Artykuł metodologiczny

Ciągła ekstrakcja ciecz-ciecz średniołańcuchowych kwasów tłuszczowych z bulionu fermentacyjnego przy użyciu membran z pustych włókien

2.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/66956

⸱

9 sierpnia 2024

 ,  , 
1Department of Food Science and Technology, University of Georgia, 2New Materials Institute, University of Georgia, 3Institute for Integrative Agriculture, Office of Research, University of Georgia

W tym artykule

Podsumowanie

System ekstrakcji ciecz-ciecz (LLE) z membranami kapilarnymi został opracowany do ciągłego i selektywnego wydobywania średniołańcuchowych kwasów tłuszczowych (MCFA) z bulionu fermentacyjnego. System LLE osiąga wysoką specyficzność MCFA z bulionów zawierających krótkołańcuchowe kwasy tłuszczowe i alkohole. Ponadto MCFA są skoncentrowane w roztworze do usuwania powłok, aby ułatwić odzyskiwanie produktu.

Streszczenie

Średniołańcuchowe kwasy tłuszczowe (MCFA; długości węgla: C6-C12) to wysokowartościowe chemikalia platformowe, które służą różnorodnym zastosowaniom przemysłowym, w tym zielonym antybiotykom, składnikom żywności, dodatkom do pasz dla zwierząt, kosmetykom, perfumom, farmaceutykom i strukturalnym lipidom. Obecnie większość MCFA jest produkowana z oleju palmowego i kokosowego pochodzącego z Azji Południowo-Wschodniej i Ameryki Południowej. Konwencjonalne podejście do zbioru owoców palmy i kokosa powoduje znaczne szkody ekologiczne w tych regionach. W związku z tym naukowcy opracowują podejścia biologiczne (np. fermentację precyzyjną i fermentację w kulturach otwartych) w celu bardziej zrównoważonego wytwarzania MCFA przy użyciu niskowartościowych substratów (np. metanolu, etanolu, mleczanu) lub odpadów organicznych jako surowców. Wydłużenie łańcucha mikrobiologicznego (CE) to szybko dojrzewająca platforma fermentacji w otwartej kulturze, która przekształca krótkołańcuchowe kwasy tłuszczowe (SCFA; długości węgla: C1-C5) w podzbiór tych MCFA w tempie istotnym dla przemysłu. Jednak ciągła ekstrakcja in situ produktów MCFA jest konieczna nie tylko w celu uniknięcia zahamowania produktu, ale także w celu ułatwienia odzysku MCFA w czystej i użytecznej postaci. Ekstrakcja ciecz-ciecz (LLE) przy użyciu membran z pustych włókien i ukierunkowanych mieszanin ekstrahentów okazała się solidnym podejściem do selektywnej ekstrakcji produktów MCFA z bulionów fermentacyjnych zawierających SCFA. W tym przypadku zastosowanie LLE do ciągłego usuwania MCFA wykazano przy użyciu CE jako referencyjnego systemu fermentacji i 3% (w/v) tlenku trioktylofosfiny w oleju mineralnym jako systemu ekstrakcjonującego. Kwasy tłuszczowe, od kwasu walerianowego (C5) do kwasu kaprylowego (C8), są selektywnie usuwane z bulionów zawierających SCFA i zagęszczane do wysokich mian w półpartiowym alkalicznym roztworze do usuwania w celu dalszego przetwarzania.

Wprowadzenie

Średniołańcuchowe kwasy tłuszczowe (MCFA) to wysokowartościowe substancje chemiczne o długości łańcucha od sześciu (C6) do dwunastu (C12) atomów węgla. MCFA mają zastosowania przemysłowe w żywności, paszach dla zwierząt, farmaceutykach, kosmetykach, perfumach, środkach przeciwdrobnoustrojowych i syntezie chemicznej1,2,3. Obecnie większość MCFA pochodzi z oleju palmowego i kokosowego pochodzącego z Azji Południowo-Wschodniej i Ameryki Południowej4,5. Poważne szkody ekologiczne związane z produkcją oleju palmowego i kokosowego są dobrze znane zainteresowanym stronom i opinii publicznej. Naukowcy badają podejścia biologiczne (np. precyzyjną fermentację i fermentację w otwartej kulturze) w celu generowania MCFA w sposób bardziej zrównoważony, wykorzystując niskowartościowe substraty lub odpady organiczne jako surowiec6,7. Jednym ze zrównoważonych sposobów produkcji MCFA jest upcykling strumieni odpadów organicznych w procesie zwanym wydłużaniem łańcucha mikrobiologicznego (CE). Ten wtórny proces fermentacji jest podobny do fermentacji beztlenowej, ponieważ wykorzystuje wszechstronność beztlenowych mikrobiomów z otwartych kultur, ale zamiast promować tworzenie metanu, systemy CE celowo hamują szlak metanogenny. W mikrobiomie, w którym węgiel nie może być maksymalnie zredukowany doCH4, aniH2 utrzymywany poniżej 10-4 atm przez archeony zużywające wodór, reakcja β-utleniania, która normalnie rozkładałaby karboksylany o dłuższych łańcuchach do octanu (np. C6 → C4 → C2) może zostać odwrócona (np. C2 → C4 → C6 itd.), o ile związek zredukowany (tj. donor elektronów), taki jak etanol lub mleczan8. W tym metabolizmie cząsteczka kwasu tłuszczowego ulegająca wydłużeniu służy jako akceptor elektronów. W ten sposób, zamiast wytwarzać produkt o długości węgla 1 (CH4), jak w przypadku fermentacji beztlenowej, proces CE generuje MCFA o długości węgla od sześciu do ośmiu. Duży i rosnący rynek jest gotowy na przyjęcie tych chemikaliów z zielonej platformy. Jednak do tej pory nie wykazano, aby proces CE wytwarzał MCFA o długości węgla przekraczającej osiem atomów węgla w znacznych ilościach.

Efektywna ekstrakcja tych MCFA jest ważna nie tylko dla odzyskania pożądanego produktu, ale także dla zapobieżenia zahamowaniu produktu i popchnięcia mikrobiomu w kierunku produkcji większej ilości MCFAs1. Wraz ze wzrostem stężenia MCFA metabolizm MCFA zostaje zahamowany i staje się mniej korzystny termodynamicznie. Dzięki ciągłemu usuwaniu MCFA tempo produkcji jest utrzymywane. Ponadto, ponieważ SCFA służą jako podstruktury w procesie wydłużania łańcucha, nie należy ich usuwać z bulionu fermentacyjnego. Ukierunkowane mieszaniny ekstrahentów powinny selektywnie ekstrahować produkty MCFA z bulionów fermentacyjnych zawierających SCFA.

