaign& _source
=1& gclid=CjwKCAiA6KWvBh
AREiwAFPZM7oS3-hFDETO_2f6OWOoKyBMb
WuDuWqYxdWRYUWEkY
M2Py73VfGzVtRoC2FQQAvD_BwE
Pojemnik na ostre przedmiotyfisher scientific22-730-455https://www.fishersci.com/shop/products/sharps-container-47/p-7250579#?keyword=needle%20safe
Silikonowa żywica epoksydowaGrainger3KMY7https://www.grainger.com/product/3KMY7?gucid=N:N:PS:Paid:GGL:CSM-
2295:4P7A1P:20501231& _
źródło=1& gclid=CjwKCAiA6KW
vBhAREiwAFPZM7voahkm8tda
t1Euql1A8DFhC6AZVJ0wXzCE
PfE6iUzrIJXV-Hl8o4xoCQLYQA
vD_BwE& gclsrc=aw.ds
Silikonowy smar antyadhezyjny do formGrainger19MW95https://www.grainger.com/product/CRC-Mold-Release-Agent-16-oz-19MW95
SpirometrADInstrumentsFE141https://www.adinstruments.com/products/spirometer
Spirometr - mysz flowheadADInstrumentsMLT1Lhttps://www.adinstruments.com/products/respiratory-flow-heads
Rurka - 1/4 ODClippardURH1-0402-CLT-050https://www.clippard.com/part/URH1-0402-CLT-050
Rurka - 1/8 ODClippardURH1-0804-CLT-050https://www.clippard.com/part/URH1-0402-CLT-050
Pompa próżniowaCole-Parmer  UX-60062-11https://www.coleparmer.com/i/environmental-express-diaphragm-pump-high-volume-120v/6006211?PubID=UX&persist=true&ip=no&
_source=1& gclid=CjwKCAiA6K
WvBhAREiwAFPZM7uFGwmW
pRelHNFgZVvJJV09vDUVyfyG
HoKeZTiFNIiVTe-05IpJJPxoCO
PoQAvD_BwE
Przewód - Digikey 18 gauge2328-18H240-NDhttps://www.digikey.com/en/products/detail/remington-industries/18H240/15202027?s=N4
IgjCBcoOwBxVAYygMwIYBsDOB
TANCAPZQDa4YATPAGwgC6h
ADgC5QgDKLATgJYB2AcxAB
fQmAAMAFkqIQKSBhwFiZEA
GZNATi0SGzNpE48BwsSErqw
6uQqV5CJSOQCsMF%2Bq11
GIVuy58QqLmss4gALbogvy4L
AAEAO683LgMIkA
Stacja pomiaru polaryzacji ksenonowejPolareanNAhttps://polarean.com/xenon-mri-platform/
.

Bibliografia

  1. World Health Organization. Global health estimates 2020: Deaths by cause, age, sex, by country and by region, 2000-2019. World Health Organization. , Geneva. (2020).
  2. Middleton, P. G., et al. Elexacaftor-Tezacaftor-Ivacaftor for cystic fibrosis with a single Phe508del allele. N Engl J Med. 381 (19), 1809-1819 (2019).
  3. Taylor-Cousar, J. L., et al. Tezacaftor-Ivacaftor in patients with cystic fibrosis homozygous for Phe508del. N Engl J Med. 377 (21), 2013-2023 (2017).
  4. Richeldi, L., et al. Efficacy and safety of nintedanib in idiopathic pulmonary fibrosis. N Engl J Med. 370 (22), 2071-2082 (2014).
  5. King, T. E., et al. A phase 3 trial of pirfenidone in patients with idiopathic pulmonary fibrosis. N Engl J Med. 370 (22), 2083-2092 (2014).
  6. Yong, K. S. M., Her, Z., Chen, Q. Humanized mice as unique tools for human-specific studies. Arch Immunol Ther Exp (Warsz. 66 (4), 245-266 (2018).
  7. Li, H., Auwerx, J. Mouse systems genetics as a prelude to precision medicine. Trends Genet. 36 (4), 259-272 (2020).
  8. Eppig, J. T., Motenko, H., Richardson, J. E., Richards-Smith, B., Smith, C. L. The International Mouse Strain Resource (IMSR): cataloging worldwide mouse and ES cell line resources. Mamm Genome. 26 (9-10), 448-455 (2015).
