Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Operacja transferu zarodków przez laparotomię u loszek

2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/66984

⸱

18 października 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Centro de Estudos sobre o Genoma Humano e Células-Tronco, Instituto de Biociências, Universidade de São Paulo, 2Instituto do Coração (Incor), Hospital das Clínicas HCFMUSP, Faculdade de Medicina, Universidade de São Paulo, 3Faculdade de Medicina, Universidade de São Paulo

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół opisuje zastosowanie techniki chirurgicznej używanej do transferu sklonowanych zarodków świń poprzez laparotomię u loszek.

Streszczenie

Ten protokół ma na celu zademonstrowanie techniki chirurgicznej transferu sklonowanych zarodków świń do jajowodu, metody szeroko stosowanej w produkcji genetycznie modyfikowanych świń do badań biomedycznych. Dziewięć loszek poddano synchronizacji hormonalnej i laparotomii w celu transferu sklonowanych zarodków wytworzonych w wyniku transferu jądra komórki somatycznej (SCNT) w stadium do 4 komórek w 2 dniu do jajowodu. Diagnostykę ciążową przeprowadzono za pomocą badania ultrasonograficznego 30 dni po operacji transferu. Sześć z dziewięciu operowanych loszek wykazywało oznaki ciąży w badaniu ultrasonograficznym. Ponieważ jednak nie stwierdzono postępu w rozwoju płodu ocenianego za pomocą echografii, loszki poddano sekcji zwłok po 60 dniach w celu pobrania materiału biologicznego i oceny układu rozrodczego. Zrosty zaobserwowano w rogach macicy, jajnikach i jajowodach. Ze światła macicy dwóch loszek poddanych eutanazji uzyskano jedną i cztery struktury embrionalne o wieku ciążowym od 12 do 20 dni. Pomimo braku żywych prosiąt, co prawdopodobnie przypisuje się niskiej efektywności transferu sklonowanych zarodków świń, na którą wpływają różne czynniki, w tym liczba i jakość przenoszonych zarodków, przedstawiona technika chirurgiczna okazała się szybka i bezpieczna.

Wprowadzenie

Świnie są doskonałym modelem eksperymentalnym do badań biomedycznych ze względu na ich anatomiczne, fizjologiczne i genetyczne podobieństwa do ludzi1. Zwierzęta te były często wykorzystywane w badaniach związanych z ksenotransplantacją, z zamiarem wytworzenia narządów, komórek lub tkanek, które sprzyjają niskiemu ryzyku odrzucenia po przeszczepieniu ludziom. Badania nad ksenotransplantacją mają na celu zwiększenie podaży narządów do przeszczepów u ludzi, a tym samym skrócenie listy oczekujących pacjentów2.

Produkcja świń do ksenotransplantacji obejmuje kilka etapów, w tym produkcję klonów z genetycznie edytowanych komórek świń. Po wyprodukowaniu in vitro genetycznie zmodyfikowanych sklonowanych zarodków, zarodki są przenoszone do układu rozrodczego lochy z zsynchronizowanym cyklem rujowym, aby przygotować fizjologię macicy do przyjęcia i ciąży nowego conceptus3.

Transfer zarodków u świń może być przeprowadzony metodami nieinwazyjnymi lub inwazyjnymi4. Wśród metod nieinwazyjnych znajduje się transfer przezszyjkowy, który nie wymaga żadnej interwencji chirurgicznej. Metoda ta jest jednak ograniczona do transferu zarodków w późniejszych stadiach rozwoju (tj. w stadium moruli lub blastocysty) i nie pozwala na dokładne określenie miejsca wprowadzenia cewnika lub osadzenia zarodka5. Laparoskopia i laparotomia są uważane za inwazyjne metody transferu zarodków. Laparoskopia jest mniej inwazyjna, ale wymaga specjalistycznego i kosztownego sprzętu, a jej skuteczność jest bardzo zróżnicowana (od mniej niż 20% do ponad 80%) ze względu na różne czynniki, takie jak trudności w manipulowaniu strukturami rozrodczymi i rodzaj zastosowanego cewnika4,6. W związku z tym transfer za pomocą laparoskopii jest nadal mniej wydajny w porównaniu z metodami transferu chirurgicznego za pomocą laparotomii4.

