Artykuł metodologiczny

Ciągła ekstrakcja ciecz-ciecz średniołańcuchowych kwasów tłuszczowych z bulionu fermentacyjnego przy użyciu membran z pustych włókien

DOI:

10.3791/66956

⸱

9 sierpnia 2024

 ,  , 
1Department of Food Science and Technology, University of Georgia, 2New Materials Institute, University of Georgia, 3Institute for Integrative Agriculture, Office of Research, University of Georgia

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

System ekstrakcji ciecz-ciecz (LLE) z membranami kapilarnymi został opracowany do ciągłego i selektywnego wydobywania średniołańcuchowych kwasów tłuszczowych (MCFA) z bulionu fermentacyjnego. System LLE osiąga wysoką specyficzność MCFA z bulionów zawierających krótkołańcuchowe kwasy tłuszczowe i alkohole. Ponadto MCFA są skoncentrowane w roztworze do usuwania powłok, aby ułatwić odzyskiwanie produktu.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Średniołańcuchowe kwasy tłuszczowe (MCFA; długości węgla: C6-C12) to wysokowartościowe chemikalia platformowe, które służą różnorodnym zastosowaniom przemysłowym, w tym zielonym antybiotykom, składnikom żywności, dodatkom do pasz dla zwierząt, kosmetykom, perfumom, farmaceutykom i strukturalnym lipidom. Obecnie większość MCFA jest produkowana z oleju palmowego i kokosowego pochodzącego z Azji Południowo-Wschodniej i Ameryki Południowej. Konwencjonalne podejście do zbioru owoców palmy i kokosa powoduje znaczne szkody ekologiczne w tych regionach. W związku z tym naukowcy opracowują podejścia biologiczne (np. fermentację precyzyjną i fermentację w kulturach otwartych) w celu bardziej zrównoważonego wytwarzania MCFA przy użyciu niskowartościowych substratów (np. metanolu, etanolu, mleczanu) lub odpadów organicznych jako surowców. Wydłużenie łańcucha mikrobiologicznego (CE) to szybko dojrzewająca platforma fermentacji w otwartej kulturze, która przekształca krótkołańcuchowe kwasy tłuszczowe (SCFA; długości węgla: C1-C5) w podzbiór tych MCFA w tempie istotnym dla przemysłu. Jednak ciągła ekstrakcja in situ produktów MCFA jest konieczna nie tylko w celu uniknięcia zahamowania produktu, ale także w celu ułatwienia odzysku MCFA w czystej i użytecznej postaci. Ekstrakcja ciecz-ciecz (LLE) przy użyciu membran z pustych włókien i ukierunkowanych mieszanin ekstrahentów okazała się solidnym podejściem do selektywnej ekstrakcji produktów MCFA z bulionów fermentacyjnych zawierających SCFA. W tym przypadku zastosowanie LLE do ciągłego usuwania MCFA wykazano przy użyciu CE jako referencyjnego systemu fermentacji i 3% (w/v) tlenku trioktylofosfiny w oleju mineralnym jako systemu ekstrakcjonującego. Kwasy tłuszczowe, od kwasu walerianowego (C5) do kwasu kaprylowego (C8), są selektywnie usuwane z bulionów zawierających SCFA i zagęszczane do wysokich mian w półpartiowym alkalicznym roztworze do usuwania w celu dalszego przetwarzania.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Średniołańcuchowe kwasy tłuszczowe (MCFA) to wysokowartościowe substancje chemiczne o długości łańcucha od sześciu (C6) do dwunastu (C12) atomów węgla. MCFA mają zastosowania przemysłowe w żywności, paszach dla zwierząt, farmaceutykach, kosmetykach, perfumach, środkach przeciwdrobnoustrojowych i syntezie chemicznej1,2,3. Obecnie większość MCFA pochodzi z oleju palmowego i kokosowego pochodzącego z Azji Południowo-Wschodniej i Ameryki Południowej4,5. Poważne szkody ekologiczne związane z produkcją oleju palmowego i kokosowego są dobrze znane zainteresowanym stronom i opinii publicznej. Naukowcy badają podejścia biologiczne (np. precyzyjną fermentację i fermentację w otwartej kulturze) w celu generowania MCFA w sposób bardziej zrównoważony, wykorzystując niskowartościowe substraty lub odpady organiczne jako surowiec6,7. Jednym ze zrównoważonych sposobów produkcji MCFA jest upcykling strumieni odpadów organicznych w procesie zwanym wydłużaniem łańcucha mikrobiologicznego (CE). Ten wtórny proces fermentacji jest podobny do fermentacji beztlenowej, ponieważ wykorzystuje wszechstronność beztlenowych mikrobiomów z otwartych kultur, ale zamiast promować tworzenie metanu, systemy CE celowo hamują szlak metanogenny. W mikrobiomie, w którym węgiel nie może być maksymalnie zredukowany doCH4, aniH2 utrzymywany poniżej 10-4 atm przez archeony zużywające wodór, reakcja β-utleniania, która normalnie rozkładałaby karboksylany o dłuższych łańcuchach do octanu (np. C6 → C4 → C2) może zostać odwrócona (np. C2 → C4 → C6 itd.), o ile związek zredukowany (tj. donor elektronów), taki jak etanol lub mleczan8. W tym metabolizmie cząsteczka kwasu tłuszczowego ulegająca wydłużeniu służy jako akceptor elektronów. W ten sposób, zamiast wytwarzać produkt o długości węgla 1 (CH4), jak w przypadku fermentacji beztlenowej, proces CE generuje MCFA o długości węgla od sześciu do ośmiu. Duży i rosnący rynek jest gotowy na przyjęcie tych chemikaliów z zielonej platformy. Jednak do tej pory nie wykazano, aby proces CE wytwarzał MCFA o długości węgla przekraczającej osiem atomów węgla w znacznych ilościach.

Efektywna ekstrakcja tych MCFA jest ważna nie tylko dla odzyskania pożądanego produktu, ale także dla zapobieżenia zahamowaniu produktu i popchnięcia mikrobiomu w kierunku produkcji większej ilości MCFAs1. Wraz ze wzrostem stężenia MCFA metabolizm MCFA zostaje zahamowany i staje się mniej korzystny termodynamicznie. Dzięki ciągłemu usuwaniu MCFA tempo produkcji jest utrzymywane. Ponadto, ponieważ SCFA służą jako podstruktury w procesie wydłużania łańcucha, nie należy ich usuwać z bulionu fermentacyjnego. Ukierunkowane mieszaniny ekstrahentów powinny selektywnie ekstrahować produkty MCFA z bulionów fermentacyjnych zawierających SCFA.