  9. Vedi, M., et al. 2022 updates to the rat genome database: A Findable, Accessible, Interoperable, and Reusable (FAIR) resource. Genetics. 224 (1), 042(2023).
  10. Ghorani, V., Boskabady, M. H., Khazdair, M. R., Kianmeher, M. Experimental animal models for COPD: a methodological review. Tob Induc Dis. 15, 25(2017).
  11. Semaniakou, A., Croll, R. P., Chappe, V. Animal models in the pathophysiology of cystic fibrosis. Front Pharmacol. 9, 1475(2018).
  12. Moore, B. B., et al. Animal models of fibrotic lung disease. Am J Respir Cell Mol Biol. 49 (2), 167-179 (2013).
  13. Jenkins, R. G., et al. An official American thoracic society workshop report: Use of animal models for the preclinical assessment of potential therapies for pulmonary fibrosis. Am J Respir Cell Mol Biol. 56 (5), 667-679 (2017).
  14. Gomez-Arroyo, J., et al. A brief overview of mouse models of pulmonary arterial hypertension: problems and prospects. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302 (10), L977-L991 (2012).
  15. Dignam, J. P., Scott, T. E., Kemp-Harper, B. K., Hobbs, A. J. Animal models of pulmonary hypertension: Getting to the heart of the problem. Br J Pharmacol. 179 (5), 811-837 (2022).
  16. Woodrow, J. S., Sheats, M. K., Cooper, B., Bayless, R. Asthma: The use of animal models and their translational utility. Cells. 12 (7), 1091(2023).
  17. Van de Velde, G., et al. Longitudinal in vivo microcomputed tomography of mouse lungs: No evidence for radiotoxicity. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 309 (3), L271-L279 (2015).
  18. Mata, J. F., et al. Evaluation of emphysema severity and progression in a rabbit model: comparison of hyperpolarized 3He and 129Xe diffusion MRI with lung morphometry. J Appl Physiol (1985). 102 (1985), 1273-1280 (2007).
  19. Boudreau, M., Xu, X., Santyr, G. E. Measurement of 129Xe gas apparent diffusion coefficient anisotropy in an elastase-instilled rat model of emphysema. Magn Reson Med. 69 (1), 211-220 (2013).
  20. Cleveland, Z. I., et al. 3D MRI of impaired hyperpolarized 129Xe uptake in a rat model of pulmonary fibrosis. NMR Biomed. 27 (12), 1502-1514 (2014).
  21. Kimura, A., et al. Inflammation during lung cancer progression and ethyl pyruvate treatment observed by pulmonary functional hyperpolarized 129Xe MRI in mice. Contrast Media Mol Imaging. 2021, 9918702(2021).
  22. Kimura, A., et al. Treatment response of ethyl pyruvate in a mouse model of chronic obstructive pulmonary disease studied by hyperpolarized 129Xe MRI. Magn Reson Med. 78 (2), 721-729 (2017).
  23. Ouriadov, A., et al. Early stage radiation-induced lung injury detected using hyperpolarized 129Xe Morphometry: Proof-of-concept demonstration in a rat model. Magn Reson Med. 75 (6), 2421-2431 (2016).
  24. Willmering, M. M., et al. Improved pulmonary 129Xe ventilation imaging via 3D-spiral UTE MRI. Magn Reson Med. 84 (1), 312-320 (2020).
  25. Kaushik, S. S., et al. Single-breath clinical imaging of hyperpolarized 129Xe in the airspaces, barrier, and red blood cells using an interleaved 3D radial 1-point Dixon acquisition. Magn Reson Med. 75 (4), 1434-1443 (2016).
  26. Zanette, B., Munidasa, S., Friedlander, Y., Ratjen, F., Santyr, G. A 3D stack-of-spirals approach for rapid hyperpolarized 129Xe ventilation mapping in pediatric cystic fibrosis lung disease. Magn Reson Med. 89 (3), 1083-1091 (2023).
  27. Zanette, B., Stirrat, E., Jelveh, S., Hope, A., Santyr, G. Physiological gas exchange mapping of hyperpolarized 129Xe using spiral-IDEAL and MOXE in a model of regional radiation-induced lung injury. Med Phys. 45 (2), 803-816 (2018).