Operacja transferu zarodków u loch za pomocą laparotomii jest stosunkowo prostą i szybką procedurą, zwykle trwającą około 30 minut. Powinien być jednak wykonywany w centrum chirurgicznym wyposażonym w aparat do znieczulenia wziewnego oraz specjalistyczny zespół. W przypadku komercyjnych odmian świń (takich jak Landrace, Large White lub ich krzyżówki) ze względu na znaczną wagę zwierząt (około 130-150 kg) konieczne jest specjalne wyposażenie, takie jak podnośniki do podnoszenia loszek i szeroki, solidny stół chirurgiczny.

Aby operacja zakończyła się sukcesem, zarodki muszą być wcześniej ocenione pod kątem ich etapu rozwoju. Zaleca się przeniesienie zarodków do 4 komórek do jajowodu. Zarodki w stadiach powyżej 4 komórek, takie jak morula i blastocysty, powinny być przenoszone do rogu macicy7,8.

Chociaż grupy badawcze na całym świecie zajmują się produkcją i chirurgicznym transferem genetycznie zmodyfikowanych sklonowanych zarodków świń, nadal nie ma dobrze zdefiniowanych protokołów demonstrujących tę procedurę za pomocą filmów. Takie podejście ma kluczowe znaczenie dla powodzenia ciąży, ponieważ technika ta wymaga precyzyjnego osadzania zarodków w dokładnym miejscu jajowodu, co wiąże się z lokalizacją ujścia jajowodów i wprowadzeniem pipety zawierającej zarodki. Technikę tę można lepiej zrozumieć dzięki filmom instruktażowym przedstawiającym całą procedurę. Dlatego artykuł ten ma na celu zademonstrowanie operacji laparotomii polegającej na transferze sklonowanych zarodków do jajowodu loszek, co jest niezbędnym warunkiem wstępnym dla przyszłej produkcji genetycznie zmodyfikowanych świń, które mają być wykorzystywane do ksenotransplantacji lub innych powiązanych celów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

To badanie zostało zatwierdzone przez Komitet Etyki ds. Wykorzystania Zwierząt w Badaniach Kolegium Medycyny Weterynaryjnej i Nauk o Zwierzętach Uniwersytetu w São Paulo, numer protokołu 6088030523. Dziewięć siedmiomiesięcznych loszek z hodowli trzody chlewnej Água Branca, znajdującej się w mieście Itu w stanie São Paulo w Brazylii, zostało użytych zaraz po drugim wykryciu rui9. Szczegółowe informacje na temat odczynników i sprzętu użytego w badaniu są wymienione w Tabeli Materiałów.

1. Przygotowanie zwierząt

  1. Pościć zwierzęta przez 12 godzin i ograniczyć dostęp do wody na 4 godziny przed zabiegiem chirurgicznym.
  2. Za pomocą igły o wymiarach 40 mm x 12 mm pobrać 10 mg/kg ketaminy i 0,2 mg/kg midazolamu do tej samej strzykawki o pojemności 50 ml. Podłączyć strzykawkę do zestawu do podawania dożylnego, aby ułatwić podawanie leków, zachowując bezpieczną odległość od zwierzęcia i umożliwiając mu swobodne poruszanie się.
  3. Lek wstępny należy podać we wstrzyknięciu domięśniowym do mięśnia czworobocznego, doogonowego do zewnętrznego przewodu słuchowego.
  4. Kankaniulować żyłę uszną za pomocą cewnika 20 G i podłączyć go do zestawu do podawania makrokroplówek do śródoperacyjnej płynowej terapii 0,9% roztworem NaCl w ilości 10 ml/kg/h.
  5. Wywołać znieczulenie 4 mg/kg propofolu dożylnie (zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami).
  6. Wykonaj intubację ustno-tchawiczą zwierzęcia za pomocą laryngoskopu i rurki ustno-tchawiczej w rozmiarze 9 z mankietem10.
  7. Utrzymuj znieczulenie za pomocą 1,5% do 2% inhalacji izofluranu. Dodatkowo monitoruj znieczulenie, oceniając parametry fizjologiczne, takie jak tętno, które powinno być utrzymywane w zakresie od 100 do 120 uderzeń na minutę, nasycenie tlenem, które powinno być utrzymywane między 99% a 100%, rozluźnienie mięśni, brak ruchu i ocena odruchów.
    UWAGA: Temperatura ciała powinna być również monitorowana i kontrolowana, utrzymując się w zakresie 37,5-38,5 °C. W razie potrzeby, oprócz izofluranu, można zastosować propofol w celu utrzymania kontroli parametrów. Chlorowodorek fentanylu należy podawać jako środek przeciwbólowy w dawce 0,02 mg/kg mc. co 20 minut. Wszystkie parametry powinny być rejestrowane co 5 minut.
  8. Znieczulenie okołooperacyjne należy podawać dożylnie pojedynczej dawce 0,002 mg/kg fentanylu i 4 mg/kg chlorowodorku tramadolu domięśniowo do mięśnia pośladkowego lub czworobocznego.
  9. Umieść elektrody sercowe w okolicy klatki piersiowej w celu śródoperacyjnego monitorowania częstości akcji serca. Rejestruj tętno, temperaturę w odbycie i nasycenie tlenem co 5 minut.