Tutaj zademonstrowano solidne i praktyczne podejście do ciągłego wydobywania MCFA z bulionu fermentacyjnego zawierającego SCFA za pomocą systemu ekstrakcji ciecz-ciecz (LLE) składającego się z hydrofobowego, polipropylenowego ekstraktora membranowego z pustymi włóknami, selektywnego organicznego roztworu ekstrakcjonującego (tlenek trioktylofosfiny [TOPO]9,10,11) oraz ekstraktor membranowy z pustymi włóknami do tyłu. Przed systemem LLE zainstalowany jest filtr chroniący komórki, który zatrzymuje biomasę i łagodzi zanieczyszczenie membrany. MCFA są ekstrahowane do przodu, w postaci protonowanej, z wodnego bulionu fermentacyjnego (zwykle z nastawą pH <5,8) do organicznego roztworu ekstrahentu (tj. 3% TOPO (w/v) w oleju mineralnym), a następnie ekstrahowane wstecznie do alkalicznego roztworu odpędzającego (pH = 9), gdzie deprotonują i koncentrują się do wysokich mian w celu dalszego przetwarzania. Poszczególne nastawy pH są niezbędne, ponieważ dyktują gradient stężeń między każdą fazą procesu LLE, zapewniając transfer netto MCFA z bulionu fermentacyjnego do roztworu odpędzającego. LLE wykorzystujące membrany ekstrakcyjne do przodu i do tyłu osiągają wysokie szybkości ekstrakcji przy jednoczesnej ekstrakcji alkoholi i SCFA. Adiuwant rozpuszczalnika organicznego, TOPO, umożliwia tworzenie kompleksów MCFA. Kompleksy te są lepiej rozpuszczalne w fazach organicznych niż woda, co skutkuje wysoką selektywnością MCFA. Proces LLE pozwala również uniknąć wielu wad związanych z istniejącymi podejściami, które zostaną omówione w sekcji Dyskusja. Długoterminowa implementacja przy użyciu tego podejścia LLE została wykazana w wielu badaniach9,10,11. Chociaż podejście to jest szczególnie odpowiednie do zastosowań obejmujących produkcję MCFA poprzez wydłużanie łańcucha mikrobiologicznego, jest również przydatne w innych zastosowaniach, które wymagają selektywnej separacji związków o podobnych właściwościach chemicznych, ponieważ system ekstrakcji organicznej można dostosować do własnych potrzeb.

Protokół

Odczynniki, materiały eksploatacyjne i sprzęt użyte w tym badaniu są wymienione w Tabeli materiałów.

