Artykuł metodologiczny

Ciągła ekstrakcja ciecz-ciecz średniołańcuchowych kwasów tłuszczowych z bulionu fermentacyjnego przy użyciu membran z pustych włókien

2.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/66956

⸱

9 sierpnia 2024

 ,  , 
1Department of Food Science and Technology, University of Georgia, 2New Materials Institute, University of Georgia, 3Institute for Integrative Agriculture, Office of Research, University of Georgia

W tym artykule

Podsumowanie

System ekstrakcji ciecz-ciecz (LLE) z membranami kapilarnymi został opracowany do ciągłego i selektywnego wydobywania średniołańcuchowych kwasów tłuszczowych (MCFA) z bulionu fermentacyjnego. System LLE osiąga wysoką specyficzność MCFA z bulionów zawierających krótkołańcuchowe kwasy tłuszczowe i alkohole. Ponadto MCFA są skoncentrowane w roztworze do usuwania powłok, aby ułatwić odzyskiwanie produktu.

Streszczenie

Średniołańcuchowe kwasy tłuszczowe (MCFA; długości węgla: C6-C12) to wysokowartościowe chemikalia platformowe, które służą różnorodnym zastosowaniom przemysłowym, w tym zielonym antybiotykom, składnikom żywności, dodatkom do pasz dla zwierząt, kosmetykom, perfumom, farmaceutykom i strukturalnym lipidom. Obecnie większość MCFA jest produkowana z oleju palmowego i kokosowego pochodzącego z Azji Południowo-Wschodniej i Ameryki Południowej. Konwencjonalne podejście do zbioru owoców palmy i kokosa powoduje znaczne szkody ekologiczne w tych regionach. W związku z tym naukowcy opracowują podejścia biologiczne (np. fermentację precyzyjną i fermentację w kulturach otwartych) w celu bardziej zrównoważonego wytwarzania MCFA przy użyciu niskowartościowych substratów (np. metanolu, etanolu, mleczanu) lub odpadów organicznych jako surowców. Wydłużenie łańcucha mikrobiologicznego (CE) to szybko dojrzewająca platforma fermentacji w otwartej kulturze, która przekształca krótkołańcuchowe kwasy tłuszczowe (SCFA; długości węgla: C1-C5) w podzbiór tych MCFA w tempie istotnym dla przemysłu. Jednak ciągła ekstrakcja in situ produktów MCFA jest konieczna nie tylko w celu uniknięcia zahamowania produktu, ale także w celu ułatwienia odzysku MCFA w czystej i użytecznej postaci. Ekstrakcja ciecz-ciecz (LLE) przy użyciu membran z pustych włókien i ukierunkowanych mieszanin ekstrahentów okazała się solidnym podejściem do selektywnej ekstrakcji produktów MCFA z bulionów fermentacyjnych zawierających SCFA. W tym przypadku zastosowanie LLE do ciągłego usuwania MCFA wykazano przy użyciu CE jako referencyjnego systemu fermentacji i 3% (w/v) tlenku trioktylofosfiny w oleju mineralnym jako systemu ekstrakcjonującego. Kwasy tłuszczowe, od kwasu walerianowego (C5) do kwasu kaprylowego (C8), są selektywnie usuwane z bulionów zawierających SCFA i zagęszczane do wysokich mian w półpartiowym alkalicznym roztworze do usuwania w celu dalszego przetwarzania.

Wprowadzenie

Średniołańcuchowe kwasy tłuszczowe (MCFA) to wysokowartościowe substancje chemiczne o długości łańcucha od sześciu (C6) do dwunastu (C12) atomów węgla. MCFA mają zastosowania przemysłowe w żywności, paszach dla zwierząt, farmaceutykach, kosmetykach, perfumach, środkach przeciwdrobnoustrojowych i syntezie chemicznej1,2,3. Obecnie większość MCFA pochodzi z oleju palmowego i kokosowego pochodzącego z Azji Południowo-Wschodniej i Ameryki Południowej4,5. Poważne szkody ekologiczne związane z produkcją oleju palmowego i kokosowego są dobrze znane zainteresowanym stronom i opinii publicznej. Naukowcy badają podejścia biologiczne (np. precyzyjną fermentację i fermentację w otwartej kulturze) w celu generowania MCFA w sposób bardziej zrównoważony, wykorzystując niskowartościowe substraty lub odpady organiczne jako surowiec6,7. Jednym ze zrównoważonych sposobów produkcji MCFA jest upcykling strumieni odpadów organicznych w procesie zwanym wydłużaniem łańcucha mikrobiologicznego (CE). Ten wtórny proces fermentacji jest podobny do fermentacji beztlenowej, ponieważ wykorzystuje wszechstronność beztlenowych mikrobiomów z otwartych kultur, ale zamiast promować tworzenie metanu, systemy CE celowo hamują szlak metanogenny. W mikrobiomie, w którym węgiel nie może być maksymalnie zredukowany doCH4, aniH2 utrzymywany poniżej 10-4 atm przez archeony zużywające wodór, reakcja β-utleniania, która normalnie rozkładałaby karboksylany o dłuższych łańcuchach do octanu (np. C6 → C4 → C2) może zostać odwrócona (np. C2 → C4 → C6 itd.), o ile związek zredukowany (tj. donor elektronów), taki jak etanol lub mleczan8. W tym metabolizmie cząsteczka kwasu tłuszczowego ulegająca wydłużeniu służy jako akceptor elektronów. W ten sposób, zamiast wytwarzać produkt o długości węgla 1 (CH4), jak w przypadku fermentacji beztlenowej, proces CE generuje MCFA o długości węgla od sześciu do ośmiu. Duży i rosnący rynek jest gotowy na przyjęcie tych chemikaliów z zielonej platformy. Jednak do tej pory nie wykazano, aby proces CE wytwarzał MCFA o długości węgla przekraczającej osiem atomów węgla w znacznych ilościach.

Efektywna ekstrakcja tych MCFA jest ważna nie tylko dla odzyskania pożądanego produktu, ale także dla zapobieżenia zahamowaniu produktu i popchnięcia mikrobiomu w kierunku produkcji większej ilości MCFAs1. Wraz ze wzrostem stężenia MCFA metabolizm MCFA zostaje zahamowany i staje się mniej korzystny termodynamicznie. Dzięki ciągłemu usuwaniu MCFA tempo produkcji jest utrzymywane. Ponadto, ponieważ SCFA służą jako podstruktury w procesie wydłużania łańcucha, nie należy ich usuwać z bulionu fermentacyjnego. Ukierunkowane mieszaniny ekstrahentów powinny selektywnie ekstrahować produkty MCFA z bulionów fermentacyjnych zawierających SCFA.