2. Zabieg chirurgiczny

  1. Umieść lodzkę na stole operacyjnym w pozycji grzbietowej.
  2. Przykryj nogi zwierzęcia rękawicami zabiegowymi, aby zminimalizować zanieczyszczenie pola operacyjnego.
  3. Wykonaj depilację brzusznej części ogona brzusznego między przedostatnią parą gruczołów sutkowych za pomocą maszynki do strzyżenia chirurgicznego.
  4. Wykonaj przedoperacyjną antyseptykę skóry za pomocą szczoteczki antyseptycznej nasączonej chlorheksydyną, wykonując okrężne ruchy od okolicy blizny pępkowej do ostatniej pary gruczołów sutkowych. Usuń chlorheksydynę czystym, zwilżonym kompresem.
  5. Upewnij się, że chirurg i asystent wykonują chirurgiczne leczenie antyseptyczne i noszą sterylne fartuchy chirurgiczne i rękawice chirurgiczne do operacji.
    UWAGA: Zwierzę powinno być przygotowane do zabiegu w obszarze przygotowawczym oddzielonym od pola operacyjnego.
  6. Przygotuj stół operacyjny z odpowiednimi i wcześniej wysterylizowanymi narzędziami wymienionymi w Tabeli Materiałów.
  7. Wykonaj końcową antyseptykę pola operacyjnego za pomocą sterylnej gazy i środka antyseptycznego z chlorheksydyną, oczyszczając obszar w kształcie rybiej ości, zaczynając od miejsca nacięcia i rozszerzając się na boki.
  8. Powtórz tę procedurę trzy razy z antyseptyną chlorheksydyny, a następnie powtórz procedurę z alkoholową chlorheksydyną.
  9. Całkowicie przykryj zwierzę sterylną obłożeniem chirurgicznym i za pomocą nożyczek utwórz prostokątny otwór w serwety chirurgicznej, około 10 x 20 cm², jeśli serweta nie jest zasłonięta.
  10. Umieść serwetę chirurgiczną na przedostatniej parze pachwinowych gruczołów sutkowych. Umieść 4 zaciski Backhaus, aby zabezpieczyć serwetę chirurgiczną na skórze zwierzęcia.
  11. Naciąć skórę skalpelem, tworząc nacięcie o długości około 10 cm.
  12. Osiągnąć hemostazę naczyń podskórnych za pomocą kleszczy hemostatycznych i/lub szwów wchłanialnych w rozmiarze 2.
  13. Wypreparować tkankę podskórną palcami lub za pomocą drobno zakończonych nożyczek, pogłębiając nacięcie, aby dotrzeć do kredy białej w mięśniach brzucha.
    UWAGA: Zbadaj palpacyjnie linię środkową brzucha, aby wyczuć linię białą jako bardziej sztywny i włóknisty obszar; Obserwuj separację mięśni prostych brzucha i zwróć uwagę na zmianę konsystencji tkanki podczas sekcji, aby dokładnie zidentyfikować Linea alba11.
  14. Za pomocą kleszczy Allis chwyć mięśnie i podnieś je, aby wykonać nacięcie w linea alba skalpelem.
  15. Włóż palec wskazujący do nacięcia, aby ocenić obecność zrostów. Ostrożnie rozciągnij nacięcie nad linią białą doogonowo i czaszkowo/lub cienkimi/nożyczkami, aby uniknąć uszkodzenia innych narządów i leżących poniżej struktur.
  16. Wykonaj nacięcie o wystarczającej długości, aby jedna ręka chirurga mogła zostać wprowadzona do jamy brzusznej w celu zlokalizowania i uzewnętrznienia rogów macicy i/lub jajników. Retraktor Gosset może być użyty w celu ułatwienia wejścia do jamy brzusznej i zszycia mięśni w jednej warstwie na końcu zabiegu.
  17. Jeśli jeden z rogów macicy znajduje się przed jajnikami, delikatnie podążaj za nim, aż dotrze do końca rogu macicy i jajnika ipsilateralnego. Podczas tej procedury oceń obecność płynu w macicy, który może zagrozić ciąży
    18. .
  18. Po zlokalizowaniu jajnika delikatnie go pociągnij i ostrożnie odsłoń. Oceń obecność pęcherzyków przedowulacyjnych, krwotocznych ciałek żółtych, cyklicznych ciałek żółtych i ciałek białych, aby ocenić, czy synchronizacja loszek jest zgodna z oczekiwaniami.
  19. Delikatnie usuń fimbrie jajowodu pokrywającego jajnik, zlikwiduj jego błonę śluzową i zlokalizuj ujście jajowodu.
    UWAGA: Jeśli chirurg ma trudności z identyfikacją ujścia fimbrii, kieszeń na bańce jajowodu można wykonać za pomocą okrągłej igły do szwów, unikając nakłuwania naczyń krwionośnych, w celu wprowadzenia cewnika Tomcat zawierającego zarodki.
  20. Ostrożnie włóż cewnik Tomcat zawierający zarodki do ujścia fimbrii, aż dotrze do obszaru bańki jajowodu.
  21. Podłącz strzykawkę o pojemności 1 ml do cewnika Tomcat, aby wepchnąć płyn zawierający zarodek do rurki macicy. Przykryj jajnik fimbriami i przywróć go do jamy brzusznej.
  22. Zlokalizuj przeciwległy róg macicy i jajnik i powtórz kroki 2.17-2.21.
  23. Zmienić położenie struktur wewnątrz jamy brzusznej i dodać 1 l roztworu soli fizjologicznej lub roztworu mleczanu Ringera ogrzanego (39 °C), aby zapobiec zrostom przed rozpoczęciem abdominorrafii.
  24. Zszyj mięśnie brzucha szwem wchłanialnym w rozmiarze 2 w szwach "X" (sułtan) przerwany.
  25. Przybliżyć tkankę podskórną za pomocą ciągłego szwu materacowego za pomocą wchłanialnego szwu w rozmiarze 2.
  26. Zamknij skórę nylonowym szwem w rozmiarze 2 w przerywanych prostych szwach, zszywkami chirurgicznymi lub klejem z cyjanoakrylanu etylu. W tej procedurze zdecydowaliśmy się na użycie kleju.
  27. Oczyść ranę pooperacyjną gazą nasączoną nadtlenkiem wodoru i osusz kompresem, aby zwiększyć mocowanie kleju chirurgicznego na ranie operacyjnej. Nałóż ryfamycynę lub maść Pearsona, przykryj gazą, a na koniec nałóż klej chirurgiczny.
    UWAGA: Rana powinna pozostać zamknięta opatrunkiem przez 5 dni.