1. Budowa i integracja bioreaktora oraz układu ekstrakcji ciecz-ciecz

  1. Przygotuj roztwór do ekstrakcji w fazie organicznej oraz zbiornik.
    1. Przygotować 2 L roztworu do ekstrakcji w fazie organicznej, rozpuszczając 60 g tlenku trioktylofosfiny (TOPO) w oleju mineralnym przy użyciu mieszadła magnetycznego i magnetycznego elementu mieszającego.
    2. Dodaj roztwór ekstrakcyjny do 2 szklany zbiornik w kształcie litery L (tzn. butelka Schott).
    3. Umieść zbiornik na magnetycznym mieszadle (Rycina 1A). Zalecana prędkość mieszania podczas ciągłej ekstrakcji ciecz-ciecz (LLE) wynosi 150-250 obr./min.
  2. Przygotuj trzydrożną zatyczkę do zbiornika z roztworem ekstrakcyjnym.
    1. Do pierwszego portu przymocuj rurkę zanurzeniową, która będzie pełnić funkcję portu wylotowego doprowadzającego roztwór ekstrakcyjny do przedniej membrany ekstrakcyjnej (FEM) (Rycina 1B).
    2. Zamocuj drugi port, który będzie służył jako port powrotny dla roztworu ekstrakcyjnego z membrany ekstrakcji wstecznej (BEM) (Rysunek 1C).
    3. Dodaj trzeci port, otwarty do atmosfery, aby stłumić wahania ciśnienia wywoływane przez pompę membranową.
  3. Podłącz pompę membranową do membran ekstrakcyjnych.
    1. Umieść napęd pompy o regulowanej prędkości 100 obr./min, wyposażony w głowicę pompy membranowej z politetrafluoroetylenu (PTFE), obok zbiornika (Rycina 1D).
    2. Podłącz port odpływowy zbiornika z roztworem ekstrakcyjnym (Rysunek 1A) do wlotu pompy membranowej, a następnie wylot pompy membranowej do wlotu od strony płaszcza u podstawy FEM (Rycina 1B) przy użyciu elastycznych przewodów pompy (np. rozmiar 16, 18).
    3. Podłącz wylot od strony płaszcza u góry FEM do wlotu od strony płaszcza u podstawy BEM (Rycina 1C) przy użyciu elastycznego przewodu pompy (np. rozmiar 18).
    4. Podłącz wylot od strony płaszcza u góry BEM do portu powrotnego zbiornika z roztworem ekstrakcyjnym (Rycina 1A) przy użyciu elastycznych przewodów pompy (np. rozmiar 16, 18).
      UWAGA: Ten komponent systemu przenosi MCFAs wyekstrahowane z brzeczki fermentacyjnej w FEM do roztworu strippingowego w BEM.
  4. Przygotować roztwór do wymywania fazy wodnej oraz zbiornik.
    1. Przygotuj 3,25 L roztworu do elucji w fazie wodnej, przygotowanego poprzez pobranie 0,5 M roztworu kwasu borowego i dostosowanie jego pH do wartości 9 za pomocą NaOH.
    2. Wlej roztwór do probówki 3,5 ml szklany zbiornik w kształcie litery L z magnetycznym mieszadłem.
    3. Umieść zbiornik na mieszadle magnetycznym (Rycina 1E).
  5. Przygotuj czteroportową zatyczkę do zbiornika z roztworem strippingowym.
    1. Do pierwszego portu przymocuj rurkę zanurzeniową, która będzie pełnić funkcję portu wylotowego doprowadzającego roztwór strippingowy do BEM.
    2. Przymocuj drugi port składający się z kształtki w kształcie litery Y, który będzie (1) służył jako port powrotny roztworu strippingowego z BEM oraz (2) służył jako strumień wciągający dla dodatków NaOH z systemu kontroli pH.
    3. Dodaj trzeci port, otwarty do atmosfery, aby uwzględnić wzrost objętości spowodowany dodawaniem NaOH oraz akumulacją MCFA.
    4. Zapewnij czwarty port w celu umożliwienia zamontowania sondy pH kontrolera pH.
  6. Zainstaluj system kontroli pH przy zbiorniku z roztworem do stripowania.
    1. Zintegruj system kontroli pH z wartością zadaną pH 9 z rezerwuarem roztworu strippingowego (Rycina 1F). Jako roztwór zasadowy w kontrolerze pH należy zastosować 5 M NaOH w celu neutralizacji zgromadzonych MCFAs.
    2. Wprowadź sondę pH przez otwór zbiornika z roztworem do strippingu i zawieś ją w roztworze do strippingu.
      UWAGA: Ten system kontroli pH nie wymaga zastosowania roztworu kwasu.
  7. Przygotuj porty przyłączeniowe bioreaktora.
    1. Wyznacz dwa porty w bioreaktorze – port odpływowy oraz port powrotny – do połączenia z systemem ekstrakcji ciecz-ciecz (LLE) (Rysunek 1G,H).
    2. Podłącz rurkę zanurzeniową do portu wylotowego. Pożywka bogata w MCFA będzie pompowana z bioreaktora przez port wylotowy do systemu LLE.
      UWAGA: Pożywka najpierw trafia do filtra membranowego z pustymi włóknami, a dopiero potem do membran ekstrakcyjnych, w celu usunięcia komórek i innych substancji stałych, aby zapobiec zatykaniu (foulingowi).
    3. W porcie powrotnym należy zamontować trójnik w celu doprowadzenia: (1) pożywki pozbawionej MCFA, recyrkulowanej z FEM oraz (2) retentatu zawierającego komórki z membranowego filtra z włókien kapilarnych.
  8. Zainstaluj filtr membranowy z włókien kapilarnych.
    1. Umieść napęd pompy o regulowanej prędkości 300 obr./min obok bioreaktora (Rysunek 1I).
    2. Przymocuj hydrofilową membranę z włókien kapilarnych (Rycina 1J) do statywu z obręczą nad pompą perystaltyczną.
    3. Zamontuj dwie głowice pompy perystaltycznej jedna nad drugą na napędzie pompy, dużym (np. rozmiaru 17) i małe (np. rozmiaru 16).
      ​UWAGA: Większa głowica pompy jest połączona z filtrem membranowym z włókien kapilarnych, aby zapewnić, że szybkość przepływu permeatu jest większa niż szybkość przepływu zasilającego FEM. Gdyby tak nie było, permeat byłby zużywany szybciej, niż powstawał, co doprowadziłoby do powstania próżni.
    4. Połącz port wylotowy bioreaktora z wlotem dużej głowicy pompy za pomocą elastycznego przewodu pompowego (np. rozmiar 17).
    5. Połącz wylot dużej głowicy pompy z wlotem od strony rurek u podstawy hydrofilowego filtra membranowego z pustych włókien, używając elastycznych przewodów pompowych (np. rozmiar 17).
    6. Zakryj górny otwór od strony płaszcza filtra, aby zapobiec dopływowi powietrza.
      UWAGA: Pożywka bogata w MCFA (zawierająca komórki) będzie przepływać w górę przez rurki z włókien kapilarnych i wracać do bioreaktora. Przejrzysta pożywka (wolna od komórek) będzie przepływać przez 0.2 µm hydrofilowa membrana z polietersulfonu (PES) i zbieranie po stronie płaszcza filtra.
  9. Podłącz FEM.
    1. Przymocuj pierwszy moduł membrany z hydrofobowych włókien kapilarnych (FEM) do statywu nad pompą (Rysunek 1B).
    2. Podłącz hydrofilowy filtr membranowy z pustymi włóknami (Rysunek 1J) z wylotu od strony płaszcza do wlotu małej głowicy pompy za pomocą elastycznych przewodów pompowych (np. rozmiar 16, 18).
    3. Połącz wylot małej głowicy pompy z wlotem od strony rurek w FEM u podstawy modułu, używając elastycznych przewodów pompy (np. rozmiar 16, 18).
    4. Podłącz manometr (Rycina 1K) i zawór ograniczający przepływ (Rycina 1L) do wylotu od strony rurek FEM, używając złączki sprzęgającej i trójnika.
    5. Połącz wylot od strony rurek FEM z portem powrotnym w bioreaktorze za pomocą elastycznego przewodu pompy (np. rozmiar 18).
      ​UWAGA: Ten komponent systemu przenosi średniołańcuchowe kwasy tłuszczowe (MCFAs) z klarownego brzeczki fermentacyjnej do roztworu ekstrakcyjnego, a następnie zawraca klarowną brzeczkę do bioreaktora.
  10. Podłącz BEM.
    1. Umieść napęd pompy o regulowanej prędkości 300 obr./min wyposażony w głowicę pompy perystaltycznej (np. rozmiar 16) obok bioreaktora (Rycina 1M).
    2. Przymocuj drugi moduł hydrofobowej membrany z włókien kapilarnych do statywu nad pompą perystaltyczną (Rycina 1C).
    3. Połącz port wylotowy zbiornika z roztworem do stripowania z wlotem pompy perystaltycznej, a wylot pompy z wlotem od strony rurki u podstawy BEM, używając elastycznych przewodów pompowych (np. rozmiar 16, 18).
    4. Podłączyć manometr i zawór ograniczający przepływ do wylotu strony rurek BEM, używając złączki sprzęgającej i trójnika.
    5. Podłącz wylot od strony rurek u góry BEM do portu powrotnego zbiornika z roztworem stripującym za pomocą elastycznego przewodu pompy (np. rozmiar 16, 18).
      UWAGA: Ten komponent systemu przenosi MCFAs z roztworu ekstrakcyjnego do roztworu strippingowego w BEM, a następnie zawraca roztwór strippingowy do zbiornika.