Tutaj zademonstrowano solidne i praktyczne podejście do ciągłego wydobywania MCFA z bulionu fermentacyjnego zawierającego SCFA za pomocą systemu ekstrakcji ciecz-ciecz (LLE) składającego się z hydrofobowego, polipropylenowego ekstraktora membranowego z pustymi włóknami, selektywnego organicznego roztworu ekstrakcjonującego (tlenek trioktylofosfiny [TOPO]9,10,11) oraz ekstraktor membranowy z pustymi włóknami do tyłu. Przed systemem LLE zainstalowany jest filtr chroniący komórki, który zatrzymuje biomasę i łagodzi zanieczyszczenie membrany. MCFA są ekstrahowane do przodu, w postaci protonowanej, z wodnego bulionu fermentacyjnego (zwykle z nastawą pH <5,8) do organicznego roztworu ekstrahentu (tj. 3% TOPO (w/v) w oleju mineralnym), a następnie ekstrahowane wstecznie do alkalicznego roztworu odpędzającego (pH = 9), gdzie deprotonują i koncentrują się do wysokich mian w celu dalszego przetwarzania. Poszczególne nastawy pH są niezbędne, ponieważ dyktują gradient stężeń między każdą fazą procesu LLE, zapewniając transfer netto MCFA z bulionu fermentacyjnego do roztworu odpędzającego. LLE wykorzystujące membrany ekstrakcyjne do przodu i do tyłu osiągają wysokie szybkości ekstrakcji przy jednoczesnej ekstrakcji alkoholi i SCFA. Adiuwant rozpuszczalnika organicznego, TOPO, umożliwia tworzenie kompleksów MCFA. Kompleksy te są lepiej rozpuszczalne w fazach organicznych niż woda, co skutkuje wysoką selektywnością MCFA. Proces LLE pozwala również uniknąć wielu wad związanych z istniejącymi podejściami, które zostaną omówione w sekcji Dyskusja. Długoterminowa implementacja przy użyciu tego podejścia LLE została wykazana w wielu badaniach9,10,11. Chociaż podejście to jest szczególnie odpowiednie do zastosowań obejmujących produkcję MCFA poprzez wydłużanie łańcucha mikrobiologicznego, jest również przydatne w innych zastosowaniach, które wymagają selektywnej separacji związków o podobnych właściwościach chemicznych, ponieważ system ekstrakcji organicznej można dostosować do własnych potrzeb.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Odczynniki, materiały eksploatacyjne i sprzęt użyte w tym badaniu są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Budowa i integracja bioreaktora oraz systemu ekstrakcji ciecz-ciecz