3. Opieka pooperacyjna

  1. Oceń zwierzęta pod kątem oznak charakterystycznego bólu klinicznego przez co najmniej 3 następne kolejne dni, zgodnie ze skalą zaproponowaną przez Luna et al.12.
    UWAGA: Skala ta opiera się na różnych zachowaniach wykazywanych przez świnie podczas doświadczania różnych poziomów bólu, takich jak postawa, interakcja i zainteresowanie środowiskiem, aktywność, apetyt i uwaga na dotknięty obszar. Wynik waha się od 0 do 3, w zależności od rodzaju wykazywanego zachowania, dla każdego ocenianego parametru. Na końcu oceny suma wszystkich punktów odzwierciedla intensywność bólu odczuwanego przez zwierzę, gdzie 0 oznacza brak bólu, a 18 oznacza bardzo intensywny ból12.
  2. Podawać pojedynczą dawkę 15 mg/kg amoksycyliny i 0,4 mg/kg 2% meloksykamu domięśniowo (w mięsień pośladkowy lub szyjny) raz dziennie przez 3 dni jako opiekę pooperacyjną w celu zapobiegania bólowi, procesom zapalnym i infekcjom.
    UWAGA: Jeśli ocena bólu jest równa lub większa niż 6 w zastosowanej skali bólu (wynik od 0 do 18), podawaj 5 000 mg / zwierzę dipironu sodu domięśniowo (w mięsień pośladkowy lub szyjny) raz dziennie oprócz środka przeciwzapalnego i antybiotyku. Alternatywnie należy przeprowadzić analgezję zgodnie z lokalnymi wytycznymi IACUC.
  3. W 6 dobie po zabiegu należy usunąć klej chirurgiczny do oczyszczania ran za pomocą gazy nasączonej 2% alkoholowym roztworem chlorheksydyny i stosować miejscowo maść Pearsona do 10 dnia, kiedy to zaleca się usunięcie szwów lub usunięcie zszywek chirurgicznych, jeśli są stosowane.

