Artykuł metodologiczny

Model chirurgiczny jednoetapowych rurek urotelialnych inżynierii tkankowej u świnek miniaturowych

DOI:

10.3791/66936

⸱

5 lipca 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Pediatric Surgery, Department of Surgery and Transplantation, Copenhagen University Hospital - Rigshospitalet, 2Laboratory of Tissue Engineering, Department of Clinical Medicine, University of Copenhagen, 3Laboratory of Tissue Engineering, Department of Women's and Children's Health, Karolinska Institutet, 4Department of Experimental Medicine, University of Copenhagen

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Implanty inżynierii tkankowej do chirurgii rekonstrukcyjnej rzadko wychodzą poza próby przedkliniczne ze względu na pracochłonne hodowle ex vivo, które zawierają skomplikowane i kosztowne elementy rusztowania. W tym miejscu przedstawiamy jednoetapową procedurę przeznaczoną do odprowadzania moczu za pomocą dostępnego rusztowania rurkowego na bazie kolagenu zawierającego autologiczne mikroprzeszczepy.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Operacje rekonstrukcyjne często napotykają na przeszkody z powodu braku przeszczepionej tkanki. W leczeniu wad rozwojowych układu moczowo-płciowego konwencjonalnym rozwiązaniem jest pobieranie tkanki przewodu pokarmowego do rekonstrukcji nieortotopowej ze względu na jej obfitość w celu przywrócenia prawidłowego funkcjonowania pacjenta. Wyniki kliniczne po przegrupowaniu natywnych tkanek w organizmie są często związane ze znaczną chorobowością; Inżynieria tkankowa ma zatem szczególny potencjał w tej dziedzinie chirurgii. Pomimo znacznych postępów, rusztowania inżynierii tkankowej nie zostały jeszcze uznane za ważną alternatywę leczenia chirurgicznego, głównie ze względu na kosztowne i złożone wymagania dotyczące materiałów, produkcji i implantacji. W tym protokole przedstawiamy proste i dostępne rusztowanie rurkowe na bazie kolagenu osadzone w autologicznych cząstkach tkankowych specyficznych dla narządów, zaprojektowane jako kanał do odprowadzania moczu. Rusztowanie jest konstruowane podczas pierwotnego zabiegu chirurgicznego, składa się z powszechnie dostępnych materiałów chirurgicznych i wymaga konwencjonalnych umiejętności chirurgicznych. Po drugie, w protokole opisano model zwierzęcy przeznaczony do oceny krótkoterminowych wyników in vivo po implantacji, z możliwością wprowadzenia dodatkowych zmian w procedurze. Niniejsza publikacja ma na celu pokazanie procedury krok po kroku, ze szczególnym uwzględnieniem wykorzystania tkanki autologicznej i formy rurkowej.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W wadach rozwojowych układu moczowo-płciowego może być wymagana chirurgia rekonstrukcyjna w celu przywrócenia funkcjonalnej anatomii, często w przypadku istotnych wskazań1,2. Konwencjonalne metody chirurgiczne wykorzystywały natywne tkanki z innych układów narządów (takich jak przewód pokarmowy) do rekonstrukcji zniekształconych lub brakujących narządów; jednak często wiąże się to z ryzykiem poważnych powikłań pooperacyjnych3,4. W przypadku odprowadzania moczu u pacjentów z neurogenną dysfunkcją pęcherza moczowego wymagających długotrwałego cewnikowania, wyrostek robaczkowy lub ponownie dopasowane odcinki jelita cienkiego są często wykorzystywane do budowy przewodu moczowego5,6. Inżynieria tkankowa oferuje alternatywną tkankę do przeszczepu, którą można dostosować do cech specyficznych dla narządu, minimalizując w ten sposób zachorowalność pooperacyjną u pacjentów7,8. Podczas gdy różnego rodzaju rusztowania mogą być wszczepiane samodzielnie, wykazano, że dodatkowa komórkowość rusztowania, najlepiej z komórkami autologicznymi, poprawia wyniki regeneracji po implantacji9,10,11,12,13,14. Niemniej jednak rusztowania inżynierii tkankowej często składają się ze złożonych i kosztownych komponentów, a po drugie, wymagania dotyczące hodowli komórek ex vivo i wysiewu rusztowań są pracochłonne i wymagają dużych zasobów. Czynniki te utrudniły kliniczne zastosowanie rusztowań inżynierii tkankowej pomimo kilkudziesięciu lat badań w tej dziedzinie. Zmniejszając złożoność, a także wymagania pieniężne i materialistyczne, rusztowania inżynierii tkankowej mogą być wdrażane w nowoczesnej chirurgii na szeroką skalę, zarówno w przypadku rzadkich, jak i bardziej powszechnych procedur.