  28. Collier, G. J., et al. Dissolved 129Xe lung MRI with four-echo 3D radial spectroscopic imaging: Quantification of regional gas transfer in idiopathic pulmonary fibrosis. Magn Reson Med. 85 (5), 2622-2633 (2021).
  29. Qing, K., et al. Assessment of lung function in asthma and COPD using hyperpolarized 129Xe chemical shift saturation recovery spectroscopy and dissolved-phase MRI. NMR Biomed. 27 (12), 1490-1501 (2014).
  30. Ruppert, K., Brookeman, J. R., Hagspiel, K. D., Mugler, J. P. Probing lung physiology with xenon polarization transfer contrast (XTC). Magn Reson Med. 44 (3), 349-357 (2000).
  31. Kern, A. L., et al. Investigating short-time diffusion of hyperpolarized 129Xe in lung air spaces and tissue: A feasibility study in chronic obstructive pulmonary disease patients. Magn Reson Med. 84 (4), 2133-2146 (2020).
  32. Amzajerdian, F., et al. Simultaneous quantification of hyperpolarized xenon-129 ventilation and gas exchange with multi-breath xenon-polarization transfer contrast (XTC) MRI. Magn Reson Med. 90 (6), 2334-2347 (2023).
  33. Perron, S., et al. Application of a 2D frequency encoding sectoral approach to hyperpolarized 129Xe MRI at low field. J Magn Reson. 336, 107159(2022).
  34. Loza, L. A., et al. Quantification of ventilation and gas uptake in free-breathing mice with hyperpolarized 129Xe MRI. IEEE Trans Med Imaging. 38 (9), 2081-2091 (2019).
  35. Imai, H., et al. Regional fractional ventilation mapping in spontaneously breathing mice using hyperpolarized 129Xe MRI. NMR Biomed. 28 (1), 24-29 (2015).
  36. Friedlander, Y., et al. Effect of inhaled oxygen concentration on 129Xe chemical shift of red blood cells in rat lungs. Magn Reson Med. 86 (3), 1187-1193 (2021).
  37. Virgincar, R. S., et al. A portable ventilator with integrated physiologic monitoring for hyperpolarized 129Xe MRI in rodents. J Magn Reson. 295, 63-71 (2018).
  38. Nouls, J., Fanarjian, M., Hedlund, L., Driehuys, B. A constant-volume ventilator and gas recapture system for hyperpolarized gas MRI of mouse and rat lungs. Concepts Magn Reson Part B Magn Reson Eng. 39B (2), 78-88 (2011).
  39. Niedbalski, P. J., et al. Preclinical hyperpolarized 129Xe MRI: ventilation and T2* mapping in mouse lungs at 7 T using multi-echo flyback UTE. NMR Biomed. 33 (7), e4302(2020).
  40. Akinyi, T. G. An Affordable Open-Source Small Animal MR and Hyperpolarized Gas Compatible Ventilator: Feasibility in Preclinical Imaging. , University of Cincinnati. Master's thesis (2017).
  41. Smith, L. J., et al. The assessment of short and long term changes in lung function in CF using 129Xe MRI. Eur Respir J. 6, 2000441(2020).
  42. Svenningsen, S., et al. Reproducibility of hyperpolarized 129Xe MRI ventilation defect percent in severe asthma to evaluate clinical trial feasibility. Acad Radiol. 28 (6), 817-826 (2021).
  43. Kirby, M., et al. Hyperpolarized 3He and 129Xe MR imaging in healthy volunteers and patients with chronic obstructive pulmonary disease. Radiology. 265 (2), 600-610 (2012).
  44. Virgincar, R. S., et al. Quantitative analysis of hyperpolarized 129Xe ventilation imaging in healthy volunteers and subjects with chronic obstructive pulmonary disease. NMR Biomed. 26 (4), 424-435 (2013).
  45. Ebner, L., et al. Multireader determination of clinically significant obstruction using hyperpolarized 129Xe-ventilation MRI. AJR Am J Roentgenol. 212 (4), 758-765 (2019).
  46. Driehuys, B., et al. 3He MRI in mouse models of asthma. Magn Reson Med. 58 (5), 893-900 (2007).
  47. Mistry, N. N., Thomas, A., Kaushik, S. S., Johnson, G. A., Driehuys, B. Quantitative analysis of hyperpolarized 3He ventilation changes in mice challenged with methacholine. Magn Reson Med. 63 (3), 658-666 (2010).