Tutaj zademonstrowano solidne i praktyczne podejście do ciągłego wydobywania MCFA z bulionu fermentacyjnego zawierającego SCFA za pomocą systemu ekstrakcji ciecz-ciecz (LLE) składającego się z hydrofobowego, polipropylenowego ekstraktora membranowego z pustymi włóknami, selektywnego organicznego roztworu ekstrakcjonującego (tlenek trioktylofosfiny [TOPO]9,10,11) oraz ekstraktor membranowy z pustymi włóknami do tyłu. Przed systemem LLE zainstalowany jest filtr chroniący komórki, który zatrzymuje biomasę i łagodzi zanieczyszczenie membrany. MCFA są ekstrahowane do przodu, w postaci protonowanej, z wodnego bulionu fermentacyjnego (zwykle z nastawą pH <5,8) do organicznego roztworu ekstrahentu (tj. 3% TOPO (w/v) w oleju mineralnym), a następnie ekstrahowane wstecznie do alkalicznego roztworu odpędzającego (pH = 9), gdzie deprotonują i koncentrują się do wysokich mian w celu dalszego przetwarzania. Poszczególne nastawy pH są niezbędne, ponieważ dyktują gradient stężeń między każdą fazą procesu LLE, zapewniając transfer netto MCFA z bulionu fermentacyjnego do roztworu odpędzającego. LLE wykorzystujące membrany ekstrakcyjne do przodu i do tyłu osiągają wysokie szybkości ekstrakcji przy jednoczesnej ekstrakcji alkoholi i SCFA. Adiuwant rozpuszczalnika organicznego, TOPO, umożliwia tworzenie kompleksów MCFA. Kompleksy te są lepiej rozpuszczalne w fazach organicznych niż woda, co skutkuje wysoką selektywnością MCFA. Proces LLE pozwala również uniknąć wielu wad związanych z istniejącymi podejściami, które zostaną omówione w sekcji Dyskusja. Długoterminowa implementacja przy użyciu tego podejścia LLE została wykazana w wielu badaniach9,10,11. Chociaż podejście to jest szczególnie odpowiednie do zastosowań obejmujących produkcję MCFA poprzez wydłużanie łańcucha mikrobiologicznego, jest również przydatne w innych zastosowaniach, które wymagają selektywnej separacji związków o podobnych właściwościach chemicznych, ponieważ system ekstrakcji organicznej można dostosować do własnych potrzeb.

Protokół

Odczynniki, materiały eksploatacyjne i sprzęt użyte w niniejszym badaniu wymieniono w Tabeli materiałów.

1. Konstrukcja oraz integracja bioreaktora i układu ekstrakcji ciecz-ciecz

  1. Przygotowanie roztworu ekstrakcyjnego fazy organicznej i zbiornika.
    1. Przygotować 2 L roztworu ekstrakcyjnego fazy organicznej poprzez rozpuszczenie 60 g tlenku trioktylofosfiny (TOPO) w oleju mineralnym przy użyciu mieszadła magnetycznego.
    2. Przenieść roztwór ekstrakcyjny do szklanego zbiornika o pojemności 2 L (np. butelki Schott).
    3. Umieścić zbiornik na mieszadle magnetycznym (Rysunek 1A). Zalecana prędkość mieszania podczas ciągłej operacji LLE wynosi 150-250 rpm.
  2. Przygotowanie nasadki trójdrożnej do zbiornika z roztworem ekstrakcyjnym.
    1. Do pierwszego otworu przymocować rurkę zanurzeniową, która będzie służyć jako wylot doprowadzający roztwór ekstrakcyjny do przedniej membrany ekstrakcyjnej (FEM) (Rysunek 1B).
    2. Zamontować drugi otwór, który będzie służyć jako wylot powrotny dla roztworu ekstrakcyjnego z tylnej membrany ekstrakcyjnej (BEM) (Rysunek 1C).
    3. Dodać trzeci otwór, otwarty do atmosfery, aby tłumić wahania ciśnienia wywoływane przez pompę membranową.
  3. Podłączenie pompy membranowej do membran ekstrakcyjnych.
    1. Umieścić napęd pompy o regulowanej prędkości do 100 rpm, wyposażony w głowicę pompy membranowej z politetrafluoroetylenu (PTFE), obok zbiornika (Rysunek 1D).
    2. Połączyć wylot zbiornika z roztworem ekstrakcyjnym (Rysunek 1A) z wlotem pompy membranowej, a następnie wylot pompy membranowej z wlotem od strony płaszcza u podstawy FEM (Rysunek 1B), używając elastycznych przewodów pompy (np. rozmiar 16, 18).
    3. Połączyć wylot od strony płaszcza na górze FEM z wlotem od strony płaszcza u podstawy BEM (Rysunek 1C) za pomocą elastycznych przewodów pompy (np. rozmiar 18).
    4. Połączyć wylot od strony płaszcza na górze BEM z otworem powrotnym w zbiorniku z roztworem ekstrakcyjnym (Rysunek 1A) za pomocą elastycznych przewodów pompy (np. rozmiar 16, 18).
      UWAGA: Ten element systemu przenosi MCFAs wyekstrahowane z brzeczki fermentacyjnej w FEM do roztworu strippingowego w BEM.
  4. Przygotowanie roztworu strippingowego fazy wodnej i zbiornika.
    1. Przygotować 3,25 L roztworu strippingowego fazy wodnej, wykorzystując 0,5 M roztwór kwasu borowego i dostosowując jego pH do wartości 9 za pomocą NaOH.
    2. Wlać roztwór do szklanego zbiornika o pojemności 3,5 L z magnetycznym mieszadłem.
    3. Umieścić zbiornik na mieszadle magnetycznym (Rysunek 1E).
  5. Przygotowanie nasadki czterodrożnej do zbiornika z roztworem strippingowym.
    1. Do pierwszego otworu przymocować rurkę zanurzeniową, która będzie służyć jako wylot doprowadzający roztwór strippingowy do BEM.