  1. Przygotować roztwór do ekstrakcji do fazy organicznej i zbiornik.
    1. Przygotować 2 litry roztworu do ekstrakcji do fazy organicznej, rozpuszczając 60 g tlenku trioktylofosfiny (TOPO) w oleju mineralnym za pomocą mieszadła magnetycznego i mieszadła.
    2. Dodać roztwór ekstrakcyjny do szklanego zbiornika o pojemności 2 l (tj. butelki Schotta).
    3. Umieść zbiornik na magnetycznej płycie mieszającej (Rysunek 1A). Zalecana prędkość mieszania podczas ciągłej pracy LLE to 150-250 obr./min.
  2. Przygotuj trzyportową nasadkę do zbiornika roztworu ekstrakcyjnego.
    1. Podłącz rurkę zanurzeniową do pierwszego portu, aby służyła jako port odpływowy dostarczający roztwór ekstrakcyjny do przedniej membrany ekstrakcyjnej (MES) (Rysunek 1B).
    2. Umieść drugi port, który będzie służył jako port powrotny dla roztworu ekstrakcyjnego z membrany do ekstrakcji wstecznej (BEM) (Rysunek 1C).
    3. Dodać trzeci port, otwarty na atmosferę, aby stłumić wahania ciśnienia spowodowane przez pompę membranową.
  3. Podłączyć pompę membranową do membran ekstrakcyjnych.
    1. Umieść napęd pompy o zmiennej prędkości obrotowej 100 obr./min wyposażony w głowicę pompy membranowej z politetrafluoroetylenu (PTFE) w pobliżu zbiornika (Rysunek 1D).
    2. Podłącz port odpływowy zbiornika roztworu ekstrakcyjnego (Rysunek 1A) do wlotu pompy membranowej, a następnie wylot pompy membranowej do wlotu po stronie płaszcza u podstawy MES (Rysunek 1B) za pomocą elastycznego przewodu pompy (np. rozmiar 16, 18).
    3. Podłącz wylot po stronie skorupy w górnej części MES do wlotu po stronie skorupy u podstawy BEM (Rysunek 1C) za pomocą elastycznego przewodu pompy (np. rozmiar 18).
    4. Podłącz wylot po stronie skorupy w górnej części BEM do portu powrotnego w zbiorniku roztworu ekstrakcyjnego (Rysunek 1A) za pomocą elastycznego przewodu pompy (np. rozmiar 16, 18).
      UWAGA: Ten element systemu przenosi MCFA wyekstrahowane z bulionu fermentacyjnego w MES do roztworu odpędzającego w BEM.
  4. Przygotować roztwór do odpędzania w fazie wodnej i zbiornik.
    1. Przygotować 3,25 l roztworu do oddzielania w fazie wodnej, pobierając 0,5 M roztwór kwasu borowego i dostosowując go do pH 9 za pomocą NaOH.
    2. Wlej roztwór do szklanego zbiornika o pojemności 3,5 l z mieszadłem magnetycznym.
    3. Umieść zbiornik na magnetycznej płycie mieszającej (Rysunek 1E).
  5. Przygotuj czteroportową nasadkę na zbiornik roztworu do usuwania izolacji.
    1. Podłącz rurkę zanurzeniową do pierwszego portu, aby służyła jako port odpływowy dostarczający roztwór do usuwania powłok do BEM.
    2. Umieścić drugi port składający się ze złączki Y, aby (1) służył jako port przepływu powrotnego roztworu do oddzielania z BEM i (2) służył jako strumień porywający dla dodatków NaOH z systemu kontroli pH.
    3. Dodać trzeci port, otwarty na atmosferę, aby uwzględnić wzrost objętości spowodowany dodatkami NaOH i akumulacją MCFA.
    4. Zapewnij czwarty port, aby pomieścić sondę pH kontrolera pH.
  6. Zainstalować system kontroli pH w zbiorniku roztworu do odpędzania.
    1. Zintegruj system kontroli pH z nastawą pH 9 ze zbiornikiem roztworu do strippingu (Rysunek 1F). Użyj 5 M NaOH jako roztworu podstawowego z regulatorem pH, aby przeciwdziałać zebranym MCFA.
    2. Włóż sondę pH przez otwór zbiornika roztworu do strippingu i zawieś ją w roztworze do strippingu.
      UWAGA: Ten system kontroli pH nie wymaga roztworu kwasu.
  7. Przygotuj porty połączeniowe bioreaktora.
    1. Wyznacz dwa porty, port odpływowy i port przepływu powrotnego, w bioreaktorze do połączenia z systemem ekstrakcji ciecz-ciecz (LLE) (Rysunek 1G,H).
    2. Podłącz rurkę zanurzeniową do portu odpływowego. Rosół bogaty w MCFA będzie pompowany z bioreaktora przez port odpływowy do systemu LLE.
      UWAGA: Bulion najpierw dostaje się do filtra membranowego z pustych włókien przed membranami ekstrakcyjnymi, aby usunąć komórki i inne ciała stałe, aby zapobiec zanieczyszczeniu.
    3. Włóż trójnik do portu przepływu powrotnego, aby otrzymać: (1) bulion zubożony w MCFA odzyskany z MES i (2) retentat zawierający komórki z filtra membranowego z pustych włókien.
  8. Zainstaluj filtr membranowy z pustych włókien.
    1. Umieść napęd pompy o zmiennej prędkości obrotowej 300 obr./min w pobliżu bioreaktora (Rysunek 1I).
    2. Przymocuj hydrofilową membranę z pustych włókien (Rysunek 1J) do stojaka pierścieniowego nad pompą perystaltyczną.
    3. Ułóż dwie głowice pomp perystaltycznych na napędzie pompy, duże (np. rozmiar 17) i małe (np. rozmiar 16).
      UWAGA: Większa głowica pompy jest podłączona do filtra membranowego z pustych włókien, aby zapewnić, że natężenie przepływu permeatu jest większe niż natężenie przepływu zasilającego MES. Gdyby tak nie było, permeat zostałby zużyty szybciej niż jest produkowany, powodując powstanie próżni.
    4. Podłącz port odpływowy w bioreaktorze do dużego wlotu głowicy pompy za pomocą elastycznego przewodu pompy (np. rozmiar 17).
    5. Podłącz duży wylot głowicy pompy do hydrofilowego filtra membranowego z pustych włókien na wlocie po stronie rurki u podstawy filtra za pomocą elastycznej rurki pompy (np. rozmiar 17).
    6. Zakryj górny port filtra po stronie skorupy, aby zapobiec napływowi powietrza.
      UWAGA: Bulion bogaty w MCFA (zawierający komórki) przepłynie przez rurki z pustych włókien i powróci do bioreaktora. Klarowny bulion (bezkomórkowy) przejdzie przez hydrofilową membranę polieterosulfonową (PES) o grubości 0,2 μm i zbierze się po stronie powłoki filtra.
  9. Podłącz MES.
    1. Przymocuj pierwszy hydrofobowy moduł membrany z pustych włókien (MES) do stojaka pierścieniowego nad pompą (Rysunek 1B).
    2. Podłącz hydrofilowy filtr membranowy z pustych włókien (Rysunek 1J) na wylocie po stronie skorupy do małego wlotu głowicy pompy za pomocą elastycznej rurki pompy (np. rozmiar 16, 18).
    3. Podłącz wylot małej głowicy pompy do MES na wlocie po stronie rury u podstawy modułu za pomocą elastycznej rurki pompy (np. rozmiar 16, 18).
    4. Podłącz manometr ( Rysunek 1K) i zawór ograniczający przepływ ( Rysunek 1L) do wylotu po stronie rury MES za pomocą złączki i trójnika.
    5. Podłączyć wylot MES po stronie rurki do portu powrotnego w bioreaktorze za pomocą elastycznej rurki pompy (np. rozmiar 18).
      UWAGA: Ten element systemu przenosi MCFA z klarownego bulionu fermentacyjnego do roztworu ekstrakcyjnego, a następnie zwraca klarowny bulion do bioreaktora.
  10. Podłącz BEM.
    1. Umieść napęd pompy o zmiennej prędkości obrotowej 300 obr./min wyposażony w głowicę pompy perystaltycznej (np. rozmiar 16) w pobliżu bioreaktora (Rysunek 1M).
    2. Przymocuj drugi hydrofobowy moduł membrany z pustych włókien do stojaka pierścieniowego nad pompą perystaltyczną (Rysunek 1C).
    3. Podłączyć port odpływowy zbiornika roztworu do usuwania izolacji do wlotu pompy perystaltycznej, a wylot pompy do wlotu po stronie rury u podstawy BEM za pomocą elastycznego przewodu pompy (np. rozmiar 16, 18).
    4. Podłączyć manometr i zawór ograniczający przepływ do wylotu BEM po stronie rury za pomocą złączki i trójnika.
    5. Podłączyć wylot po stronie rurki w górnej części BEM do portu przepływu powrotnego zbiornika roztworu do usuwania izolacji za pomocą elastycznego przewodu pompy (np. rozmiar 16, 18).
      UWAGA: Ten element systemu przenosi MCFA z roztworu ekstrakcyjnego do roztworu do usuwania nadzwyczajnego w BEM, a następnie zwraca roztwór do odpędzania do swojego zbiornika.