  48. Costa, M., et al. Noninvasive assessment of in vivo mouse lung microstructural changes due to aging and PEEP. Am J Respir Crit Care Med. 207, A4713(2023).
  49. Sukstanskii, A. L., Yablonskiy, D. A. Lung morphometry with hyperpolarized 129Xe: theoretical background. Magn Reson Med. 67 (3), 856-866 (2012).
  50. Chan, H. F., Stewart, N. J., Norquay, G., Collier, G. J., Wild, J. M. 3D diffusion-weighted 129Xe MRI for whole lung morphometry. Magn Reson Med. 79 (6), 2986-2995 (2018).
  51. Bier, E. A., et al. Noninvasive diagnosis of pulmonary hypertension with hyperpolarised 129Xe magnetic resonance imaging and spectroscopy. ERJ Open Res. 8 (2), 00035(2022).
  52. Bier, E. A., et al. A protocol for quantifying cardiogenic oscillations in dynamic 129Xe gas exchange spectroscopy: The effects of idiopathic pulmonary fibrosis. NMR Biomed. 32 (1), e4029(2019).
  53. Wang, Z., et al. Diverse cardiopulmonary diseases are associated with distinct xenon magnetic resonance imaging signatures. Eur Respir J. 54 (6), 1900831(2019).
  54. Freeman, M. S., Cleveland, Z. I., Qi, Y., Driehuys, B. Enabling hyperpolarized 129Xe MR spectroscopy and imaging of pulmonary gas transfer to the red blood cells in transgenic mice expressing human hemoglobin. Magn Reson Med. 70 (5), 1192-1199 (2013).
  55. Iguchi, S., et al. Direct imaging of hyperpolarized 129Xe alveolar gas uptake in a mouse model of emphysema. Magn Reson Med. 70 (1), 207-215 (2013).
  56. Imai, H., et al. Noninvasive detection of pulmonary tissue destruction in a mouse model of emphysema using hyperpolarized 129Xe MRS under spontaneous respiration. Magn Reson Med. 64 (4), 929-938 (2010).
  57. Silk, S. B., Hampton, L. L., Brown, P. A. What investigators need to know about the use of animals. ILAR J. 54 (3), 324-328 (2014).
  58. Cereda, M., et al. Mild loss of lung aeration augments stretch in healthy lung regions. J Appl Physiol. 120 (1985), 444-454 (2016).
  59. Constantinides, C., Murphy, K. Molecular and integrative physiological effects of isoflurane anesthesia: The paradigm of cardiovascular studies in rodents using magnetic resonance imaging. Front Cardiovasc Med. 3, 23(2016).
  60. Irwin, M. R., Curay, C. M., Choi, S., Kiyatkin, E. A. Basic physiological effects of ketamine-xylazine mixture as a general anesthetic preparation for rodent surgeries. Brain Res. 1804, 148251(2023).
  61. Roth, D. M., Swaney, J. S., Dalton, N. D., Gilpin, E. A., John Ross, J. Impact of anesthesia on cardiac function during echocardiography in mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 282 (6), H2134-H2140 (2002).
  62. Massey, C. A., Richerson, G. B. Isoflurane, ketamine-xylazine, and urethane markedly alter breathing even at subtherapeutic doses. J Neurophysiol. 118 (4), 2389-2401 (2017).
  63. Janssen, B. J. A., et al. Effects of anesthetics on systemic hemodynamics in mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 287 (4), H1618-H1624 (2004).
  64. Lenzarini, F., Di Lascio, N., Stea, F., Kusmic, C., Faita, F. Time course of isoflurane-induced vasodilation: A Doppler ultrasound study of the left coronary artery in mice. Ultrasound Med Biol. 42 (4), 999-1009 (2016).
  65. Mondonedo, J. R., et al. Volatile anesthetics and the treatment of severe bronchospasm: A concept of targeted delivery. Drug Discov Today Dis Models. 15, 43-50 (2015).
