Hiperpolaryzowany rezonans magnetyczny i spektroskopia płuc 129xe u myszy wentylowanych mechanicznie

Podsumowanie

Hiperspolaryzowany ksenonowy rezonans magnetyczny może określić ilościowo regionalną mikrostrukturę płuc (wymiary przestrzeni powietrznej) i fizjologię (wentylacja i wymiana gazowa) w badaniach translacyjnych i opiece klinicznej. Chociaż jest to trudne, może dostarczyć porównywalnych informacji na temat płuc w badaniach przedklinicznych. Protokół ten opisuje infrastrukturę i procedury potrzebne do wykonywania rutynowego ksenonowego rezonansu magnetycznego płuc u myszy.

Streszczenie

Hiperpolaryzowany (HP) ksenon-129 (¹²⁹Xe) to wziewny środek kontrastowy do obrazowania metodą rezonansu magnetycznego (MRI) o unikalnych właściwościach spektralnych i fizycznych, które mogą być wykorzystane do ilościowego określenia fizjologii płuc, w tym wentylacji, ograniczonej dyfuzji (rozmiar pęcherzyka płucnego) i wymiany gazowej. U ludzi, jest on stosowany do oceny ciężkości choroby i progresji w różnych zaburzeniach płuc i jest zatwierdzony do użytku klinicznego w Stanach Zjednoczonych i Wielkiej Brytanii. Poza zastosowaniami klinicznymi, zdolność ¹²⁹Xe MRI do nieinwazyjnej oceny patofizjologii płuc i dostarczania informacji o rozdzielczości przestrzennej jest cenna dla badań przedklinicznych. Wśród modeli zwierzęcych myszy są najczęściej stosowane ze względu na dostępność genetycznie modyfikowanych modeli chorób. W tym przypadku ¹²⁹Xe MRI jest obiecujący jako minimalnie inwazyjna, wolna od promieniowania i czuła technika podłużnego monitorowania postępu choroby płuc i odpowiedzi na terapię (np. w odkrywaniu leków). Technika ta może zostać rozszerzona na zastosowania przedkliniczne poprzez włączenie aparatu do swobodnego oddychania wyzwalanego rezonansem magnetycznym lub respiratora mechanicznego do dostarczania gazu. W tym miejscu opisujemy kroki i udostępniamy listy kontrolne, aby zapewnić solidne gromadzenie i analizę danych, w tym tworzenie termicznie spolaryzowanego fantomu gazu ksenonowego do kontroli jakości, optymalizacji polaryzacji, obchodzenia się ze zwierzętami (uspokojenie, intubacja, wentylacja i opieka nad myszami) oraz protokołów wentylacji, ograniczonej dyfuzji i danych wymiany gazowej. Podczas gdy przedkliniczny rezonans magnetyczny ¹²⁹Xe może być stosowany w różnych modelach zwierzęcych (np. szczurach, świniach, owcach), protokół ten koncentruje się na myszach ze względu na wyzwania związane z ich małą anatomią, które są równoważone przez ich przystępność cenową i dostępność wielu modeli choroby.

Wprowadzenie

Podczas gdy choroby płuc pozostają głównymi przyczynami globalnej zachorowalności i śmiertelności¹, w ostatnim dziesięcioleciu nastąpiła znaczna poprawa wyników leczenia pacjentów. Poprawa ta wynika częściowo z dwóch czynników. Po pierwsze, badania kliniczne fazy III traktują teraz priorytetowo zmiany w czynności płuc jako punkty końcowe, a nie śmiertelność, co przyspiesza badania kliniczne leków^2,3,4,5. Po drugie, postępy w zakresie ulepszonych modeli zwierzęcych dostarczyły informacji na temat mechanizmów choroby i pomogły w opracowaniu terapii^6,7. Modele mysie są często preferowane do badań translacyjnych, ponieważ oferują fizjologiczne podobieństwa do ludzi, przystępność cenową i szybki rozwój choroby. Inżynieria genetyczna rozszerzyła zakres i jakość dostępnych modeli, a International Mouse Strain Resource może obecnie pochwalić się ponad 32 000 szczepów myszy ⁸, w porównaniu do zaledwie 4 218 szczepów szczurów (Rat Genome Database⁹). Modele te otworzyły nowe możliwości badania czynników mechanistycznych i reakcji terapeutycznych w przypadku szeregu chorób płuc, w tym przewlekłej obturacyjnej choroby płuc (POChP)¹⁰, mukowiscydozy (CF)¹¹, zwłóknienia płuc^12,13, nadciśnienie płucne^14,15 i astma¹⁶.

Niestety, badania płuc na myszach są ograniczone przez dostępne techniki do ilościowego określenia obciążenia chorobami. Badania często opierają się na procedurach terminalnych, które 1) dostarczają informacji o całych płucach (testy biochemiczne) lub informacji zlokalizowanych (histologia) oraz 2) wymagają projektów przekrojowych i dużych rozmiarów próbek. W związku z tym nie ujmują one ani przestrzennej, ani czasowej dynamiki choroby. Natomiast nieinwazyjne, trójwymiarowe obrazowanie może ocenić strukturę, procesy molekularne i funkcję płuc w czasie.

Struktura płuc (np. nieprawidłowości dróg oddechowych i zwłóknienie śródmiąższowe) może być wizualizowana za pomocą ultrakrótkiego rezonansu magnetycznego (UTE) i tomografii mikrokomputerowej (μCT) w wysokiej rozdzielczości. Informacje funkcjonalne i mechanistyczne (np. wentylacja, perfuzja, metabolizm guza i procesy zapalne) można uzyskać za pomocą egzogennych środków kontrastowych (np. CT wzmocnionego ksenonem i UTE wzmocnionego tlenem) oraz jonizujących metod medycyny nuklearnej (tj. pozytonowej tomografii emisyjnej [PET] i tomografii komputerowej emisji pojedynczych fotonów [SPECT]). Jednak obrazowanie funkcjonalne jest wyzwaniem ze względu na niewielki stosunek kontrastu do szumu (szczególnie w przypadku UTE wzmocnionego tlenem przy wysokich natężeniach pola magnetycznego stosowanych w przedklinicznym rezonansie magnetycznym, gdzie T₁ jest wydłużony) dostępnych bez stosowania metod jonizacji o wyższych niż normalne poziomach promieniowania. Podczas gdy obrazowanie za pomocą tych metod jest dobrze tolerowane w modelach zwierzęcych przy użyciu konwencjonalnych dawek, skumulowane promieniowanie może zafałszować wyniki w badaniach nad immunologią, stanem zapalnym i rakiem płuc¹⁷. Jednak hiperspolaryzowane (HP) ksenon-129 (¹²⁹Xe) obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego (MRI) zapewnia minimalnie inwazyjne, nienaświetlające i bardzo czułe informacje strukturalne i funkcjonalne. Chociaż technika ta została zastosowana w badaniach przedklinicznych w celu scharakteryzowania stanów, w tym rozedmy płuc^18,19, fibrosis²⁰, lung cancer²¹, POChP²² i uszkodzenie płuc wywołane promieniowaniem²³ w jednym lub wielu punktach czasowych, pozostaje niewykorzystana w warunkach przedklinicznych.

Aby umożliwić rutynowe, przedkliniczne badanie MRI ¹²⁹Xe, wymagane jest kilka warunków wstępnych, w tym instytucjonalne wsparcie regulacyjne, urządzenie do hiperpolaryzacji, cewkę o częstotliwości radiowej (RF) dostrojoną ^{do 129}Xe oraz skaner zdolny do pracy z wieloma głowicami jądrowymi. Chociaż zaawansowane aplikacje^{24,25,26,27,28,29,30,31,32,33} Wymaga programowania impulsów specyficznego dla dostawcy, które wykracza poza zakres tego protokołu, podstawowe aplikacje można uzyskać przy niewielkich modyfikacjach oprogramowania. Dlatego skupiamy się na kontroli jakości, obsłudze namagnesowania, gromadzeniu danych i procedurach postępowania ze zwierzętami - w tym wentylacji mechanicznej - które są unikalne dla przedklinicznego rezonansu magnetycznego ¹²⁹Xe (Rysunek 1).

Do tej pory, obrazowanie ¹²⁹Xe dla małych zwierząt wykorzystywało trzy metody dostarczania gazu bezpieczne dla MR, każde z zaletami i wadami: swobodne oddychanie, napędzane tłokiem i spadek ciśnienia. Swobodne oddychanie umożliwia spontaniczne wdychanie bez ryzyka obrażeń spowodowanych intubacją lub tracheostomią, ale zużywa znacznie więcej gazu HP i może wprowadzać artefakty ruchu^34,35. Komercyjne urządzenia napędzane tłokiem są samokalibrujące się i łatwe w użyciu od razu po wyjęciu z pudełka, ale mogą być zbyt drogie³⁶. Zastosowane tutaj podejście oparte na spadku ciśnienia jest dobrze opisane w literaturze, modułowe, konfigurowalne i uruchamiane przez kod open source^37,38,39,40. Co więcej, jest opłacalny, zwykle kosztuje mniej niż 10 tys. USD i wymaga kilku tygodni dedykowanego czasu budowy. Wentylator ze spadkiem ciśnienia dostarcza ¹²⁹Xe z worka dozującego w kanistrze pod ciśnieniem, jednocześnie monitorując ciśnienie w drogach oddechowych zaintubowanej myszy.

Rysunek 1: Przegląd protokołu rutynowego obrazowania metodą rezonansu magnetycznego (MRI) ksenonu-129 (¹²⁹Xe) u myszy. (A) Kroki do wstępnej konfiguracji. (Uwaga: programowanie skanera jest unikalne dla każdego dostawcy i nie jest opisane w tym protokole). (B) Kroki mające na celu codzienne gromadzenie danych dotyczących zapewnienia jakości (QA) i danych na zwierzętach. (C) Kroki prowadzące do pomyślnego zakończenia eksperymentu i analizy danych. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Tutaj zbieramy i analizujemy trzy popularne klasy danych z rezonansu ^{magnetycznego 129}Xe: wentylacja, obrazowanie dyfuzyjne (rozmiar pęcherzyka płucno-powietrznego) i wymianę gazową. Obrazy wentylacji przedstawiają rozkład wdychanego gazu ¹²⁹Xe. Obszary płuc ze zmniejszonym przepływem powietrza wydają się ciemne na obrazach gazu HP, a patologia jest określana ilościowo na podstawie objętości wadliwej wentylacji. U ludzi odsetek wad wentylacji (VDP) wykazał dużą powtarzalność^41,42 i wysoką wrażliwość na niedrożność płuc w chorobach takich jak POChP^43,44,45 i astma^46,47.

Ograniczona dyfuzja ¹²⁹atomów Xe w przestrzeni powietrznej może być mierzona za pomocą pozornego współczynnika dyfuzji (ADC) i służy jako substytut wielkości przestrzeni powietrznej. ADC oblicza się, uzyskując obraz wyjściowy (b₀) bez ważenia dyfuzji i jeden lub więcej obrazów uzyskanych w obecności dwubiegunowego ważenia dyfuzji indukowanej gradientem (b_N). Podwyższony ADC odzwierciedla wzrost rozmiaru przestrzeni powietrznej spowodowany starzeniem się lub przebudową rozedmy płuc^18,48. Ponadto użycie wielu obrazów o wartości b (≥4) pozwala na obliczenie bardziej szczegółowych informacji morfometrycznych (np. średniej wartości przecięcia liniowego)^49,50.

Wymianę gazową można scharakteryzować ze względu na 1) rozpuszczalność >¹²⁹Xe w tkance błony naczyń włosowatych, osoczu i krwinkach czerwonych (RBC) oraz 2) przesunięcie chemiczne >200 ppm w dół ¹²⁹Xe po rozpuszczeniu w tych przedziałach. Zarówno dane spektroskopowe, jak i obrazowe zapewniają wgląd w choroby krążeniowo-oddechowe (np. nadciśnienie płucne i niewydolność lewego serca^51,52,53). Podczas gdy wiele gatunków (ludzie, psy i szczury) wykazuje unikalne piki widmowe pochodzące z każdego przedziału, myszy nie mają unikalnego sygnału RBC ze względu na różnice w interakcjach w miejscu wiązania hemoglobiny-ksenonu. Zamiast tego wszystkie rozpuszczone składniki są łączone w jeden sygnał w myszach⁵⁴. Możliwe jest jednak zaobserwowanie wyraźnego rezonansu RBC u transgenicznych myszy wykazujących ekspresję ludzkiej hemoglobiny, takich jak te stosowane w modelach niedokrwistości sierpowatokrwinkowej⁵⁴. Ogólnie rzecz biorąc, rozpuszczona spektroskopia ¹²⁹Xe i obrazowanie dostarczają unikalnych informacji na temat patofizjologii krążeniowo-oddechowej u myszy^55,56.