2. Rozpoczęcie działania systemu ekstrakcji ciecz-ciecz

  1. Zalać i cyrkulować wodne linie fazowe.
    1. Włącz pompę perystaltyczną roztworu do usuwania izolacji/BEM (Rysunek 1M) i ustaw prędkość pompy, aby osiągnąć stałe natężenie przepływu w zakresie 25-250 ml·min-1. BEM może dostosować się do stosunkowo dużego zakresu natężeń przepływu. Zacznij od konserwatywnie wysokiego natężenia przepływu, aby zapewnić wystarczającą ekstrakcję MCFA. Natężenie przepływu można stopniowo zmniejszać w dalszej części pracy, aby przedłużyć żywotność wyposażenia pompy i przewodów.
      UWAGA: Prędkość przepływu nie powinna być tak niska, aby umożliwić akumulację MCFA w bulionie bioreaktora (patrz wyniki reprezentatywne).
    2. Powoli zamknij zawór iglicowy na wylocie BEM po stronie skorupy (Rysunek 1C), aby ustalić ciśnienie wsteczne ~5 psig.
    3. Włącz bioreaktor/pompę perystaltyczną MES (Rysunek 1I) i ustaw prędkość pompy tak, aby osiągnąć stałe natężenie przepływu w zakresie 25-250 ml·min-1. MES może dostosować się do stosunkowo dużego zakresu natężeń przepływu. Zacznij od konserwatywnie wysokiego natężenia przepływu, aby zapewnić wystarczającą ekstrakcję MCFA. Natężenie przepływu można stopniowo zmniejszać w dalszej części pracy, aby przedłużyć żywotność wyposażenia pompy i przewodów.
      UWAGA: Prędkość przepływu nie powinna być tak niska, aby umożliwić akumulację MCFA w bulionie bioreaktora (patrz sekcja Reprezentatywne wyniki).
    4. Powoli zamknij zawór iglicowy na wylocie MES po stronie skorupy (Rysunek 1B), aby ustalić ciśnienie wsteczne ~5 psig.
    5. Sprawdź wzrokowo przewody powrotne, aby upewnić się, że przepływ jest stały i czy przewody zostały zalane.
    6. Sprawdź, czy przezroczysty bulion jest zebrany po stronie powłoki filtra membranowego z pustych włókien ( Rysunek 1J).
      UWAGA: Napełnienie MES i ustanowienie stałego przepływu między filtrem membranowym z pustych włókien a MES zajmie kilka godzin. Prędkość przepływu nie powinna być tak niska, aby umożliwić akumulację MCFA w bulionie bioreaktora (patrz sekcja Reprezentatywne wyniki).
  2. Zalać i rozprowadzić organiczne linie fazowe.
    1. Włącz pompę membranową roztworu do ekstrakcji do ekstrakcji do fazy organicznej (Rysunek 1D) i ustaw prędkość pompy, aby osiągnąć stałe natężenie przepływu w zakresie 5,0-50 ml · min-1. Zacznij od konserwatywnie niskiego natężenia przepływu, aby zminimalizować ciśnienie w ekstrakcji do fazy organicznej i zminimalizować ryzyko skrzyżowania. W razie potrzeby natężenie przepływu można stopniowo zwiększać w dalszej części pracy, aby poprawić wydajność ekstrakcji
    2. Poczekaj, aż MES i BEM zostaną wypełnione.
    3. Sprawdź wzrokowo port przepływu powrotnego w zbiorniku roztworu ekstrakcyjnego, aby zapewnić stały przepływ.
    4. Sprawdzić, czy żaden roztwór fazy organicznej nie przechodzi do roztworu oddzielającego lub przewodów bulionu fermentacyjnego. Jeśli dochodzi do skrzyżowania, można zobaczyć małe kropelki fazy organicznej. W takim przypadku należy zmniejszyć prędkość obrotową pompy membranowej i nieznacznie zwiększyć ciśnienie wsteczne w MES lub BEM, w zależności od przypadku. Nie przekraczać 10 psig.
      UWAGA: Aby zapobiec krzyżowaniu się membrany, ważne jest, aby ustalić przepływ i przeciwciśnienie w przewodach fazy wodnej przed zalaniem przewodów fazy organicznej.
  3. Ciągła ekstrakcja MCFA z bioreaktora.
    1. System LLE powinien być w pełni sprawny. Pozwól, aby system działał w sposób ciągły podczas pracy bioreaktora.
    2. Codziennie mierz stężenia MCFA w bioreaktorze, aby zapewnić wystarczającą ekstrakcję MCFA. Jeśli wystąpią podwyższone stężenia MCFA w bioreaktorze, zwykle oznacza to niewystarczające natężenie przepływu bulionu fermentacyjnego przez MES. Może to również wskazywać na zmniejszony strumień membrany spowodowany zanieczyszczeniem i koniecznością konserwacji (patrz krok 2.6).
      UWAGA: Stężenia SCFA i MCFA można mierzyć za pomocą chromatografii gazowej zgodnie z metodą opisaną przez Ge et al.11.
  4. Monitorować akumulację MCFA w zbiorniku roztworu do usuwania odpędzania.
    1. Codziennie mierzyć stężenie MCFA w roztworze odpędzającym podczas cyklu wsadowego. System LLE w sposób ciągły przenosi MFCA z bioreaktora do roztworu do usuwania nadzwyczajnego, zwiększając stężenie MCFA w czasie. Proces ten może trwać przez dłuższy czas, aby wytworzyć wysokie miana MCFA. Wolumetryczną szybkość produkcji MCFA (mM C·L-1·d-1) można oszacować za pomocą równania 111.
      UWAGA: Tempo produkcji wolumetrycznej = figure-protocol-1 (Równanie 1)
      gdzie:
      Cb,n = stężenie MCFA w bulionie fermentacyjnym w dniu n, mM C
      Cs,n = stężenie MCFA w roztworze do oddzielania w dniu n, mM C
      Cs,n-1 = stężenie MCFA w roztworze do oddzielania w dniu n-1, mM C
      Vs,n = objętość roztworu oddzielającego w dniu n, L
      Vb,n = objętość bulionu fermentacyjnego (objętość bioreaktora) w dniu n, L
      HRTn = czas retencji hydraulicznej bioreaktora w dniu n, d
      Tn = Dzień n, d
      Tn-1 = Dzień n-1, d
    2. Aby zapewnić stabilną pracę, należy okresowo obliczać szybkość ekstrakcji (mM C·d-1) systemu LLE, mierząc zmianę stężenia MCFA między punktami pomiaru i stosując równanie 211.
      UWAGA: figure-protocol-2 (Równanie 2)
      gdzie:
      Cs,n = stężenie MCFA w roztworze do oddzielania w dniu n, mM C
      Cs,n-1 = stężenie MCFA w roztworze do oddzielania w dniu n-1, mM C
      Vs,n = objętość roztworu oddzielającego w dniu n, L
      Tn = Dzień n, d
      Tn-1 = Dzień n-1, d
    3. Aby utrzymać odpowiednie szybkości przenoszenia z roztworu ekstrakcyjnego, należy zastąpić roztwór do usuwania izolacji świeżą partią, zanim stężenie MCFA osiągnie 80% nasycenia.
      UWAGA: Maksymalna rozpuszczalność kwasu n-kapronowego wynosi 10,3 g·L-1 w temperaturze 25 °C, a kwasu n-kaprylowego wynosi 0,67 g·L-1 w temperaturze 25 °C.
  5. Wymień roztwór do usuwania izolacji.
    1. Wyłącz pompę membranową (Rysunek 1D).
    2. Wyłącz pompę perystaltyczną roztworu do usuwania izolacji (Rysunek 1M).
    3. Użyj węża clamps do clamp wlot po stronie rury i wylot BEM po stronie rury.
    4. Wyłącz system kontroli pH i zdejmij korek zbiornika roztworu do usuwania izolacji, zachowując zamocowane połączenia portów (jeśli to możliwe).
    5. Wyjmij zbiornik roztworu do usuwania odpędów (Rysunek 1E).
    6. Zastąp zbiornik roztworu do odpędzania świeżą partią wodnego 0,5 M roztworu kwasu borowego dostosowanego do pH 9 przy użyciu NaOH (patrz krok 1.4). Ponownie przymocuj korek do zbiornika.
    7. Zdjąć zaciski węża z wlotu po stronie rury i wylotu BEM po stronie rury.
    8. Włącz pompę perystaltyczną roztworu do usuwania izolacji ( Rysunek 1M), a następnie pompę membranową (Rysunek 1D). Działanie systemu zostało przywrócone.
  6. Konserwacja membrany.
    1. Raz na trzy miesiące należy usuwać MES i BEM z systemu LLE w celu czyszczenia. Trzy miesiące to ostrożna szacowana częstotliwość czyszczenia.
      UWAGA: W zależności od zastosowania, użytkownicy mogą czyścić membrany częściej lub rzadziej. Oznaki zmniejszonej wydajności membrany opisano w sekcji Reprezentatywne wyniki. Podczas konserwacji pompy i regulator pH powinny być wyłączone. Instrukcje czyszczenia powinny być dostarczone przez producenta membrany.
    2. Spuść płyny z systemu LLE do oddzielnych pojemników, zaczynając od linii roztworu do ekstrakcji do fazy organicznej, następnie przewodów bulionu fermentacyjnego i przewodów roztworu do oddzielania.
    3. Po oczyszczeniu i ponownym zainstalowaniu membran należy wsypać płyny z powrotem do odpowiednich zbiorników.
    4. Ponownie uruchom system LLE, stosując podejście opisane powyżej (patrz kroki 2.1-2.2).