4. Ultrasonograficzne rozpoznanie ciąży

  1. Przeprowadzić ocenę ultrasonograficzną ciąży przezbrzusznej za pomocą urządzenia ultrasonograficznego (zakres częstotliwości od 4,5 do 8,5 MHz) 30 dni po operacji transferu zarodków.
  2. Nałóż żel ultradźwiękowy na sondę i umieść go w pobliżu pachwinowej okolicy brzucha, skierowaną przyśrodkowo.
    UWAGA: Wizualizacja zaokrąglonych bezechowych pęcherzyków embrionalnych, spowodowanych płynem w świetle macicy, wskazuje na ciążę. Brak wizualizacji płynu wewnątrzmacicznego lub obecność płynu wewnątrzmacicznego bez zarysowania pęcherzyków zarodkowych sugeruje brak ciąży.

5. Eutanazja zwierząt

UWAGA: Poddaj eutanazji loszki, które w badaniu ultrasonograficznym nie miały płodu o wielkości i wyglądzie odpowiadającym wiekowi ciążowemu.

  1. Za pomocą igły o wymiarach 40 mm x 12 mm pobrać 15 mg/kg ketaminy i 2 mg/kg midazolamu do tej samej strzykawki o pojemności 50 ml dołączonej do zestawu do podawania dożylnego i podać domięśniowo do mięśnia czworobocznego w odcinku szyjnym od ogona do zewnętrznego przewodu słuchowego, jako lek przedznieczulający.
  2. Kanulować żyłę uszną za pomocą cewnika 20 G i indukować znieczulenie 4 mg/kg propofolu dożylnie w bolusie, aż do wystąpienia bradykardii (zgodnie z instytucjonalnie zatwierdzonymi protokołami).
  3. Następnie należy podać dożylnie od 10 do 20 ml 19,1% chlorku potasu. Potwierdź zatrzymanie krążenia i oddychania, obserwując brak ruchów oddechowych, blade błony śluzowe, utratę odruchu rogówkowego i brak bicia serca, umieszczając stetoskop nad obszarem serca.
  4. Zbierz dowolny rodzaj zawartości wewnątrzmacicznej (tkanka embrionalna, płyn lub wydzielina śluzowa) od samic poddanych sekcji zwłok13 i prześlij je do analizy mikrobiologicznej w celu wykrycia możliwych patogenów, a także do charakterystyki genotypowej klonów (jeśli jest to konieczne). Sprawdź wzrokowo obecność lub brak ciałek żółtych, torbieli jajników, nieprawidłowych wydzielin oraz występowania zrostów w macicy, jajnikach i jajowodach14.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Celem niniejszego artykułu jest zaprezentowanie zabiegu laparotomii w celu przeniesienia sklonowanych embrionów do jajowodu loch. Wszystkie zwierzęta pozostały w odpowiedniej płaszczyźnie znieczulenia, bez żadnych incydentów śródoperacyjnych lub powikłań podczas wybudzania z narkozy. Lochy potrzebowały średnio 2-3 h, aby wstać po zakończeniu operacji.

Wszystkie procedury chirurgiczne trwały średnio 44 min. Operację poddano dziewięciu lochom, przy średniej liczbie 185 przeniesionych embrionów k...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Opisana metoda chirurgiczna była wcześniej wykonywana przez inne grupy badawcze zajmujące się produkcją klonowanych świń lub genetycznie modyfikowanych klonowanych świń, z doniesieniami o narodzinach po wdrożeniu tej techniki 15,16,17,18,19,20. Wskaźniki ciąż i urodzeń zarodków SCNT wytworzonych z różnych linii komórkowych wa...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Żaden z autorów nie ujawnia konfliktu interesów