Zanim spróbujesz tego protokołu, konieczne jest zrozumienie podstawowych informacji na temat skanera MRI, wentylacji mechanicznej i technik obsługi myszy wymaganych do badań na myszach. Przed rozpoczęciem badań na zwierzętach wszystkie procedury muszą zostać zatwierdzone przez lokalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Zwierząt (IACUC)⁵⁷. Ponieważ całkowity moment magnetyczny dostępny w płucu myszy jest wewnętrznie niski (tj. objętość oddechowa ~ 250 μL), rozmiar woksela musi być 1000 razy mniejszy niż u ludzi, aby osiągnąć anatomicznie równoważną rozdzielczość. Częstość oddechów myszy jest również niezwykle szybka (>100 oddechów na minutę). W związku z tym procedury pojedynczego wstrzymania oddechu, zwykle stosowane w obrazowaniu ludzi, nie są wykonalne. Zamiast tego tylko kilka wzbudzeń RF może być zastosowanych w każdym oddechu, więc ¹²⁹obrazów Xe musi być zakodowanych przez dziesiątki do setek oddechów. Programowanie impulsów może być wymagane, aby umożliwić zewnętrzne wyzwalanie akwizycji i prawidłowe zapętlanie warstw, kodowania fazowego i/lub obrazów ważonych dyfuzją, przy jednoczesnym zrównoważeniu stosunku sygnału do szumu (SNR), rozdzielczości i czasu trwania skanowania. W tym przypadku wentylator wysyła impuls logiczny tranzystor-tranzystor (TTL) raz na oddech, aby wyzwolić akwizycję danych ( Rysunek 2).

Rysunek 2: Reprezentatywny czas wentylacji mechanicznej i akwizycji danych. (A) Wentylacja sterowana przez użytkownika może wyzwolić akwizycję danych przy końcowym wdechu, podczas wstrzymania oddechu lub po końcowym wydechu. (B) Dla tej sekwencji wentylacji radialnej 3D użytkownik definiuje całkowitą liczbę uzyskanych projekcji i liczbę projekcji na oddech. (C) W przypadku selektywnego obrazu 2D ważonego dyfuzją użytkownik definiuje kolejność plasterków, obrazów o wartości b i kodowania faz. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Aby umożliwić niezawodną wentylację i dostarczanie ¹²⁹Xe, wymagane są solidne procedury sedacji i intubacji. Dla każdego badania należy wziąć pod uwagę dalsze skutki każdego środka znieczulającego - w tym zmiany w wentylacji minutowej, częstości akcji serca (HR) i ciśnieniu krwi^{58,59,60,61,62,63,64,65,66}. Podczas gdy do przedklinicznego rezonansu magnetycznego gazu HP stosowano różne środki uspokajające, my stosujemy mieszaninę ketaminy, ksylazyny i acepromazyny, ze względu na jej dostępność, opłacalność, niezawodność i czas trwania^67,68. Po podaniu środków uspokajających zwierzęta muszą zostać zaintubowane w celu zapewnienia skutecznej wentylacji mechanicznej. Intubacja myszy jest trudna ze względu na mały rozmiar ich anatomii, dlatego ważne jest, aby dokładnie przeszkolić się w tej technice. Zachęcamy badaczy do zapoznania się z opublikowanymi protokołami wideo^69,70. Ponieważ większość komercyjnych kaniul intubacyjnych zawiera stal nierdzewną, wprowadzamy technikę wytwarzania kaniul w kształcie klina bez metalu (tj. Kompatybilnych z MRI i gazem HP), które można dostosować do średnicy dróg oddechowych, aby stworzyć hermetyczne uszczelnienie ze ścianą tchawicy myszy.

Ponieważ ¹²⁹obrazów Xe jest zbieranych podczas wielu oddechów, ustawienia respiratora są krytyczne. Aby zapobiec uszkodzeniom płuc, należy dokładnie rozważyć strategie wentylacji ochronnej^71,72,73,74. W szczególności zastosowanie niskiej objętości oddechowej (TV), umiarkowanego dodatniego ciśnienia końcowo-wydechowego (PEEP) i manewrów rekrutacji pęcherzyków płucnych (RM) zmniejsza ryzyko uszkodzenia płuc wywołanego respiratorem u pacjentów i modeli zwierzęcych^{75,76,77,78,79,80,81}. W tym przypadku zalecamy prostą technikę, która jest kompatybilna z wentylacją mechaniczną ¹²⁹Xe ze spadkiem ciśnienia, która jest ochronna i zapewnia wystarczający SNR obrazu ¹²⁹Xe. W szczególności stosujemy PEEP, dodając komercyjny zawór PEEP do przewodu wydechowego wentylatora. Aby wykonać RM, przewód wydechowy musi być zamknięty tak, aby zwierzę otrzymało wiele wdechów bez wydechu, aż do osiągnięcia docelowego ciśnienia i czasu trwania.

Przez cały czas zapewniamy ogólne ustawienia wentylacji, ale zaleca się przejrzenie literatury w celu omówienia konkretnych celów badania^82,83. Oprócz monitorowania szczytowego ciśnienia wdechowego podczas wentylacji mechanicznej ważne jest monitorowanie temperatury zwierzęcia, co można zrobić za pomocą standardowych metod monitorowania temperatury myszy. Chociaż nie jest to wymagane do obrazowania, monitorowanie tętna za pomocą elektrokardiogramu (EKG) może być korzystne; EKG może wskazać, czy zwierzę budzi się z uspokojenia, przedawkowania lub stresu, umożliwiając badaczowi interwencję.

Protokół, który opisujemy, jest przeznaczony do zbierania ¹²⁹danych wentylacji radialnej Xe 3D⁶¹, danych ważonych dyfuzją GRE 2D⁷⁶, oraz dynamicznych danych spektroskopii spektroskopii impulsowej. Protokół ten ma na celu wypełnienie luki między badaniami przedklinicznymi na małych modelach zwierzęcych a potencjałem ^{rezonansu magnetycznego 129}Xe w celu pogłębienia naszej wiedzy na temat chorób płuc.

Protokół

Wszystkie opisane tutaj metody zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania (IACUC) Centrum Medycznego Szpitala Dziecięcego w Cincinnati.

1. Wstępne przygotowanie strony

1. Stwórz i przetestuj termicznie spolaryzowany fantom gazowy ¹²⁹Xe (Rysunek 3).
   1. Zaopatrz się w naczynie ze szkła borokrzemianowego (~ 60 ml), zawór nurnikowy z przednim pierścieniem uszczelniającym o średnicy okrągłej i szlifowany trzpień ze szkła borokrzemianowego, wszystkie o wartości do 150 psig. Upewnij się, że nie ma żadnych części magnetycznych. Przymocuj złączkę zaciskową do szklanego trzpienia. Dokręcić, aby uzyskać gazoszczelne uszczelnienie.
   2. Podłącz naczynie do pompy próżniowej i zbiornika tlenu zgodnie z Rysunek 3A. Naczynie próżniowe do ciśnienia bezwzględnego poniżej 100 mTorr.
   3. Napełnij naczynie tlenem do ciśnienia 1,5 atm, aby zmniejszyć ¹²⁹Xe T₁ z > 30 min do ~2 s (przy natężeniu pola magnetycznego 7 T; W przypadku skanera o masie 9,4 t należy użyć tlenu o natężeniu 1,6 atm). Naczynie uszczelniające.
      UWAGA: W przypadku pól o wyższym natężeniu, do osiągnięcia T₁≤ 2 s^{84 wymagane będzie nieco wyższe ciśnienie parcjalne tlenu}.
   4. Napełnij zbiornik nieprzepuszczalny dla gazów 400 ml izotopowo wzbogaconego ksenonu (85% ¹²⁹Xe).
      UWAGA: Można również użyć ksenonu o naturalnej obfitości (26% ¹²⁹Xe), ale uśrednianie sygnału będzie musiało zostać zwiększone, aby złagodzić ~3-krotną redukcję SNR.
   5. Podłącz naczynie do zbiornika ¹²⁹Xe. Przewody próżniowe do ciśnienia bezwzględnego poniżej 100 mTorr.
   6. Napełnij otwarty usta, stołowy płyn N₂ Dewar do ~90%. Zanurz dno naczynia (~5 cm) w ciekłym azocie, aby skondensować_O2 i wytworzyć próżnię (Rysunek 3B). Gdy jesteś zanurzony, otwórz zawór, aby ¹²⁹Xe ze zbiornika mogło spłynąć do naczynia (Rysunek 3C).
   7. Uszczelnij zawór nurnikowy, powoli pociągając trzpień, aż otwór wlotowy w tłoku zostanie przeciągnięty przez O-ring. Natychmiast po tym, jak otwór przejdzie przez O-ring, dokręć ręcznie, aby uszczelnić naczynie. Wyjmij naczynie z ciekłego azotu i pozwól mu się rozmrozić.
      UWAGA: Po rozmrożeniu naczynie osiągnie ciśnienie do ~4.5 atm (2 atm O₂ + 2.5 atm ¹²⁹Xe).
   8. Chroń szkło (np. włóż naczynie do wyściełanego pojemnika z rury z polichlorku winylu (PVC), Rysunek 3D).
      UWAGA: Przy prawidłowej konserwacji fantom może utrzymywać ciśnienie przez dekadę lub dłużej.
   9. Zmierzyć T₁ fantomu (np. przy użyciu spektroskopowej sekwencji odzyskiwania inwersji). Potwierdź T₁ < 2 s dla skanerów 7 T. Sygnał torowy i T₁ w czasie w celu zapewnienia jakości (QA).

Rysunek 3: Tworzenie termicznie spolaryzowanego fantomu gazu ¹²⁹Xe zgodnie z protokołem opisanym w kroku 1.1. Ciśnienia cząstkowe O₂ i ¹²⁹Xe można zmienić, aby dostosować T₁ do uzyskania odpowiednich ¹²⁹Xe T₁ razy i siły sygnału przy danym natężeniu pola⁸⁴. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

2. Przeprowadź kontrolę jakości za pomocą termicznie spolaryzowanego fantomu gazu (Tabela 1 i Rysunek 4)".
   1. Umieść cewkę ¹²⁹Xe w izocentrum magnesu i wyśrodkuj fantom gazu ¹²⁹Xe w cewce. W pojedynczej sekwencji impulsu i akwizycji ("pojedynczy impuls") ustaw częstotliwość roboczą tak, aby odpowiadała przybliżonej częstotliwości gazu ¹²⁹Xe w fantomie (~83,07 MHz przy 7T).
   2. Wyśrodkuj częstotliwości akwizycji i wzbudzenia na częstotliwość ¹²⁹Xe Larmor i używaj tej częstotliwości do wszystkich skanów fantomowych i kontroli jakości ¹²⁹Xe. Patrz Tabela 1, aby zapoznać się z parametrami eksperymentalnymi dla wszystkich skanów QA. Upewnij się, że fantom jest wyśrodkowany za pomocą lokalizatora fantomu (Rysunek 4A).
   3. Wykonaj eksperyment nutacyjny, aby skalibrować kąt odwrócenia: Zakładając, że SNR jest wystarczający, użyj pojedynczych impulsów RF z odstępami czasu powtarzania (TR) > 5 x T₁. Przy każdej akwizycji stopniowo zwiększaj moc RF, aż sygnał zgaśnie i zacznie się odwracać. Standardem stosowanym tutaj jest: liczba impulsów = 65; TR = 10 s; czas trwania impulsu = 125 μs; Moc RF = 1-13,8 W, zwiększona o 0,2 W
   4. Transformacja Fouriera i faza pierwszego widma (tj. widma uzyskanego przy najniższej mocy RF). Zastosuj te same fazy dla wszystkich widm. Wykreśl rzeczywiste widma w funkcji mocy impulsu RF (Rysunek 4B).
   5. Moc, która wytwarza szczyt zerowy (tj. minimalną wysokość szczytu) odpowiada kątowi odwrócenia o 180°. Osiągnij kąt obrotu 90°, używając tej samej mocy przy połowie długości impulsu potrzebnej do uzyskania kąta obrotu 180°. Zakładając, że oprogramowanie skanera na to pozwala, ustaw tę moc odniesienia 90° i długość impulsu do późniejszego skalowania kąta odwrócenia.
   6. Użyj pojedynczego impulsu do podkładki, minimalizując pełną szerokość przy połowie maksimum ^{widma 129}Xe (TR ~ 1 s). W razie potrzeby wyśrodkuj częstotliwość po podkładkowaniu. Nagraj maksymalną połowę szerokości na całej szerokości.
   7. Uruchom skanowanie ¹²⁹Xe QA (Tabela 1 i Rysunek 4C). Rejestruj dane QA: SNR, średni sygnał fantomowy i odchylenie standardowe szumu.