  66. Nolan, J. P. Anaesthesia and Neuromuscular Block. Clinical Pharmacology. , Churchill Livingstone. 295-310 (2012).
  67. Arras, M., Autenried, P., Rettich, A., Spaeni, D., Rülicke, T. Optimization of intraperitoneal injection anesthesia in mice: drugs, dosages, adverse effects, and anesthesia depth. Comp Med. 51 (5), 443-456 (2001).
  68. Navarro, K. L., et al. Mouse anesthesia: The art and science. ILAR J. 62 (1-2), 238-273 (2021).
  69. Das, S., MacDonald, K., Chang, H. Y., Mitzner, W. A simple method of mouse lung intubation. J Vis Exp. (73), e50318(2013).
  70. Thomas, J. L., et al. Endotracheal intubation in mice via direct laryngoscopy using an otoscope. J Vis Exp. (86), e50269(2014).
  71. Slutsky, A. S., Ranieri, V. M. Ventilator-induced lung injury. N Engl J Med. 369 (22), 2126-2136 (2013).
  72. Matute-Bello, G., et al. An official American thoracic society workshop report: features and measurements of experimental acute lung injury in animals. Am J Respir Cell Mol Biol. 44 (5), 725-738 (2011).
  73. Kulkarni, H. S., et al. Update on the features and measurements of experimental acute lung injury in animals: An official American thoracic society workshop report. Am J Respir Cell Mol Biol. 66 (2), e1-e14 (2022).
  74. Tsuchida, S., et al. Atelectasis causes alveolar injury in nonatelectatic lung regions. Am J Respir Crit Care Med. 174 (3), 279-289 (2006).
  75. Fan, E., et al. An official American thoracic society/European society of intensive care medicine/society of critical care medicine clinical practice guideline: Mechanical ventilation in adult patients with acute respiratory distress syndrome. Am J Respir Crit Care Med. 195 (9), 1253-1263 (2017).
  76. Santos, R. S., Silva, P. L., Pelosi, P., Rocco, P. R. Recruitment maneuvers in acute respiratory distress syndrome: The safe way is the best way. World J Crit Care Med. 4 (4), 278-286 (2015).
  77. Mekontso Dessap, A., et al. Conflicting physiological and genomic cardiopulmonary effects of recruitment maneuvers in murine acute lung injury. Am J Respir Cell Mol Biol. 46 (4), 541-550 (2012).
  78. García-Fernández, J., et al. Recruitment manoeuvres in anaesthesia: How many more excuses are there not to use them. Rev Esp Anestesiol Reanim (Engl Ed). 65 (4), 209-217 (2018).
  79. Allen, G. B., Suratt, B. T., Rinaldi, L., Petty, J. M., Bates, J. H. Choosing the frequency of deep inflation in mice: balancing recruitment against ventilator-induced lung injury. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 291 (4), L710-L717 (2006).
  80. da Silva, A. C. L., et al. Sigh maneuver protects healthy lungs during mechanical ventilation in adult Wistar rats. Exp Biol Med. 245 (15), 1404-1413 (2020).
  81. Riva, D. R., et al. Recruitment maneuver: RAMP versus CPAP pressure profile in a model of acute lung injury. Respir Physiol Neurobiol. 169 (1), 62-68 (2009).
  82. Schwarte, L. A., Zuurbier, C. J., Ince, C. Mechanical ventilation of mice. Basic Res Cardiol. 95 (6), 510-520 (2000).
  83. Joelsson, J. P., Ingthorsson, S., Kricker, J., Gudjonsson, T., Karason, S. Ventilator-induced lung-injury in mouse models: Is there a trap. Lab Anim Res. 37 (1), 30(2021).
  84. Jameson, C. J., Jameson, A. K., Hwang, J. K. Nuclear spin relaxation by intermolecular magnetic dipole coupling in the gas phase. 129Xe in oxygen. J Chem Phys. 89 (7), 4074-4081 (1988).
  85. Kelley, M., Branca, R. T. Theoretical models of spin-exchange optical pumping: Revisited and reconciled. J Appl Phys. 129 (15), 1-16 (2021).
  86. Norquay, G., Leung, G., Stewart, N. J., Wolber, J., Wild, J. M. 129Xe chemical shift in human blood and pulmonary blood oxygenation measurement in humans using hyperpolarized 129Xe NMR. Magn Reson Med. 77 (4), 1399-1408 (2017).