Kolagen został wcześniej uznany za realną platformę do ekspansji komórek, a ponadto działa jako korzystny bio-adhezyjny podczas mocowania komórek lub tkanek do rusztowania w celu implantacji chirurgicznej15,16,17. Okołooperacyjne mikroprzeszczepy autologiczne pozwalają uniknąć konieczności hodowli komórek ex vivo poprzez pobranie tkanki będącej przedmiotem zainteresowania podczas pierwotnego zabiegu i bezpośrednie jej ponowne wszczepienie. Poprzez rozdrobnienie wyciętej tkanki na mniejsze cząstki, zwiększa się powierzchnia i potencjał wzrostu, co pozwala na większy współczynnik ekspansji na rusztowanie18. Rusztowanie na bazie kolagenu nie przylega konkretnie do rekonstrukcji układu moczowo-płciowego, ale teoretycznie może mieć zastosowanie w wielu obszarach rekonstrukcji pustych narządów.

W tym manuskrypcie prezentujemy zarówno protokół budowy rusztowania rurowego, łączącego kolagen z osadzonymi autologicznymi mikroprzeszczepami urotelialnymi, jak i model miniświni oceniający techniczną wykonalność i bezpieczeństwo, a także wydajność regeneracyjną rusztowania in vivo. Model oceniono na 10 dojrzałych samicach świnek miniaturowych przy użyciu przedstawionego tutaj protokołu i metody. Główną zaletą rusztowania jest prostota konstrukcji i jednoetapowa implantacja, dzięki czemu pacjent musi liczyć się z kilkoma kolejnymi zabiegami chirurgicznymi. Zabieg może być wykonywany w konwencjonalnych warunkach chirurgicznych przez zwykły personel chirurgiczny i wymaga standardowego sprzętu i materiałów. Model zwierzęcy pozwala na kontrolowane środowisko do badania implantacji, podczas gdy zwierzę łatwo wraca do normalnego zachowania, z dodatkową możliwością wprowadzania zmian w rusztowaniu i procedurze.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten eksperyment został przeprowadzony w akredytowanym przez AAALAC ośrodku eksperymentalnym zgodnie z europejskim prawodawstwem dotyczącym wykorzystania laboratoryjnego zwierząt i po etycznym pozwoleniu udzielonym przez duńskie Ministerstwo Żywności i Rolnictwa (nr ref. 2022-15-0201-01206).