Rysunek 4: Zapewnienie jakości przed skanowaniem. (A) Lokalizator fantomów koronalnych 2D GRE o niskiej rozdzielczości zapewnia, że fantom jest wyśrodkowany w magnesie. (B) Eksperyment nutacyjny w celu ustawienia impulsu 90° pokazuje pik zerowy przy impulsie 180°. (C) Po zlokalizowaniu i skalibrowaniu kąta odwrócenia uzyskaj obraz 2D GRE QA o wyższej rozdzielczości. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Skrót nazwy protokołu	Opis sekwencji	TR (ms)	TE (ms)	Średnie / Powtórzenia	Kąt odwrócenia (°)	Rozmiar matrycy lub Npkt.	FOV (mm2)	RF BW (kHz)	Grubość warstwy / płyty (mm)	Czas trwania skanowania
Pojedynczy impuls	Pulse acquire	1000		1 / 1	60	2048		10		1 s
Lokalizator fantomowy	2D GRE	200	3.7	20 / 1	48	60 × 32	120 × 48	3	60	2 min
Kalibracja kąta odwrócenia	Pulse acquire	7000		1 / 65	20	2048		5.12		7.5 min
129Xe QA	2D GRE	5000	3.3	8 / 1	90	322	322	3	40	21 min

Tabela 1: Parametry sekwencji zapewnienia jakości kalibracji fantomowej. TR = czas powtarzania, TE = czas echa, N_pts = liczba punktów, FOV = pole widzenia, BW = szerokość pasma. Kliknij tutaj, aby pobrać tę tabelę.

3. Polaryzacja planu (Rysunek 5A, B).
   1. Wybierz spolaryzowaną objętość ¹²⁹Xe i czas akumulacji: 400 ml w 15 minut jest optymalne dla tego protokołu (Rysunek 5), ale można je łatwo dostosować do innych zastosowań i urządzeń.
   2. Zakładając znaną objętość martwą w hiperpolaryzatorze (np. V_{objętość martwa} = 80 ml), oblicz natężenie przepływu (F_Xe w SLM) dla dozowanej objętości V_pożądane, frakcję gazu ¹²⁹Xe f i czas akumulacji t_wg:
      (1)
      UWAGA: Chociaż dłuższy czas produkcji zazwyczaj skutkuje wyższą polaryzacją, może nie być praktyczny w przypadku obrazowania in vivo. Użyj odpowiedniego modelu dla hiperpolaryzatora^85,86,87,88, aby określić natężenie przepływu, które zrównoważy czas produkcji i polaryzację. W tym przypadku użyto modelu J. W. Plummera i wsp.⁸⁹ (Rysunek 5A). Dotyczy to polaryzatorów o przepływie ciągłym i nie ma zastosowania do hiperpolaryzatorów o przepływie zatrzymanym⁹⁰.
   3. Spolaryzuj gaz zgodnie z tymi parametrami, zmierz polaryzację za pomocą urządzenia komercyjnego lub zbudowanego w domu i porównaj ją z przewidywaną polaryzacją dla QA.
   4. Zmierz utratę polaryzacji podczas transportu. Jeśli polaryzacja zmniejszy się o wystarczająco dużą wartość (np. >10%), zbuduj magnetyczną walizkę transportową, aby chronić polaryzację podczas transportu. Patrz Plik uzupełniający 1: Zarządzanie polaryzacją podczas transportu i Rysunek uzupełniający 1.

Rysunek 5: Zarządzanie polaryzacją. (A) Polaryzacja i wyprodukowana objętość są funkcją czasu akumulacji i natężenia przepływu. Worek gazu o pojemności 400 ml zapewnia wysoką polaryzację początkową (~35%) przez 20 minut. O ile użycie 1 litra gazu może wydawać się atrakcyjne, o tyle będzie on miał niższą polaryzację początkową (~20%). (B) Po ~15 minutach wentylacji, 1-litrowa partia HP ¹²⁹Xe wyczerpałaby się do <10% polaryzacji, podczas gdy pozostało 600 ml gazu¹¹⁶. Tak więc użycie wielu worków ^{400 ml 129}Xe utrzymuje wyższą średnią dostarczaną polaryzację. C) Miejsca, w których przecinają się pole główne i aktywne pole ekranujące (czerwona ramka w pozycji (N,N,N)) mogą powodować szybkie rozluźnienie HP ¹²⁹Xe. Scharakteryzowanie pola prążkowego magnesu pomaga zidentyfikować bezpieczne strefy, w których można umieścić zbiorniki HP ¹²⁹Xe bez gwałtownego relaksu (zielona ramka w pozycji (0,0,n)). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Plik uzupełniający 1: Zarządzanie polaryzacją podczas transportu. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

4. Zmierz zależny od położenia T₁ HP ¹²⁹Xe w polu prążkowym (Rysunek 5C).
   1. Utwórz punkty odniesienia ze znanymi odległościami i położeniami względem izocentrum magnesu wzdłuż wymiarów X, Y i Z. Oznacz izocentrum i oznacz pozostałe pozycje od n do N. Liczba stanowisk do zbadania będzie zależała od dostępnej przestrzeni.
   2. Hiperpolaryzuj małą objętość ¹²⁹Xe (~250 ml) i przetransportuj ją do sterowni MRI. Napełnij dużą strzykawkę (50-100 ml) ¹²⁹Xe i umieść ją w izośrodku wewnątrz magnesu (pozycja 1 w Rysunek 5C). Odtwórz impuls o kącie obrotu ~1°, aby zmierzyć sygnał.
   3. Pozostawić strzykawkę w tej pozycji na ~10 minut, a następnie pobrać inne spektrum. Mierz sygnał ponownie co 10 minut, aż sygnał zaniknie o co najmniej 1 T₁ (tj. sygnał zaniknie do ~1/3 swojej wartości początkowej).
   4. Rozpocznij nowy eksperyment_T1 z nową strzykawką ¹²⁹Xe, powtarzając krok 1.4.2.
   5. Przesuń strzykawkę do nowej pozycji (np. Pozycja n w Rysunek 5C) i pozostaw ją tam na 10 minut. Umieść strzykawkę z powrotem w izośrodku, aby uzyskać dodatkowe widmo kąta odwrócenia ~1°.
   6. Powtórz ten proces: przesunąć strzykawkę do pozycji n, odczekać 10 minut, włożyć ją z powrotem do izocentrum i ponownie zmierzyć sygnał, aż zaniknie co najmniej 1 T₁.
   7. Powtórz kroki 1.4.4 - 1.4.6 dla pozostałych pozycji odniesienia obejmujących kierunki X, Y i Z.
   8. Sygnał początkowy (S₀) będzie zanikał monowykładniczo przez n impulsów RF o kącie odwrócenia θ. Dopasuj sygnał (S) w funkcji czasu (t) w polu prążków, aby obliczyć T₁ w każdej pozycji:
      (2)
   9. Zidentyfikuj pozycję z wystarczającą ilością T₁ (>20 min) do umieszczenia zbiornika ¹²⁹Xe.
5. Tworzenie kaniul intubacyjnych bez użycia metalu (Rysunek 6).
   1. Zaopatrzyć się w dwa cewniki z politetrafluoroetylenu (PTFE) na stałe z łącznikami Luer. Wyrzuć igły do pojemnika na ostre odpady.
      UWAGA: W przypadku myszy >25 g należy użyć cewników 18 G i 20 G. W przypadku mniejszych zwierząt należy używać cewników 20 G i 22 G.
   2. Odetnij złącze Luer od cewników. Włóż mniejszy cewnik do górnego końca większego cewnika, aby utworzyć ostrzej zwężającą się i dłuższą kaniulę. Przytnij kompozytową kaniulę do ~4,6 cm ze ściętym końcem, nie uwzględniając podstawy Luer (Rysunek 6A, B).
   3. Odetnij szerszy koniec końcówki pipety o pojemności 200 μl na długość ~2,6 cm (Rysunek 6C).
   4. Pokryj wnętrze końcówki pipety ogólnym smarem antyadhezyjnym. Użyj drugiej końcówki pipety włożonej do środka, aby cienko rozprowadzić smar. Napełnij końcówkę pipety acetoksysilikonową pastą wulkanizacyjną epoksydową (Rysunek 6D, E).
   5. Zatkać kaniulę przewodem 22 G wystającym z obu końców. Przeprowadź rurkę kaniuli przez silikon w końcówce pipety. Wysuń rurkę ~7 mm poza koniec końcówki pipety (Rysunek 6F, G).
   6. Wsuń rurkę kaniuli po szerszej stronie końcówki pipety przez plastikowy męski łącznik Luer, sklejając elementy razem z żywicą epoksydową. Rurka ozdobna, która wystaje poza złącze Luer ( Rysunek 6H).
   7. Poczekaj, aż żywica epoksydowa wyschnie (>24 h), a następnie ostrożnie wyjmij silikonową kaniulę intubacyjną z formy końcówki pipety. Wyjmij drut z kaniuli, upewniając się, że rurka nie została zatkana (Rysunek 6I).
   8. Aby wykonać uchwyt ułatwiający intubację, podłącz rurkę (1/16" lub 1/8") do żeńskiego złącza Luer. Gdy będziesz gotowy do intubacji, podłącz to żeńskie złącze Luer do męskiej kaniuli intubacyjnej Luer. Ten element można łatwo odczepić po intubacji (Rysunek 6J).
   9. Zdezynfekuj przed każdym użyciem u zwierząt: przetrzyj zewnętrzną stronę kaniuli 70% alkoholem. Przetrzyj drut 20 G środkiem dezynfekującym, a następnie przeprowadź drut przez kaniulę, aby zdezynfekować wnętrze i upewnić się, że nie ma zatorów.

Rysunek 6: Tworzenie kaniul intubacyjnych myszy kompatybilnych z MRI i HP ¹²⁹Xe. Kaniule te są zbudowane z cewników żylnych, końcówek pipet i uszczelniacza silikonowego, jak opisano w kroku 1.5. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

2. Codzienne zbieranie danych

UWAGA: Zobacz Plik Uzupełniający 2: Lista kontrolna kontroli jakości skanowania przedklinicznego.

Plik uzupełniający 2: Lista kontrolna kontroli jakości skanowania przedklinicznego. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

1. Pełna codzienna kontrola jakości skanera i konfiguracja respiratora (Rysunek 4).
   1. W przypadku fantomów uruchom protokoły kontroli jakości na skanerze (patrz Tabela 1, aby zapoznać się z parametrami skanowania QA i krok 1.2, aby zapoznać się z codziennymi krokami kontroli jakości).
   2. Kalibrację respiratora zgodnie z metodą J. Nouls et al.³⁸. Patrz Plik uzupełniający 3: Kalibracja respiratora, Rysunek uzupełniający 2 i Rysunek uzupełniający 3.
   3. Ustawić ustawienia respiratora do obrazowania przy wdechu końcowym (Tabela 2). Umieść legowisko dla zwierząt na stojaku skanera, a moduł podtrzymywania życia (tj. części respiratora mechanicznego) na stole obok skanera.
   4. Aktywuj system ogrzewania zwierząt w zależności od miejsca. Ustaw grzejnik na 35.5 - 40 °C, włącz cyrkulację powietrza i umieść wąż powietrzny w odległości ~5 cali od miejsca, w którym będzie spoczywać głowa zwierzęcia, aby wstępnie ogrzać otwór skanera.

Ustawienia wentylacji	Rekomendacja dla HP 129Xe MRI	Uwagi
Objętość pływowa (TV)	8–10 mL/kg idealnej masy ciała	Umiarkowana telewizja; niska telewizja wymaga wyższego BR, co może powodować artefakty ruchu na obrazach
Dodatnie ciśnienie wydechowe (PEEP)	2–6 cmH2O
Częstość oddechów (BR)	80–120 br/min
Manewry rekrutacyjne (RMs)	~35 cmH2O przez 6 s co 5 min
Czas trwania wentylacji; Pozycja	< 6 godzin; leżąc na plecach	Na wznak, aby lepiej widzieć ruch klatki piersiowej
Frakcja wdychanego tlenu (FIO2)	0.3–0.5	Zapobiegaj niedotlenieniu u znieczulonych myszy
Stosunek wdechu do wydechu (I:E)	1:2–1:4
Inspirujący do całkowitego czasu trwania cyklu	0.2–0.4
minutowa wentylacja	≥0.57 mL·g-1·min-1
Nasze standardy:
BR = 80 br/min, czas trwania wdechu = 200 ms, FIO2 = 0.3
Obrazowanie na końcu-wdechu: wstrzymanie oddechu = 200 ms, opóźnienie spustu = 200 ms po rozpoczęciu wdechu
Obrazowanie podczas wstrzymania oddechu: wstrzymanie oddechu = 250 ms, opóźnienie wyzwalania = 250 ms po rozpoczęciu wdechu
Obrazowanie na końcu: wstrzymanie oddechu = 200 ms, opóźnienie wyzwalania = 650 ms po rozpoczęciu wdechu

Tabela 2: Zalecane ustawienia respiratora dla obrazowania ¹²⁹Xe. Parametry można precyzyjnie dostosować do konkretnych celów badania i warunków eksperymentalnych^{117,118,119,120,121,122,123,124}. Kliknij tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Plik uzupełniający 3: Kalibracja respiratora. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

2. Uspokoić i zaintubować zwierzę.
   1. Włączyć inkubator do temperatury 27,7 °C i/lub elektryczną poduszkę grzewczą do 37,7 °C. Zmierzyć i zapisać masę ciała zwierzęcia. Oblicz dawkowanie środka uspokajającego na podstawie masy. Tabela 3 przedstawia typowy schemat dawkowania.
   2. Środek uspokajający należy wstrzykiwać dootrzewnowo. Zanotuj czas wstrzyknięcia i ustaw minutnik dla następnej dawki środka uspokajającego.
      UWAGA: Pozostałe kroki opisane w Sekcji 2 (Codzienne gromadzenie danych) należy wykonać tak szybko, jak to możliwe, aby zminimalizować czas stosowania środków uspokajających i ryzyko przedawkowania.
   3. Nałóż smar do oczu zwierzęcia i umieść zwierzę w klatce na poduszce grzewczej lub w inkubatorze, aby zapobiec hipotermii.
   4. Upewnij się, że zwierzę jest w pełni uspokojone, wykonując test szczypania palca u nogi 10-15 minut po wstrzyknięciu środka uspokajającego⁶⁸. Zaintubuj zgodnie z procedurami opisanymi w Das et al.⁶⁹.
      UWAGA: Artykułowi autorstwa Das et al.⁶⁹ towarzyszy obszerna demonstracja wideo tej techniki. Kroki są następujące:
   5. Zawieś zwierzę na wznak za zęby na pochyłej desce. Użyj depresora języka gryzoni, aby wyciągnąć język.
   6. Aby struny głosowe były widoczne, dostarcz białe światło za pomocą światłowodowego w kaniuli intubacyjnej lub jasne światło umieszczone na zewnątrz gardła. Włóż kaniulę mniej niż 5 mm za struny głosowe.
   7. Upewnij się, że kaniula znajduje się w tchawicy, a nie w przełyku, podłączając ją do kawałka rurki z małą kropelką wody w środku. Jeśli kropla wody porusza się w rytm oddechów zwierzęcia, pozycja jest prawdopodobnie prawidłowa.