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pozytywne wyniki ekstrakcji MCFA są wskazane przez stałą akumulację produktów MCFA w alkalicznym roztworze do strippingu w fazie wodnej (Rysunek 2) i względnie stabilne stężenia MCFA w bulionie fermentacyjnym (dane nie pokazane). Rysunek 2 ilustruje trzy pół-wsadowe cykle roztworu do usuwania podczas ciągłej pracy LLE. Cykl składa się z dwóch etapów: etapu wymiany partii (Rysunek 2: Dzień 24, Dzień 46 i Dzień 68) oraz etap akumulacji MCFA (Rysunek 2: Dni 0-24, Dni 25-46, Dni 47-68). W przypadku tego konkretnego systemu fermentacji i LLE czas trwania cyklu wynosił około 20-24 dni. Czas trwania cyklu będzie się jednak różnić w zależności od zastosowania, ponieważ zależy od wielu czynników, w tym objętości bioreaktora, wydajności biologicznej, objętości roztworu do usuwania powłok, obszaru membrany z pustych włókien i szybkości recyrkulacji cieczy w systemie LLE. Podczas cyklu okresowego roztwór do oddzielania może zmienić kolor z przezroczystego na żółtawo-brązowy z powodu koekstrakcji na niskim poziomie różnych małych kwasów organicznych (np. kwasu humusowego, kwasów fulwowych) obecnych w bulionie fermentacyjnym (Rysunek 3). Na negatywne wyniki ekstrakcji MCFA wskazuje powolna akumulacja produktów MCFA w roztworze odpędzającym i podwyższone stężenia MCFA w bulionie fermentacyjnym w stosunku do wcześniej ustalonego poziomu wyjściowego.

Biologiczna produktywność kapronianu jest zazwyczaj wyższa niż kaprylanu podczas tych procesów fermentacji; dlatego często zdarza się, że kapronian gromadzi się szybciej w roztworze strippingowym niż kaprylan. Normalne jest również, że SCFA, takie jak octan i maślan, gromadzą się w roztworze do strippingu w mniejszych ilościach, jak widać na Rysunek 2. TOPO w oleju mineralnym ma większe powinowactwo do MCFA niż do SCFA, co powoduje selektywne usuwanie MCFA. Badania przeprowadzone przez Saboe et al.12, Kaur et al.13, Carvajal-Arroyo et al.14, oraz Ge et al.11, wykazały wysoką selektywność TOPO dla kwasów tłuszczowych w wielu zastosowaniach z udziałem roztworów wodnych. Stosunek podziału MCFA do SCFA podczas drugiego cyklu wsadowego jest pokazany na Rysunek 4. Można oczekiwać współczynników partycjonowania MCFA:SCFA większych niż 40:1 po kilku dniach cyklu wsadowego. Stosunek partycjonowania MCFA:SCFA ustabilizuje się, gdy proces ekstrakcji zbliży się do stanu pseudo-ustalonego. Jeśli proporcje >40 nie mogą być osiągnięte po kilku dniach, oznacza to, że ekstrahent TOPO uległ degradacji lub wymyciu. W takim przypadku należy przygotować nowy roztwór ekstrakcyjny (patrz krok 1.1). Jeśli stosunek ten zmniejszy się po fazie plateau, sugeruje to, że MCFA nagromadziły się powyżej 80% swojego punktu nasycenia. W takim przypadku należy przygotować nowy roztwór do usuwania powłok (patrz krok 1.4)

Niska wydajność ekstrakcji MCFA może być spowodowana niewystarczającym natężeniem przepływu w systemie LLE. W Rysunek 5, prędkość pompowania została zmniejszona w linii cyrkulacji bulionu fermentacyjnego i roztworu strippingowego, aby zilustrować wpływ zmniejszonych szybkości recyrkulacji cieczy na wydajność ekstrakcji MCFA. Wydajność ekstrakcji definiuje się jako procent MCFA wyekstrahowanego w roztworze odpędzającym w stosunku do całkowitej liczby MCFA wytworzonych przez bioreaktor oraz MCFA wyekstrahowanych przez LLE. Można oczekiwać wydajności ekstrakcji większej niż 85% podczas normalnej pracy (Rysunek 5, dzień 1-14). Gdy prędkość obrotowa pompy jest niska (Rysunek 5, dzień 14), wydajność ekstrakcji spada w odpowiedzi. Po przywróceniu odpowiedniej prędkości pompy może minąć kilka dni, zanim wydajność ekstrakcji zostanie przywrócona. Może to być spowodowane zmniejszeniem stężenia MCFA w stanie ustalonym w roztworze ekstrakcyjnym spowodowanym różnicą w szybkościach ekstrakcji roztworu odpędzającego (wyższym) niż bulionu fermentacyjnego (niższym).

Kilka innych czynników może przyczynić się do zmniejszenia wydajności ekstrakcji, w tym (1) zanieczyszczenie membrany, (2) ograniczony przepływ płynu na każdym etapie systemu LLE z powodu zatorów, (3) tworzenie się kieszeni gazowych w stycznikach membranowych i (4) umożliwienie stężeniom MCFA w roztworze strippingowym zbliżenia się do punktów nasycenia. Zanieczyszczenie membrany jest wskazywane przez zmniejszenie strumienia membrany w czasie w stosunku do warunków początkowych. Podczas gdy tworzenie się biofilmu w MES jest mało prawdopodobne, może dojść do zanieczyszczenia z powodu nagromadzenia resztek komórkowych i innych zawieszonych ciał stałych. Ponadto, mimo że BEM jest aseptyczny, przepływ może być z czasem utrudniony z powodu wytrącania się soli kwasów tłuszczowych w styczniku membranowym lub przewodach. Jednak rutynowa konserwacja i czyszczenie styczników membranowych (patrz krok 2.6) powinno zapobiec powstawaniu zanieczyszczeń i wytrącania się soli. Kieszenie gazowe czasami tworzą się po górnej stronie płaszcza styczników membranowych z powodu niewłaściwego ustawienia. Styczniki membranowe powinny być lekko odchylone od pionu, aby zapewnić, że port wylotowy po stronie płaszcza znajduje się w najwyższym punkcie, umożliwiając ucieczkę powstającego gazu ze stycznika. Przepływ płynu w systemie LLE jest skonfigurowany tak, aby przepływał od dołu do góry wykonawców, aby pomóc w wypłukaniu kieszeni gazowych. Wreszcie, przenoszenie MCFA z roztworu ekstrakcyjnego do roztworu do usuwania w BEM jest zmniejszone przy bardzo wysokich stężeniach MCFA w roztworze do odpędzania. Ten problem można rozwiązać, częściej wymieniając roztwór do usuwania izolacji.