1. Zabieg chirurgiczny

  1. Przygotowanie zwierząt
    1. Pościć samicę dorosłej świni miniaturowej z Getyngi przez co najmniej 12 godzin przed operacją.
    2. Przygotuj stół chirurgiczny ze wszystkimi sterylnymi przyborami, jak opisano poniżej.
    3. W przypadku pełnoletnich świnek miniaturowych o standardowej wielkości, należy uspokoić zwierzę przez wstrzyknięcie domięśniowe 1,0-1,4 ml/10 kg roztworem 125 mg zolazepamu i 125 mg tiletaminy zawieszonej w 1,25 ml ketaminy (100 mg/ml), 6,25 ml ksylazyny (20 mg/ml), 1,25 ml metadonu (10 mg/ml) i 2 ml butorfanolu (10 mg/ml) (dalej określanej jako mieszanina uspokajająca).
    4. Wykonaj intubację dotchawiczą pod kontrolą wzroku i dodaj kapnografię jako parametr monitorowania znieczulenia i potwierdź prawidłowe umieszczenie rurki. Potwierdź znieczulenie za pomocą parametrów życiowych oraz testów wzroku i odruchów międzypalcowych. Maść okulistyczną nakładać obustronnie.
    5. Zainstaluj obustronne cewniki do żył usznych i podtrzymuj znieczulenie propofolem (10-15 mg/kg/h) i fentanylem (5-15 mg/kg/h).
    6. Wprowadzić cewnik moczowy o pojemności 8 litrów i napełnić pęcherz 250 ml izotonicznego roztworu soli fizjologicznej o umiarkowanej temperaturze fizjologicznej za pomocą strzykawki typu luer lock o odpowiedniej wielkości.
    7. Ułóż świnię w pozycji leżącej, a następnie zrównaj i wyszoruj brzuch. Po dwóch kolejnych rundach oczyszczania skóry 70% etanolem i chlorheksydyną wykonaj naprzemiennie peeling. Obramuj pole operacyjne sterylnym obrysowaniem.
  2. Pobieranie tkanek i wszczepianie rusztowań chirurgicznych
    1. Wykonaj standardową laparotomię dolnej linii środkowej za pomocą skalpela i kauteryzacji, dzieląc skórę, mięśnie i otrzewną, a następnie pociągnij pęcherz moczowy dootrzewnowy do nacięcia.
    2. Wykonać profilaktyczną hemostazę z elektrokoagulacją na przedniej ścianie pęcherza moczowego i wyciąć odcinek o pełnej ścianie o długości 2 cm2, pozostawiając proksymalny otwór 1cm2, jednocześnie zamykając pozostałą ścianę pęcherza szybko wchłanialnym szwem monofilamentowym.
    3. Ostrożnie wypreparować warstwę błony śluzowej wyciętej próbki i zmielić próbkę błony śluzowej o średnicy 2 cmna mikroprzeszczepy o średnicy 1 mm2 w celu osadzenia rusztowania (opisanej poniżej w sekcji 2).
    4. Po wykonaniu rusztowania należy zespoleć konstrukcję rurkową z pozostałym otworem na przedniej ścianie pęcherza moczowego za pomocą wolno wchłanialnego szwu monofilamentowego.
    5. Użyj płata otrzewnowego z więzadła łonowego, aby załatać rusztowanie rurkowe i umieść śródświetlny korek do lewatywy z okrężnicy 14 Fr (ACE) w rusztowaniu rurkowym.
    6. Podwiązać dystalny koniec przewodu za pomocą wolno wchłanialnego szwu monofilamentowego 4-0, aby zapobiec wyciekaniu moczu, i wstrzyknąć łącznie 250 ml sterylnego soli fizjologicznej za pomocą strzykawek przez cewnik pęcherza moczowego, aby potwierdzić drożność zespolenia.
    7. Tępo przeciąć kanał trans-powięziowy bocznie do linii środkowej, 2-3 cm doogonowo do ogonowego gruczołu sutkowego po prawej stronie i umieścić przewód w kieszeni podskórnej. Zamocuj dystalny przewód za pomocą dwóch przezskórnych, niewchłanialnych szwów monofilamentowych, aby zaznaczyć miejsce na poziomie skóry.
    8. Zamknij powięź mięśniową przednią mięśnia brzucha wolno wchłanialnym szwem biegowym z monofilamentu, dostosuj tkankę podskórną za pomocą szybko wchłanialnego plecionego szwu biegowego i zamknij skórę niewchłanialnym szwem biegowym z monofilamentu.
    9. Po przerwaniu znieczulenia należy dokonać ekstubacji zwierzęcia i obserwować je w stajniach, aż będzie w pełni zdolne do poruszania się i będzie mogło bezpiecznie pić i jeść.

2. Budowa rusztowań

  1. Przygotowanie rusztowania kompozytowego
    1. Przed zabiegiem (maksymalnie 2 godziny) przygotuj płynny roztwór kolagenu typu I ze szczurzego ogona, jak opisano wcześniej17. Krótko mówiąc, dodaj 4:1 10x minimum essential medium (MEM) do roztworu kolagenu i przybliż pH do 7,4 za pomocą 1 M NaOH, a na koniec dodaj 1x MEM, dążąc do końcowego stężenia kolagenu 1,64 mg / ml. Roztwór należy przechowywać w jałowej fiolce na lodzie do czasu dalszego użycia.
    2. Po chirurgicznej resekcji tkanki i rozdrobnieniu, ręcznie umieść cząstki błony śluzowej (tj. mikroprzeszczepy) na dopasowanej biodegradowalnej siatce o wymiarach 2 cm x 6 cm z szybkością rozszerzania 1:6 (np. tkanka błony śluzowej o wymiarach 2 cm2 jest rozszerzana do oczek 12 cm2) za pomocą kleszczy.
    3. Przygotuj sterylną prostokątną stalową formę o wymiarach 1 cm x 3 cm x 6 cm (wysokość x szerokość x długość) na sterylnej stalowej płycie i umieść siatkę w stalowej formie z mikroprzeszczepami skierowanymi do góry. Delikatnie wlej 20 ml roztworu kolagenu do formy, uważając, aby nie wypłukać mikroprzeszczepów z siatki. Przenieść całą konstrukcję do sterylnej komory grzewczej o temperaturze 38 °C i pozostawić do zestalenia na pięć minut.
    4. Po wystarczającym zestaleniu wsuń hydrożel na nylonową siatkę spoczywającą na perforowanej stalowej płycie i delikatnie wyjmij formę.
    5. Usuń wodę z hydrożelu, umieszczając nylonową siatkę, a następnie stalową płytkę na wierzchu żelu, a następnie biernie ściśnij za pomocą ciężarka o wadze 120 g (w tym przypadku odpowiednika stalowej formy używanej do zatapiania) umieszczonego na wierzchu stalowej płyty na 5 minut.
    6. Po ściśnięciu należy obtoczyć spłaszczone rusztowanie wokół biodegradowalnego stentu, mikroprzeszczepy skierowane w stronę stentu o wymiarach 5 cm x 0,6 cm (długość x średnica wewnętrzna) i zszyć rusztowanie wzdłużnie za pomocą wolno wchłanialnego szwu monofilamentowego. Gotowy przewód jest teraz gotowy do implantacji chirurgicznej.