    2. Zamontować drugi otwór składający się z złączki w kształcie Y, aby (1) służył jako otwór powrotny dla roztworu strippingowego z BEM oraz (2) służył jako strumień wlotowy dla dodatków NaOH z systemu kontroli pH.
    3. Dodać trzeci otwór, otwarty do atmosfery, aby uwzględnić wzrost objętości spowodowany dodatkami NaOH i akumulacją MCFA.
    4. Wyznaczyć czwarty otwór do umieszczenia sondy pH kontrolera pH.
  6. Instalacja systemu kontroli pH przy zbiorniku z roztworem strippingowym.
    1. Zintegrować system kontroli pH z wartością zadaną pH 9 ze zbiornikiem z roztworem strippingowym (Rysunek 1F). Jako roztwór zasadowy w kontrolerze pH zastosować 5 M NaOH, aby zneutralizować zgromadzone MCFAs.
    2. Wprowadzić sondę pH przez otwór zbiornika z roztworem strippingowym i zawiesić ją w roztworze strippingowym.
      UWAGA: Ten system kontroli pH nie wymaga roztworu kwasowego.
  7. Przygotowanie portów przyłączeniowych bioreaktora.
    1. Wyznaczyć w bioreaktorze dwa porty, wylotowy i powrotny, do połączenia z systemem ekstrakcji ciecz-ciecz (LLE) (Rysunek 1G,H).
    2. Do portu wylotowego podłączyć rurkę zanurzeniową. Brzeczka bogata w MCFA będzie pompowana z bioreaktora przez port wylotowy do systemu LLE.
      UWAGA: Brzeczka najpierw trafia do filtru membranowego z pustych włókien przed membranami ekstrakcyjnymi, aby usunąć komórki i inne ciała stałe w celu zapobiegania zatykaniu (foulingowi).
    3. W porcie powrotnym zamontować złączkę trójnikową w celu odebrania: (1) brzeczki pozbawionej MCFA recyrkulowanej z FEM oraz (2) retentatu zawierającego komórki z filtru membranowego z pustych włókien.
  8. Instalacja filtru membranowego z pustych włókien.
    1. Umieścić napęd pompy o regulowanej prędkości do 300 rpm obok bioreaktora (Rysunek 1I).
    2. Przymocować hydrofilową membranę z pustych włókien (Rysunek 1J) do statywu pierścieniowego nad pompą perystaltyczną.
    3. Zamontować na napędzie pompy dwie głowice pompy perystaltycznej: dużą (np. rozmiar 17) i małą (np. rozmiar 16).
      ​UWAGA: Większa głowica pompy jest połączona z filtrem membranowym z pustych włókien, aby zapewnić, że szybkość przepływu permeatu jest większa niż szybkość przepływu zasilającego FEM. Gdyby tak nie było, permeat byłby zużywany szybciej niż produkowany, co spowodowałoby powstanie próżni.
    4. Połączyć port wylotowy w bioreaktorze z wlotem dużej głowicy pompy za pomocą elastycznych przewodów pompy (np. rozmiar 17).
    5. Połączyć wylot dużej głowicy pompy z hydrofilowym filtrem membranowym z pustych włókien w wlocie od strony rurek u podstawy filtra za pomocą elastycznych przewodów pompy (np. rozmiar 17).
    6. Zamknąć górny port od strony płaszcza filtra, aby zapobiec dopływowi powietrza.
      UWAGA: Brzeczka bogata w MCFA (zawierająca komórki) będzie przepływać w górę przez rurki z pustych włókien i wracać do bioreaktora. Przejrzysta brzeczka (pozbawiona komórek) przejdzie przez 0,2 µm hydrofilową membranę z polietersulfonu (PES) i zbierze się po stronie płaszcza filtra.
  9. Podłączenie FEM.
    1. Przymocować pierwszy moduł hydrofobowej membrany z pustych włókien (FEM) do statywu pierścieniowego nad pompą (Rysunek 1B).
    2. Połączyć hydrofilowy filtr membranowy z pustych włókien (Rysunek 1J) w wylocie od strony płaszcza z wlotem małej głowicy pompy za pomocą elastycznych przewodów pompy (np. rozmiar 16, 18).
    3. Połączyć wylot małej głowicy pompy z FEM w wlocie od strony rurek u podstawy modułu za pomocą elastycznych przewodów pompy (np. rozmiar 16, 18).
    4. Połączyć manometr (Rysunek 1K) i zawór ograniczający przepływ (Rysunek 1L) z wylotem od strony rurek FEM za pomocą złączki sprzęgającej i trójnika.
    5. Połączyć wylot od strony rurek FEM z portem powrotnym w bioreaktorze za pomocą elastycznych przewodów pompy (np. rozmiar 18).
      ​UWAGA: Ten element systemu przenosi MCFAs z przejrzystej brzeczki fermentacyjnej do roztworu ekstrakcyjnego, a następnie zawraca przejrzystą brzeczkę do bioreaktora.
  10. Podłączenie BEM.
    1. Umieścić napęd pompy o regulowanej prędkości do 300 rpm, wyposażony w głowicę pompy perystaltycznej (np. rozmiar 16), obok bioreaktora (Rysunek 1M).
    2. Przymocować drugi moduł hydrofobowej membrany z pustych włókien do statywu pierścieniowego nad pompą perystaltyczną (Rysunek 1C).
    3. Połączyć wylot zbiornika z roztworem strippingowym z wlotem pompy perystaltycznej, a wylot pompy z wlotem od strony rurek u podstawy BEM za pomocą elastycznych przewodów pompy (np. rozmiar 16, 18).
    4. Połączyć manometr i zawór ograniczający przepływ z wylotem od strony rurek BEM za pomocą złączki sprzęgającej i trójnika.
    5. Połączyć wylot od strony rurek na górze BEM z portem powrotnym zbiornika z roztworem strippingowym za pomocą elastycznych przewodów pompy (np. rozmiar 16, 18).
      UWAGA: Ten element systemu przenosi MCFAs z roztworu ekstrakcyjnego do roztworu strippingowego w BEM, a następnie zawraca roztwór strippingowy do jego zbiornika.