figure-results-1
Rysunek 1: Przegląd systemu ekstrakcji ciecz-ciecz.Diagramowy render przedstawiający główne elementy systemu, różne obwody płynów i kierunki przepływu. Główne elementy systemu są oznaczone w następujący sposób: (A) zbiornik roztworu do ekstrakcji do fazy organicznej, (B) membrana do wymiany do przodu, (C) membrana do wymiany wstecznej, (D) pompa membranowa roztworu do ekstrakcji, (E) zbiornik roztworu do strippingu w fazie wodnej, (F) system kontroli pH, (G) port odpływowy bioreaktora, (H) port przepływu powrotnego bioreaktora, (I) membrana do przodu i pompa perystaltyczna z membraną z membraną z pustych włókien, (J) filtr membranowy z pustych włókien, (K) manometr, (L) zawór iglicowy i (M) pompa perystaltyczna roztworu do usuwania powłok. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-2
Rysunek 2: Nagromadzenie kwasów tłuszczowych w roztworze do odpędzania. Dane przedstawiające stężenia krótkołańcuchowych kwasów tłuszczowych i średniołańcuchowych kwasów tłuszczowych podczas trzech cykli okresowych roztworu strippingowego podczas ciągłej ekstrakcji ciecz-ciecz. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-3
Rysunek 3: Zmiana koloru roztworu do usuwania po ekstrakcji. Fotografia przedstawiająca zmianę koloru roztworu do oddzielania w fazie wodnej przed (tj. przed partią) i po (tj. po partii) cyklu okresowego. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-4
Rysunek 4: Proporcje kwasów tłuszczowych w roztworze do odpędzania. Dane przedstawiające stosunek średniołańcuchowych kwasów tłuszczowych do krótkołańcuchowych kwasów tłuszczowych podczas cyklu wsadowego roztworu oddzielającego podczas ciągłej ekstrakcji ciecz-ciecz. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-5
Rysunek 5: Wpływ natężenia przepływu membrany na wydajność ekstrakcji. Dane pokazujące wpływ niewystarczających natężeń przepływu przez membranę wymiany przedniej i wstecznej na wydajność ekstrakcji średniołańcuchowych kwasów tłuszczowych podczas pracy. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Biologicznie wytwarzane MCFA są powszechnie spotykane w mieszaninach wraz z różnymi związkami organicznymi, w tym SCFA i alkoholami2. W związku z tym konieczny jest selektywny proces separacji, aby je odzyskać i efektywnie wykorzystać. Opracowany tutaj system LLE selektywnie ekstrahuje MCFA z tych mieszanin w sposób ciągły, zachowując jednocześnie SCFA i alkohole. Ta funkcjonalność sprawia, że system LLE jest szczególnie odpowiedni do zastosowań fermentacyjnych, takich jak wydłużanie łańcuchów mikrobiologicznych, gdzie głównymi metabolitami są MCFA, SCFA i alkohole8. W szczególności system LLE umożliwia postęp procesu wydłużania łańcucha poprzez usuwanie MCFA, zapobiegając zahamowaniu produktu1, pozostawiając reagenty SCFA i alkoholowe w bulionie fermentacyjnym w celu późniejszej konwersji biologicznej. System LLE można dostosować do innych zastosowań, modyfikując konkretne rozwiązanie odciągowe. Na przykład ciągłą ekstrakcję SCFA wytwarzanych podczas fermentacji można osiągnąć przy użyciu tego samego systemu LLE poprzez usunięcie TOPO z mieszaniny roztworu ekstrakcjonentu.

W związku z tym znaczenie metody LLE polega na zapewnieniu bardziej niezawodnej techniki ekstrakcji MCFA do tych zastosowań biotechnologicznych i biotechnologicznych w porównaniu z innymi metodami. Ekstrakcja dwufazowa in situ z niemieszającymi się cieczami to inne podejście do ekstrakcji MCFA z bulionu fermentacyjnego15. Takie podejście jest jednak stosunkowo mało efektywne. Warstwy emulsji tworzą się między fazą wodną (tj. bulionem fermentacyjnym) a fazą organiczną, poważnie ograniczając szybkość przenoszenia masy. Minimalne mieszanie płynów międzyfazowych między warstwami fazowymi również ogranicza przenoszenie masy. Inną wadą jest to, że komórki drobnoustrojów są w bezpośrednim kontakcie z fazą organiczną, powodując porwanie, hamowanie i śmierć komórki15. Wreszcie, ekstrakcja dwufazowa in situ wymaga częstej konserwacji w celu usunięcia i zastąpienia fazy organicznej.

Stosowanie wysokich wskaźników rozcieńczania w bioreaktorze jest kolejną metodą pozwalającą uniknąć zahamowania produktu16. Wysokie współczynniki rozcieńczania mogą osiągnąć wysoką wydajność poprzez utrzymanie wysokich stężeń reagentów w bioreaktorze. Takie podejście jest jednak niekorzystne, ponieważ przyczynia się do wypłukiwania biomasy, generowania dużych objętości ścieków i dużych strat substratów (tj. SCFA i alkoholi), co skutkuje niskimi wydajnościami. Niedogodności te można złagodzić za pomocą unieruchomionej biomasy i recyklingu ścieków, ale interwencje te zwiększają złożoność systemu17. Wreszcie, stężenie MCFA w strumieniu produktu jest rozcieńczane, co sprawia, że MCFA jest nieefektywne i kosztowne.

Nowe podejście do ekstrakcji może polegać na ciągłej destylacji MCFA za pomocą pojedynczej membrany ekstrakcyjnej do przodu, która fizycznie oddziela fazę organiczną i wodną, zatrzymując w ten sposób i chroniąc biomasę mikrobiologiczną. MCFA byłyby selektywnie ekstrahowane do fazy organicznej, a następnie destylowane. Rafinat może być w sposób ciągły zawracany do membrany ekstrakcyjnej. Destylacja ciągła jest jednak wyzwaniem technicznym, zwłaszcza w warunkach laboratoryjnych, i może powodować pogorszenie jakości lub utratę ekstrahentu chemicznego podczas długotrwałej eksploatacji. Destylacja może również powodować degradację termiczną fazy organicznej i produktów MCFA18.