2. Uruchamianie systemu ekstrakcji ciecz-ciecz

  1. Zapełnij i uruchom cyrkulację w liniach fazy wodnej.
    1. Włącz pompę perystaltyczną roztworu strippingowego/BEM (Rysunek 1M) i ustaw prędkość pompowania w celu uzyskania stałego przepływu w zakresie 25-250 mL·min-1. BEM umożliwia pracę w stosunkowo szerokim zakresie natężeń przepływu. Na początku należy zastosować ostrożnie wysoką wartość przepływu, aby zapewnić wystarczającą ekstrakcję MCFA. W dalszej części pracy przepływ można stopniowo zmniejszać, aby przedłużyć żywotność pompy i przewodów.
      UWAGA: Prędkość przepływu nie powinna być zbyt niska, aby nie dopuścić do gromadzenia się MCFA w pożywce bioreaktora (patrz Reprezentatywne wyniki).
    2. Powoli przymknij zawór iglicowy na wylocie po stronie płaszcza BEM (Rysunek 1C), aby ustalić przeciwciśnienie na poziomie ~5 psig.
    3. Włącz pompę perystaltyczną bioreaktora/FEM (Rysunek 1I) i ustaw prędkość pompowania w celu uzyskania stałego przepływu w zakresie 25-250 mL·min-1. FEM umożliwia pracę w stosunkowo szerokim zakresie natężeń przepływu. Na początku należy zastosować ostrożnie wysoką wartość przepływu, aby zapewnić wystarczającą ekstrakcję MCFA. W dalszej części pracy przepływ można stopniowo zmniejszać, aby przedłużyć żywotność pompy i przewodów.
      UWAGA: Prędkość przepływu nie powinna być zbyt niska, aby nie dopuścić do gromadzenia się MCFA w pożywce bioreaktora (patrz sekcja Reprezentatywne wyniki).
    4. Powoli przymknij zawór iglicowy na wylocie po stronie płaszcza FEM (Rysunek 1B), aby ustalić przeciwciśnienie na poziomie ~5 psig.
    5. Wizualnie sprawdź linie powrotne, aby upewnić się, że przepływ jest stały, a linie zostały prawidłowo zapełnione.
    6. Zweryfikuj, czy wewnątrz strony płaszcza filtra membranowego z pustych włókien (Rysunek 1J) zbierana jest przejrzysta pożywka.
      UWAGA: Wypełnienie FEM i ustalenie stabilnego przepływu między filtrem membranowym z pustych włókien a FEM zajmie kilka godzin. Prędkość przepływu nie powinna być zbyt niska, aby nie dopuścić do gromadzenia się MCFA w pożywce bioreaktora (patrz sekcja Reprezentatywne wyniki).
  2. Zapełnij i uruchom cyrkulację w liniach fazy organicznej.
    1. Włącz pompę membranową roztworu ekstrakcyjnego fazy organicznej (Rysunek 1D) i ustaw prędkość pompowania w celu uzyskania stałego przepływu w zakresie 5,0-50 mL·min-1. Na początku zastosuj ostrożnie niską wartość przepływu, aby zminimalizować ciśnienie w ekstrakcji fazy organicznej i ograniczyć ryzyko przenikania faz (cross-over). W razie potrzeby przepływ można stopniowo zwiększać w dalszej części pracy, aby poprawić wydajność ekstrakcji.
    2. Odczekaj do momentu wypełnienia FEM i BEM.
    3. Wizualnie sprawdź port powrotny przy zbiorniku z roztworem ekstrakcyjnym, aby upewnić się, że przepływ jest stały.
    4. Zweryfikuj, czy roztwór fazy organicznej nie przenika do linii roztworu strippingowego lub pożywki fermentacyjnej. W przypadku przenikania faz widoczne będą małe kropelki fazy organicznej. Jeśli tak się stanie, zmniejsz prędkość pompy membranowej i lekko zwiększ przeciwciśnienie w FEM lub BEM, w zależności od potrzeb. Nie przekraczaj 10 psig.
      UWAGA: Aby zapobiec przenikaniu przez membranę, ważne jest ustalenie przepływu i przeciwciśnienia w liniach fazy wodnej przed zapełnieniem linii fazy organicznej.
  3. Przeprowadzaj ciągłą ekstrakcję MCFA z bioreaktora.
    1. System LLE powinien być w pełni sprawny. Pozostaw system w trybie ciągłej pracy podczas eksploatacji bioreaktora.
    2. Codziennie pomierz stężenia MCFA w bioreaktorze, aby upewnić się, że ekstrakcja MCFA jest wystarczająca. Podwyższone stężenia MCFA w bioreaktorze zwykle wskazują na niewystarczające natężenie przepływu pożywki fermentacyjnej przez FEM. Może to również wskazywać na zmniejszony strumień przez membranę z powodu foulingu i konieczność przeprowadzenia konserwacji (patrz krok 2.6).
      UWAGA: Stężenia SCFA i MCFA można zmierzyć za pomocą chromatografii gazowej zgodnie z metodą opisaną przez Ge i współpracowników11.
  4. Monitoruj gromadzenie się MCFA w zbiorniku z roztworem strippingowym.
    1. Codziennie podczas cyklu szarżowego pomierz stężenie MCFA w roztworze strippingowym. System LLE stale przenosi MCFA z bioreaktora do roztworu strippingowego, co z czasem zwiększa stężenie MCFA. Proces ten może trwać przez dłuższy czas w celu uzyskania wysokich mian MCFA. Objętościową szybkość produkcji MCFA (mM C·L-1·d-1) można oszacować za pomocą równania 111.
      UWAGA: Objętościowa szybkość produkcji = figure-protocol-1     (Równ. 1)
      gdzie:
      Cb,n= stężenie MCFA w pożywce fermentacyjnej w dniu n, mM C
      Cs,n= stężenie MCFA w roztworze strippingowym w dniu n, mM C
      Cs,n-1= stężenie MCFA w roztworze strippingowym w dniu n-1, mM C
      Vs,n= objętość roztworu strippingowego w dniu n, L
      Vb,n= objętość pożywki fermentacyjnej (objętość bioreaktora) w dniu n, L
      HRTn= hydrauliczny czas zatrzymania w bioreaktorze w dniu n, d
      Tn= dzień n, d
      Tn-1= dzień n-1, d
    2. Aby zapewnić stabilną pracę, okresowo obliczaj szybkość ekstrakcji (mM C·d-1) systemu LLE, mierząc zmianę stężenia MCFA między punktami pomiarowymi i stosując równanie 211.
      UWAGA: figure-protocol-2     (Równ. 2)
      gdzie:
      Cs,n= stężenie MCFA w roztworze strippingowym w dniu n, mM C
      Cs,n-1= stężenie MCFA w roztworze strippingowym w dniu n-1, mM C
      Vs,n= objętość roztworu strippingowego w dniu n, L
      Tn= dzień n, d
      Tn-1= dzień n-1, d
    3. Aby utrzymać odpowiednią szybkość transferu z roztworu ekstrakcyjnego, wymień roztwór strippingowy na nową partię przed osiągnięciem przez stężenie MCFA 80% nasycenia.
      UWAGA: Maksymalna rozpuszczalność kwasu n-kapronowego wynosi 10,3 g·L-1 w 25 °C, a kwasu n-kaprylowego 0,67 g·L-1 w 25 °C.
  5. Wymiana roztworu strippingowego.
    1. Wyłącz pompę membranową (Rysunek 1D).
    2. Wyłącz pompę perystaltyczną roztworu strippingowego (Rysunek 1M).
    3. Użyj zacisków do przewodów, aby zacisnąć wlot i wylot po stronie rurek BEM.
    4. Wyłącz system kontroli pH i zdejmij korek zbiornika z roztworem strippingowym, pozostawiając podłączone złącza portów (jeśli to możliwe).
    5. Wyjmij zbiornik z roztworem strippingowym (Rysunek 1E).
    6. Zastąp zbiornik z roztworem strippingowym nową partią wodnego 0,5 M roztworu kwasu borowego o pH dostosowanym do 9 za pomocą NaOH (patrz krok 1.4). Ponownie załóż korek na zbiornik.
    7. Zdejmij zaciski z wlotu i wylotu po stronie rurek BEM.
    8. Włącz pompę perystaltyczną roztworu strippingowego (Rysunek 1M), a następnie pompę membranową (Rysunek 1D). Praca systemu została przywrócona.
  6. Konserwacja membrany.
    1. Wyjmij FEM i BEM z systemu LLE raz na trzy miesiące w celu czyszczenia. Trzy miesiące to ostrożnie oszacowana częstotliwość czyszczenia.
      UWAGA: W zależności od zastosowania użytkownicy mogą czyścić membrany częściej lub rzadziej. Objawy obniżonej wydajności membrany opisano w sekcji Reprezentatywne wyniki. Podczas konserwacji pompy i kontroler pH powinny być wyłączone. Instrukcje czyszczenia powinny zostać dostarczone przez producenta membrany.
    2. Spuść ciecze z systemu LLE do oddzielnych pojemników, zaczynając od linii roztworu ekstrakcyjnego fazy organicznej, następnie linii pożywki fermentacyjnej i linii roztworu strippingowego.
    3. Po wyczyszczeniu i ponownym zamontowaniu membran wlej ciecze z powrotem do odpowiednich zbiorników.
    4. Ponownie uruchom system LLE, stosując opisaną powyżej procedurę (patrz kroki 2.1-2.2).