2. Uruchamianie systemu ekstrakcji ciecz-ciecz

  1. Napełnij i przepłucz linie fazy wodnej.
    1. Włącz pompę perystaltyczną roztworu strippingowego/BEM (Rycina 1M) i ustawić prędkość pompy tak, aby uzyskać stałą prędkość przepływu w zakresie 25–250 mL·min-1BEM może obsługiwać stosunkowo szeroki zakres przepływów. Należy rozpocząć od konserwatywnie wysokiego przepływu, aby zapewnić wystarczającą ekstrakcję MCFA. W dalszej fazie pracy przepływ można stopniowo zmniejszać w celu przedłużenia żywotności pompy i przewodów.
      UWAGA: Prędkość przepływu nie powinna być zbyt niska, aby nie dopuścić do akumulacji MCFAs w pożywce bioreaktora (patrz Reprezentatywne wyniki).
    2. Powoli zakręć zawór iglicowy przy wylocie od strony płaszcza BEM (Rycina 1C) aby wytworzyć ciśnienie wsteczne rzędu ~5 psig.
    3. Włącz pompę perystaltyczną bioreaktora/FEM (Rysunek 1I) i ustaw prędkość pompy tak, aby uzyskać stały przepływ w zakresie 25–250 ml·min-1FEM może obsługiwać stosunkowo szeroki zakres przepływów. Na początku należy zastosować ostrożnie dobraną, wysoką prędkość przepływu, aby zapewnić wystarczającą ekstrakcję MCFA. W dalszej fazie pracy prędkość przepływu można stopniowo zmniejszać w celu przedłużenia żywotności pompy oraz przewodów.
      UWAGA: Prędkość przepływu nie powinna być zbyt niska, aby zapobiec akumulacji MCFAs w pożywce bioreaktora (patrz sekcja Wyniki reprezentatywne).
    4. Powoli zamknij zawór iglicowy na wylocie od strony płaszcza FEM (Rysunek 1B) w celu wytworzenia ciśnienia wstecznego rzędu ~5 psig.
    5. Wizualnie sprawdź linie powrotne, aby upewnić się, że przepływ jest stały, a linie zostały odpowietrzone.
    6. Upewnij się, że klarowny bulion został zebrany po stronie powłoki filtra membranowego z włókien kapilarnych (Rysunek 1J).
      UWAGA: Wypełnienie FEM i ustanowienie stałego przepływu między filtrem membranowym z włókien kapilarnych a FEM zajmie kilka godzin. Prędkość przepływu nie powinna być zbyt niska, aby nie doprowadzić do akumulacji MCFAs w pożywce bioreaktora (patrz sekcja Wyniki reprezentatywne).
  2. Napełnij i przepuść ciecz przez linie fazy organicznej.
    1. Włącz pompę membranową roztworu do ekstrakcji w fazie organicznej (Rysunek 1D) i ustaw prędkość pompy tak, aby uzyskać stałą szybkość przepływu w zakresie 5,0–50 ml/min-1Należy rozpocząć od konserwatywnie niskiego przepływu, aby zminimalizować ciśnienie podczas ekstrakcji w fazie organicznej i ograniczyć ryzyko przenikania (cross-over). W razie potrzeby prędkość przepływu można stopniowo zwiększać w dalszej części procesu w celu poprawy wydajności ekstrakcji.
    2. Należy odczekać do czasu wypełnienia FEM i BEM.
    3. Wizualnie sprawdź port powrotny w zbiorniku z roztworem do ekstrakcji, aby upewnić się, że przepływ jest stały.
    4. Należy sprawdzić, czy roztwór fazy organicznej nie przedostaje się do linii roztworu strippingowego lub bulionu fermentacyjnego. W przypadku przedostania się fazy organicznej widoczne będą małe kropelki. Jeśli tak się stanie, należy zmniejszyć prędkość pompy membranowej i nieznacznie zwiększyć ciśnienie wsteczne w FEM lub BEM, w zależności od potrzeb. Nie należy przekraczać ciśnienia 10 psig.
      UWAGA: Aby zapobiec przenikaniu membran, przed przygotowaniem linii fazy organicznej należy ustalić przepływ i ciśnienie wsteczne w liniach fazy wodnej.
  3. W sposób ciągły ekstrahować ŚKKT z bioreaktora.
    1. System LLE powinien być w pełni sprawny. Należy zapewnić ciągłą pracę systemu podczas eksploatacji bioreaktora.
    2. Należy codziennie mierzyć stężenia MCFA w bioreaktorze, aby zapewnić wystarczającą ekstrakcję MCFA. Podwyższone stężenia MCFA w bioreaktorze zazwyczaj wskazują na niewystarczające przepływy brzeczki fermentacyjnej przez FEM. Może to również świadczyć o zmniejszonym strumieniu przez membranę na skutek foulingu i konieczności przeprowadzenia konserwacji (patrz krok 2.6).
      UWAGA: Można zmierzyć stężenia SCFA i MCFA poprzez chromatografia gazowa zgodnie z metodą opisaną przez Ge i wsp.11.
  4. Monitoruj akumulację MCFA w zbiorniku z roztworem do strippingu.
    1. Codziennie podczas cyklu szarżowego należy mierzyć stężenie MCFAs w roztworze strippingowym. System LLE stale przenosi MCFAs z bioreaktora do roztworu strippingowego, co prowadzi do wzrostu stężenia MCFAs w czasie. Proces ten może być prowadzony przez dłuższy czas w celu uzyskania wysokich mian MCFAs. Objętościowa szybkość produkcji MCFAs (mM C·L-1·d-1) można oszacować za pomocą równania 111.
      UWAGA: Objętościowa szybkość produkcji = Dynamika reaktora chemicznego, równanie, [C_{b,n}*V_{b,n}/HRT_n + ((C_{S,n}-C_{S,n-1})*V_{S,n})/(t_n-t_{n-1})]*[1/V_{b,n}].     (Równ. 1)
      gdzie:
      Cb,n= stężenie MCFA w brzeczce fermentacyjnej w dniu n, mM C
      Cs,n= stężenie MCFA w roztworze do ekstrakcji w dniu n, mM C
      Cs,n-1= stężenie MCFA w roztworze ekstrakcyjnym w dniu n-1, mM C
      Vs,n= Objętość roztworu do elucji w dniu n, L
      Vb,n= Objętość brzeczki fermentacyjnej (objętość bioreaktora) w dniu n, L
      HTZn= Hydrauliczny czas retencji bioreaktora w dniu n, d
      Tn= Dzień n, d
      Tn-1= Dzień n-1, d
    2. Aby zapewnić stabilną pracę, należy okresowo obliczać szybkość ekstrakcji (mM C·d-1) układu LLE poprzez pomiar zmiany stężenia MCFA między punktami czasowymi pomiaru i zastosowanie równania 211.
      UWAGA: Wzór na wydajność ekstrakcji, równanie przedstawiające obliczanie szybkości w procesie analizy chemicznej.     (Równ. 2)
      gdzie:
      Cs,n= stężenie MCFA w roztworze do strippowania w dniu n, mM C
      Cs,n-1= stężenie MCFA w roztworze do strippingu w dniu n-1, mM C
      Vs,n= Objętość roztworu elucyjnego w dniu n, L
      Tn= Dzień n, d
      Tn-1= Dzień n-1, d
    3. Aby utrzymać odpowiednią szybkość przenoszenia z roztworu ekstrakcyjnego, należy wymienić roztwór strippingowy na nową partię, zanim stężenie MCFA osiągnie 80% nasycenia.
      UWAGA: Maksymalna rozpuszczalność kwasu n-kapronowego wynosi 10,3 g·L⁻¹-1 w 25 °Coraz wartość n-stężenie kwasu kaprylowego wynosi 0,67 g·L⁻¹-1 w 25 °C.
  5. Wymień roztwór do strippingu.
    1. Wyłącz pompę membranową (Rycina 1D).
    2. Wyłącz pompę perystaltyczną z roztworem stripującym (Rycina 1M).
    3. Użyj opasek zaciskowych, aby zacisnąć wlot i wylot po stronie rurek w BEM.
    4. Wyłącz system kontroli pH i zdejmij zakrętkę zbiornika z roztworem do elucji, pozostawiając podłączone złącza portów (jeśli jest to możliwe).
    5. Usuń zbiornik z roztworem do strippingu (Rycina 1E).
    6. Wymień roztwór w zbiorniku z roztworem do eluowania na nową partię wodnego 0,5 M roztworu kwasu borowego o pH dostrojonym do wartości 9 za pomocą NaOH (patrz krok 1.4). Ponownie zamknij zbiornik za pomocą zakrętki.
    7. Zdejmij opaski zaciskowe z wlotu i wylotu strony rurek modułu BEM.
    8. Włącz pompę perystaltyczną z roztworem do strippingu (Rycina 1M), a następnie pompę membranową (Rycina 1D). Praca systemu została przywrócona.
  6. Konserwacja membrany.
    1. Co trzy miesiące należy wyjmować FEM i BEM z systemu LLE w celu ich wyczyszczenia. Przedział trzech miesięcy jest konserwatywną szacunkową częstotliwością czyszczenia.
      UWAGA: W zależności od zastosowania użytkownicy mogą czyścić membrany częściej lub rzadziej. Objawy obniżonej wydajności membran opisano w sekcji Wyniki reprezentatywne. Podczas konserwacji pompy oraz kontroler pH powinny być wyłączone. Instrukcje czyszczenia powinny zostać dostarczone przez producenta membran.
    2. Zlej ciecze z układu LLE do oddzielnych pojemników, zaczynając od linii roztworu ekstrakcyjnego fazy organicznej, następnie linii brzeczki fermentacyjnej oraz linii roztworu strippingowego.
    3. Po wyczyszczeniu i ponownym zamontowaniu membran należy przelać ciecze z powrotem do odpowiednich zbiorników.
    4. Ponownie uruchom system LLE, stosując opisaną powyżej procedurę (patrz kroki 2.1-2.2).