3. Postępowanie pooperacyjne

  1. Analgezja i profilaktyka antybiotykowa
    1. Buprenorfinę należy podawać (0,05-0,1 mg/kg mc./8 h dożylnie) przez pierwsze 3 dni, meloksykam (0,4 mg/kg mc./dobę domięśniowo lub doustnie) przez pierwsze 4 dni oraz trimetoprim (2,7 mg/kg mc./dobę domięśniowo lub 4,2 mg/kg mc./dobę doustnie) i sulfadoksynę (13,3 mg/kg mc./dobę domięśniowo lub 20,8 mg/kg mc./dobę doustnie) przez pierwsze 5 dni. Wstrzyknięcia domięśniowe należy podawać po operacji, gdy zwierzę jest jeszcze znieczulone.
    2. Trzymaj zwierzęta w jednym pomieszczeniu, aby uniknąć skubania cewników do żył zewnętrznych i materiału do szycia. Zapewnij kontakt wzrokowy z sąsiednimi świnkami miniaturowymi przez okna z pleksi i możliwość kontaktu pyskiem między kojcami. Codziennie dostarczaj świeżą słomę i siano, a także zabawki i wodę ad libitum i karm dwa razy dziennie.
    3. Codziennie monitoruj zwierzęta pod kątem naturalnego zachowania, nawyków żywieniowych, produkcji moczu i stolca oraz oceniaj masę ciała co tydzień.
    4. Pod koniec okresu obserwacji (6 tygodni) należy uspokoić zwierzęta domięśniowym wstrzyknięciem 1-1,4 ml/10 kg mieszaniny uspokajającej i zakończyć zwierzę śmiertelnym wstrzyknięciem pentobarbitalu (100 mg/kg dożylnie).

4. Oceny pośmiertne

  1. Anatomia ogólna
    1. Po zakończeniu należy rozciąć dystalny przewód na poziomie skóry i usunąć korek ACE. Zamknąć cewkę moczową plastikowym zaciskiem i wstrzyknąć 250 ml roztworu kontrastowego joheksolu w stosunku 1:20 do izotonicznego roztworu soli fizjologicznej przez dystalny otwór przewodu za pomocą cewnika.
    2. Oceń zwierzę za pomocą 64-warstwowego skanera tomografii komputerowej. Wizualizuj obrazy za pomocą rekonstrukcji wielopłaszczyznowej i analizuj wszystkie obrazy za pomocą oprogramowania do przetwarzania obrazów medycznych.
    3. Wykonaj badanie endoskopowe pęcherza moczowego i światła przewodu za pomocą elastycznego cystoskopu 16,2 Fr przez natywną cewkę moczową.
    4. Wyciąć przewód en bloc, dokładnie oceniając wszelkie rażące wyniki anatomiczne. Dodatkowo należy wykonać biopsję całej ściany pęcherza moczowego z 2 cm marginesem do zespolenia przewodu i przeprowadzić w podobny sposób w celu uzyskania wartości referencyjnych.
  2. Przetwarzanie histologiczne
    1. Wyciętą próbkę utrwalić w 10% formalinie na 24 godziny.
    2. Podziel przewód prostopadle za pomocą skalpela na oddzielne odcinki bliższych, środkowych i dystalnych segmentów przewodu. Odwodnić próbki przy rosnącym stężeniu etanolu i zanurzyć je w parafinie przed cięciem mikrotomowym.
    3. Wybarwić skrawki 5 μm hematoksyliną i eozyną (H&E) oraz pancytokeratyną CK-AE i zeskanować cyfrowym skanerem szkiełek histologicznych.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym badaniu, in vivo ekspansja tkanki urotelialnej jest osiągana w rusztowaniu rurkowym opartym na kolagenie. Dzięki osadzeniu rusztowania w autologicznych cząstkach tkankowych, pobranych i przetworzonych w okresie okołooperacyjnym, procedura pozwala na jednoetapową implantację rusztowania bez konieczności jednoczesnego leczenia immunosupresyjnego po operacji. Postępowanie chirurgiczne jest możliwe dzięki wzmocnieniu rusztowania biodegradowalną siatką i stentem (Rysunek 1). Po 6 tygodniach obserwacji makroskopowa ocena tkanki nie wykazała żadnych oznak odrzucenia gospodarza lub infekcji, a rusztowanie rurkowe jest opatentowane i niezakłócone (Ryc. 2). Z ocen histologicznych wynika, że warstwowy nabłonek świetlny pochodzenia urotelialnego pokrywa całe rusztowanie, a resztki wzmacniających biomateriałów są nadal widoczne po 6 tygodniach (Ryc. 3).