Agent	Dawka	Trasa	Czas trwania	Komentarze
Czynniki wdychane
Izofluran	Indukcja: 4%–5% Konserwacja: 1%– 3% lub do skutku	Wdychany	Podczas ciągłego przepływu	• Wymaga użycia skalibrowanego waporyzatora
Środki do wstrzykiwań
Zalecane: Ketamina + ksylazyna + acepromazyna	90 + 9 + 3 mg/kg	Dootrzewnowe	20–60 min	• Stwarza podatność na hipotermię
				• W przypadku wielokrotnego dawkowania zaleca się przejście na mieszaninę ketaminy + ksylazyny, aby zapobiec przedawkowaniu
				• Powoduje drżenie, gdy słabnie. W przypadku obrazowania należy ściśle przestrzegać schematu dawkowania
				• Może powodować bradykardię
Ketamina + ksylazyna	90 + 9 mg/kg	Intraperitoneal	20–40 min	• Patrz wyżej (Ketamina + ksylazyna + acepromazyna)
Pentobarbital	50 - 70 mg/kg	Dootrzewnowy	20–60 min	• Obniża częstość oddechów i ruch
				• Wydatek może być zbyt kosztowny
				• Klasa farmaceutyczna może być niedostępna
Zastrzeżenie: To są ogólne wytyczne. Skonsultuj się z weterynarzem, aby uzyskać więcej informacji przed wdrożeniem.

Tabela 3: Wspólny receptur znieczulający dla myszy. Kliknij tutaj, aby pobrać tę tabelę.

3. Przewietrzyć zwierzę (Tabela 2).
   1. Podłącz zwierzę do respiratora za pomocą złącza Luer na kaniuli intubacyjnej. Monitoruj ruch przepony i szczytowe ciśnienie wdechowe (~10-12 cm H₂O dla objętości oddechowej 10 ml/kg masy ciała). Jeśli ciśnienie lub ruch oddechowy jest nieprawidłowy, w razie potrzeby ostrożnie wyreguluj kąt i głębokość szyjki kaniuli.
   2. Upewnij się, że kaniula intubacyjna jest szczelna, wykonując manewr rekrutacyjny: zapobiegaj wydechowi (np. palcem zablokuj port wydechu) tak, aby zwierzę wdychało wiele razy bez wydechu.
      UWAGA: Jeśli ciśnienie w drogach oddechowych osiągnie 35 cmH₂O szczytowe ciśnienie wdechowe w ciągu ~6 s, uszczelnienie dróg oddechowych jest wystarczająco szczelne. Jeśli nie, zapoznaj się z dyskusją, aby uzyskać informacje na temat rozwiązywania problemów.
   3. Poczekaj, aż wznowisz normalny wydech. Wykonuj manewry rekrutacyjne między skanami i co ~5 minut, gdy nie skanujesz, aby utrzymać podatność płuc i zapobiec niedodmie. Podłącz zawór PEEP do przewodu wydechu. Ustaw PEEP na 4 cmH₂O. Obserwuj, jak szczytowe ciśnienie wdechowe wzrasta o tę wartość.
   4. Po udanej intubacji zaplanuj i zainicjuj produkcję HP ¹²⁹Xe zgodnie z harmonogramem ponownego dawkowania środka uspokajającego, aby zapobiec obudzeniu się zwierzęcia podczas skanowania. Monitoruj temperaturę ciała przez cały czas trwania eksperymentu.
4. Akwizycja danych: Zbieraj obrazy wentylacji.
   UWAGA: Kroki akwizycji danych 2.4, 2.5 i 2.6 można wykonać w dowolnej kolejności
   1. Ustawić respirator zgodnie z tabelą 2 do obrazowania przy wdechu końcowym.
   2. Załaduj następujące protokoły konfiguracji: lokalizator protonów dla zwierząt, pojedynczy impuls do wyśrodkowania częstotliwości gazu w płucach myszy i lokalizator zwierząt ¹²⁹Xe. Patrz Tabela 4, aby zapoznać się z parametrami skanowania.
   3. Ustaw zwierzę w izocentrum i upewnij się, że klatka piersiowa znajduje się w środku pola widzenia z lokalizacją protonów. Jeśli używasz cewek jednoczęstotliwościowych, zastąp cewkę protonową cewką RF ^{dostrojoną do 129}Xe.
   4. Zapisz polaryzację ¹²⁹Xe i przenieś ją do skanera MRI. Patrz Plik uzupełniający 4: Lista kontrolna kontroli jakości polaryzacji ksenonowej.
   5. Umieść worek ¹²⁹Xe w kanistrze wentylatora i zamknij. Podłącz kanister w linii z wentylatorem i poczekaj, aż kanister osiągnie ciśnienie (3 - 6 psig).
   6. Uruchomić wentylację mechaniczną ¹²⁹Xe. Za każdym razem, gdy aktywowana jest wentylacja ¹²⁹Xe, pozwól zwierzęciu wykonać ~5 oddechów przed rozpoczęciem skanowania, aby obrócić funkcjonalną pojemność resztkową płuc.
      UWAGA: Przełącz się na mieszaninę N₂/O₂ między ¹²⁹skanami Xe, aby oszczędzać gaz hiperpolaryzowany.
   7. Za pomocą pojedynczego impulsu dostosuj częstotliwość roboczą do częstotliwości rezonansu in vivo gazowego ¹²⁹Xe (~83,07 MHz przy 7 T). Skopiuj częstotliwość do wszystkich kolejnych skanów Xe fazy ^{gazowej 129}. Wykonaj lokalizację ¹²⁹Xe, aby potwierdzić, że płuca znajdują się w izocentrum.
   8. Załaduj i uruchom sekwencję wentylacji promieniowej ¹²⁹Xe. Monitoruj szczytowe ciśnienie wdechowe.
      UWAGA: Jeśli gaz ¹²⁹Xe wyczerpie się przed zakończeniem protokołu, szczytowe ciśnienie wdechowe gwałtownie spadnie. Worek ¹²⁹Xe o pojemności 400 ml może wentylować mysz o wadze 30 g przez ~ 24 minuty, gdy jest wentylowany 70% ¹²⁹Xe przy 80 oddechach na minutę przy objętości oddechowej 10 ml / kg idealnej masy ciała.
   9. Po zakończeniu skanowania przełącz się na wentylację mieszaniną_N2/_O2 i wyjmij pustą torbę ¹²⁹Xe.
   10. W przypadku obrazowania po wydechu należy zmienić czas wstrzymania oddechu i opóźnienie wyzwolenia zgodnie z Tabelą 2 i powtórzyć kroki 2.4.2 - 2.4.9.
   11. Wyeksportuj nieprzetworzone dane ze skanera.

Skrót nazwy protokołu	Opis sekwencji	Wyzwalacz	TR (ms)	TE (ms)	Powtórzenia	Kąt odwrócenia (°)	Rozmiar matrycy lub Npkt.	FOV (mm2)	RF BW (kHz)	Grubość warstwy/płyty (mm)	Czas trwania skanowania
Pojedynczy impuls	Impuls akwizycyjny (faza gazowa)	Opcjonalnie	1000		1	60	2048		10		1 s
Lokalizator zwierząt	2D GRE	Tak	50	1.7	1	60	642	322	3	25	60 s
Radial Ventilation	3D Multi-echo radial	Tak	20	Zobacz podpis	1	30	613	223	32.05	30	16 min
Pojedynczy impuls fazy rozpuszczonej	Pulse acquire (faza rozpuszczona)	Nie	80		1	90	512		10.35		80 ms
Specyfikacja dynamiczna fazy rozpuszczonej.	Pulse acquire (faza rozpuszczona)	Nie	50		1000	90	512		10.5		50 s
Dyfuzja ważona	2D GRE	Tak	12.2	8.1	4	45	642	322	3	1.5	18 min

Tabela 4: Parametry sekwencji in vivo. Opisana wcześniej sekwencja wentylacji radialnej 3D z wieloma echami ³⁹ uzyskuje obrazy z 6 czasami echa. Wyniki są pokazane dla pierwszego obrazu echa (TE = 1,12 ms, Rysunek 7). Kliknij tutaj, aby pobrać tę tabelę.

Plik uzupełniający 4: Lista kontrolna kontroli jakości polaryzacji ksenonowej. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

5. Akwizycja danych: Uruchom dynamiczną spektroskopię fazy rozpuszczonej.
   1. Ustawić respirator zgodnie z Tabelą 2 do obrazowania podczas wstrzymania oddechu. Ustaw BR na 100 oddechów/min. Przygotować się na nową torbę ¹²⁹Xe, jak w krokach 2.4.2 - 2.4.5.
   2. Uruchomić wentylację mechaniczną ¹²⁹Xe. Załaduj i uruchom pojedynczy impuls, aby dostosować częstotliwość roboczą do częstotliwości rozpuszczonej (~83,084 MHz przy 7 T). Skopiuj częstotliwość roboczą do dynamicznej spektroskopii w fazie rozpuszczonej.
      UWAGA: Będzie to pojedynczy pik u myszy z hemoglobiną typu dzikiego⁵⁴.
   3. Załadować i uruchomić sekwencję spektroskopii dynamicznej wyśrodkowaną na częstotliwości rozpuszczonej w płucach zwierząt. Po zakończeniu skanowania przełącz się na wentylację mieszaniną_N2/_O2 i wyjmij pusty worek ¹²⁹Xe. Wyeksportuj nieprzetworzone dane ze skanera.
6. Akwizycja danych: Zbieraj obrazy ważone dyfuzją.
   1. Ustawić respirator zgodnie z Tabelą 2 do obrazowania podczas wstrzymania oddechu. Przygotuj nową torbę ¹²⁹Xe, jak w krokach 2.4.2 - 2.4.7.
   2. Załaduj i uruchom sekwencję ważoną dyfuzją. Po zakończeniu skanowania przełącz się na wentylację mieszaniną_N2/_O2 i wyjmij pustą torbę ¹²⁹Xe. Wyeksportuj nieprzetworzone dane ze skanera.