Wyniki

Pozytywne wyniki ekstrakcji MCFA są sygnalizowane przez stałą akumulację produktów MCFA w alkalicznym wodnym roztworze wypłukiwania (Rycina 2) oraz stosunkowo stabilne stężenia MCFA w brzeczce fermentacyjnej (dane nie pokazano). Rycina 2 ilustruje trzy cykle półciągłe roztworu wypłukiwania podczas ciągłego procesu LLE. Cykl składa się z dwóch etapów: etapu wymiany okresowej (Rycina 2: dzień 24, dzień 46 i dzień 68) oraz etapu akumulacji MCFA (Rycina 2: dni 0-24, dni 25-46, dni 47-68). W przypadku tego konkretnego układu fermentacji i LLE czas trwania cyklu wynosił około 20-24 dni. Czas trwania cyklu będzie się jednak różnić w zależności od zastosowania, ponieważ zależy od wielu czynników, w tym od objętości bioreaktora, wydajności biologicznej, objętości roztworu wypłukiwania, powierzchni membrany z pustych włókien oraz szybkości recyrkulacji cieczy w układzie LLE. Podczas cyklu okresowego roztwór wypłukiwania może zmienić kolor z bezbarwnego na żółto-brązowy z powodu niskiego poziomu współekstrakcji różnych małych kwasów organicznych (np. kwasu huminowego, kwasów fulwowych) obecnych w brzeczce fermentacyjnej (Rycina 3). Negatywne wyniki ekstrakcji MCFA są sygnalizowane przez powolną akumulację produktów MCFA w roztworze wypłukiwania oraz podwyższone stężenia MCFA w brzeczce fermentacyjnej w stosunku do wcześniej ustalonej linii bazowej.

Produktywność biologiczna kaproonianu jest zazwyczaj wyższa niż kaprylianu podczas tych procesów fermentacyjnych; w związku z tym kaproonian zazwyczaj kumuluje się w roztworze strippingowym szybciej niż kaprylian. Ponadto typowe jest gromadzenie się w roztworze strippingowym mniejszych ilości SCFA, takich jak octan i maślan, co widać w Rycina 2TOPO w oleju mineralnym wykazuje większe powinowactwo do średniołańcuchowych kwasów tłuszczowych (MCFA) niż do krótkołańcuchowych kwasów tłuszczowych (SCFA), co powoduje selektywne usuwanie MCFA. Badania przeprowadzone przez Saboe i współpracowników.12, Kaur i wsp.13, Carvajal-Arroyo i wsp.14oraz Ge i wsp.11wykazano wysoką selektywność TOPO względem kwasów tłuszczowych w wielu zastosowaniach z wykorzystaniem roztworów wodnych. Współczynnik podziału MCFA w stosunku do SCFA podczas drugiego cyklu szarżowego przedstawiono na Rycina 4Można oczekiwać, że po kilku dniach cyklu szarżowego stosunki podziału MCFA:SCFA będą przekraczać 40:1. Stosunek podziału MCFA:SCFA osiągnie plateau w miarę zbliżania się procesu ekstrakcji do stanu pseudostacjonarnego. Jeśli stosunki >Jeśli po kilku dniach nie można osiągnąć wartości 40, sugeruje to, że ekstrahent TOPO uległ degradacji lub wymyciu. W takim przypadku należy przygotować nowy roztwór do ekstrakcji (patrz krok 1.1). Jeśli stosunek ten spada po fazie plateau, sugeruje to, że średniołańcuchowe kwasy tłuszczowe (MCFA) nagromadziły się powyżej 80% punktu nasycenia. W takim przypadku należy przygotować nowy roztwór do strippingu (patrz krok 1.4).

Niska wydajność ekstrakcji MCFA może wynikać z niewystarczających przepływów w systemie LLE. Na Rysunku 5 prędkość pompowania w linii cyrkulacji brzeczki fermentacyjnej i roztworu odzierającego została zmniejszona, aby zilustrować wpływ obniżonych szybkości recyrkulacji cieczy na wydajność ekstrakcji MCFA. Wydajność ekstrakcji definiuje się jako procent MCFA wyekstrahowanych do roztworu odzierającego w stosunku do całkowitej ilości MCFA wyprodukowanych przez bioreaktor oraz MCFA wyekstrahowanych przez LLE. W warunkach normalnej pracy można oczekiwać wydajności ekstrakcji przekraczającej 85% (Rysunek 5, dni 1–14). Przy niskiej prędkości pompy (Rysunek 5, dzień 14) wydajność ekstrakcji ulega proporcjonalnemu spadkowi. Po przywróceniu odpowiedniej prędkości pompowania powrót do pełnej wydajności ekstrakcji może zająć kilka dni. Może to być spowodowane spadkiem stężenia stanu stacjonarnego MCFA w roztworze ekstrakcyjnym, wynikającym z różnicy między szybkością ekstrakcji w roztworze odzierającym (wyższą) a szybkością w brzeczce fermentacyjnej (niższą).

Wiele innych czynników może przyczyniać się do obniżenia wydajności ekstrakcji, w tym (1) fouling membrany, (2) ograniczenie przepływu płynu na każdym etapie systemu LLE z powodu zatorów, (3) tworzenie się pęcherzy gazu w kontaktorach membranowych oraz (4) dopuszczenie do sytuacji, w której stężenia MCFA w roztworze strippingowym zbliżają się do punktów nasycenia. Fouling membrany objawia się spadkiem strumienia przez membranę w czasie w stosunku do warunków początkowych. Chociaż tworzenie się biofilmu w FEM jest mało prawdopodobne, fouling może wystąpić w wyniku gromadzenia się szczątków komórkowych i innych zawiesin. Ponadto, mimo że BEM jest aseptyczny, przepływ może zostać utrudniony z powodu wytrącania się soli kwasów tłuszczowych wewnątrz kontaktora membranowego lub rurek w czasie. Jednakże rutynowa konserwacja i czyszczenie kontaktorów membranowych (patrz krok 2.6) powinny zapobiec wystąpieniu problemów z foulingiem i wytrącaniem soli. Pęcherze gazu tworzą się czasami w górnej części powłoki kontaktorów membranowych z powodu niewłaściwego ustawienia. Kontaktory membranowe powinny być lekko nachylone względem pionu, aby upewnić się, że wylot po stronie powłoki znajduje się w najwyższym punkcie, co pozwala na ucieczkę każdego powstałego gazu z kontaktora. Przepływ płynu w systemie LLE jest skonfigurowany tak, aby odbywał się od dołu do góry kontaktorów, co pomaga w usuwaniu pęcherzy gazu. Wreszcie, transfer MCFA z roztworu ekstrakcyjnego do roztworu strippingowego w BEM jest ograniczony przy bardzo wysokich stężeniach MCFA w roztworze strippingowym. Problem ten można rozwiązać poprzez częstszą wymianę roztworu strippingowego.