  87. Norquay, G., Collier, G. J., Rao, M., Stewart, N. J., Wild, J. M. 129Xe-Rb spin-exchange optical pumping with high photon efficiency. Phys Rev Lett. 121 (15), 153201(2018).
  88. Ball, J. E., Wild, J. M., Norquay, G. Investigating Rubidium density and temperature distributions in a high-throughput 129Xe-Rb spin-exchange optical pumping polarizer. Molecules. 28 (1), 11(2022).
  89. Plummer, J. W., et al. A semi-empirical model to optimize continuous-flow hyperpolarized 129Xe production under practical cryogenic-accumulation conditions. J Magn Reson. 320, 106845(2020).
  90. Nikolaou, P., et al. Near-unity nuclear polarization with an open-source 129Xe hyperpolarizer for NMR and MRI. Proc Natl Acad Sci U S A. 110 (35), 14150-14155 (2013).
  91. Robertson, S. H., et al. Optimizing 3D noncartesian gridding reconstruction for hyperpolarized 129Xe MRI-focus on preclinical applications. Concepts Magn Reson Part A Bridg Educ Res. 44 (4), 190-202 (2015).
  92. Thomas, A. C., et al. A robust protocol for regional evaluation of methacholine challenge in mouse models of allergic asthma using hyperpolarized 3He MRI. NMR Biomed. 22 (5), 502-515 (2009).
  93. Niedbalski, P. J., et al. Protocols for multi-site trials using hyperpolarized 129Xe MRI for imaging of ventilation, alveolar-airspace size, and gas exchange: A position paper from the 129Xe MRI clinical trials consortium. Magn Reson Med. 86 (6), 2966-2986 (2021).
  94. Woodhouse, N., et al. Combined helium-3/proton magnetic resonance imaging measurement of ventilated lung volumes in smokers compared to never-smokers. J Magn Reson Imaging. 21 (4), 365-369 (2005).
  95. Brown, R. W., Cheng, Y. C. N., Haacke, E. M., Thompson, M. R., Venkatesan, R. Magnetic Resonance Imaging: Physical Principles and Sequence Design. , Wiley. (2014).
  96. Levitt, M. H. Spin Dynamics: Basics of Nuclear Magnetic Resonance. , Wiley. (2013).
  97. Salerno, M., et al. Emphysema: hyperpolarized helium 3 diffusion MR imaging of the lungs compared with spirometric indexes—initial experience. Radiology. 222 (1), 252-260 (2002).
  98. Niedbalski, P. J., et al. Validating in vivo hyperpolarized 129Xe diffusion MRI and diffusion morphometry in the mouse lung. Magn Reson Med. 85 (4), 2160-2173 (2021).
  99. Bdaiwi, A. S., et al. Improving hyperpolarized 129Xe ADC mapping in pediatric and adult lungs with uncertainty propagation. NMR Biomed. 35 (3), e4639(2022).
  100. Ruppert, K., Brookeman, J. R., Hagspiel, K. D., Driehuys, B., Mugler, J. P. NMR of hyperpolarized 129Xe in the canine chest: spectral dynamics during a breath-hold. NMR Biomed. 13 (4), 220-228 (2000).
  101. Driehuys, B., et al. Imaging alveolar-capillary gas transfer using hyperpolarized 129Xe MRI. Proc Natl Acad Sci U S A. 103 (48), 18278-18283 (2006).
  102. Nakamura, K., et al. 129Xe spectra from the heads of rats with and without ligation of the external carotid and pterygopalatine arteries. Magn Reson Med. 53 (3), 528-534 (2005).
  103. Kershaw, J., et al. Confirming the existence of five peaks in 129Xe rat head spectra. Magn Reson Med. 57 (4), 791-797 (2007).
  104. Chen, R. Y., et al. Tissue-blood partition coefficient for xenon: temperature and hematocrit dependence. J Appl Physiol. 49 (2), 178-183 (1980).
  105. Möller, H. E., et al. Magnetic resonance angiography with hyperpolarized 129Xe dissolved in a lipid emulsion. Magn Reson Med. 41 (5), 1058-1064 (1999).
  106. Norquay, G., et al. Relaxation and exchange dynamics of hyperpolarized 129Xe in human blood. Magn Reson Med. 74 (2), 303-311 (2015).