Wyniki

Pozytywne wyniki ekstrakcji MCFA są sygnalizowane przez stałą akumulację produktów MCFA w zasadowym roztworze odwymiającym w fazie wodnej (Rycina 2) oraz stosunkowo stabilne stężenia MCFA w bulionie fermentacyjnym (dane nie przedstawiono). Rycina 2 ilustruje trzy cykle półciągłe roztworu odwymiającego podczas ciągłej operacji LLE. Cykl składa się z dwóch etapów: etapu wymiany okresowej (Rycina 2: dzień 24, dzień 46 i dzień 68) oraz etapu akumulacji MCFA (Rycina 2: dni 0-24, dni 25-46, dni 47-68). W przypadku tego konkretnego systemu fermentacji i LLE czas trwania cyklu wynosił około 20-24 dni. Czas trwania cyklu będzie się jednak różnić w zależności od zastosowania, ponieważ zależy od wielu czynników, w tym od objętości bioreaktora, produktywności biologicznej, objętości roztworu odwymiającego, powierzchni membrany z pustych włókien oraz szybkości recyrkulacji cieczy w systemie LLE. Podczas cyklu okresowego roztwór odwymiający może zmienić kolor z bezbarwnego na żółto-brązowy z powodu niskopoziomowej koekstrakcji różnych małych kwasów organicznych (np. kwasu huminowego, kwasów fulwowych) obecnych w bulionie fermentacyjnym (Rycina 3). Negatywne wyniki ekstrakcji MCFA są sygnalizowane przez powolną akumulację produktów MCFA w roztworze odwymiającym oraz podwyższone stężenia MCFA w bulionie fermentacyjnym w stosunku do wcześniej ustalonej linii bazowej.

Produktywność biologiczna kaproonianu jest zazwyczaj wyższa niż kaprylianu podczas tych procesów fermentacyjnych; w związku z tym kaproonian zazwyczaj gromadzi się w roztworze strippingowym szybciej niż kaprylian. Normalne jest również to, że krótkołańcuchowe kwasy tłuszczowe (SCFA), takie jak octan i maślan, gromadzą się w roztworze strippingowym w mniejszych ilościach, co widać w Rycina 2TOPO w oleju mineralnym wykazuje większe powinowactwo do MCFAs niż do SCFAs, co powoduje selektywne usuwanie MCFAs. Badania przeprowadzone przez Saboe i współpracowników.12, Kaur i wsp.13, Carvajal-Arroyo i wsp.14oraz Ge i wsp.11wykazano wysoką selektywność TOPO względem kwasów tłuszczowych w wielu zastosowaniach z wykorzystaniem roztworów wodnych. Współczynnik podziału MCFAs do SCFAs podczas drugiego cyklu szarżowego przedstawiono na Rysunek 4Kilka dni po rozpoczęciu cyklu okresowego można spodziewać się stosunków rozdziału MCFA:SCFA przekraczających 40:1. Stosunek rozdziału MCFA:SCFA osiągnie plateau w miarę zbliżania się procesu ekstrakcji do stanu pseudostacjonarnego. Jeśli stosunki >Jeśli po kilku dniach nie można osiągnąć wartości 40, sugeruje to, że ekstrahent TOPO uległ degradacji lub wymyciu. W takim przypadku należy przygotować nowy roztwór do ekstrakcji (patrz Krok 1.1). Jeśli po fazie plateau następuje spadek stosunku, sugeruje to, że MCFAs nagromadziły się powyżej 80% punktu nasycenia. W takim przypadku należy przygotować nowy roztwór do strippingu (patrz krok 1.4).

Niska wydajność ekstrakcji MCFA może być spowodowana niewystarczającymi prędkościami przepływu w systemie LLE. Na Rysunku 5 zmniejszono prędkość pompowania w linii cyrkulacji brzeczki fermentacyjnej i roztworu strippingowego, aby zilustrować wpływ obniżonych szybkości recyrkulacji cieczy na wydajność ekstrakcji MCFA. Wydajność ekstrakcji definiuje się jako procent MCFA wyekstrahowanych do roztworu strippingowego w stosunku do całkowitej ilości MCFA wyprodukowanych przez bioreaktor oraz MCFA wyekstrahowanych przez LLE. W normalnych warunkach pracy można spodziewać się wydajności ekstrakcji przekraczającej 85% (Rysunek 5, dni 1-14). Przy niskiej prędkości pompy (Rysunek 5, dzień 14) wydajność ekstrakcji odpowiednio spada. Po przywróceniu odpowiedniej prędkości pompowania powrót wydajności ekstrakcji do normy może zająć kilka dni. Może to wynikać ze zmniejszenia stężenia stanu stacjonarnego MCFA w roztworze ekstrakcyjnym, spowodowanego różnicą w szybkościach ekstrakcji roztworu strippingowego (wyższa) w porównaniu do brzeczki fermentacyjnej (niższa).

Kilka innych czynników może przyczyniać się do obniżenia wydajności ekstrakcji, w tym (1) fouling membrany, (2) ograniczony przepływ cieczy na każdym etapie systemu LLE z powodu zatorów, (3) powstawanie pęcherzy gazu w kontaktorach membranowych oraz (4) dopuszczenie do zbliżenia się stężeń MCFA w roztworze strippingowym do ich punktów nasycenia. Fouling membrany objawia się spadkiem strumienia przez membranę w czasie w stosunku do warunków początkowych. Choć tworzenie się biofilmu w FEM jest mało prawdopodobne, fouling może wystąpić w wyniku gromadzenia się szczątków komórkowych i innych zawiesin. Ponadto, mimo że BEM jest aseptyczny, przepływ może zostać utrudniony z powodu wytrącania się soli kwasów tłuszczowych wewnątrz kontaktora membranowego lub rurek w czasie. Jednakże rutynowa konserwacja i czyszczenie kontaktorów membranowych (patrz krok 2.6) powinny zapobiegać powstawaniu problemów związanych z foulingiem i wytrącaniem soli. Pęcherze gazu tworzą się czasem po stronie płaszcza w górnej części kontaktorów membranowych z powodu niewłaściwego ustawienia. Kontaktory membranowe powinny być lekko nachylone względem pionu, aby port wylotowy po stronie płaszcza znajdował się w najwyższym punkcie, co umożliwi ucieczkę powstałego gazu z kontaktora. Przepływ cieczy w systemie LLE jest skonfigurowany tak, aby odbywał się od dołu do góry kontaktorów, co pomaga usuwać pęcherze gazu. Wreszcie, transfer MCFA z roztworu ekstrakcyjnego do roztworu strippingowego w BEM jest ograniczony przy bardzo wysokich stężeniach MCFA w roztworze strippingowym. Problem ten można rozwiązać poprzez częstszą wymianę roztworu strippingowego.