Schemat chromatografii fermentacyjnej z układem ekstrakcji komórkowej, przewodami, czujnikami i przepływem roztworu.
Rycina 1: Przegląd systemu ekstrakcji ciecz-ciecz. Przedstawienie schematyczne ukazujące główne komponenty systemu, poszczególne obwody cieczy oraz kierunki przepływu. Główne komponenty systemu są oznaczone w następujący sposób: (A) zbiornik roztworu ekstrakcyjnego fazy organicznej, (B) membrana wymiany bezpośredniej, (C) membrana wymiany odwrotnej, (D) pompa membranowa roztworu ekstrakcyjnego, (E) zbiornik roztworu strippingowego fazy wodnej, (F) system kontroli pH, (G) port odpływowy bioreaktora, (H) port powrotny bioreaktora, (I) pompa perystaltyczna membrany wymiany bezpośredniej i membranowego filtra z pustych włókien, (J) membranowy filtr z pustych włókien, (K) manometr, (L) zawór iglicowy oraz (M) pompa perystaltyczna roztworu strippingowego. Aby wyświetlić większą wersję tej ryciny, należy kliknąć tutaj.

Wykres stężenia kwasów tłuszczowych w funkcji czasu, przedstawiający trendy dla octanu, maślanu, kaproinianu i kaprylianu.
Rysunek 2: Akumulacja kwasów tłuszczowych w roztworze strippingowym. Dane przedstawiające stężenia krótkołańcuchowych i średniołańcuchowych kwasów tłuszczowych podczas trzech cykli szarżowych roztworu strippingowego w trakcie ciągłej operacji ekstrakcji ciecz-ciecz. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Porównanie procesów chemicznych, próbki przed i po serii, wyniki eksperymentu w butelkach.
Rysunek 3: Zmiana barwy roztworu strippingowego po ekstrakcji. Fotografia przedstawiająca zmianę barwy wodnej fazy roztworu strippingowego przed (tj. pre-batch) i po (tj. post-batch) cyklu seryjnym. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.

Zmienność stosunku MCFA:SCFA w czasie, dni vs. mM C⁻¹, wykres liniowy, wynik analizy metabolicznej.
Rycina 4: Stosunki kwasów tłuszczowych w roztworze odzyskowym. Dane przedstawiające stosunek średniołańcuchowych kwasów tłuszczowych do krótkołańcuchowych kwasów tłuszczowych podczas cyklu wsadowego roztworu odzyskowego w trakcie ciągłej ekstrakcji ciecz-ciecz. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

Wykres wydajności ekstrakcji MCFA w funkcji czasu; analizowano efekty zmniejszenia i przywrócenia prędkości pompy.
Rysunek 5: Wpływ szybkości przepływu przez membranę na wydajność ekstrakcji. Dane przedstawiające wpływ niewystarczającej szybkości przepływu przez membranę wymiany w kierunku w przód i w tył na wydajność ekstrakcji średniołańcuchowych kwasów tłuszczowych podczas pracy. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Dyskusja

Biologicznie wytwarzane MCFA są powszechnie spotykane w mieszaninach wraz z różnymi związkami organicznymi, w tym SCFA i alkoholami2. W związku z tym konieczny jest selektywny proces separacji, aby je odzyskać i efektywnie wykorzystać. Opracowany tutaj system LLE selektywnie ekstrahuje MCFA z tych mieszanin w sposób ciągły, zachowując jednocześnie SCFA i alkohole. Ta funkcjonalność sprawia, że system LLE jest szczególnie odpowiedni do zastosowań fermentacyjnych, takich jak wydłużanie łańcuchów mikrobiologicznych, gdzie głównymi metabolitami są MCFA, SCFA i alkohole8. W szczególności system LLE umożliwia postęp procesu wydłużania łańcucha poprzez usuwanie MCFA, zapobiegając zahamowaniu produktu1, pozostawiając reagenty SCFA i alkoholowe w bulionie fermentacyjnym w celu późniejszej konwersji biologicznej. System LLE można dostosować do innych zastosowań, modyfikując konkretne rozwiązanie odciągowe. Na przykład ciągłą ekstrakcję SCFA wytwarzanych podczas fermentacji można osiągnąć przy użyciu tego samego systemu LLE poprzez usunięcie TOPO z mieszaniny roztworu ekstrakcjonentu.

W związku z tym znaczenie metody LLE polega na zapewnieniu bardziej niezawodnej techniki ekstrakcji MCFA do tych zastosowań biotechnologicznych i biotechnologicznych w porównaniu z innymi metodami. Ekstrakcja dwufazowa in situ z niemieszającymi się cieczami to inne podejście do ekstrakcji MCFA z bulionu fermentacyjnego15. Takie podejście jest jednak stosunkowo mało efektywne. Warstwy emulsji tworzą się między fazą wodną (tj. bulionem fermentacyjnym) a fazą organiczną, poważnie ograniczając szybkość przenoszenia masy. Minimalne mieszanie płynów międzyfazowych między warstwami fazowymi również ogranicza przenoszenie masy. Inną wadą jest to, że komórki drobnoustrojów są w bezpośrednim kontakcie z fazą organiczną, powodując porwanie, hamowanie i śmierć komórki15. Wreszcie, ekstrakcja dwufazowa in situ wymaga częstej konserwacji w celu usunięcia i zastąpienia fazy organicznej.

Stosowanie wysokich wskaźników rozcieńczania w bioreaktorze jest kolejną metodą pozwalającą uniknąć zahamowania produktu16. Wysokie współczynniki rozcieńczania mogą osiągnąć wysoką wydajność poprzez utrzymanie wysokich stężeń reagentów w bioreaktorze. Takie podejście jest jednak niekorzystne, ponieważ przyczynia się do wypłukiwania biomasy, generowania dużych objętości ścieków i dużych strat substratów (tj. SCFA i alkoholi), co skutkuje niskimi wydajnościami. Niedogodności te można złagodzić za pomocą unieruchomionej biomasy i recyklingu ścieków, ale interwencje te zwiększają złożoność systemu17. Wreszcie, stężenie MCFA w strumieniu produktu jest rozcieńczane, co sprawia, że MCFA jest nieefektywne i kosztowne.

Nowe podejście do ekstrakcji może polegać na ciągłej destylacji MCFA za pomocą pojedynczej membrany ekstrakcyjnej do przodu, która fizycznie oddziela fazę organiczną i wodną, zatrzymując w ten sposób i chroniąc biomasę mikrobiologiczną. MCFA byłyby selektywnie ekstrahowane do fazy organicznej, a następnie destylowane. Rafinat może być w sposób ciągły zawracany do membrany ekstrakcyjnej. Destylacja ciągła jest jednak wyzwaniem technicznym, zwłaszcza w warunkach laboratoryjnych, i może powodować pogorszenie jakości lub utratę ekstrahentu chemicznego podczas długotrwałej eksploatacji. Destylacja może również powodować degradację termiczną fazy organicznej i produktów MCFA18.