Podziękowania

Chcielibyśmy podziękować Szpitalowi Weterynaryjnemu Koni i Szpitalowi Weterynaryjnemu Przeżuwaczy College of Veterinary Medicine, University of Sao Paulo (FMVZ/USP), Sao Paulo, Brazylia, FAPESP (grant 2022/11459-3, Sao Paulo Research Foundation), EMS Pharma, CNPq (grant 405254/2022-9) oraz hodowli trzody chlewnej Água Branca, Itu, Sao Paulo, Brazylia.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,25 ml słomkaogólnymateriał chirurgiczny
1 ml strzykawkaDescarpack341001Materiał chirurgiczny
Strzykawka 10 mlDescarpack324601Materiał chirurgiczny
Strzykawka 20 mlDescarpack324801Materiał chirurgiczny
Strzykawka 3 mlDescarpack324201Materiał
Strzykawka 5 mlDescarpack324401Materiał chirurgiczny
Strzykawka 60 mlDescarpack323201Materiał chirurgiczny
Rurka dotchawicza 9 mmRusch112482-000090Materiał chirurgiczny
Allis kleszczeogólneNarzędzie chirurgiczne
Amox LAJA Saú de ZwierzęRejestracja MAPA: 8.781/2004Lek farmaceutyczny
Kleszcze Bakhausgeneryczno-Narzędziechirurgiczne
Cewnik 20GDescarpack362401Cewnik do dostępu dożylnego
CetaminAgener Uniã oRejestracja MAPA: SP-000292-5.000011 Znieczulenia
Przewodzący żel klinicznyRMCANVISA rejestracja: 80122200013Materiał chirurgiczny
Dipyrone D-500ZoetisRejestracja MAPA: SP0000728-46Lek farmaceutyczny
Skalpel jednorazowy nr 22WiltexRejestracja ANVISA: 10150470565Narzędzie chirurgiczne
Jednorazowa sterylna szczotka gąbkowaRioquimica7.89778E+12Asepsja chirurgiczna
Easy-Scan:GoIMVESCG01Endozime ultrasonograficzne
AW PlusRuhof34514Detergent do narzędzi chirurgicznych
Fentanyl (Fentanest)Cristá liaRejestracja ANVISA: 1029800810159Znieczulenie
Zwijacz Gossetogólny-Instrumentchirurgiczny
Kleszcze hemostatyczne Halstead-mosquitoogólne-Instrumentchirurgiczny
Maść lecznicza - Unguento PearsonPearson SARejestracja MAPA: SP0000094-16Lek farmaceutyczny
roztwór nadtlenku wodoruRioquimicaRejestracja ANVISA: 218690015Materiał chirurgiczny
IzofluoranBiochimicoRejestracja ANVISA: 100630222Znieczulenie
Zestaw kroplówek Prostownik
IV Zestaw do kroplówek makroDescarpack410301Płynoterapia
Lactofur (ceftiofur)Ourofino SAMAPA rejestracja: SP0000051-50Lek farmaceutyczny
Laringoskop--Instrument chirurgiczny
Maxicam 2%Ourofino SAMAPA rejestracja: SP0000051-69Lek farmaceutyczny
Klej mikroporowy 5 cm x 10 cm ogólny1530Materiał chirurgiczny
MidazolamHipolaborANVISA rejestracja: 1134301430035Znieczulający
wielokierunkowy zestaw infuzyjny dożylnyDescarpack413201Igła do płynoterapii
40 mm x 1,2 mmDescarpack353601Sterylna igła do nakładania leków i środków znieczulających.
Igła 40 mm x 1,6 mmWiltexANVISA rejestracja: 10150470664Sterylna igła do aplikacji leków i środków znieczulających.
Uchwyt igłyogólny-Instrumentchirurgiczny
Nylon 2 szwyShalon MedicalN502CTI40Materiał chirurgiczny
Zwykły długopisogólny-Zwykłydługopis do robienia notatek
Roztwór fizjologiczny 0,9% 500 ml worekJP FarmaMS:1.0491.0070Płynoterapia
Kwas poliglikolowy 2 nić do szwówAtramatG4099-75HMateriał chirurgiczny
Chlorek potasuRejestracja SamtecANVISA: 1559200010139Lek pozajelitowy
Rękawice zabiegoweDescarpack122401Środki ochrony indywidualnej (PPE)
Propofol (Provive)Uniã o Quí micaRejestracja ANVISA: 1049714490057Znieczulający
roztwór mleczanu Ringer 500 ml worekJP FarmaMS:1.0491.0061Terapia płynami
Riohex 0,5% roztwór alkoholu kloreksylowegoRioquimica218690356Asepsja chirurgiczna
Riohex 2% roztwór kloreksydyny ze środkiem powierzchniowo czynnymRioquimica218690356Asepsja chirurgiczna
Skóra głowy 21 GDescarpack421201Materiał chirurgiczny
Ochraniacze na butyOgólneśrodki ochrony indywidualnej (PPE)
Sterylne kompresyCremerANVISA rejestracja: 10071150065Materiał chirurgiczny
Sterylna gazkaProcitexANVISA rejestracja: 80245210083Materiał chirurgiczny
Sterylne obłożenia chirurgiczne 140 cm x 90 cm Venkuri7010003Materiał chirurgiczny
Sterylne obłożenia chirurgiczne 150 cm x 190 cm PolarFixF00208Materiał chirurgiczny
Sterylne rękawice chirurgiczneMucamboCA: 39.317Środki ochrony osobistej (PPE)
StetoskopogólnySprzęt chirurgiczny
Czepek chirurgicznyDescarpack93201Środki ochrony osobistej (PPE)
Fartuch chirurgicznyDescarpack231101Środki ochrony osobistej (ŚOI)
Maska chirurgicznaDescarpack110701Środki ochrony osobistej (PPE)
Nożyczki chirurgiczne-ogólnenarzędzie chirurgiczne
Nożyczki chirurgiczne ostre-ostreogólnenarzędzie chirurgiczne
Zszywacz chirurgicznyTradevet-Materiałchirurgiczny
Tekbond super glueTek Bond78072720030Materiał chirurgiczny
Termometrogólny-Sprzętchirurgiczny
Trójdrożny kranSolidor374Materiał chirurgiczny
Tramadol hydroklorydAgener Uniã oRejestracja MAPA: SP-000292-5.000002Znieczulenie
Przezroczysty opatrunek foliowySkinupperANVISA rejestracja: 82307460014Materiał chirurgiczny
Wodoodporny klej 10 cm x 4,5 cm ogólny364828Materiał chirurgiczny
chirurgiczny generyczny-Płynoterapia głowica