figure-results-1
Rycina 1: Przegląd systemu ekstrakcji ciecz-ciecz. Schemat przedstawiający główne komponenty systemu, poszczególne obiegi płynów oraz kierunki przepływu. Główne komponenty systemu są oznaczone w następujący sposób: (A) zbiornik roztworu ekstrakcyjnego fazy organicznej, (B) membrana wymiany w przód, (C) membrana wymiany wstecznej, (D) pompa membranowa roztworu ekstrakcyjnego, (E) zbiornik roztworu strippingowego fazy wodnej, (F) system kontroli pH, (G) port odpływowy bioreaktora, (H) port powrotny bioreaktora, (I) pompa perystaltyczna membrany wymiany w przód i filtra membranowego z włókien kapilarnych, (J) filtr membranowy z włókien kapilarnych, (K) manometr, (L) zawór iglicowy oraz (M) pompa perystaltyczna roztworu strippingowego. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

figure-results-2
Rycina 2: Akumulacja kwasów tłuszczowych w roztworze odymiarowania. Dane przedstawiające stężenia krótkołańcuchowych i średniołańcuchowych kwasów tłuszczowych podczas trzech cykli szarżowych roztworu odymiarowania w trakcie ciągłej ekstrakcji ciecz-ciecz. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

figure-results-3
Rysunek 3: Zmiana barwy roztworu eluującego po ekstrakcji. Fotografia przedstawiająca zmianę barwy wodnego roztworu eluującego przed (tj. przed cyklem wsadowym) i po (tj. po cyklu wsadowym) cyklem wsadowym. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

figure-results-4
Rysunek 4: Stosunki kwasów tłuszczowych w roztworze strippingowym. Dane przedstawiające stosunek średniołańcuchowych kwasów tłuszczowych do krótkołańcuchowych kwasów tłuszczowych w cyklu szarżowym roztworu strippingowego podczas ciągłej operacji ekstrakcji ciecz-ciecz. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

figure-results-5
Rysunek 5: Wpływ szybkości przepływu przez membranę na wydajność ekstrakcji. Dane przedstawiające wpływ niewystarczających szybkości przepływu przez membranę wymiany przedniej i tylnej na wydajność ekstrakcji średniołańcuchowych kwasów tłuszczowych podczas pracy. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Dyskusja

Biologicznie wytwarzane MCFA są powszechnie spotykane w mieszaninach wraz z różnymi związkami organicznymi, w tym SCFA i alkoholami2. W związku z tym konieczny jest selektywny proces separacji, aby je odzyskać i efektywnie wykorzystać. Opracowany tutaj system LLE selektywnie ekstrahuje MCFA z tych mieszanin w sposób ciągły, zachowując jednocześnie SCFA i alkohole. Ta funkcjonalność sprawia, że system LLE jest szczególnie odpowiedni do zastosowań fermentacyjnych, takich jak wydłużanie łańcuchów mikrobiologicznych, gdzie głównymi metabolitami są MCFA, SCFA i alkohole8. W szczególności system LLE umożliwia postęp procesu wydłużania łańcucha poprzez usuwanie MCFA, zapobiegając zahamowaniu produktu1, pozostawiając reagenty SCFA i alkoholowe w bulionie fermentacyjnym w celu późniejszej konwersji biologicznej. System LLE można dostosować do innych zastosowań, modyfikując konkretne rozwiązanie odciągowe. Na przykład ciągłą ekstrakcję SCFA wytwarzanych podczas fermentacji można osiągnąć przy użyciu tego samego systemu LLE poprzez usunięcie TOPO z mieszaniny roztworu ekstrakcjonentu.

W związku z tym znaczenie metody LLE polega na zapewnieniu bardziej niezawodnej techniki ekstrakcji MCFA do tych zastosowań biotechnologicznych i biotechnologicznych w porównaniu z innymi metodami. Ekstrakcja dwufazowa in situ z niemieszającymi się cieczami to inne podejście do ekstrakcji MCFA z bulionu fermentacyjnego15. Takie podejście jest jednak stosunkowo mało efektywne. Warstwy emulsji tworzą się między fazą wodną (tj. bulionem fermentacyjnym) a fazą organiczną, poważnie ograniczając szybkość przenoszenia masy. Minimalne mieszanie płynów międzyfazowych między warstwami fazowymi również ogranicza przenoszenie masy. Inną wadą jest to, że komórki drobnoustrojów są w bezpośrednim kontakcie z fazą organiczną, powodując porwanie, hamowanie i śmierć komórki15. Wreszcie, ekstrakcja dwufazowa in situ wymaga częstej konserwacji w celu usunięcia i zastąpienia fazy organicznej.

Stosowanie wysokich wskaźników rozcieńczania w bioreaktorze jest kolejną metodą pozwalającą uniknąć zahamowania produktu16. Wysokie współczynniki rozcieńczania mogą osiągnąć wysoką wydajność poprzez utrzymanie wysokich stężeń reagentów w bioreaktorze. Takie podejście jest jednak niekorzystne, ponieważ przyczynia się do wypłukiwania biomasy, generowania dużych objętości ścieków i dużych strat substratów (tj. SCFA i alkoholi), co skutkuje niskimi wydajnościami. Niedogodności te można złagodzić za pomocą unieruchomionej biomasy i recyklingu ścieków, ale interwencje te zwiększają złożoność systemu17. Wreszcie, stężenie MCFA w strumieniu produktu jest rozcieńczane, co sprawia, że MCFA jest nieefektywne i kosztowne.

Nowe podejście do ekstrakcji może polegać na ciągłej destylacji MCFA za pomocą pojedynczej membrany ekstrakcyjnej do przodu, która fizycznie oddziela fazę organiczną i wodną, zatrzymując w ten sposób i chroniąc biomasę mikrobiologiczną. MCFA byłyby selektywnie ekstrahowane do fazy organicznej, a następnie destylowane. Rafinat może być w sposób ciągły zawracany do membrany ekstrakcyjnej. Destylacja ciągła jest jednak wyzwaniem technicznym, zwłaszcza w warunkach laboratoryjnych, i może powodować pogorszenie jakości lub utratę ekstrahentu chemicznego podczas długotrwałej eksploatacji. Destylacja może również powodować degradację termiczną fazy organicznej i produktów MCFA18.