Proces LLE pozwala uniknąć wielu niedogodności związanych z tymi alternatywnymi podejściami poprzez włączenie kilku krytycznych funkcji i etapów przetwarzania. Po pierwsze, hydrofilowy filtr membranowy z pustych włókien służy dwóm celom: ochronie komórek biomasy (biokatalizatorów) przed narażeniem na roztwór ekstrakcjonujący w FEB, zapewniając jednocześnie klarowny filtrat bogaty w MCFA, który zmniejsza zanieczyszczenie i gromadzenie się ciał stałych w systemie LLE. Po drugie, aby zapobiec przenikaniu cieczy, zastosowaliśmy zawory iglicowe, aby wytworzyć ciśnienie zwrotne po stronie rury każdego stycznika membranowego. Ten środek ostrożności utrzymuje niewielki transbłonowy gradient ciśnienia, zapobiegając niepożądanemu wyciekowi hydrofobowego rozpuszczalnika organicznego od strony powłoki do strony rurki wodnej w MES i BEM. Ponadto strumienie cieczy są skonfigurowane tak, aby przepływały równolegle od podstawy do góry MES i BEM, aby zapobiec uwięzieniu pęcherzyków gazu, które mogłyby gromadzić się wewnątrz modułów membranowych, zmniejszając wydajność nanoszenia i powodując przenoszenie. Ponadto metoda ta wykorzystuje pompę membranową z odporną chemicznie głowicą pompy z PTFE do pompowania roztworu ekstrakcjonu zawierającego MCFA, chroniąc system przed korozją i awariami, które mogłyby zagrozić procesowi ekstrakcji. Wreszcie, alkaliczny roztwór odpędowy o kontrolowanym pH utrzymuje gradient pH, który umożliwia ciągły transfer MCFA przez system LLE z dużą szybkością z bioreaktora do zbiornika roztworu strippingowego, gdzie MCFA deprotonują i akumulują się do wysokich mian, ułatwiając odzysk produktu w dalszej części procesu.

Ta metoda LLE jest odpowiednia do ciągłej ekstrakcji MCFA z bioreaktorów na skalę laboratoryjną (do 6 l objętości roboczej) i została zatwierdzona do długotrwałego stosowania w kilku badaniach 1,9,11,19. Metoda LLE może być również stosowana do zastosowań na większą skalę14 (tj. bioreaktorów w skali pilotażowej), ale wymaga proporcjonalnie skalowanych membran i sprzętu do obsługi płynów. Metoda ta ma jednak pewne ograniczenia, głównie w obszarze konserwacji i złożoności systemu. Ponieważ proces jest zaprojektowany tak, aby działał w sposób ciągły, moduły membranowe i pompy muszą być często serwisowane, co powoduje znaczne przestoje. Kolejną wadą jest to, że roztwór do usuwania wymaga stosunkowo dużych ilości NaOH i kwasu borowego. Co więcej, MCFA są i powodują z czasem niszczenie niektórych elementów systemu LLE. Na przykład plastikowe łączniki i obudowa membrany mogą stać się kruche, wymagając wymiany podczas pracy. Wreszcie, sieć transportu płynów w systemie LLE jest złożona, obejmuje wiele punktów połączeń, w których mogą wystąpić nieszczelności. Większość z tych ograniczeń i wad jest jednak typowa dla ciągłych procesów separacji membranowej i należy się ich spodziewać.

Ogólnie rzecz biorąc, ten protokół LLE oferuje solidne i skuteczne podejście do selektywnej ekstrakcji MCFA, co ma implikacje dla postępu badań w różnych dziedzinach. Metoda ta może znaleźć wiele istotnych zastosowań w dziedzinie fermentacji precyzyjnej do odzyskiwania in situ zewnątrzkomórkowych produktów metabolitów podczas fermentacji. LLE może być tańszą alternatywą dla konwencjonalnych metod przetwarzania (DSP), takich jak wirowanie po przebiegu, mikro- i ultrafiltracja lub ekstrakcje rozpuszczalnikiem wykonywane partiami. Rzeczywiście, DSP często stanowi główny czynnik kosztowy w przemysłowych procesach fermentacji. Ciągła ekstrakcja produktu za pomocą LLE może również umożliwić ciągłą fermentację, znacznie poprawiając produktywność operacji i efektywność czasu pracy w porównaniu z konwencjonalnymi metodami wsadowymi lub wsadowymi. Ponadto w ramach przyszłych badań można by zbadać podłoża ekstrahentowe inne niż rozpuszczalniki organiczne, takie jak rozpuszczalniki głęboko eutektyczne lub ciecze jonowe. Wreszcie, system LLE opisany w tym protokole był przeznaczony do celów eksperymentalnych w warunkach laboratoryjnych; W związku z tym nadal istnieje znaczna przestrzeń do badań optymalizacyjnych w celu zmniejszenia zapotrzebowania na energię, powierzchni membrany oraz ogólnej wydajności i szybkości ekstrakcji.

Oświadczenia

Nie ma konfliktu interesów.