Bibliografia

  1. Lunney, J. K., et al. Importance of the pig as a human biomedical model. Sci Transl Med. 13 (621), 5758(2021).
  2. Xi, J., et al. Genetically engineered pigs for xenotransplantation: Hopes and challenges. Front Cell Dev Biol. 10, 1093534(2023).
  3. Chen, P. R., et al. Production of pigs from porcine embryos generated in vitro. Front Anim Sci. 3, 826324(2022).
  4. Wieczorek, J., et al. Laparoscopic embryo transfer in pigs - comparison of different variants and efficiencies of the method. Pol J Vet Sci. 26 (2), 295-306 (2023).
  5. Martinez, E. A., et al. Design, development, and application of a non-surgical deep uterine embryo transfer technique in pigs. Anim Front. 3 (4), 40-47 (2013).
  6. Wieczorek, J., et al. A new concept in minimally invasive embryo transfer. Ann Anim Sci. 20 (4), 1289-1308 (2020).
  7. Brussow, K. P., Torner, H., Kanitz, W., Ratky, J. In vitro technologies related to pig embryo transfer. Reprod Nutr Dev. 40 (5), 469-480 (2000).
  8. Chen, P. R., et al. Production of pigs from porcine embryos generated in vitro. Front Anim. Sci. 3, 826324(2022).
  9. Langendijk, P., vanden Brand, H., Soede, N. M., Kemp, B. Effect of boar contact on follicular development and on estrus expression after weaning in primiparous sows. Theriogenology. 54 (8), 1295-1303 (2000).
  10. Costea, R., Ene, I., Pavel, R. Pig sedation and anesthesia for medical research. Animals. 13, 3807(2023).
  11. Vierstraete, M., Der Vekens, N. V. an, Beckers, R., Renard, Y., Muysoms, F. Descriptive anatomy of the porcine ventral abdominal wall as a basis for training ventral hernia repair techniques. J Abdom Wall Surg. 3, (2024).
  12. Luna, S. P. L., et al. Validation of the UNESP-Botucatu pig composite acute pain scale (UPAPS). PLoS One. 15 (6), e0233552(2020).
  13. Arruda, P. H. E., Gauger, P. Optimizing sample selection, collection, and submission to optimize diagnostic value. Diseases of swine. 11th ed. Zimmerman, J. J., Karriker, L. A., Ramirez, A., Schwartz, K. J., Stevenson, G. W., Zhang, J. , Wiley-Blackwell. Hoboken, NJ. 98-111 (2019).
  14. Althouse, G. C., Kauffold, J., Rossow, S. Diseases of the reproductive system. Diseases of swine. 11th ed. Zimmerman, J. J., Karriker, L. A., Ramirez, A., Schwartz, K. J., Stevenson, G. W., Zhang, J. , Wiley-Blackwell. Hoboken, NJ. 373-392 (2019).
  15. Hao, Y., et al. Porcine skin-derived stem cells can serve as donor cells for nuclear transfer. Cloning Stem Cells. 11 (1), 101-109 (2010).
  16. Rim, C. H., et al. The effect of the number of transferred embryos, the interval between nuclear transfer and embryo transfer, and the transfer pattern on pig cloning efficiency. Anim Reprod Sci. 143 (1-4), 91-96 (2013).
  17. Choi, K., et al. Production of heterozygous alpha 1,3-galactosyltransferase (GGTA1) knock-out transgenic miniature pigs expressing human CD39. Transgenic Res. 26 (2), 209-224 (2017).
  18. Shim, J., et al. Human immune reactivity of GGTA1/CMAH/A3GALT2 triple knockout Yucatan miniature pigs. Transgenic Res. 30 (5), 619-634 (2021).