3. Zakończenie eksperymentu

1. Odzyskaj zwierzę.
   1. Wyciągnij kaniulę intubacyjną prosto z pyska zwierzęcia. Jeśli zwierzę nie zacznie od razu spontanicznie oddychać, zastosuj lekkie uciskanie klatki piersiowej. Jeśli to możliwe, podaj lekki przepływ tlenu klasy medycznej w pobliżu twarzy zwierzęcia, aby wspomóc powrót do sedacji.
   2. Gdy zwierzę zacznie spokojnie samodzielnie oddychać i jeśli zwierzę było uspokojone przez >2 godziny, podaj podskórnie 0,5 - 1 ml zwykłej soli fizjologicznej, aby zapobiec odwodnieniu.
   3. Umieść zwierzę samo w klatce. Umieść klatkę w inkubatorze lub na poduszce grzewczej.
      UWAGA: Zwierzęta poddane działaniu środków uspokajających są podatne na kanibalizm i nie mogą być umieszczane w klatce ze współlokatorami, dopóki w pełni nie wyzdrowieją (tj. nie będą poruszać się samodzielnie). Zwierzęta w stanie uspokojenia nie mogą regulować temperatury ciała. Użyj grzbietu dłoni, aby wyczuć temperaturę zwierzęcia co kilka minut.
   4. Uważnie obserwuj zwierzę, dopóki nie powróci jego odruch prostowania (tj. może samodzielnie przewrócić się z pozycji leżącej na plecach do pozycji leżącej).
   5. Usuń zwierzę ze wspomagania cieplnego, gdy będzie w stanie samodzielnie się poruszać. Umieść zwierzę z powrotem w klatce z jego kolegami z klatki.
      UWAGA: jeśli zwierzę nie ma kolegów w klatce, jest bardziej podatne na hipotermię wywołaną sedacją. Zapewnij zwierzęciu dodatkowe posłanie i jeśli to możliwe, zostaw zwierzę na noc w inkubatorze.
   6. Rejestruj wagę zwierzęcia raz w tygodniu przez 2 tygodnie, aby monitorować jego stan zdrowia.
      UWAGA: Jeśli zwierzę doznało urazu jamy ustnej lub przełyku podczas intubacji, może przestać jeść. Jeśli zwierzę straci >20% swojej początkowej masy ciała, skonsultuj się z weterynarzem w sprawie eutanazji.
2. Analizuj obrazy wentylacji (Rysunek 7).
   1. Załaduj surowe dane do platformy programistycznej. Pobierz platformę rekonstrukcji typu open source dla obrazów innych niż kartezjańskie⁹¹.
   2. Rekonstruuj obrazy zgodnie z instrukcjami platformy open source. Znormalizuj pierwszy punkt w każdym rzucie promieniowym³⁹.
   3. Segmentuj miąższ płuc na obrazach, w tym woksele z niskim sygnałem Xe lub bez sygnału ¹²⁹Xe. Nie należy uwzględniać dużych dróg oddechowych. Podziel szum tła na segmenty obrazu, z wyłączeniem płuc, dróg oddechowych i artefaktów obrazowania.
      UWAGA: Obraz lokalizatora protonów może pomóc w określeniu granic miąższowych.
   4. Oblicz SNR za pomocą wzoru:
      (3)
   5. Określ ilościowo wadliwą wentylację.
      UWAGA: Zaproponowano różne metody ilościowego określania upośledzonej wentylacji w modelach małych zwierząt. Metody analizy pozostają otwartym obszarem badań, ale łatwe do wdrożenia podejścia obejmują: (i) Półilościową segmentację ręczną⁹², (ii) Podejście histogramowe wykorzystujące sygnał z tchawicy do normalizacji sygnału miąższowego⁴⁷, oraz (iii) Segmentacja całkowitej objętości płuc (TLV) i zdefiniowanie progu sygnału (np. <60% średniej całego płuca) w celu podzielenia płuc na objętość wadliwą i objętość płuc wentylowanych (VV). Quantify VDP^93,94 według:
      (4)
3. Analiza spektroskopii dynamicznej w fazie rozpuszczonej (Rysunek 8).
   1. Załaduj surowe dane do platformy programistycznej. Wykonaj szybką transformację Fouriera i fazuj widma (dla tego zastosowania wystarczające jest jednoczesne ręczne fazowanie widm zerowego rzędu).
   2. Oblicz standardowe dane magnetycznego rezonansu jądrowego (NMR)^95,96: SNR, połowa szerokości maks., obszar zintegrowany, przesunięcie chemiczne i faza obu pików.
   3. Na podstawie danych o wielkości podziel amplitudę sygnału widma rozpuszczonego przez amplitudę widma gazu dla każdego powtórzenia, aby znaleźć stosunek rozpuszczonego do gazu w czasie.
4. Analizuj obrazy ważone dyfuzją (Rysunek 9).
   1. Załaduj surowe dane do platformy programistycznej. Podzielić miąższ płuca na obraz b₀, jak w kroku 3.2.3. Oblicz stosunek sygnału do szumu (SNR) dla każdego obrazu o wartości b.
   2. Oblicz stosunek wartości sygnału do szumu, SVNR_0, dzieląc sygnał w każdym wokselu obrazu b₀ przez odchylenie standardowe szumu obrazu. Wyklucz woksele z SVNR₀ < 2,5 razy większym od szumu obrazu⁹⁷.
      UWAGA: SVNR₀ jest metryką pojedynczego woksela, podczas gdy SNR miąższu jest metryką całego płuca.
   3. Oblicz ADC, dopasowując zanik sygnału do wartości b (_{b i}) zgodnie z równaniem 5^98,99:
      (5)

Wyniki

Obrazy wentylacji

Jeśli procedury przygotowania i wentylacji zwierząt są prawidłowo wdrożone, obrazowanie radialne 3D może z powodzeniem uchwycić wzorce wentylacji, gdy akwizycja danych odbywa się zarówno przy wdechu, jak i wydechu (Rysunek 7). Chociaż obrazy te są zbierane przez wiele oddechów, opisana tutaj metoda jest podobna do metody obrazowania pojedynczego oddechu stosowanej u ludzi. Dzieje się tak dlatego, że wszystkie linie k-przestrzeni są zbierane w określonym momencie cyklu oddechu (np. wszystkie przy końcowym wdechu), kumulatywnie tworząc obraz reprezentatywny dla pojedynczego wdechu. Na tych obrazach główne drogi oddechowe (tchawica i oskrzela) są wyraźnie widoczne, nie ma żadnych oczywistych artefaktów obrazu, a miąższ płuc wydaje się w pełni napompowany z wysokim SNR (~15 lub wyższym, w zależności od początkowej polaryzacji). Chociaż jest to sprzeczne z intuicją, obrazy uzyskane podczas wdechu (Rysunek 7A, SNR = 15) wykazują niższy SNR niż te uzyskane w momencie wygaśnięcia (Rysunek 7B, SNR = 27). Jest to związane ze skromnym ciśnieniem napędowym i powolnym przepływem używanym podczas wentylacji tej myszy. W przypadku obrazów wdechowych, gaz HP nie został jeszcze w pełni wypłukany do miąższu płuc, co spowodowało, że ¹²⁹Xe (a tym samym sygnał) był skoncentrowany w większych drogach oddechowych. Efekt ten jest wizualnie wzmocniony przez skalowanie k-space podczas rekonstrukcji obrazu, ponieważ wysoki sygnał dróg oddechowych dominuje w zakresie dynamicznym danych. Niemniej jednak analiza powinna być prosta, jeśli miąższ jest podzielony na segmenty w taki sposób, że duże drogi oddechowe są pominięte.

Rysunek 7: Reprezentatywne obrazy wentylacji radialnej 3D u dorosłej myszy C57BL/6J uzyskane przy użyciu wcześniej opublikowanych metod³⁹. Podczas gdy oba obrazy mają stosunkowo wysoki SNR, obrazy przy wdechu (A) mają niższy SNR niż obrazy przy wydechu (B), głównie dlatego, że gaz ¹²⁹Xe nie zdążył jeszcze przedostać się do płuc. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Ważne jest, aby odróżnić patologicznie utrudnioną wentylację od innych przyczyn niskiego SNR. W Rysunek 7A, nie przewiduje się żadnych przeszkód wentylacyjnych (tj. niskiego VDP), ponieważ zwierzę było zdrową, dziką myszą. Jeśli wentylacja jest zakłócona, defekty zwykle pojawiają się jako obszary z niskim lub zerowym sygnałem ¹²⁹Xe. Niepatologiczne przyczyny niskiego sygnału często obejmują:

(i) Niska polaryzacja ¹²⁹Xe: Powoduje to niski SNR w miąższu płuc i drogach oddechowych bez towarzyszących artefaktów. Niska polaryzacja może być zwykle przypisana nieprawidłowemu przestrzeganiu procedur polaryzacji, depolaryzacji podczas transportu lub nadmiernej zawartości gazu_O2 w przewodzie doprowadzającym HP ¹²⁹Xe (np. z nieprawidłowo skalibrowanego wentylatora).

(ii) Kaniula intubacyjna włożona zbyt głęboko: Jeśli zostanie włożona zbyt głęboko do tchawicy, kaniula może odchylić się w dół lewego lub prawego oskrzela. Jeśli jest wystarczająco ciasno osadzony, objętość oddechowa całego płuca może być ograniczona tylko do kilku płatów i dróg oddechowych, podczas gdy reszta płuca nie otrzymuje żadnego. Jeśli tak się stanie, nadmiernie napompowane płaty mogą zostać uszkodzone i może być konieczne poddanie zwierzęcia eutanazji. Alternatywnie, końcówka kaniuli może mieć bezpośredni kontakt z tkanką. W tym przypadku ¹²⁹Xe będzie przede wszystkim ograniczony do wnętrza kaniuli, co spowoduje jasny sygnał z widocznie prostej rurki i minimalny sygnał w miąższu. W takim przypadku należy niezwłocznie skorygować pozycję kaniuli, a zwierzę powinno być monitorowane pod kątem oznak niepokoju (np. nieprawidłowych, nieobecnych lub asynchronicznych ruchów klatki piersiowej w porównaniu z respiratorem).

(iii) Kaniula intubacyjna umieszczona zbyt płytko: Gdy bolus gazu jest dostarczany zbyt płytko do jamy ustnej gardła, opór dla tego bolusa wpływającego do płuc może być większy niż opór dla tego bolusa przepływającego po zewnętrznej stronie kaniuli i na zewnątrz ust. Może to spowodować słabe napompowanie płuc. Stosunek sygnału do ssawicy może być wysoki, podczas gdy SNR w miąższu będzie niski. Artefakty ruchu mogą być obecne z powodu gazu przepływającego w górę tchawicy podczas pozyskiwania danych. Charakter artefaktu będzie się różnił w zależności od typu sekwencji (GRE, radialna itp.).

(iv) Nieprawidłowy czas akwizycji: Jeśli pulsowanie RF i akwizycja danych wystąpiły w okresach wdechowego lub wydechowego przepływu gazu, zwykle występują poważne artefakty ruchu - szczególnie podczas korzystania z sekwencji kartezjańskich - a miąższowy SNR będzie niski.

(v) Spontaniczne oddychanie: Jeśli zwierzę nie jest wystarczająco uspokojone podczas zbierania danych, spontaniczny ruch oddechowy zostanie nałożony asynchronicznie na wzorzec wentylacji mechanicznej. Spowoduje to zmienny przepływ ¹²⁹Xe z oddechu do oddechu, umiarkowane do ciężkich artefakty ruchowe i słaby SNR miąższu. Uważne śledzenie dawki i czasu stosowania środków uspokajających ma kluczowe znaczenie.

(vi) Śmierć zwierzęcia: W rzadkich przypadkach myszy mogą umrzeć (np. z powodu nieprawidłowego ułożenia kaniuli, niewystarczającego dostarczenia_O2, przedawkowania środków uspokajających lub ciężkiej patologii eksperymentalnej). Jeśli tak się stanie, tkanka płucna szybko sztywnieje, a miąższ płuc słabo się napompuje. Górna tchawica może pozostać jasna, ale miąższ płuc będzie miał bardzo słaby sygnał.

Spektroskopia wymiany gazowej

U ludzi, parametry pochodzące ze spektroskopii (np. intensywność sygnału, szerokość spektralna, przesunięcie chemiczne i faza) dają wgląd w dynamikę krążeniowo-oddechową i stan choroby^52,53. W przeciwieństwie do ludzi⁸⁶, dogs¹⁰⁰ i rats^20,101, widma całych płuc od myszy uzyskane, gdy ^{namagnesowanie 129}Xe jest ograniczone do miąższu płuca, wykazują pojedynczy, szeroki, rozpuszczony rezonans fazowy odpowiadający ¹²⁹Xe rozpuszczonemu w tkance błony naczyń włosowatych, osoczu krwi i krwinkach czerwonych⁵⁴ (Rysunek 8A, 197 ppm). Po przetransportowaniu przez przepływ krwi do bardziej dystalnych tkanek, ¹²⁹Xe wytwarza wyraźne częstotliwości rezonansowe z różnych tkanek, w tym tkanki tłuszczowej⁵⁴, mięśnie, istota szara i istota biała^102,103. Jednak ze względu na stosunkowo długie czasy tranzytu (kilka sekund) i skromną rozpuszczalność¹⁰⁴ (rozpuszczalność Ostwalda = 0,1 - 0,3), sygnały te są zazwyczaj słabe i obserwowane tylko podczas dedykowanych, ostrożnych eksperymentów. Wyjątkiem jest ¹²⁹Xe rozpuszczony w tkankach tłuszczowych (Rysunek 8A, 189 ppm). Z tych tkanek może pojawić się sygnał ¹²⁹Xe w ciągu kilku sekund (np. w ciągu pierwszych kilku oddechów podczas konfiguracji zwierzęcia). Co więcej, intensywność sygnału może być wysoka, ponieważ rozpuszczalność ^{Ostwalda 129}Xe jest prawie 20-krotnie większa w tkance tłuszczowej niż w osoczu krwi (tj. odpowiednio 1,7 vs 0,094 w temperaturze 37 °C¹⁰⁴). Oczekuje się również, że podłużne czasy relaksacji będą stosunkowo długie (in vivo T₁ wynosi ~20 s w lipidach¹⁰⁵ vs. 3-8 s w blood¹⁰⁶). W rezultacie sygnał ¹²⁹Xe z tkanki tłuszczowej może być stosunkowo wysoki w porównaniu z innymi tkankami.