Podziękowania

Autorzy pragną podziękować za techniczne i finansowe wsparcie udzielone przez Rolniczą Stację Doświadczalną na Uniwersytecie Georgii. Ponadto autorzy pragną podziękować Samuelowi Ogundipe, dr Ronaldowi Peggowi i dr Joon Hyuk Suh za ich pomoc w analizie próbek procesowych.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Butelka medialna 10 l Duran218018658
Butelka medialna 3,5 l Duran218016957
Kwas borowy, 99,5%, ThermoScientific (Fisher Scientific)327132500
Hydrofilowy MINIKROS 20CM 0.2UM PES 1MM 1.5TC X 3/4TCRepligenN02-P20U-10-N
L/S Napęd pompy o zmiennej prędkości; 100 obr./minMasterFlex (VWR)MFLX07528-10
L/S Napęd pompy o zmiennej prędkości; 300 obr./minMasterFlex (VWR)MFLX07528-20
Lekki olej mineralny, NF (4 litry) (CAS: 8042-47-5)Thomas ScientificC761Z18
Liqui-Cel 2,5x8 X50 membrana CO2, obudowa PP O-ringi z Vitonu (0,5-3 gal/min (0,1-0,7 m3/h)), przyłącza 1/4 cala FNPT3MLC-02508X50-G453
Mieszadło magnetyczne, pojemność 20 l, 110 VCole-ParmerEW-04661-29
Przewody do pompy precyzyjnej Masterflex L/S, Tygon, rozmiar 14MasterFlex (VWR)MFLX06402-14Konkretny rozmiar rurki będzie zależał od zastosowania.
Przewody do pomp precyzyjnych Masterflex L/S, Tygon, rozmiar 16MasterFlex (VWR)MFLX06402-16Konkretny rozmiar rurki zależy od zastosowania.
Przewody do pompy precyzyjnej Masterflex L/S, Tygon, rozmiar 17MasterFlex (VWR)MFLX06402-17Konkretny rozmiar rurki zależy od zastosowania.
Przewody do pompy precyzyjnej Masterflex L/S, Tygon, rozmiar 18MasterFlex (VWR)MFLX06402-18Konkretny rozmiar rurki zależy od zastosowania.
MasterFlex L/S Standardowa głowica pompy do przewodów precyzyjnych L/S 14, obudowa z poliwęglanu, wirnik CRSMasterFlex (VWR)MFLX07014-20Konkretny rozmiar głowicy pompy zależy od zastosowania.
MasterFlex L/S Standardowa głowica pompy do przewodów precyzyjnych L/S 14, obudowa z poliwęglanu, wirnik CRSMasterFlex (VWR)MFLX07014-20Konkretny rozmiar głowicy pompy zależy od zastosowania.
MasterFlex L/S Standardowa głowica pompy do przewodów precyzyjnych L/S 16, obudowa z poliwęglanu, wirnik CRSMasterFlex (VWR)MFLX07016-20Konkretny rozmiar głowicy pompy zależy od zastosowania.
MasterFlex L/S Standardowa głowica pompy do przewodów precyzyjnych L/S 17, obudowa z poliwęglanu, wirnik CRSMasterFlex (VWR)MFLX07017-20Konkretny rozmiar głowicy pompy zależy od zastosowania.
MasterFlex L/S Standardowa głowica pompy do przewodów precyzyjnych L/S 18, obudowa z poliwęglanu, wirnik CRSMasterFlex (VWR)MFLX07018-20Konkretny rozmiar głowicy pompy zależy od zastosowania.
Głowica pompy membranowej MasterFlex z PTFE, 10 do 100 ml/minMasterFlex (VWR)MFLX07090-62
Oakton 220 pH/redoks/regulator temperatury, 1/8 DINSpectrum Produkty laboratoryjne664-12595-E1
Oakton 220 Regulator pH/ORP/temperatury, 1/8 DINSpectrum Produkty laboratoryjne664-12595-E1
Oakton Żeński adapter BNC-to-StrippedWire Spectrum Laboratory Produkty664-12592-E1
Sonda pH ze złączem BNCThermoScientific10010-788Wystarczy dowolna sonda pH ze złączem BNC. 
Precyzyjny zawór regulacji przepływu, biały polipropylen, 1/4 NPT męski x męskiMcMaster-Carr7792K57
ProConnex  Zestawy złączek -RepligenACPX-KT2-01NKompatybilny z hydrofilowym filtrem MINIKROS
Zestawy złączek ProConnex - BRepligenACPX-KT1-01NKompatybilny z hydrofilowym filtrem MINIKROS
Granulki wodorotlenku sodu do analizySigma Aldrich1.06498
Manometr ze stali nierdzewnej 0-60 psi Stal nierdzewna 1/4" NPT 2,5" Pokrętło czołoweNAXJ-219Wystarczy dowolny porównywalny manometr obejmujący zakres 0-60 psig. 
Tlenek trioktylofosfiny (TOPO) Sigma-Aldrich346187-100G

Bibliografia

  1. Palomo-Briones, R., et al. Near-neutral ph increased n-caprylate production in a microbiome with product inhibition of methanogenesis. Chem Eng J. 446, 137170(2022).
  2. Wang, J., Yin, Y. Biological production of medium-chain carboxylates through chain elongation: An overview. Biotechnol Adv. 55, 107882(2022).
  3. Watanabe, S., Tsujino, S. Applications of medium-chain triglycerides in foods. Front Nutr. 9, 802805(2022).
  4. Meijaard, E., et al. The environmental impacts of palm oil in context. Nat Plants. 6 (12), 1418-1426 (2020).
  5. Meijaard, E., Abrams, J. F., Juffe-Bignoli, D., Voigt, M., Sheil, D. Coconut oil, conservation and the conscientious consumer. Curr Bio. 30 (13), R757-R758 (2020).
  6. Angenent, L. T., Magdalena, J. A., Jeon, B. S., Usack, J. G. Eco-mimicry opens new doors for bioprocess engineers. Joule. 4 (10), 2074-2077 (2020).
  7. Shahab, R. L., et al. A heterogeneous microbial consortium producing short-chain fatty acids from lignocellulose. Science. 369 (6507), 1214(2020).
  8. Magdalena, J. A., Angenent, L. T., Usack, J. G. The measurement, application, and effect of oxygen in microbial fermentations: Focusing on methane and carboxylate production. Fermentation. 8 (4), 138(2022).
  9. Agler, M. T., Spirito, C. M., Usack, J. G., Werner, J. J., Angenent, L. T. Development of a highly specific and productive process for n-caproic acid production: Applying lessons from methanogenic microbiomes. Water Sci Technol. 69 (1), 62-68 (2013).
  10. Gildemyn, S., et al. Upgrading syngas fermentation effluent using Clostridium kluyveri in a continuous fermentation. Biotechnol Biofuels. 10 (1), 83(2017).
  11. Ge, S., Usack, J. G., Spirito, C. M., Angenent, L. T. Long-term n-caproic acid production from yeast-fermentation beer in an anaerobic bioreactor with continuous product extraction. Env Sci Technol. 49 (13), 8012-8021 (2015).
  12. Saboe, P. O., et al. In situ recovery of bio-based carboxylic acids. Green Chem. 20 (8), 1791-1804 (2018).
  13. Kaur, G., et al. Reactive extraction for in-situ carboxylate recovery from mixed culture fermentation. Biochem Eng J. 160, 107641(2020).
  14. Carvajal-Arroyo, J. M., et al. Production and extraction of medium-chain carboxylic acids at a semi-pilot scale. Chem Eng J. 416, 127886(2021).
  15. Choi, K., et al. In situ biphasic extractive fermentation for hexanoic acid production from sucrose by Megasphaera elsdenii NCIMB 702410. Appl Biochem Biotechnol. 171 (5), 1094-1107 (2013).
  16. Grootscholten, T., Steinbusch, K., Hamelers, H., Buisman, C. Improving medium chain fatty acid productivity using chain elongation by reducing the hydraulic retention time in an upflow anaerobic filter. Bioresour Technol. 136, 735-738 (2013).
  17. Grootscholten, T., Dal Borgo, F. K., Hamelers, H., Buisman, C. Promoting chain elongation in mixed culture acidification reactors by addition of ethanol. Biomass Bioenergy. 48, 10-16 (2013).
  18. Cermak, S. C., Evangelista, R. L., Kenar, J. A. Distillation of natural fatty acids and their chemical derivatives. Distillation-Advances from Modeling to Applications Chapter. 5, 109-142 (2012).
  19. Agler, M. T., Spirito, C. M., Usack, J. G., Werner, J. J., Angenent, L. T. Chain elongation with reactor microbiomes: Upgrading dilute ethanol to medium-chain carboxylates. Energy Environ Sci. 5 (8), 8189-8192 (2012).

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

wydłużanie łańcuchaekstrakcja ciągłaodzysk kwasów tłuszczowychmembrana hydrofobowapompa perystaltycznaroztwór strippingowy
Ciągła ekstrakcja ciecz-ciecz średniołańcuchowych kwasów tłuszczowych z bulionu fermentacyjnego przy użyciu membran z pustych włókien
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.