  19. Glanzner, W. G., Rissi, V. B., Bordignon, V. Somatic cell nuclear transfer in pigs. Methods Mol Biol. 2647, 197-210 (2023).
  20. Kim, J. H., et al. Analysis of production efficiency of cloned transgenic Yucatan miniature pigs according to recipient breeds with embryo transfer conditions. Theriogenology. 218, 193-199 (2024).
  21. Navarro-Serna, S., Piñeiro-Silva, C., Romar, R., Parrington, J., Gadea, J. Generation of Gene Edited Pigs. , 71-130 (2022).
  22. Geisert, R. D., et al. Rapid conceptus elongation in the pig: An interleukin 1 beta 2 and estrogen-regulated phenomenon. Mol Reprod Dev. 84 (9), 760-774 (2017).
  23. Besenfelder, U., Mödl, J., Müller, M., Brem, G. Endoscopic embryo collection and embryo transfer into the oviduct and the uterus of pigs. Theriogenology. 47 (5), 1051-1060 (1997).
  24. Hazeleger, W., Kemp, B. Recent developments in pig embryo transfer. Theriogenology. 56 (8), 1321-1331 (2001).
  25. Youngs, C. R. Factors influencing the success of embryo transfer in the pig. Theriogenology. 56 (8), 1311-1320 (2001).
  26. Wieczorek, J., Koseniuk, J., Mandryk, I., Poniedziałek-Kempny, K. Piglets born after intrauterine laparoscopic embryo transfer. Pol J Vet Sci. 18 (2), 425-431 (2015).
  27. Brüssow, K. P., Rátky, J., Antosik, P., Kempisty, B., Jaśkowski, J. M. Embryo transfer in swine - an indispensable key for the application of reproduction techniques. Electron J Pol Agric Univ. 21 (3), (2018).
  28. Cadwallader, J. A., Alley, M. R. Malignant hyperthermia in a crossbred landrace-large white pig. N Z Vet J. 23 (9), 207-211 (1975).
  29. Fatehi Hassanabad, A., et al. Prevention of postoperative adhesions: A comprehensive review of present and emerging strategies. Biomolecules. 11 (7), 1027(2021).
  30. Shi, J., et al. Influence of embryo handling and transfer method on pig cloning efficiency. Anim Reprod Sci. 154, 121-127 (2015).
  31. Castagna, C. D., et al. Ovarian cysts and their consequences on the reproductive performance of swine herds. Anim Reprod Sci. 81 (1-2), 115-123 (2004).
  32. Knox, R. V. Factors influencing follicle development in gilts and sows and management strategies used to regulate growth for control of estrus and ovulation. J Anim Sci. 97 (4), 1433-1445 (2019).
  33. Galvin, J. M., Killian, D. B., Stewart, A. N. V. A procedure for successful nonsurgical embryo transfer in swine. Theriogenology. 41 (6), 1279-1289 (1994).
  34. Lins, R. D. A. U., et al. Use of cyanoacrylate in the coaptation of edges of surgical wounds. An Bras Dermatol. 87 (6), 871-876 (2012).
  35. Horvath-Pereira, B. deO., et al. Case report: An innovative non-invasive technique to manage shell injuries in C. carbonarius. Front Vet Sci. 9, 930419(2022).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Laparotomiaklonowane zarodki świnitransfer jąder komórek somatycznychsynchronizacja lochtransfer do jajowodudiagnostyka ciążowazrosty pooperacyjneopieka pooperacyjnarogi macicy
Operacja transferu zarodków przez laparotomię u loszek
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.