Proces LLE pozwala uniknąć wielu niedogodności związanych z tymi alternatywnymi podejściami poprzez włączenie kilku krytycznych funkcji i etapów przetwarzania. Po pierwsze, hydrofilowy filtr membranowy z pustych włókien służy dwóm celom: ochronie komórek biomasy (biokatalizatorów) przed narażeniem na roztwór ekstrakcjonujący w FEB, zapewniając jednocześnie klarowny filtrat bogaty w MCFA, który zmniejsza zanieczyszczenie i gromadzenie się ciał stałych w systemie LLE. Po drugie, aby zapobiec przenikaniu cieczy, zastosowaliśmy zawory iglicowe, aby wytworzyć ciśnienie zwrotne po stronie rury każdego stycznika membranowego. Ten środek ostrożności utrzymuje niewielki transbłonowy gradient ciśnienia, zapobiegając niepożądanemu wyciekowi hydrofobowego rozpuszczalnika organicznego od strony powłoki do strony rurki wodnej w MES i BEM. Ponadto strumienie cieczy są skonfigurowane tak, aby przepływały równolegle od podstawy do góry MES i BEM, aby zapobiec uwięzieniu pęcherzyków gazu, które mogłyby gromadzić się wewnątrz modułów membranowych, zmniejszając wydajność nanoszenia i powodując przenoszenie. Ponadto metoda ta wykorzystuje pompę membranową z odporną chemicznie głowicą pompy z PTFE do pompowania roztworu ekstrakcjonu zawierającego MCFA, chroniąc system przed korozją i awariami, które mogłyby zagrozić procesowi ekstrakcji. Wreszcie, alkaliczny roztwór odpędowy o kontrolowanym pH utrzymuje gradient pH, który umożliwia ciągły transfer MCFA przez system LLE z dużą szybkością z bioreaktora do zbiornika roztworu strippingowego, gdzie MCFA deprotonują i akumulują się do wysokich mian, ułatwiając odzysk produktu w dalszej części procesu.

Ta metoda LLE jest odpowiednia do ciągłej ekstrakcji MCFA z bioreaktorów na skalę laboratoryjną (do 6 l objętości roboczej) i została zatwierdzona do długotrwałego stosowania w kilku badaniach 1,9,11,19. Metoda LLE może być również stosowana do zastosowań na większą skalę14 (tj. bioreaktorów w skali pilotażowej), ale wymaga proporcjonalnie skalowanych membran i sprzętu do obsługi płynów. Metoda ta ma jednak pewne ograniczenia, głównie w obszarze konserwacji i złożoności systemu. Ponieważ proces jest zaprojektowany tak, aby działał w sposób ciągły, moduły membranowe i pompy muszą być często serwisowane, co powoduje znaczne przestoje. Kolejną wadą jest to, że roztwór do usuwania wymaga stosunkowo dużych ilości NaOH i kwasu borowego. Co więcej, MCFA są i powodują z czasem niszczenie niektórych elementów systemu LLE. Na przykład plastikowe łączniki i obudowa membrany mogą stać się kruche, wymagając wymiany podczas pracy. Wreszcie, sieć transportu płynów w systemie LLE jest złożona, obejmuje wiele punktów połączeń, w których mogą wystąpić nieszczelności. Większość z tych ograniczeń i wad jest jednak typowa dla ciągłych procesów separacji membranowej i należy się ich spodziewać.

Ogólnie rzecz biorąc, ten protokół LLE oferuje solidne i skuteczne podejście do selektywnej ekstrakcji MCFA, co ma implikacje dla postępu badań w różnych dziedzinach. Metoda ta może znaleźć wiele istotnych zastosowań w dziedzinie fermentacji precyzyjnej do odzyskiwania in situ zewnątrzkomórkowych produktów metabolitów podczas fermentacji. LLE może być tańszą alternatywą dla konwencjonalnych metod przetwarzania (DSP), takich jak wirowanie po przebiegu, mikro- i ultrafiltracja lub ekstrakcje rozpuszczalnikiem wykonywane partiami. Rzeczywiście, DSP często stanowi główny czynnik kosztowy w przemysłowych procesach fermentacji. Ciągła ekstrakcja produktu za pomocą LLE może również umożliwić ciągłą fermentację, znacznie poprawiając produktywność operacji i efektywność czasu pracy w porównaniu z konwencjonalnymi metodami wsadowymi lub wsadowymi. Ponadto w ramach przyszłych badań można by zbadać podłoża ekstrahentowe inne niż rozpuszczalniki organiczne, takie jak rozpuszczalniki głęboko eutektyczne lub ciecze jonowe. Wreszcie, system LLE opisany w tym protokole był przeznaczony do celów eksperymentalnych w warunkach laboratoryjnych; W związku z tym nadal istnieje znaczna przestrzeń do badań optymalizacyjnych w celu zmniejszenia zapotrzebowania na energię, powierzchni membrany oraz ogólnej wydajności i szybkości ekstrakcji.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nie ma konfliktu interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy pragną podziękować za techniczne i finansowe wsparcie udzielone przez Rolniczą Stację Doświadczalną na Uniwersytecie Georgii. Ponadto autorzy pragną podziękować Samuelowi Ogundipe, dr Ronaldowi Peggowi i dr Joon Hyuk Suh za ich pomoc w analizie próbek procesowych.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Butelka medialna 10 l Duran218018658
Butelka medialna 3,5 l Duran218016957
Kwas borowy, 99,5%, ThermoScientific (Fisher Scientific)327132500
Hydrofilowy MINIKROS 20CM 0.2UM PES 1MM 1.5TC X 3/4TCRepligenN02-P20U-10-N
L/S Napęd pompy o zmiennej prędkości; 100 obr./minMasterFlex (VWR)MFLX07528-10
L/S Napęd pompy o zmiennej prędkości; 300 obr./minMasterFlex (VWR)MFLX07528-20
Lekki olej mineralny, NF (4 litry) (CAS: 8042-47-5)Thomas ScientificC761Z18
Liqui-Cel 2,5x8 X50 membrana CO2, obudowa PP O-ringi z Vitonu (0,5-3 gal/min (0,1-0,7 m3/h)), przyłącza 1/4 cala FNPT3MLC-02508X50-G453
Mieszadło magnetyczne, pojemność 20 l, 110 VCole-ParmerEW-04661-29
Przewody do pompy precyzyjnej Masterflex L/S, Tygon, rozmiar 14MasterFlex (VWR)MFLX06402-14Konkretny rozmiar rurki będzie zależał od zastosowania.
Przewody do pomp precyzyjnych Masterflex L/S, Tygon, rozmiar 16MasterFlex (VWR)MFLX06402-16Konkretny rozmiar rurki zależy od zastosowania.
Przewody do pompy precyzyjnej Masterflex L/S, Tygon, rozmiar 17MasterFlex (VWR)MFLX06402-17Konkretny rozmiar rurki zależy od zastosowania.
Przewody do pompy precyzyjnej Masterflex L/S, Tygon, rozmiar 18MasterFlex (VWR)MFLX06402-18Konkretny rozmiar rurki zależy od zastosowania.
MasterFlex L/S Standardowa głowica pompy do przewodów precyzyjnych L/S 14, obudowa z poliwęglanu, wirnik CRSMasterFlex (VWR)MFLX07014-20Konkretny rozmiar głowicy pompy zależy od zastosowania.
MasterFlex L/S Standardowa głowica pompy do przewodów precyzyjnych L/S 14, obudowa z poliwęglanu, wirnik CRSMasterFlex (VWR)MFLX07014-20Konkretny rozmiar głowicy pompy zależy od zastosowania.
MasterFlex L/S Standardowa głowica pompy do przewodów precyzyjnych L/S 16, obudowa z poliwęglanu, wirnik CRSMasterFlex (VWR)MFLX07016-20Konkretny rozmiar głowicy pompy zależy od zastosowania.
MasterFlex L/S Standardowa głowica pompy do przewodów precyzyjnych L/S 17, obudowa z poliwęglanu, wirnik CRSMasterFlex (VWR)MFLX07017-20Konkretny rozmiar głowicy pompy zależy od zastosowania.
MasterFlex L/S Standardowa głowica pompy do przewodów precyzyjnych L/S 18, obudowa z poliwęglanu, wirnik CRSMasterFlex (VWR)MFLX07018-20Konkretny rozmiar głowicy pompy zależy od zastosowania.
Głowica pompy membranowej MasterFlex z PTFE, 10 do 100 ml/minMasterFlex (VWR)MFLX07090-62
Oakton 220 pH/redoks/regulator temperatury, 1/8 DINSpectrum Produkty laboratoryjne664-12595-E1
Oakton 220 Regulator pH/ORP/temperatury, 1/8 DINSpectrum Produkty laboratoryjne664-12595-E1
Oakton Żeński adapter BNC-to-StrippedWire Spectrum Laboratory Produkty664-12592-E1
Sonda pH ze złączem BNCThermoScientific10010-788Wystarczy dowolna sonda pH ze złączem BNC. 
Precyzyjny zawór regulacji przepływu, biały polipropylen, 1/4 NPT męski x męskiMcMaster-Carr7792K57
ProConnex  Zestawy złączek -RepligenACPX-KT2-01NKompatybilny z hydrofilowym filtrem MINIKROS
Zestawy złączek ProConnex - BRepligenACPX-KT1-01NKompatybilny z hydrofilowym filtrem MINIKROS
Granulki wodorotlenku sodu do analizySigma Aldrich1.06498
Manometr ze stali nierdzewnej 0-60 psi Stal nierdzewna 1/4" NPT 2,5" Pokrętło czołoweNAXJ-219Wystarczy dowolny porównywalny manometr obejmujący zakres 0-60 psig. 
Tlenek trioktylofosfiny (TOPO) Sigma-Aldrich346187-100G