figure-results-1
Rysunek 1: Budowa i implantacja rusztowania. Tkanka pęcherza moczowego jest preparowana w okresie okołooperacyjnym (lewy górny róg). Zmielone mikroprzeszczepy błony śluzowej są rozszerzane na siatkę chirurgiczną (u góry w środku) i zatopione w zestalonym kolagenie (u góry po prawej). Kolagen został skompresowany w celu usunięcia wody i przygotowany jest stent (na dole po lewej). Rusztowanie jest rurkowate wokół stentu, a wewnątrz stentu umieszcza się korek ACE (dolny środek). Pęcherz moczowy jest częściowo zamknięty, a konstrukt jest ostatecznie wbudowywany w pęcherz moczowy w pierwotnym miejscu wycięcia tkanki (na dole po prawej). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-2
Rysunek 2: Ocena makroskopowa rusztowania. Po 6 tygodniach zwierzę zostaje poddane eutanazji, a rusztowanie (strzałka) jest preparowane na poziomie skóry (u góry po lewej). Pęcherz moczowy jest wypełniony kontrastem (żółty) i wykonuje się tomografię komputerową w celu oceny przewodu (strzałka) pod kątem drożności i oznak tworzenia się zwężeń (u góry po prawej). Cystoskopię wykonuje się przez cewkę moczową w celu oceny pęcherza moczowego i zespolenia (strzałka) po 6 tygodniach (na dole po lewej). Przewód jest ponownie badany pod kątem drożności poprzez wprowadzenie cewnika (strzałka) przez zewnętrzny otwór i do pęcherza moczowego (na dole po prawej). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-3
Rysunek 3: Mikroskopowa ocena rusztowania. Wycięty przewód jest mocowany i wykonuje się ortogonalne przekroje poprzeczne w celu oceny przewodu w kierunku proksymalno-dystalnym. Po 6 tygodniach ocenia się światło przewodu (1) w celu potwierdzenia nabłonka (powiększona góra). Resztki biodegradowalnego stentu (2) i materiały siatkowe (powiększone dno) są nadal widoczne w tym miejscu. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół ten stanowi prostą i przystępną technikę dla przyszłych operacji rekonstrukcyjnych. Powszechną wadą inżynierii tkankowej, w tym autologicznej ekspansji komórek, są kosztowne i znaczne kroki wstępne wymagane przed implantacją chirurgiczną. Autologiczny mikroprzeszczep może uprościć wiele z tych etapów i potencjalnie pozwolić na jednoetapowe procedury. Poprzez autoprzeszczep złożonych jednostek histologicznych indukowana jest proregeneracyjna sygnalizacja parakrynna18. W poprzednich badaniach doświadczyliśmy, że same mikroprzeszczepy są podatne na środowisko fizyczne, chyba że są odpowiednio przymocowane do rusztowania15,19. Kolagen został przebadany jako realne środowisko do ekspansji tkanek in vitro i został wybrany do naszych celów ze względu na jego korzystną biokompatybilność i dostępność komercyjną. Prezentowane tutaj rusztowanie kompozytowe zostało wcześniej zoptymalizowane podczas eksperymentów in vitro oceniających zmiany w osadzaniu mikroprzeszczepów i stężeniach kolagenu 20,21,22. Przed przeprowadzeniem badań in vivo właściwości rusztowania w zakresie przepuszczalności, biomechaniki i degradacji zostały ocenione in vitro20. Co więcej, ekspansja tkanek w oparciu o rusztowanie in vivo została wcześniej zwalidowana na modelach gryzoni i królików21,22.