Ze względu na różną dynamikę sygnału, eksperymenty spektroskopii ¹²⁹Xe mogą być dostosowane do badania tkanki tłuszczowej (np. do celu termometrii brunatnej tkanki tłuszczowej¹⁰⁷) lub poboru gazu w płucach poprzez wybór odpowiednich parametrów akwizycji. Gdy widma ¹²⁹Xe z płuc są rejestrowane przy ustawieniach opisanych w Tabeli 4 (tj. TR = 50 ms i kąt obrotu 90° wyśrodkowany na piku fazy rozpuszczonej), obserwuje się zarówno piki fazy gazowej, jak i fazy rozpuszczonej (Rysunek 8A,B). Warto zauważyć, że objętość gazu w płucu myszy jest 2-3 razy większa niż objętość tkanki, a rozpuszczalność ¹²⁹Xe w tej tkance wynosi tylko ~10%^{104,108,109,110,111.} Mimo to amplituda rozpuszczonego sygnału jest około 2-krotnie większa niż w fazie gazowej, ponieważ wzbudzenie fazy gazowej jest dalekie od rezonansu (~15 kHz przy 7 T; Rysunek 8B, SNR = odpowiednio 102 vs. 43). W związku z tym 20-30-krotnie większą pulę namagnesowania w fazie gazowej można przybliżyć jako stabilny (tj. niewyczerpany) zbiornik dla sygnału fazy rozpuszczania podczas statycznych części cyklu oddechowego.

Z nowym oddechem namagnesowania co ~600 ms i TR 50 ms, intensywność sygnału zarówno z fazy gazowej, jak i rozpuszczonej ¹²⁹Xe oscyluje. W przypadku sygnału gazowego można to przypisać zmianie całkowitej objętości gazu (tj. wysoka przy wdechu i niska przy wydechu). Sytuacja jest bardziej złożona w przypadku rozpuszczonego sygnału, ponieważ namagnesowanie gazu źródłowego,_T2* i objętość krwi włośniczkowej mogą się wahać wraz ze stanem nadmuchiwania. W rezultacie, stosunek amplitudy sygnału rozpuszczonego do gazu oscyluje również w odniesieniu do cyklu oddechowego (Rysunek 8C, średni stosunek rozpuszczonego do gazu = 1,9 ± 0,39).

Rysunek 8: Reprezentatywna spektroskopia dynamiczna u dorosłej myszy C57BL/6J. (A) Pojedyncze widmo impulsów pokazuje sygnał pochodzący od ¹²⁹Xe w fazie gazowej, rozpuszczony w tkance tłuszczowej (189 ppm) i rozpuszczony zarówno w błonie włosowatej, jak i tkankach krwi (197 ppm). (B) Spektroskopia dynamiczna pokazująca zmienne w czasie natężenie sygnału zarówno rozpuszczonego, jak i gazowego ¹²⁹Xe (czas powtarzania = 50 ms). Aby ułatwić wizualizację, wyświetlanych jest tylko pięć widm. Ukośne linie na osi czasu reprezentują podziały skali. (C) Stosunek amplitudy sygnału rozpuszczonego do gazowego w przedziale 2 s (odpowiadający czerwonej podziałce skali w panelu B wykazuje wyraźną zmienność w cyklu oddechowym (0,6 s na oddech). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Poniżej znajduje się lista czynników, które mogą zagrozić wynikom spektroskopii wymiany gazowej ¹²⁹Xe. W każdym przypadku prawdopodobnym wynikiem jest niski SNR, co może spowodować, że dopasowanie spektralne i wynikowe wskaźniki (np. stosunek amplitudy sygnału rozpuszczonego do gazu, przesunięcie chemiczne, szerokość widma i faza) będą niedokładne.

(i) Niewłaściwa częstotliwość pracy: Ze względu na znacznie większą objętość gazu i niską rozpuszczalność w tkankach, impulsy RF wyśrodkowane na częstotliwości fazy gazowej nie wytwarzają sygnału fazy rozpuszczonej. Impulsy RF powinny być wyśrodkowane na lub w pobliżu częstotliwości fazy rozpuszczonej.

(ii) Zbyt szerokie pasmo: Pasmo wzbudzenia powinno być na tyle szerokie, aby wzbudzić część fazy ^{gazowej 129}Xe, aby zmierzyć stosunek amplitudy sygnału rozpuszczonego do gazowego. Ale jeśli szerokość pasma jest zbyt szeroka, impuls wzbudzenia zniszczy namagnesowanie w fazie gazowej, zanim rozpuści się w tkance. Może to być postrzegane jako bardzo wysoki sygnał gazowy i niski lub zerowy sygnał fazy rozpuszczonej, mimo że impuls jest wyśrodkowany na częstotliwości fazy rozpuszczonej.

(iii) Niezoptymalizowany TR: Aby zbadać dynamikę sygnału podczas oddechu, twierdzenie Nyquista-Shannona o próbkowaniu wymaga, aby sygnał był próbkowany z co najmniej dwukrotnie większą częstotliwością (tutaj próbkowano 100 oddechów na minutę co 50 ms, czyli ~12x na oddech). W zależności od warunków eksperymentalnych możliwe jest dalsze badanie dynamiki sygnału krążeniowo-oddechowego przy szybszej częstotliwości próbkowania. Wyniki tych eksperymentów zależałyby od wielu czynników, w tym szerokości pasma wzbudzenia, częstości oddechów i tętna. Należy również wziąć pod uwagę czas wymiany ksenonu (tj. czas rozpuszczenia się ksenonu w tkance; ~56 ms⁵⁴) i czas przejścia przez płuca (tj. czas przepływu krwi z prawej do lewej komory; ~830 ms dla tętna ~436 uderzeń/min112). Zbyt częste pobieranie próbek spowoduje wczesne zniszczenie namagnesowania i słaby sygnał, ale zmniejszy również wpływ przepływu krwi. Rzadsze pobieranie próbek pozwoli na dalsze rozpuszczenie namagnesowania i wytworzenie większej ilości sygnału, ale stanie się ono bardziej zależne od przepływu krwi i mniej zlokalizowane w obszarach wymiany gazowej w pęcherzykach płucnych.

Obrazy ważone dyfuzją

Obrazy ważone dyfuzją, używane do ilościowego określania wielkości pęcherzyków płucnych i przestrzeni powietrznej, zostały rygorystycznie zweryfikowane na małych modelach zwierzęcych za pomocą tradycyjnych metod histomorfometrii^98,113,114. W tym miejscu ograniczyliśmy dyskusję do obrazowania 2D, selektywnego obrazowania warstwowego, aby zminimalizować czas skanowania i zużycie gazu, jednocześnie dopasowując wcześniej zatwierdzone protokoły⁹⁸. Do obliczenia ADC wystarczą co najmniej 2 obrazy o wartości b, a do zaawansowanych obliczeń morfometrycznych (takich jak średnia wartość liniowa) niezbędne są 4 lub więcej obrazów o wartości b. Akwizycja wielu obrazów o wartości b oferuje znaczącą zaletę poprzez zwiększenie dokładności obliczeń. W przeciwieństwie do obrazowania ludzi podczas pojedynczego wstrzymania oddechu, obrazowanie przedkliniczne na wielu oddechach zapewnia stale uzupełniany sygnał. Z tego powodu możliwe jest uzyskanie wielu obrazów o wysokiej wartości SNR b, ograniczonych jedynie ilością dostępnego gazu HP i czasem sedacji zwierząt. W tym przypadku uzyskaliśmy 7 obrazów o wartości b, każdy z SNR >15, przy użyciu 400 ml gazu ¹²⁹Xe w ciągu 18 minut skanowania (Rysunek 9). Sygnał na każdym obrazie zanika wraz ze wzrostem siły gradientu dyfuzji (wartość b). Ten zanik sygnału jest proporcjonalny do ADC ¹²⁹Xe w płucach. Duże drogi oddechowe można odróżnić od tkanki groniastej, porównując obrazy b₀ i b₆. W regionach, w których anatomicznie istnieje prawdopodobieństwo, że zawierają drogi oddechowe, piksele będą bardzo jasne na obrazie b₀, ale będą ciemne na obrazie b₆ (czerwone strzałki, Rysunek 9). Piksele te powinny być wyłączone z analizy miąższu płuc.

Rysunek 9: Reprezentatywne obrazy ważone dyfuzją w dorosłej myszy C57BL/6J. Duże drogi oddechowe (czerwone strzałki), przez które ¹²⁹Xe swobodnie dyfunduje po rozcieńczeniu tlenem, wykazują zwiększone tłumienie sygnału w stosunku do miąższu płuc. Powoduje to jasne drogi oddechowe na obrazie b₀ i drogi oddechowe o słabym sygnale na obrazie b₆. Myszy i szczury mają podobnie małe wartości ADC w porównaniu z ludźmi, ale wartości będą zależeć od czynników biologicznych i eksperymentalnych, takich jak wiek, objętość oddechowa, ciśnienie i parametry dyfuzji. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

ADC tej zdrowej, dorosłej myszy typu dzikiego podąża za oczekiwanym wynikiem na podstawie literatury, jej wieku, SNR, parametrów akwizycji i innych. Czynniki, które mogą mieć szkodliwy wpływ na precyzję i dokładność wyników ADC, obejmują:

(i) Low SNR: Co ważne, niski SNR na obrazach skłania obliczenia ADC do niższych wartości^99,115. Z tego powodu wykluczamy woksele o SVNR₀ < 2,5-krotności szumu obrazu⁹⁷.

(ii) Niewłaściwa segmentacja: Słaba segmentacja (np. użycie progowania sygnału bez wizualnej kontroli jakości) może zniekształcić wyniki. Jeśli obrazy zawierają artefakty (np. te spowodowane ruchem), mogą one przekroczyć próg i zostać błędnie sklasyfikowane jako miąższ. Co więcej, szczególnie ważne jest wykluczenie pikseli w pobliżu dużych dróg oddechowych, ponieważ częściowe efekty głośności mogą skłaniać ich ADC do wyższych wartości.

(iii) Źle skalibrowany wentylator: Ogólnie rzecz biorąc, rozcieńczenie ¹²⁹Xe lżejszymi gazami (np. O₂ lub N₂) może przesunąć ADC w kierunku wyższych wartości, więc wentylacja za pomocą znanych mieszanin gazów jest konieczna do porównań ilościowych. W przypadku wentylacji za pomocą mieszaniny ¹²⁹Xe/O_{2 wzrost} stężenia tlenu przed podaniem zwiększy relaksację T₁ i zmniejszy namagnesowanie ¹²⁹Xe w rurze doprowadzającej gaz, zmniejszając w ten sposób SNR.

(iv) Derekrutacja płuc: U zwierząt znieczulonych i wentylowanych mechanicznie, z czasem może dojść do zapadnięcia się pęcherzyków płucnych (niedodmy). Kiedy dzieje się to podczas wentylacji o stałej objętości, ta sama objętość oddechowa jest z konieczności redystrybuowana do pęcherzyków płucnych, które pozostają rekrutowane. W miarę rozwoju umiarkowanej do ciężkiej niedodmy reszta płuc może stać się nadmiernie napompowana, powodując uraz i zwiększony ADC w tych regionach. Regularne manewry rekrutacyjne i PEEP zapobiegają zapadaniu się pęcherzyków płucnych, pozwalają uniknąć zmniejszonej podatności płuc i minimalizują ryzyko uszkodzenia płuc, które może zniekształcić wyniki ADC.

(v) Słabe dopasowanie danych: Metoda szacowania ADC musi być brana pod uwagę. Dopasowanie logarytmiczno-liniowe jest najbardziej wydajne obliczeniowo, ale wprowadza odchylenie w obrazach o niskim SNR. Dlatego najlepiej nadaje się do obrazów o wysokim stosunku do ceny (SNR) (>20). Metoda ważonej linii zmniejsza to odchylenie i jest odpowiednia dla obrazów o SNR > 15. Estymacja bayesowska może dać oszacowania ADC z niską niepewnością nawet przy SNR <10, ale jest kosztowna obliczeniowo⁹⁹.

(vi) Nieoptymalny czas dyfuzji: Na optymalny czas dyfuzji wpływa maksymalna siła gradientu skanera MRI oraz promień ziarniastych dróg oddechowych u myszy (promień ~100 μm⁴⁹), który jest w przybliżeniu trzy razy mniejszy niż u ludzi. Aby zapewnić optymalne warunki, czas dyfuzji ustala się tak, aby osiągnąć długość dyfuzji większą niż średni promień wyrostka zębodołowego, ale mniejszą niż średnia długość przewodów pęcherzykowych. Optymalny czas dyfuzji dla maksymalnej siły gradientu specyficznego dla danego miejsca można określić za pomocą metod opisanych przez Sukstanskii i Yablonskiy⁴⁹. Użycie nieoptymalnego czasu dyfuzji może prowadzić do nieliniowych spadków ¹²⁹Xe ADC, komplikując interpretację wyników.