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Palomo-Briones, R., et al. Near-neutral ph increased n-caprylate production in a microbiome with product inhibition of methanogenesis. Chem Eng J. 446, 137170(2022).
  2. Wang, J., Yin, Y. Biological production of medium-chain carboxylates through chain elongation: An overview. Biotechnol Adv. 55, 107882(2022).
  3. Watanabe, S., Tsujino, S. Applications of medium-chain triglycerides in foods. Front Nutr. 9, 802805(2022).
  4. Meijaard, E., et al. The environmental impacts of palm oil in context. Nat Plants. 6 (12), 1418-1426 (2020).
  5. Meijaard, E., Abrams, J. F., Juffe-Bignoli, D., Voigt, M., Sheil, D. Coconut oil, conservation and the conscientious consumer. Curr Bio. 30 (13), R757-R758 (2020).
  6. Angenent, L. T., Magdalena, J. A., Jeon, B. S., Usack, J. G. Eco-mimicry opens new doors for bioprocess engineers. Joule. 4 (10), 2074-2077 (2020).
  7. Shahab, R. L., et al. A heterogeneous microbial consortium producing short-chain fatty acids from lignocellulose. Science. 369 (6507), 1214(2020).
  8. Magdalena, J. A., Angenent, L. T., Usack, J. G. The measurement, application, and effect of oxygen in microbial fermentations: Focusing on methane and carboxylate production. Fermentation. 8 (4), 138(2022).
  9. Agler, M. T., Spirito, C. M., Usack, J. G., Werner, J. J., Angenent, L. T. Development of a highly specific and productive process for n-caproic acid production: Applying lessons from methanogenic microbiomes. Water Sci Technol. 69 (1), 62-68 (2013).
  10. Gildemyn, S., et al. Upgrading syngas fermentation effluent using Clostridium kluyveri in a continuous fermentation. Biotechnol Biofuels. 10 (1), 83(2017).
  11. Ge, S., Usack, J. G., Spirito, C. M., Angenent, L. T. Long-term n-caproic acid production from yeast-fermentation beer in an anaerobic bioreactor with continuous product extraction. Env Sci Technol. 49 (13), 8012-8021 (2015).
  12. Saboe, P. O., et al. In situ recovery of bio-based carboxylic acids. Green Chem. 20 (8), 1791-1804 (2018).
  13. Kaur, G., et al. Reactive extraction for in-situ carboxylate recovery from mixed culture fermentation. Biochem Eng J. 160, 107641(2020).
  14. Carvajal-Arroyo, J. M., et al. Production and extraction of medium-chain carboxylic acids at a semi-pilot scale. Chem Eng J. 416, 127886(2021).
  15. Choi, K., et al. In situ biphasic extractive fermentation for hexanoic acid production from sucrose by Megasphaera elsdenii NCIMB 702410. Appl Biochem Biotechnol. 171 (5), 1094-1107 (2013).
  16. Grootscholten, T., Steinbusch, K., Hamelers, H., Buisman, C. Improving medium chain fatty acid productivity using chain elongation by reducing the hydraulic retention time in an upflow anaerobic filter. Bioresour Technol. 136, 735-738 (2013).
  17. Grootscholten, T., Dal Borgo, F. K., Hamelers, H., Buisman, C. Promoting chain elongation in mixed culture acidification reactors by addition of ethanol. Biomass Bioenergy. 48, 10-16 (2013).
  18. Cermak, S. C., Evangelista, R. L., Kenar, J. A. Distillation of natural fatty acids and their chemical derivatives. Distillation-Advances from Modeling to Applications Chapter. 5, 109-142 (2012).
  19. Agler, M. T., Spirito, C. M., Usack, J. G., Werner, J. J., Angenent, L. T. Chain elongation with reactor microbiomes: Upgrading dilute ethanol to medium-chain carboxylates. Energy Environ Sci. 5 (8), 8189-8192 (2012).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Chain ElongationContinuous ExtractionFatty Acid RecoveryHydrophobic MembranePeristaltic PumpStripping Solution

Powiązane artykuły