Model chirurgiczny został wybrany do oceny rurowej wersji rusztowania, naśladując warunki kliniczne przekierowania moczu w neurogennej dysfunkcji pęcherza moczowego u pacjentów pediatrycznych lub młodzieżowych. Kluczowe kroki obejmują dokładne wypreparowanie mikroprzeszczepów błony śluzowej i utrzymanie wilgotnego środowiska od momentu resekcji do osadzenia rusztowania. Kolejnym krytycznym krokiem jest prawidłowe krzepnięcie hydrożelu; Staranne pipetowanie kolagenu zapewnia, że w żelu nie tworzą się pęcherzyki powietrza, a prawidłowe ustawienia temperatury i roztwory składników zapewniają prawidłowe zestalenie żelu. Nieuzyskanie zestalonego żelu zwiększy ryzyko rozwarstwienia kolagenu i odwarstwienia mikroprzeszczepu. W przypadku części chirurgicznej ostrożne obchodzenie się z implantacją ma kluczowe znaczenie, aby uniknąć uszkodzenia mikroprzeszczepów z powodu urazu mechanicznego lub dysocjacji. Przed zamknięciem jamy brzusznej należy dokładnie zająć się drożnością płynów poprzez napełnienie pęcherza płynami.

Do ograniczeń tej techniki należy grubość rusztowania, które intuicyjnie ma górne granice dotyczące dyfuzji składników odżywczych ze środowiska zewnętrznego do mikroprzeszczepów. Z drugiej strony zmniejszenie grubości rusztowania może prowadzić do nieodpowiednio wysokiej przepuszczalności i nietrzymania moczu. Nasz obecny skład opiera się na wcześniejszych ocenach in vitro , w których porównano regenerację komórek w różnych stężeniach kolagenu20. Mikroprzeszczep tkanek autologicznych również opiera się na zdrowej tkance przeszczepu, co sprawia, że obecna procedura nie nadaje się do chorób złośliwych, w których nie można właściwie wykluczyć ryzyka ponownego przeszczepu raka23; Niemniej jednak obecna technika została opracowana dla przypadków z funkcjonalnymi zaburzeniami oddawania moczu, w których nie jest to uważane za ryzyko. Chociaż model naśladuje kilka kroków z otoczenia klinicznego (tj. zabieg wyrostka robaczkowego), w tym eksperymencie nie wykorzystuje się w pełni funkcjonalnej stomii do odprowadzania moczu, ponieważ przewód jest podwiązany dystalnie. Ponadto, ponieważ powikłania kliniczne mogą występować przez całe życie, 6-tygodniowy okres obserwacji może dostarczyć ograniczonej wiedzy na temat konkretnych wyników dotyczących zwężeń i nietrzymania moczu. W związku z tym do badania można dodać dodatkową 6-miesięczną obserwację po zespoleniu zagojonego przewodu z poziomem skóry.

Perspektywa tej techniki odnosi się do prostej konstrukcji, umożliwiającej uniwersalne zastosowania w przypadku, gdy biomateriał pochodzenia tkankowego mikroprzeszczepu i biomateriał pomocniczy zostanie zastąpiony innymi odpowiednimi alternatywami. Składniki te mogą być modyfikowane w celu dopasowania do celów specyficznych dla narządów, związanych z wytrzymałością, elastycznością i biodegradacją rusztowania. Wreszcie, dostępne i tanie wydatki pozwalają na odtwarzalność i poszerzenie tłumaczenia techniki.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają do zadeklarowania konfliktu interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy chcieliby podziękować personelowi Wydziału Medycyny Eksperymentalnej (AEM) Uniwersytetu w Kopenhadze za pomoc w planowaniu i przeprowadzaniu operacji i hodowli zwierząt, a także ELLA-CS, s.r.o, Hradec Kralove, Republika Czeska, za dostarczenie niestandardowych biodegradowalnych stentów użytych w badaniu. Wsparcia finansowego udzieliły Szwedzkie Towarzystwo Badań Medycznych, Fundacja Promobilia, Fundacja Rydbeck, Fundacja Samariten, Fundacja Opieki Zdrowotnej Dzieci, Fundacja Frimurare Barnhuset w Sztokholmie oraz Fundacja Novo Nordisk (NNFSA170030576).