  107. Zhang, L., et al. Absolute thermometry of human brown adipose tissue by magnetic resonance with laser polarized 129Xe. Commun Med. 3 (1), 147(2023).
  108. Barshishat-Kupper, M., et al. Protein oxidation in the lungs of C57BL/6J mice following X-irradiation. Proteomes. 3 (3), 249-265 (2015).
  109. Olsson, L. E., et al. Measurement of MR signal and T2* in lung to characterize a tight skin mouse model of emphysema using single-point imaging. J Magn Reson Imaging. 25 (3), 488-494 (2007).
  110. Crowle, A. J. Delayed hypersensitivity in mice. J Allergy. 30 (2), 151-164 (1959).
  111. Guo, J., Cao, X., Cleveland, Z. I., Woods, J. C. Murine pulmonary imaging at 7T: T2* and T1 anisotropic UTE. Magn Reson Med. 79 (4), 2254-2264 (2018).
  112. Sonobe, T., et al. Imaging of the closed-chest mouse pulmonary circulation using synchrotron radiation microangiography. J Appl Physiol. 111 (1), 75-80 (2011).
  113. Wang, W., et al. Imaging lung microstructure in mice with hyperpolarized 3He diffusion MRI. Magn Reson Med. 65 (3), 620-626 (2011).
  114. Ouriadov, A. V., et al. Application of a stretched-exponential model for morphometric analysis of accelerated diffusion-weighted 129Xe MRI of the rat lung. Magn Reson Mater Phy. 34 (1), 73-84 (2021).
  115. O'Halloran, R. L., Holmes, J. H., Altes, T. A., Salerno, M., Fain, S. B. The effects of SNR on ADC measurements in diffusion-weighted hyperpolarized He-3 MRI. J Magn Reson. 185 (1), 42-49 (2007).
  116. Moller, H. E., Cleveland, Z. I., Driehuys, B. Relaxation of hyperpolarized 129Xe in a deflating polymer bag. J Magn Reson. 212 (1), 109-115 (2011).
  117. Reiss, L. K., Kowallik, A., Uhlig, S. Recurrent recruitment manoeuvres improve lung mechanics and minimize lung injury during mechanical ventilation of healthy mice. PLoS One. 6 (9), e24527(2011).
  118. Cagle, L. A., et al. Effects of positive end-expiratory pressure and recruitment maneuvers in a ventilator-induced injury mouse model. PLoS One. 12 (11), e0187419(2017).
  119. Cannizzaro, V., et al. Lung volume recruitment maneuvers and respiratory system mechanics in mechanically ventilated mice. Respir Physiol Neurobiol. 169 (3), 243-251 (2009).
  120. Hohlbaum, K., et al. Impact of repeated anesthesia with ketamine and xylazine on the well-being of C57BL/6JRj mice. PLoS One. 13 (9), e0203559(2018).
  121. Blevins, C. E., Celeste, N. A., Marx, J. O. Effects of oxygen supplementation on injectable and inhalant anesthesia in C57BL/6 mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 60 (3), 289-297 (2021).
  122. Cannizzaro, V., et al. Impact of supplemental oxygen in mechanically ventilated adult and infant mice. Respir Physiol Neurobiol. 165 (1), 61-66 (2009).
  123. Sembroski, E., Sanghavi, D. K., Bhardwaj, A. Inverse Ratio Ventilation. StatPearls Publishing. , Treasure Island, FL. (2023).
  124. Boros, S. J. Variations in inspiratory:expiratory ratio and airway pressure wave form during mechanical ventilation: the significance of mean airway pressure. J Pediatr. 94 (1), 114-117 (1979).
  125. Zheng, W., Cleveland, Z. I., Moller, H. E., Driehuys, B. Gradient-induced longitudinal relaxation of hyperpolarized noble gases in the fringe fields of superconducting magnets used for magnetic resonance. J Magn Reson. 208 (2), 284-290 (2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

MRI z wykorzystaniem hiperpolaryzowanego ksenonuMRI ksenonu-129fizjologia płucwymiana gazowaograniczona dyfuzjawentylacja mechanicznamodel mysiobrazowanie przedklinicznespektroskopia rezonansu magnetycznego

Ten artykuł został opublikowany

Film wkrótce dostępny

Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.