Proces LLE pozwala uniknąć wielu niedogodności związanych z tymi alternatywnymi podejściami poprzez włączenie kilku krytycznych funkcji i etapów przetwarzania. Po pierwsze, hydrofilowy filtr membranowy z pustych włókien służy dwóm celom: ochronie komórek biomasy (biokatalizatorów) przed narażeniem na roztwór ekstrakcjonujący w FEB, zapewniając jednocześnie klarowny filtrat bogaty w MCFA, który zmniejsza zanieczyszczenie i gromadzenie się ciał stałych w systemie LLE. Po drugie, aby zapobiec przenikaniu cieczy, zastosowaliśmy zawory iglicowe, aby wytworzyć ciśnienie zwrotne po stronie rury każdego stycznika membranowego. Ten środek ostrożności utrzymuje niewielki transbłonowy gradient ciśnienia, zapobiegając niepożądanemu wyciekowi hydrofobowego rozpuszczalnika organicznego od strony powłoki do strony rurki wodnej w MES i BEM. Ponadto strumienie cieczy są skonfigurowane tak, aby przepływały równolegle od podstawy do góry MES i BEM, aby zapobiec uwięzieniu pęcherzyków gazu, które mogłyby gromadzić się wewnątrz modułów membranowych, zmniejszając wydajność nanoszenia i powodując przenoszenie. Ponadto metoda ta wykorzystuje pompę membranową z odporną chemicznie głowicą pompy z PTFE do pompowania roztworu ekstrakcjonu zawierającego MCFA, chroniąc system przed korozją i awariami, które mogłyby zagrozić procesowi ekstrakcji. Wreszcie, alkaliczny roztwór odpędowy o kontrolowanym pH utrzymuje gradient pH, który umożliwia ciągły transfer MCFA przez system LLE z dużą szybkością z bioreaktora do zbiornika roztworu strippingowego, gdzie MCFA deprotonują i akumulują się do wysokich mian, ułatwiając odzysk produktu w dalszej części procesu.

Ta metoda LLE jest odpowiednia do ciągłej ekstrakcji MCFA z bioreaktorów na skalę laboratoryjną (do 6 l objętości roboczej) i została zatwierdzona do długotrwałego stosowania w kilku badaniach 1,9,11,19. Metoda LLE może być również stosowana do zastosowań na większą skalę14 (tj. bioreaktorów w skali pilotażowej), ale wymaga proporcjonalnie skalowanych membran i sprzętu do obsługi płynów. Metoda ta ma jednak pewne ograniczenia, głównie w obszarze konserwacji i złożoności systemu. Ponieważ proces jest zaprojektowany tak, aby działał w sposób ciągły, moduły membranowe i pompy muszą być często serwisowane, co powoduje znaczne przestoje. Kolejną wadą jest to, że roztwór do usuwania wymaga stosunkowo dużych ilości NaOH i kwasu borowego. Co więcej, MCFA są i powodują z czasem niszczenie niektórych elementów systemu LLE. Na przykład plastikowe łączniki i obudowa membrany mogą stać się kruche, wymagając wymiany podczas pracy. Wreszcie, sieć transportu płynów w systemie LLE jest złożona, obejmuje wiele punktów połączeń, w których mogą wystąpić nieszczelności. Większość z tych ograniczeń i wad jest jednak typowa dla ciągłych procesów separacji membranowej i należy się ich spodziewać.

Ogólnie rzecz biorąc, ten protokół LLE oferuje solidne i skuteczne podejście do selektywnej ekstrakcji MCFA, co ma implikacje dla postępu badań w różnych dziedzinach. Metoda ta może znaleźć wiele istotnych zastosowań w dziedzinie fermentacji precyzyjnej do odzyskiwania in situ zewnątrzkomórkowych produktów metabolitów podczas fermentacji. LLE może być tańszą alternatywą dla konwencjonalnych metod przetwarzania (DSP), takich jak wirowanie po przebiegu, mikro- i ultrafiltracja lub ekstrakcje rozpuszczalnikiem wykonywane partiami. Rzeczywiście, DSP często stanowi główny czynnik kosztowy w przemysłowych procesach fermentacji. Ciągła ekstrakcja produktu za pomocą LLE może również umożliwić ciągłą fermentację, znacznie poprawiając produktywność operacji i efektywność czasu pracy w porównaniu z konwencjonalnymi metodami wsadowymi lub wsadowymi. Ponadto w ramach przyszłych badań można by zbadać podłoża ekstrahentowe inne niż rozpuszczalniki organiczne, takie jak rozpuszczalniki głęboko eutektyczne lub ciecze jonowe. Wreszcie, system LLE opisany w tym protokole był przeznaczony do celów eksperymentalnych w warunkach laboratoryjnych; W związku z tym nadal istnieje znaczna przestrzeń do badań optymalizacyjnych w celu zmniejszenia zapotrzebowania na energię, powierzchni membrany oraz ogólnej wydajności i szybkości ekstrakcji.

Oświadczenia

Nie ma konfliktu interesów.