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
10x MEMGibco, Thermo Fisher Scientific, Waltham, USA2517592Preparat kolagenowy
1x MEMGibco, Thermo Fisher Scientific, Waltham, USA2508924Preparat kolagenowy
Ambu aScope 4 CystoAmbu A/S, Ballerup, DK1000682507Cystosscope
Aquaflush ACE KorekAbena, Taastrup, DKACE12/220501Korek ACE
Borgal vet inj opl 200 + 40 mg/mlCeva Animal Health A/S510460Sulfonamid/Trimethoprim
Bupaq wielodawkowy weterynarz 0,3 mg/mlSalfarm Danmark A/S, DKBuprenorphin
Butomidor weterynarz inj 10 mg/mLSalfarm Danmark A/S, DKButhorphanol
Comfortan weterynarz inj 10 mg/mLDechra Veterinary Products A/S, DKMetadone
Szew Ethilon 3-0Ethicon, Johnson & Johnson, Nowy Brunszwik, USASGBCXVMonofilament niewchłanialny
fentanyl inj 50 µ g / ml (hamel)Hameln Pharma ApS, DK432520Fentanyl
Ketador weterynarz inj 100 mg / mlSalfarm Danmark A/S, DKKetamina
Metacam inj 20 mg / ml t.bydło / świnia / końBoehringer Ingelheim Animal, DE6443Meloxcicam
Metacam zawiesina doustna 15 mg / ml świnieBoehringer Ingelheim Animal, DE482780Meloxcicam
OmnipaqueGF Healthcare, Oslo, NO16173849Kontrast dla CT
Pancytokeratin CK-AEDAKO Agilent, USGA053Klon AE1/AE3
Szew PDS 3-0Ethicon, Johnson & Johnson, Nowy Brunszwik, USASEMMTQMonofilamentowy wolnowchłanialny
szew prolenowy 4-0Ethicon, Johnson & Johnson, Nowy Brunszwik, Stany ZjednoczonePGH187Monofilament niewchłanialny
Propolipid t.inj/inf 10 mg/mlFresenius Kabi, DK21636Propofol
Kolagen ze szczurzego ogona typu IFirst Link Ltd, Wolverhampton, Wielka Brytania60-30-8102,06 mg/ml białka w 0,6% kwasie octowym
Suprim vet  20 + 100 mg (Roztwór do stosowania w wodzie pitnej)Dechra Veterinary Products A/S, DK33661Sulfonamid/trimetoprim
SX-ELLA Degradowalny stent żółciowy DVELLA-CS, Trebes, CZS23000056-01ø 6 mm x 60 mm
Vicryl meshEthicon, Johnson & Johnson, Nowy Brunszwik, USAVM1208Szew siatkowy
Vicryl 4-0Ethicon, Johnson & Johnson, Nowy Brunszwik, Stany ZjednoczoneSMBDGDR0Plecionka, szybko wchłanialna
Xysol weterynarz inj 20 mg/mlScanVet Animal Health A/S, DK54899Ksylazyna
Zoletil 50 vet plv/sol t.inj 25 + 25 mg/mlVirbac Danmark A/S, DKTiletamine i Zolazepam
502763 531943 492312 115727 568527