(vii) Suboptymalne wartości b: Istnieje kompromis między maksymalizacją SNR a maksymalizacją stosunku kontrastu do szumu (CNR) generowanego na obrazach o wartości b. Jeśli CNR jest poświęcany przez użycie tylko niskich wartości b (tj. dyfuzyjny zanik sygnału, tak jakby uzyskiwano tylko pierwsze 3 obrazy o wartości b w Rysunek 9), to oszacowanie ADC będzie niedokładne z powodu złego dopasowania. Jeśli waga dyfuzyjna jest zbyt silna, wynikowy SNR będzie niewystarczający, a ADC będzie skłaniał się ku niższym wartościom.

Dyskusja

Hiperspolaryzowany rezonans magnetyczny ¹²⁹Xe staje się wyrafinowaną i potężną techniką badania mikrostruktury i funkcji płuc w małych modelach zwierzęcych. Protokół ten ma na celu ukierunkowanie wstępnego przygotowania miejsca i opisanie procedur eksperymentalnych potrzebnych do ilościowego określenia wentylacji, dyfuzji i wymiany gazowej w płucach myszy za pomocą HP ¹²⁹Xe. Kluczowe warunki wstępne dla eksperymentów obejmują ustanowienie fantomu ^{gazu 129}Xe i zapewnienie, że do zwierzęcia dostarczana jest wysoka polaryzacja gazu. To ostatnie wymaga starannego zaplanowania parametrów polaryzacji, złagodzenia strat polaryzacji podczas transportu gazu (np. zbudowania magnetycznej walizki transportowej) oraz scharakteryzowania (i najlepiej uniknięcia) relaksacji T₁ w polu granicznym przedklinicznego magnesu MRI^116,125. Równolegle z rozwojem niezbędnej infrastruktury HP ¹²⁹Xe konieczne jest ustanowienie solidnych protokołów i procedur postępowania ze zwierzętami. Obejmują one skuteczną sedację, która umożliwia solidną wentylację mechaniczną, niepowodującą uszkodzeń intubację umożliwiającą badania podłużne oraz strategie wentylacji, które równoważą potrzebę dostarczania wysokiego namagnesowania ¹²⁹Xe z bezpiecznymi i fizjologicznie istotnymi warunkami wentylacji.

Do pewnego stopnia opisane tutaj metody, procedury i wyniki zależą od konkretnego używanego sprzętu (np. respiratora, polaryzatora i typu skanera MRI). Jeżeli dostępny jest alternatywny sprzęt, techniki eksperymentalne mogą być stosunkowo łatwo modyfikowane. Ponadto można zoptymalizować codzienne procedury zapewnienia jakości (krok 1.2, rysunek 4 i tabela 1). Skrupulatne prowadzenie dokumentacji przez ~30 minut kontroli jakości ma kluczowe znaczenie podczas tworzenia nowej lokalizacji. Umożliwia wczesne wykrywanie problemów sprzętowych i możliwość ich wykluczenia podczas rozwiązywania problemów. Po dokładnym scharakteryzowaniu codziennych zmian w wskaźnikach kontroli jakości, kalibracja kąta odwrócenia i ~21-minutowe skanowanie QA mogą zostać zmniejszone w celu zwiększenia wydajności. Ponadto ogólne podejście można rozszerzyć na inne popularne gatunki małych zwierząt (np. szczury i króliki) poprzez dostosowanie dawek środka znieczulającego, ustawień respiratora i parametrów akwizycji. Podstawowe protokoły można wykorzystać do zbadania fizjologii zależnej od respiratora, takiej jak wpływ częstości oddechów, objętości i poziomów PEEP na wymianę gazową lub rekrutację pęcherzyków płucnych. Jeśli dane podłużne nie są wymagane lub badanie podłużne zostało zakończone, kaniula intubacyjna umożliwia płukanie oskrzelowo-pęcherzykowe lub szybkie ustabilizowanie płuc i pobranie do konwencjonalnych analiz (np. pomiarów histologicznych lub morfometrycznych). Co więcej, potencjał modyfikacji tego protokołu rozciąga się na sekwencje i parametry MRI, co stanowi dynamiczny aspekt badań ¹²⁹Xe MRI.

Umieszczenie kaniuli ma kluczowe znaczenie dla bezpieczeństwa zwierząt i jakości obrazu. Ponieważ kaniula intubacyjna nie jest sztywno przymocowana – na przykład poprzez zszycie wokół tchawicy – stosunkowo niewielkie przemieszczenia (np. ruchy podczas podłączania sprzętu do monitorowania fizjologicznego) mogą zerwać hermetyczne uszczelnienie z tchawicą. To hermetyczne uszczelnienie jest niezbędne do manewrów rekrutacyjnych (szczytowe ciśnienie wdechowe ~35 cm H₂O), które mają kluczowe znaczenie dla utrzymania podatności płuc i zapobiegania niedodmie. Jeśli manewr rekrutacyjny nie osiągnie docelowego ciśnienia, badacz musi rozważyć strategie korekcyjne w kontekście celów badania (np. obrazowanie zależne dyfuzją vs. obrazowanie wentylacji; pojedynczy punkt czasowy vs. podłużny). Strategie łagodzące mogą obejmować: 1) usunięcie kaniuli i ponowną intubację, 2) dostosowanie pozycji kaniuli w celu zwiększenia kontaktu ze ściankami tchawicy, gdy jest ona nadal włożona, oraz 3) kontynuowanie eksperymentu bez uzyskania gazoszczelnego uszczelnienia. Z punktu widzenia wierności danych, reintubacja jest najbardziej niezawodną opcją, ale może być czasochłonna i prowadzić do niepożądanego rozpadu namagnesowania ¹²⁹Xe. Regulacja pozycji kaniuli jest szybsza, ale należy ją wykonywać ostrożnie, ponieważ niesie ze sobą większe ryzyko kontuzji. Kontynuowanie eksperymentu bez RM jest najlepiej stosowane, gdy mysz będzie wentylowana przez <20 minut, aby uniknąć wywołanych niedodmą zmian w dynamice płuc¹¹⁷.

Poza oczywistą potrzebą bezpiecznego obchodzenia się ze zwierzętami, kluczem do opracowania solidnego i niezawodnego programu MRI za pomocą myszy HP ¹²⁹Xe — i rozwiązywania problemów z nim związanych — jest skrupulatne prowadzenie dokumentacji. W przypadku produkcji HP ¹²⁹Xe zaleca się śledzenie mocy lasera, czasu akumulacji, natężenia przepływu i polaryzacji. Podczas obrazowania fantomowego i spektroskopii najlepiej jest rejestrować SNR obrazu, pozycję szczytu, szerokość linii widmowej oraz moc RF potrzebną do uzyskania impulsu 90°. W przypadku obrazowania in vivo podobne dane dotyczące kontroli jakości powinny być rejestrowane wraz z parametrami monitorowania fizjologicznego (szczytowe ciśnienie wdechowe, temperatura ciała itp.) oraz szczegółowym harmonogramem zdarzeń związanych z obchodzeniem się ze zwierzętami. Kilka kluczowych elementów wyposażenia może ułatwić rozwiązywanie problemów z respiratorem. Należą do nich czujnik_O2 , spirometr dla małych zwierząt oraz manometr do kalibracji wentylacji i ciśnienia PEEP. Oscyloskop i woltomierz mogą pomóc w potwierdzeniu, że czas pracy respiratora jest precyzyjny i dopasowany do bramkowania skanera MRI. Wreszcie, ręczny gaussmetr jest niezbędny do potwierdzenia integralności magnetycznej walizki transportowej, jeśli jest ona wymagana do transportu. Jeśli chodzi o rozwiązywanie problemów z sekwencją MRI, zaleca się użycie zarówno fantomu gazowego opisanego w tym protokole, jak i strzykawki wypełnionej gazem HP. Użycie strzykawki zawierającej gaz HP ¹²⁹Xe jest szczególnie korzystne w przypadku rozwiązywania problemów z sekwencjami ważonymi dyfuzją, ponieważ dokładność danych można ocenić na podstawie tego, czy odzwierciedlają one znaną prawdę podstawową: współczynnik swobodnej dyfuzji czystego ¹²⁹Xe w strzykawce.

Przy stosowaniu tego protokołu należy wziąć pod uwagę kilka ograniczeń. Po pierwsze, zależy to od specjalistycznego sprzętu i wiedzy specjalistycznej, co zmniejsza dostępność dla nowych lokalizacji. Jednak wraz z niedawnym zatwierdzeniem przez organy regulacyjne do użytku klinicznego w USA, oczekuje się, że liczba ośrodków wyposażonych w ¹²⁹funkcji Xe MRI wzrośnie. Technika ta jest również ograniczona przez nieodłączne ograniczenia hiperspolaryzowanego gazu, w tym stosunkowo krótki czas trwania polaryzacji i potrzebę szybkiego pozyskiwania danych. Zastosowanie respiratora mechanicznego zazwyczaj poprawia stosunek sygnału do szumu obrazu i z natury rzeczy pozwala uniknąć artefaktów ruchu, ale maskuje naturalną dynamikę oddychania, którą można uchwycić za pomocą urządzenia do swobodnego dostarczania gazu. Ponadto wyniki uzyskane na modelach małych zwierząt przy użyciu tego protokołu powinny być interpretowane ostrożnie przy ekstrapolacji na fizjologię człowieka, biorąc pod uwagę znaczne różnice między gatunkami. Kolejnym ograniczeniem jest trudny charakter intubacji doustnej i wentylacji mechanicznej, które są trudne u myszy ważących mniej niż 25 g. Może to wykluczać samce w wieku poniżej ~8 tygodni i samice w wieku poniżej ~20 tygodni, chyba że stosuje się dedykowany sprzęt i procedury. Najbardziej rażącym ograniczeniem tego protokołu jest brak programowania impulsów i zaawansowanych technik rekonstrukcji obrazu. Włączenie takich metod do uogólnionego protokołu jest niepraktyczne ze względu na ich skomplikowane szczegóły techniczne i specjalistyczną wiedzę. Wreszcie, protokół ten opisuje podstawowe wskaźniki ilościowe, takie jak SNR, VDP i ADC, ale nie bardziej zaawansowane miary, takie jak regionalna wentylacja frakcyjna, morfometria dyfuzyjna i obrazowanie wymiany gazowej. Te zaawansowane metryki będą łatwiejsze do wdrożenia po skonfigurowaniu podstawowej infrastruktury opisanej w tym miejscu.

Chociaż rezonans magnetyczny małych zwierząt za pomocą gazu HP ¹²⁹Xe jest wymagający pod względem zasobów i wymagający doświadczalnie, może znacznie przyspieszyć przedkliniczne badania płuc. Oferuje minimalnie inwazyjny i czuły sposób ilościowego określania wentylacji regionalnej, wielkości pęcherzyków płucnych i przestrzeni powietrznej oraz dynamiki wymiany gazowej. W związku z tym może stanowić unikalny sposób oceny fizjologii płuc, postępu choroby i interwencji terapeutycznych w czasie. W związku z tym stanowi postęp w stosunku do tradycyjnych technik przedklinicznych, w tym histologii, analiz biochemicznych, metod obrazowania jonizującego i inwazyjnych pomiarów mechaniki płuc. Co więcej, rezonans magnetyczny ¹²⁹Xe u małych zwierząt pozostaje aktywnie rozwijającą się poddziedziną badań, a zrównoważenie odpowiedniej fizyki obrazowania z wymaganiami przedklinicznymi samo w sobie stanowi znaczne możliwości badawcze. Wreszcie, w miarę jak kliniczny ^{rezonans magnetyczny 129}Xe staje się coraz szerzej akceptowany i stosowany klinicznie, możliwości badań translacyjnych między myszą a człowiekiem i z powrotem będą z czasem rosły.