Podziękowania

Autorzy pragną podziękować za techniczne i finansowe wsparcie udzielone przez Rolniczą Stację Doświadczalną na Uniwersytecie Georgii. Ponadto autorzy pragną podziękować Samuelowi Ogundipe, dr Ronaldowi Peggowi i dr Joon Hyuk Suh za ich pomoc w analizie próbek procesowych.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Butelka medialna 10 l Duran218018658
Butelka medialna 3,5 l Duran218016957
Kwas borowy, 99,5%, ThermoScientific (Fisher Scientific)327132500
Hydrofilowy MINIKROS 20CM 0.2UM PES 1MM 1.5TC X 3/4TCRepligenN02-P20U-10-N
L/S Napęd pompy o zmiennej prędkości; 100 obr./minMasterFlex (VWR)MFLX07528-10
L/S Napęd pompy o zmiennej prędkości; 300 obr./minMasterFlex (VWR)MFLX07528-20
Lekki olej mineralny, NF (4 litry) (CAS: 8042-47-5)Thomas ScientificC761Z18
Liqui-Cel 2,5x8 X50 membrana CO2, obudowa PP O-ringi z Vitonu (0,5-3 gal/min (0,1-0,7 m3/h)), przyłącza 1/4 cala FNPT3MLC-02508X50-G453
Mieszadło magnetyczne, pojemność 20 l, 110 VCole-ParmerEW-04661-29
Przewody do pompy precyzyjnej Masterflex L/S, Tygon, rozmiar 14MasterFlex (VWR)MFLX06402-14Konkretny rozmiar rurki będzie zależał od zastosowania.
Przewody do pomp precyzyjnych Masterflex L/S, Tygon, rozmiar 16MasterFlex (VWR)MFLX06402-16Konkretny rozmiar rurki zależy od zastosowania.
Przewody do pompy precyzyjnej Masterflex L/S, Tygon, rozmiar 17MasterFlex (VWR)MFLX06402-17Konkretny rozmiar rurki zależy od zastosowania.
Przewody do pompy precyzyjnej Masterflex L/S, Tygon, rozmiar 18MasterFlex (VWR)MFLX06402-18Konkretny rozmiar rurki zależy od zastosowania.
MasterFlex L/S Standardowa głowica pompy do przewodów precyzyjnych L/S 14, obudowa z poliwęglanu, wirnik CRSMasterFlex (VWR)MFLX07014-20Konkretny rozmiar głowicy pompy zależy od zastosowania.
MasterFlex L/S Standardowa głowica pompy do przewodów precyzyjnych L/S 14, obudowa z poliwęglanu, wirnik CRSMasterFlex (VWR)MFLX07014-20Konkretny rozmiar głowicy pompy zależy od zastosowania.
MasterFlex L/S Standardowa głowica pompy do przewodów precyzyjnych L/S 16, obudowa z poliwęglanu, wirnik CRSMasterFlex (VWR)MFLX07016-20Konkretny rozmiar głowicy pompy zależy od zastosowania.
MasterFlex L/S Standardowa głowica pompy do przewodów precyzyjnych L/S 17, obudowa z poliwęglanu, wirnik CRSMasterFlex (VWR)MFLX07017-20Konkretny rozmiar głowicy pompy zależy od zastosowania.
MasterFlex L/S Standardowa głowica pompy do przewodów precyzyjnych L/S 18, obudowa z poliwęglanu, wirnik CRSMasterFlex (VWR)MFLX07018-20Konkretny rozmiar głowicy pompy zależy od zastosowania.
Głowica pompy membranowej MasterFlex z PTFE, 10 do 100 ml/minMasterFlex (VWR)MFLX07090-62
Oakton 220 pH/redoks/regulator temperatury, 1/8 DINSpectrum Produkty laboratoryjne664-12595-E1
Oakton 220 Regulator pH/ORP/temperatury, 1/8 DINSpectrum Produkty laboratoryjne664-12595-E1
Oakton Żeński adapter BNC-to-StrippedWire Spectrum Laboratory Produkty664-12592-E1
Sonda pH ze złączem BNCThermoScientific10010-788Wystarczy dowolna sonda pH ze złączem BNC. 
Precyzyjny zawór regulacji przepływu, biały polipropylen, 1/4 NPT męski x męskiMcMaster-Carr7792K57
ProConnex  Zestawy złączek -RepligenACPX-KT2-01NKompatybilny z hydrofilowym filtrem MINIKROS
Zestawy złączek ProConnex - BRepligenACPX-KT1-01NKompatybilny z hydrofilowym filtrem MINIKROS
Granulki wodorotlenku sodu do analizySigma Aldrich1.06498
Manometr ze stali nierdzewnej 0-60 psi Stal nierdzewna 1/4" NPT 2,5" Pokrętło czołoweNAXJ-219Wystarczy dowolny porównywalny manometr obejmujący zakres 0-60 psig. 
Tlenek trioktylofosfiny (TOPO) Sigma-Aldrich346187-100G

Bibliografia

  1. Palomo-Briones, R., et al. Near-neutral ph increased n-caprylate production in a microbiome with product inhibition of methanogenesis. Chem Eng J. 446, 137170(2022).
  2. Wang, J., Yin, Y. Biological production of medium-chain carboxylates through chain elongation: An overview. Biotechnol Adv. 55, 107882(2022).
  3. Watanabe, S., Tsujino, S. Applications of medium-chain triglycerides in foods. Front Nutr. 9, 802805(2022).
  4. Meijaard, E., et al. The environmental impacts of palm oil in context. Nat Plants. 6 (12), 1418-1426 (2020).
  5. Meijaard, E., Abrams, J. F., Juffe-Bignoli, D., Voigt, M., Sheil, D. Coconut oil, conservation and the conscientious consumer. Curr Bio. 30 (13), R757-R758 (2020).
  6. Angenent, L. T., Magdalena, J. A., Jeon, B. S., Usack, J. G. Eco-mimicry opens new doors for bioprocess engineers. Joule. 4 (10), 2074-2077 (2020).
  7. Shahab, R. L., et al. A heterogeneous microbial consortium producing short-chain fatty acids from lignocellulose. Science. 369 (6507), 1214(2020).
  8. Magdalena, J. A., Angenent, L. T., Usack, J. G. The measurement, application, and effect of oxygen in microbial fermentations: Focusing on methane and carboxylate production. Fermentation. 8 (4), 138(2022).
  9. Agler, M. T., Spirito, C. M., Usack, J. G., Werner, J. J., Angenent, L. T. Development of a highly specific and productive process for n-caproic acid production: Applying lessons from methanogenic microbiomes. Water Sci Technol. 69 (1), 62-68 (2013).
  10. Gildemyn, S., et al. Upgrading syngas fermentation effluent using Clostridium kluyveri in a continuous fermentation. Biotechnol Biofuels. 10 (1), 83(2017).
  11. Ge, S., Usack, J. G., Spirito, C. M., Angenent, L. T. Long-term n-caproic acid production from yeast-fermentation beer in an anaerobic bioreactor with continuous product extraction. Env Sci Technol. 49 (13), 8012-8021 (2015).
  12. Saboe, P. O., et al. In situ recovery of bio-based carboxylic acids. Green Chem. 20 (8), 1791-1804 (2018).
  13. Kaur, G., et al. Reactive extraction for in-situ carboxylate recovery from mixed culture fermentation. Biochem Eng J. 160, 107641(2020).
  14. Carvajal-Arroyo, J. M., et al. Production and extraction of medium-chain carboxylic acids at a semi-pilot scale. Chem Eng J. 416, 127886(2021).
  15. Choi, K., et al. In situ biphasic extractive fermentation for hexanoic acid production from sucrose by Megasphaera elsdenii NCIMB 702410. Appl Biochem Biotechnol. 171 (5), 1094-1107 (2013).
  16. Grootscholten, T., Steinbusch, K., Hamelers, H., Buisman, C. Improving medium chain fatty acid productivity using chain elongation by reducing the hydraulic retention time in an upflow anaerobic filter. Bioresour Technol. 136, 735-738 (2013).
  17. Grootscholten, T., Dal Borgo, F. K., Hamelers, H., Buisman, C. Promoting chain elongation in mixed culture acidification reactors by addition of ethanol. Biomass Bioenergy. 48, 10-16 (2013).
  18. Cermak, S. C., Evangelista, R. L., Kenar, J. A. Distillation of natural fatty acids and their chemical derivatives. Distillation-Advances from Modeling to Applications Chapter. 5, 109-142 (2012).
  19. Agler, M. T., Spirito, C. M., Usack, J. G., Werner, J. J., Angenent, L. T. Chain elongation with reactor microbiomes: Upgrading dilute ethanol to medium-chain carboxylates. Energy Environ Sci. 5 (8), 8189-8192 (2012).

Przedruki i uprawnienia

Tagi

wyd u anie a cuchaekstrakcja ci g aodzysk kwas w t uszczowychmembrana hydrofobowapompa perystaltycznaroztw r strippingowy
Ciągła ekstrakcja ciecz-ciecz średniołańcuchowych kwasów tłuszczowych z bulionu fermentacyjnego przy użyciu membran z pustych włókien
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.