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Surer, I., Ferrer, F. A., Baker, L. A., Gearhart, J. P. Continent urinary diversion and the exstrophy-epispadias complex. J Urol. 169 (3), 1102-1105 (2003).
  2. Cranidis, A., Nestoridis, G. Bladder augmentation. Int Urogynecol J Pelvic Floor Dysfunct. 11 (1), 33-40 (2000).
  3. Atala, A., Bauer, S. B., Hendren, W. H., Retik, A. B. The effect of gastric augmentation on bladder function. J Urol. 149 (5), 1099-1102 (1993).
  4. Husmann, D. A. Mortality following augmentation cystoplasty: A transitional urologist's viewpoint. J Pediatr Urol. 13 (4), 358-364 (2017).
  5. Mitrofanoff, P. Trans-appendicular continent cystostomy in the management of the neurogenic bladder. Chir Pediatr. 21 (4), 297-305 (1980).
  6. Leslie, B., Lorenzo, A. J., Moore, K., Farhat, W. A., Bägli, D. J., Pippi Salle, J. L. Long-term followup and time to event outcome analysis of continent catheterizable channels. J Urol. 185 (6), 2298-2302 (2011).
  7. Horst, M., Eberli, D., Gobet, R., Salemi, S. Tissue engineering in pediatric bladder reconstruction-The road to success. Front Pediatr. 7, 91(2019).
  8. Ajalloueian, F., Lemon, G., Hilborn, J., Chronakis, I. S., Fossum, M. Bladder biomechanics and the use of scaffolds for regenerative medicine in the urinary bladder. Nat Rev Uro. 15 (3), 155-174 (2018).
  9. Dorin, R. P., Pohl, H. G., De Filippo, R. E., Yoo, J. J., Atala, A. Tubularized urethral replacement with unseeded matrices: what is the maximum distance for normal tissue regeneration. World J Uro. 26 (4), 323-326 (2008).
  10. El Kassaby, A. W., AbouShwareb, T., Atala, A. Randomized comparative study between buccal mucosal and acellular bladder matrix grafts in complex anterior urethral strictures. J Urol. 179 (4), 1432-1436 (2008).
  11. Casarin, M., et al. Porcine small intestinal submucosa (SIS) as a suitable scaffold for the creation of a tissue-engineered urinary conduit: Decellularization, biomechanical and biocompatibility characterization using new approaches. Int J Mol Sci. 23 (5), 2826(2022).
  12. Casarin, M., et al. A novel hybrid membrane for urinary conduit substitutes based on small intestinal submucosa coupled with two synthetic polymers. J Funct Biomater. 13 (4), 222(2022).
  13. Drewa, T. The artificial conduit for urinary diversion in rats: a preliminary study. Transplant Proc. 39 (5), 1647-1651 (2007).
  14. Liao, W., et al. Tissue-engineered tubular graft for urinary diversion after radical cystectomy in rabbits. J Surg Res. 182 (2), 185-191 (2013).
  15. Reinfeldt Engberg, G., Lundberg, J., Chamorro, C. I., Nordenskjöld, A., Fossum, M. Transplantation of autologous minced bladder mucosa for a one-step reconstruction of a tissue engineered bladder conduit. Biomed Res Int. 2013, 212734(2013).
  16. Ajalloueian, F., Nikogeorgos, N., Ajalloueian, A., Fossum, M., Lee, S., Chronakis, I. S. Compressed collagen constructs with optimized mechanical properties and cell interactions for tissue engineering applications. Int J Biol Macromol. 108, 158-166 (2018).
  17. Chamorro, C. I., Zeiai, S., Engberg, G. R., Fossum, M. Minced tissue in compressed collagen: A cell-containing biotransplant for single-staged reconstructive repair. J Vis Exp. (108), e53061(2016).
  18. Juul, N., et al. Insights into cellular behavior and micromolecular communication in urothelial micrografts. Sci Rep. 13 (1), 13589(2023).
  19. Reinfeldt Engberg, G., Chamorro, C. I., Nordenskjöld, A., Fossum, M. Expansion of submucosal bladder wall tissue in vitro and in vivo. Biomed Res Int. 2016, 5415012(2016).
  20. Juul, N., Ajalloueian, F., Willacy, O., Chamorro, C. I., Fossum, M. Advancing autologous urothelial micrografting and composite tubular grafts for future single-staged urogenital reconstructions. Sci Rep. 13 (1), 15584(2023).
  21. Willacy, O., Juul, N., Taouzlak, L., Chamorro, C. I., Ajallouiean, F., Fossum, M. A perioperative layered autologous tissue expansion graft for hollow organ repair. Heliyon. 10 (3), e25275(2024).
  22. Chamorro, C. I., et al. Exploring the concept of in vivo guided tissue engineering by a single-stage surgical procedure in a rodent model. Int J Mol Sci. 23 (20), 12703(2022).
  23. Casarin, M., Morlacco, A., Dal Moro, F. Bladder substitution: The role of tissue engineering and biomaterials. Process. 9 (9), 1643(2021).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Rusztowanie kolagenoweodprowadzenie moczumodel miniswiautologiczne przeszczepy tkanekrusztowanie rurkowaterekonstrukcja urotheliumimplantacja rusztowaniaanastomoza ciany p cherzaocena histologiczna

Powiązane artykuły