Rysunek uzupełniający 1: Schemat obwodu magnetycznej walizki transportowej. Elektromagnes wykonany z emaliowanego drutu miedzianego, L1, jest połączony równolegle z V1, 12-woltowym, szczelnym akumulatorem kwasowo-ołowiowym. Rezystancję rezystora R1 można wybrać tak, aby kontrolować prąd przez V1 i L1. Lampka sygnalizatorowa LED, R2 i D1, jest również okablowana równolegle z V1. Włącznik dwufunkcyjny S1 jest połączony szeregowo z przełącznikiem V1. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

Rysunek uzupełniający 2: Wyniki kalibracji respiratora dla azotu. Objętość wydalana z 30 oddechów została zmierzona w trzech powtórzeniach. Przeprowadzono regresję liniową w celu określenia ciśnienia napędowego niezbędnego do wytworzenia odpowiednich ilości gazu. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

Rysunek uzupełniający 3: Ściągawka dotycząca ustawień ciśnienia w respiratorze. Wyniki nachylenia i punktu przecięcia wynikające z regresji liniowej każdego gazu są używane w równaniu S1. Równanie to wykorzystano do wyznaczenia ciśnienia napędowego niezbędnego do wytworzenia objętości oddechowej wynoszącej 10 ml/kg idealnej masy ciała dla mieszanin gazów 70% N₂ + 30% O₂ i 70% ¹²⁹Xe + 30% O₂ dla odpowiedniej masy ciała. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Strzykawka 1 ml	fisher scientific	Nr katalogowy14-955-464	https://www.fishersci.com/shop/products/sterile-syringes-single-use-12/14955464
10 mL cylinder z podziałką	Cole-Parmer	UX-34502-69	https://www.coleparmer.com/i/cole-parmer-essentials-graduated-cylinder-glass-hexagonal-base-10-ml-2-pk/3450269?PubID=UX&persist=true&ip=no& _source=1& gclid=CjwKCAi A6KWvBhAREiwAFPZM7h3do -ssjascARuVviKd7V7kC5ztdIB6 _70DnMr-K3qk9RKeJ7-IrhoCeT 0QAvD_BwE
18 G - cewniki dożylne PFTE (niesterylne)	Terumo Surflo	SROX1832CA	https://www.shopmedvet.com/product/iv-catheter-18-x-1-25inch?r=GSS17&p=GSS17&utm_source= google& utm_medium=google_ zakupy& _source=1& gclid= CjwKCAiA0bWvBhBjEiwAtEsoW 4oTvZkAgWQCda6ocVtQlulVrG 2536FNbu5soMVSFN8xK_g1Uh pXIRoCGwoQAvD_BwE 20
G - cewniki żylne PFTE (niesterylne)	Terumo Surflo	SROX2051CA	https://www.shopmedvet.com/product/iv-catheter-20-x-2inch?r=GSS17&p=GSS17&utm_source =google& utm_medium=google_ zakupy& _source=1& gclid= CjwKCAiA0bWvBhBjEiwAtEsoW 87ggCkgToD_XF_UgpQBTpmN dgSNfCml6TkDKlW8k27Dq_daR itPuhoCnBQQAvD_BwE
22 G - cewniki dożylne PFTE (niesterylne)	Terumo Surflo	SROX2225CA	https://www.shopmedvet.com/product/iv-catheter-22-x-1inch?r=GSS17&p=GSS17&utm_source= google& utm_medium=google_ zakupy& _source=1& gclid =CjwKCAiA0bWvBhBjEiwAtEso W9IM6mpee6m7e-lBfR8dZhSN KYbMUs7qgEU4gYCRTW_rJAs W_lGkthoCm30QAvD_BwE
400 mL worki przetrząsacz	Jensen Inert Products	GST-001S-3507TJC	NA
60 mL strzykawka	fisher scientific	Numer katalogowy14-955-461	https://www.fishersci.com/shop/products/sterile-syringes-single-use-12/14955461
70% alkoholu	Cole-Parmer	UX-80024-34	https://www.coleparmer.com/i/labchem-isopropyl-alcohol-70-v-v-500-ml/8002434?PubID=UX&persist=true&ip= no& _source=1& gclid=CjwKC AiA6KWvBhAREiwAFPZM7gGh p8g7MBHBBKadaRCAwfEMgV gna5fhYRsuXIuqoqOiToCC4fem nhoCGMEQAvD_BwE
Dewar do ciekłego azotu	Terra Universal	4LDB	https://www.laboratory-equipment.com/tw-4ldb-liquid-nitrogen-dewar-ic-biomedical.html?srsltid=AfmBOooxwMtOA1Z2TweR P8V5Iy5EvYT3alZuzoiY 3UF3Ib9RgFnDxVTfWP0
Odświeżanie smaru do oczu		ODŚWIEŻ PO POŁUDNIU	https://www.refreshbrand.com/Products/refresh-pm
Lampa światłowodowa	AmScope	HL250-AY	https://amscope.com/products/hl250-ay?tw_source=google & tw_adid=& tw_campaign= 16705014684& _source= 1& gclid=CjwKCAiA6KWvBhA REiwAFPZM7p-DpyvHJaGxR pAD1385hzGf1oPdKHHLFDR Sp8yrtxry11SNJeJnKxoCtAoQ AvD_BwE
Gaussmeter	Apex Magnesy	GMHT201	https://www.apexmagnets.com/magnets/accessories/ht-digital-gaussmeter-with-peak-hold-can-display-gauss-or-tesla
Naczynie szklane (fantomowe)	Ace Glass	8648-24	https://aceglass.com/results.php?t=8648-24&t=8648-24
Poduszka grzewcza	Office Depot	9206211	Pure Enrichment PureRelief Express Designer Series Poduszka grzewcza 12 x 15 Palm Aqua - Office Depot
Hiperpolaryzator	Polarean	9820	https://polarean.com/xenon-mri-platform/
Płyta do intubacji	Hallowell EMC	000A3467	https://hallowell.com/product/rodent-tilting-workstand/
Materiały do intubacji	Lista części opublikowana gdzie indziej	NA	https://app.jove.com/t/50318/a-simple-method-of-mouse-lung-intubation
Cylinder ksenonowy wzbogacony izotopowo	Izotopy Linde	XE-129(1%)N2(10%)HE CGMP 302SZ	NA
Ciekły azot	Linde	NI LC160-22	https://www.lindedirect.com/store/product-detail/nitrogen_n2_nitrogen_liquid _lc160_22_psi_ni_lc160_22 /ni-LC160-22?cat_id=sklep& node=b89
Męski poślizg luer	Cole-Parmer	UX-21943-27	https://www.coleparmer.com/i/diba-omnifit-t-series-solvent-waste-cap-adapter-polypropylene-male-luer-slip-x-1-16-id-hose-barb-5-pk/2194327
Manometr	Grainger	3T294	https://www.grainger.com/product/3T294?gucid=N:N:PS: Płatne:GGL:CSM-2295:4P7A1P: 20501231& _source=1& gclid =CjwKCAiAi6uvBhADEiwAWiyR dltxrPJmmcm0bFiYLuPrB25HV QFdEfKMBqvgJBNdQUs3DZ7b TLr8CRoCanAQAvD_BwE& gclsrc=aw.ds
Wentylator Minivent	harvard apparatus	73-0044	https://www.harvardapparatus.com/minivent-ventilator-for-mice-single-animal-volume-controlled-ventilators.html
Dziurkacz do uszu myszy	fisher scientific	13-812-201	https://www.fishersci.com/shop/products/fisherbrand-animal-ear-tag-punch/13812201
Depresor języka myszy	Narzędzia medyczne	VRI-617	https://medical-tools.com/shop/rodent-tongue-depressor.html
Waga dla myszy	Cole-Parmer	UX-11712-12	https://www.coleparmer.com/i/adam-equipment-cqt2000-core-portable-balance-2000g-x-1g-220-v/1171212?PubID=UX&persist=true&ip=no& _source=1& gclid=CjwKCAiA6K WvBhAREiwAFPZM7iYnAG5Ilc Z5DZWrdJ6wcLDZSCSfNJHOH m2PQOpyyWe0TjFa75R3tBoCjB sQAvD_BwE
Skaner MRI	System poziomy Bruker	7T Biospec	https://www.bruker.com/de/products-and-solutions/preclinical-imaging/mri/biospec.html
Multimetr	Home Depot	1007898529	https://www.homedepot.com/p/Klein-Tools-600-Volt-Digital-Multi-Meter-Manual-Ranging-MM325/320822947
Naturalna obfitość ksenonu	Izotopy Linde	Igła UN 2036	NA
	fisher scientific	305194	https://www.fishersci.com/shop/products/bd-general-use-precisionglide-hypodermic-needles-20/148266C?keyword=true
Bezpieczny uchwyt na strzykawkę	fisher scientific	NC2703873	https://www.fishersci.com/shop/products/ndlsafe-ii-syr-uncap-deca/NC2703873#?keyword=needlesafe
Butla z azotem	Linde	NI MK	https://www.lindedirect.com/store/product-detail/nitrogen_n2_nitrogen_nf_k/ni-m-k?cat_id=shop&node=b89
Butla tlenowa	Linde	OX M-K	https://www.lindedirect.com/store/product-detail/oxygen_o2_oxygen_usp_k/ox-m-k?cat_id=shop&node=b90
Czujnik tlenu	Apogee instruments	MO-200	https://www.apogeeinstruments.com/mo-200-oxygen-sensor-with-handheld-meter/
Czujnik tlenu inline flowhead	Apogee instruments	AO-002	https://www.apogeeinstruments.com/ao-002-oxygen-meter-sensor-flow-through-head/
Zawór PEEP	Hallowell EMC	000A6556A	https://hallowell.com/product/adjustable-peep-valve-with-exhaust-port-range-5-20cm-disposable/
Końcówki do pipet	fisher scientific	Numer katalogowy.02-707-108	Fisherbrand Rack-Stack Oszczędzające miejsce końcówki: 101-1000 L standard; Niebieski; Objętość: |
Zawór nurnikowy Fisher Scientific	Ace glass	8648-20	https://www.aceglass.com/results.php?t=8648
Cewka przedkliniczna	Doty scientific	na zamówienie	https://dotynmr.com/products/bmax-xy-low-e/
Regulatory ciśnienia	Cole-Parmer	UX-98202-11	https://www.coleparmer.com/i/cole-parmer-single-stage-regulator-1500-scfh-capacity-346-cga-fitting/9820211?PubID=UX&persist=true&ip=no& _source=1& gclid=CjwKCAi A6KWvBhAREiwAFPZM7pruR xCAiaj52nA_8Y1nveQZRsD6B f0QO65o2DKFYqRoz0PopSkX QxoCxqcQAvD_BwE
Wentylator spadkowy	Lista części opublikowana gdzie indziej	NA	https://sites.duke.edu/driehuyslab/resources/
rura PVC do fantomowego	Home Depot	193682	https://www.homedepot.com/p/IPEX-1-2-in-x-10-ft-White-PVC-SCH-40-Potable-Pressure-Water-Pipe-30-05010HD/319692959
System ogrzewania zwierząt SAI	SAII	Model 1030	https://i4sa.com/product/model-1030-monitoring-gating-system/
Saline	Farris Laboratories Inc.	0409488820-1	https://www.farrislabs.com/products/bacteriostatic-sodium-chloride-0-9-30ml-bottle?variant=42807174824167¤cy =USD& utm_medium=product_ synchronizacja& utm_source=Google& utm_ content=sag_organic& utm_ kampania=sag_organic& utm_ kampania=gs-2021-09-24& utm _source=google& utm_medium =smart_campaign& _source =1& gclid=CjwKCAiA6KWvBh AREiwAFPZM7oS3-hFDETO_2f6OWOoKyBMb WuDuWqYxdWRYUWEkY M2Py73VfGzVtRoC2FQQAvD_BwE
Pojemnik na ostre przedmioty	fisher scientific	22-730-455	https://www.fishersci.com/shop/products/sharps-container-47/p-7250579#?keyword=needle%20safe
Silikonowa żywica epoksydowa	Grainger	3KMY7	https://www.grainger.com/product/3KMY7?gucid=N:N:PS:Paid:GGL:CSM- 2295:4P7A1P:20501231& _ źródło=1& gclid=CjwKCAiA6KW vBhAREiwAFPZM7voahkm8tda t1Euql1A8DFhC6AZVJ0wXzCE PfE6iUzrIJXV-Hl8o4xoCQLYQA vD_BwE& gclsrc=aw.ds
Silikonowy smar antyadhezyjny do form	Grainger	19MW95	https://www.grainger.com/product/CRC-Mold-Release-Agent-16-oz-19MW95
Spirometr	ADInstruments	FE141	https://www.adinstruments.com/products/spirometer
Spirometr - mysz flowhead	ADInstruments	MLT1L	https://www.adinstruments.com/products/respiratory-flow-heads
Rurka - 1/4 OD	Clippard	URH1-0402-CLT-050	https://www.clippard.com/part/URH1-0402-CLT-050
Rurka - 1/8 OD	Clippard	URH1-0804-CLT-050	https://www.clippard.com/part/URH1-0402-CLT-050
Pompa próżniowa	Cole-Parmer	UX-60062-11	https://www.coleparmer.com/i/environmental-express-diaphragm-pump-high-volume-120v/6006211?PubID=UX&persist=true&ip=no& _source=1& gclid=CjwKCAiA6K WvBhAREiwAFPZM7uFGwmW pRelHNFgZVvJJV09vDUVyfyG HoKeZTiFNIiVTe-05IpJJPxoCO PoQAvD_BwE
Przewód - Digikey 18 gauge		2328-18H240-ND	https://www.digikey.com/en/products/detail/remington-industries/18H240/15202027?s=N4 IgjCBcoOwBxVAYygMwIYBsDOB TANCAPZQDa4YATPAGwgC6h ADgC5QgDKLATgJYB2AcxAB fQmAAMAFkqIQKSBhwFiZEA GZNATi0SGzNpE48BwsSErqw 6uQqV5CJSOQCsMF%2Bq11 GIVuy58QqLmss4gALbogvy4L AAEAO683LgMIkA
Stacja pomiaru polaryzacji ksenonowej	Polarean	NA	https://polarean.com/xenon-mri-platform/